Biz bu projeye verdikleri destek için FCCC Laboratuar Hayvan Tesisi kabul etmek istiyorum. Biz plazma ve dokuda paklitaksel düzeylerini analiz onların yardım için Wolfe Laboratuvarları, Inc teşekkür ederim. Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri EHB için K01CA120091 verir ve CA06927 Fox Chase Kanser Merkezi tarafından desteklenmiştir.

Bu protokol Fox Chase Kanser Merkezi&#39;nde Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından ve Laboratuar Hayvan Tesisi tarafından onaylanmış ve hayvanların insanca tedavisi için kurumsal kurallarına uygun olduğu tespit edilmiştir. 1. Ön Hazırlık <ol><li> Kateter hazırlanması: inceltme, körelmiş ucu (Şekil 3A) oluşturmak üzere tadil edilmiş bir polietilen boru kısa bir uzunluğu, bir kateter hazırlayın. Önceden birden fazla kateter yapmak ve süresiz kaydedin. <ol><li> Bir Bunsen beki yakin ve düşük istikrarlı alevi oluşturmak için ayarlayın. Polietilen yumuşatmak için alev yakın tüp tutun. Boru erimeye başladığı zaman, yavaş bir boru, inceltilmiş bölüm, yaklaşık olarak 0.25 mm dış çap oluşturmak için, iki ucu ayrı çekin. </li><li> Eğimli end ince kesit boyunca yaklaşık 0,75 cm kesin. Bu yeterli boru bir aşırı uzun kateter yaratmadan, arterde güvence altına alınmalıdır sağlar. NOT: th uzun ince ucunue kateter tıkanmasına bir eğilim vardır. Aşırı uzun ucu da önemli kateterin sıvı hacmi kapasitesini değiştirmek için yeterince sıvı tutabilir. </li><li> Düzgün ısıtmalı, uç biraz yuvarlak ve genişlemiş hale geldiğinde - alev hızla geçerek geçerek eğimli ucu künt. Artere takarken yardımcı olur biraz geriye ucu kanca, boru çapa. </li><li> Ince başlar noktasından tüp 6.0 cm kesin. Bu çok yönetilebilir kateteri, bu aşırı boru kemiren veya ilk tuzlu temizlemek için çok fazla ekstra infüzyon hacmi gerektiren gelen fare önlemek için boyun çıkmak için aracılığıyla iplik ve basılı tutun ve rahat çalışmak yeterince uzun, ama yeterince kısa yapar . </li><li> Yaklaşık 0.2 ml heparin solüsyonu bir şırınga hazırlayın, bir keskin olmayan iğne ile. Kateter (Şekil 3B), geniş ucuna iğne yerleştirin. Kabarcıklar orada olduğundan emin olmak için dikkatli olmak, heparin ile kateter doldurunboru. Steril bir alanda bir kenara heparin şırınga ve kateter ayarlayın. Bir petri kateter (ler) üzerine yerleştirilmesi, ve gamma ışıması 20 Gy maruz bırakılması ile, gama ışını uygulanarak sterilize kateter. Bir gama radyasyon kaynağına erişiminiz yoksa, bu tür dalgıç, gaz veya kimyasal-sterilizasyon gibi sterilizasyon diğer araçlar, araştırmak için hayvan tesisi ile kontrol edin. Polietilen ısı sterilize edilemez, kaynatmayın. </li></ol></li><li> Tuzlu kurşun (Şekil 3B) oluşturulması. <ol><li> Bir kabarcık ücretsiz çizgi sağlamak için dikkatli olmak, yaklaşık 0.5 ml, ikinci bir şırınga steril tuzlu su hazırlayın. </li><li> Bir ikinci boru parçası, yaklaşık olarak 15 cm kesin ve keskin olmayan şırınga iğnesi üzerine kayma. Hortumun serbest ucuna bir bağlantı girişi takın. </li><li> Salin akımının düzgün olarak kurşun ile tuzlu su, küçük bir hacim ilerletilmesiyle engelsiz edin. Içinden akışını kontrol etmek, kateter takıldıktan sonra bu tuzlu öne kullanınkateter ve kan hattını teşvik etmek. Steril bir alanda bir kenara tuzlu şırınga ayarlayın. </li></ol></li><li> Ameliyat öncesinde, gaz sterilizasyon veya cam boncuk sterilizasyon alternatif olarak otoklav ile ekipmanları sterilize veya. </li><li> Steril cerrahi alan hazırlayın. <ol><li> Dezenfektan gibi% 70 etanol veya klor dioksit ile tezgah ve mikroskop yüzeyleri silin. Temiz bir kağıt, emici ped ile tezgah ve mikroskop tabanı örtün. </li><li> Güvenli bir yapışkan bant ile bağlı, temiz bir emici kağıt iki tabaka ile kaplayarak, bir ameliyat panosuna hazırlayın. </li></ol></li><li> Onlar kolayca erişilebilir, böylece (Malzeme Listesinde Katalogda gibi) tüm cerrahi malzemeleri yerleştirin. <ol><li> Steril dikiş üç uzunlukları 8 cm, her biri ve diğer malzemeleri ile kenara kesti. Kolayca kullanılabilir bir bağlantı noktası (Şekil 3B) yerleştirin. </li></ol></li></ol> 2. Cerrahi <ol><li> Hayvanın Hazırlanması <ol><li> Anesthhassas buharlaştırıcı bağlı anestezi odasına 2-3 izofluran% maruz etize fare. Odasından fareyi çekiniz ve farenin boyun / üst gövde saç tıraş ve sağ kulak altında (kateter çıkış yerinde). Anestezi altında iken kuruluğunu önlemek için gözlerin için veteriner vazelin oftalmik merhem uygulayın. Hazırlık (en az iki dakika önce) ya da hazırlık sırasında, bir burun hunisi yoluyla fare izofluran uygulanması ile solunan bir odacık içinde, fare yeterli sürenin geçmesine olanak sağlanmasıyla, cerrahi hazırlıkları sırasında uyandırmak etmez hayvan emin olun. Anestezi odasına fare dönün. </li><li> Fare yeterince etkisiz olduğunda, steril cerrahi alana gitmek farenin burun ve ağzına anestezi burun konisi yerleştirin ve burun konisi için izofluran akışını yönlendirir. Forseps ile pençe kısma doğru Anesthetization onaylayın; Fare hiçbir tepki gösterdiğinde, bir sonraki adıma geçin. </li><li> Kafa doğru bakacak, sırtında fare yerleştirinaraştırmacı. Kulaklar, baş--pençeleri güvenli ve arka-pençeleri yapışkan bant veya diğer kısıtlayıcı cihazla cerrahi kuruluna sabit fare tutmak için. Povidon-iyot ve% 70 etanol ile kesi alanı temizleyin. </li></ol></li><li> Karotid arter izolasyonu <ol><li> Uzunlamasına boyun orta hatta hafifçe sağa doğru açılmış olan bir 1 cm yapın. Bu, soluk borusu (Şekil 4A) ortaya çıkarmak için yağ ve kas ayırmak için forseps kullanır. Trakea (Şekil 4B) karotis arter paralel olarak çalışan bulun. </li><li> Dikkatle arter (Şekil 4C) örten ayrı fasya için forseps kullanabilir. Hafifçe karotis kenara vagus siniri çekin ve arasındaki boşluğa forseps yerleştirin. Yavaşça açık forseps (kadarıyla (en az 3 mm) mümkün olduğunca yukarı (posterior), fasya bir boşluk oluşturmak ve dikkatle larinks (ön uca) yakın arterde fork, arterden sinir çekmeye Şekil 4D). </li><li> Herhangi yeniden kaldırmakarter iyice izole kadar döndü- rün fasya (Şekil 4E). Nemli ve böylece daha az gözenekli ve daha rastgele yırtılmaya karşı daha az eğilimli doku tutulması için cerrahi alanına tuz bir damla ekleyin. </li></ol></li><li> Sütür yerleştirme ve kateter arter hazırlık (Şekil 4, 5). <ol><li> Arterin altında ipek dikiş ipliği çekmek için forseps kullanın. Mümkün (Şekil 4F) olarak anterior doğru kadarıyla arteri kapatmak için güvenli bir düğüm. </li><li> Arterin altında ikinci bir iplik çizin. Geçici mümkün (Şekil 4F) olarak posterior doğru kadarıyla arteri kapatmak için bir geri çekilebilir düğüm. </li><li> Arterin altında üçüncü bir iplik çizin. , Ilk iki sütür arasında çok gevşek bir düğüm hızlı yerleştirme (Şekil 4G) sonra kateteri sabitlemek için kullanılacak. </li><li> % 70 etanol biraz onları ıslatma yolumdan tüm sütür uçlarını tutun. </li></ol></li><li&gt; Kateter ekleme <ol><li> Sütür ile, arter hafif gergin çekmek için alt düğüm kapmak. Nick Yukarıdaki arter, ancak ön sütür (Şekil 4H), çok yakın. Çok derinden kesmek için değil dikkatli olun, ama açılış engellenmemiş olduğundan emin olmak için yarık kontrol edin. </li><li> Ya sonunda büyük hava cepleri oluşturarak önlemek için çalışıyoruz, şırınga iğne heparin dolu kateter çıkarın. (Sağ elini kullananlar için) genellikle aşağıya ve hafifçe sağa, rahat bir açıyla eğim konumlandırmak için kateter işleyin. </li><li> Sütür tutarak hafifçe gergin kalan arteri tutmak için ise, hafifçe yarık (Şekil 4I) içine kateter yerleştirin. Anterior sütür tutun ve kateter üzerinde (arter ponksiyon eğimli ucu neden olabilir kateter ile aşırı yukarı iterek) aşağı arter çekmek için forseps kullanabilir. Dikkatle kateter ve ön dikiş bırakın. </li></ol></li><li> Kateter Güvenliğini ve kan akışının başlatılması (Şekiller 4J&#39;ın, 5B). <ol><li> Artere kateter girişine yakın orta sütür düğüm, sıkarak kateter sabitleyin. Sıkı bir üçlü düğüm yapmak, ancak kateter içinden akışını engellemeyecek şekilde sıkı çekin emin olun. Ek artere giriş altında, ön sütür ile aşağı bağlayarak kateter sabitleyin. </li><li> Tekrar hat içine hava kabarcıkları tanıtan önlemek için çalışıyoruz, konektör fişi ile kateter tuzlu kurşun takın. </li><li> Posterior sütür uçlarını kavrayın ve yavaşça düğüm serbest bırakmak için çekin. Arterin aşağı dikiş manevra, kateterin ucuna (iş parçacığı çıkarmayın). Kan kateter içine akması gerekir; kan akışı varsa, yavaşça daralmasını çıkarmaya çalışmayın sonda kıpırdatmak. </li><li> Akış engelsiz göründüğünde, biraz orta sütür üzerinde ek bir düğüm bağlamak için (posterior sütür itibaren) son iplik kullanın. </li></ol></li><li> TeKateterin mporary sızdırmazlık. Konektör fişi yakın kateterin ucunu sıkıştırmak için bir hemostatın kullanın, sonra kan, kateter. Konnektörünü çıkarın ve kateterin ucunu kapatmak için liman fişle değiştirmek ve hemostat çıkarın. </li><li> Kateter Repozisyonlama boynun arkasından çıkmak için. <ol><li> Her el forseps ile, sadece ön sütür altında kateter üzerinde tutmak için forseps bir çift kullanın ve kolayca tarafa viraj olacak bu yüzden diğeri ile, kateter içine bir ilginçlik basın. İkinci ilginçlik yaratmak için tekrarlayın. Bu kateterin serbest ucu arter duvarına karşı yanal olarak açmak için sondanın ucunu zorlamadan, fare kafasının arkasına doğru çekilmesine izin verir. </li><li> Ağız ve burun üzerinde konumlandırılmış burun konisi tutarak, onun (sol) tarafa üzerine fareyi çevirin, ve% 70 etanol ve povidon-iyot ile insizyon bölgeyi temizleyin. Küçük bir kesi altında ve sağ kulak arkasında (yaklaşık 4 mm) yapmak. </li&gt; <li> Yanak içinden bir kanal oluşturmak için cilt altında künt boş prob çalışırken boyun boşluğuna, derinin açık kapağını tutmak için forseps kullanın. Bunun yerine bezi ve deri arasında gitmek için çalışmakla, tükürük bezinin etrafında probu getirmek için önerilir. Dikkatle prob çıkmak için bir alanı boşaltmak için forseps kullanın. </li><li> Boyun çıkmak için bir sonda ile liman fiş / kateter Konuyu. Çok sert çekmeyin; kateter ezilme veya kan damarları veya organları daraltıcı değil emin olun. </li></ol></li><li> Kapanış ve kurtarma. Omuz kesi topikal analjezik (örneğin bupivakain) yönetmek ve su geçirmez, cerrahi yapışkan bant ile yarayı kapatmak. Bundan başka, deriye tespit için yapışkan bir bandın ikinci bir parça uygulanır. <ol><li> Ipek ya da zımba ile göğüs kesi topikal analjezik ve yakın yara yönetmek. </li><li> Anestezi fareyi çıkarın ve hayvan temiz kurtarmak için izin, bir ısıtma yastığı üstüne alan (yer kafesi ısındıya da bir ısı lambası altında), en az 30 dakika daha karıştırıldı. </li></ol></li></ol> 3. İnfüzyon <ol><li> 5 mg / paklitaksel / ml metanol çözeltisi alikotları hazırlayın. <ol><li> 15 ml&#39;lik bir santrifüj tüpüne paklitakselin 50 mg ölçün. Steril 10 ml metanol ekleyin. Cap tüp. Toz eritildi kadar el ile ya da oda sıcaklığında dönen bir çalkalayıcı üzerinde döndürün. </li><li> Kısım, -20 ° C&#39;de, 500, 20 küçük, derin dondurucu, güvenli tüplere çözeltisi ul ve saklayın. </li><li> Hemen infüzyonu önce oda sıcaklığında veya 37 ° C su banyosu içinde çözülme tek tek kısım. </li></ol></li><li> Infüzyon pompası (Şekil 6) hazırlayın. <ol><li> Yaklaşık 40 cm polietilen borunun uzun bir uzunluğa kesilir. Bir ucunda bir köreltilmiş bir iğne ve diğer bir bağlantı girişi takın. </li><li> Th hızını hesaplamak için, birçok programlanabilir pompa şırınga haznesinin çapını gerektirir (bilinen bir iç çapı olan bir şırınga içine ilaç hazırlayıne pompa kolu). Şırıngaya bir iğne takılır ve iğne ve boru içinden ilaç yükü. </li><li> Üreticinin talimatlarına göre pompanın içine şırınga yerleştirin. Başbakan pompa böylece ilaç konektör fişi sorunsuzca akıyor, ve infüzyon için hazırdır. </li></ol></li><li> Pompalamak için fareyi takın. <ol><li> Sabit fare tuşunu basılı tutun ve liman fiş yakın kateteri, kelepçe için hemostat kullanın. Fişini çıkarın ve şırınga ve boruya bağlı konnektörü ile değiştirin. NOT: Kan tüp yoluyla geri akmaya başlayabilir. </li><li> Hızla kateterin hacmi temizlemek için hızlı bir pompa yönetmek (tüp 6 cm hacmini gözlemleyerek deneysel hesaplanan), sonra hemen istenen infüzyon hızına geçin. </li></ol></li><li> Üç saatlik bir zaman süreci için Paklitksel infüzyon devam edin. <ol><li> Bu genellikle fare akışında bir tıkanma belirtisi olarak kavşaklarda sızıntıları kontrol etmek için zaman zaman boru izleyin.Infüzyon (uyuşukluk veya hiperaktivite, rahatsızlık belirtileri) için beklenen veya beklenmeyen reaksiyonları için fareyi izleyin. </li><li> Infüzyon uzunluğuna ve niteliğine bağlı olarak, fare yemek veya içmek, ancak kurumun kurulan politikaya göre yiyecek ve suya erişim sağlamak için emin olmayabilir. Büyük miktarda kan toplanması ile fareyi dehidrasyon için potansiyelin farkında olun. </li><li> Fare uzakta sıcaktan uzak kalmak isteyen görünen sürece, bir ısıtma yastığı veya lamba ile kafes sıcak tutmaya devam. Hayvan ameliyattan sonraki birkaç saat içinde ötenazi değilse, ameliyat sonrası ağrı için steril barınma koşulları ve tedavi dahil olmak üzere hayvan ameliyat sonrası tedavisi için planını uygulamak. </li><li> (Kötü bir ekleme işareti olabilir) borudan hiperaktivite yoluyla boru, ya da tahriş çekip almaz bunu sağlamak için, özellikle ilk birkaç dakika içinde, fare üzerinde bir yakından takip edin. Fare aşırı aktif değilse, sabit Monitohalka gerekli, ama hayvan boru içinde karışık almaz emin olmak için rutin fareyi kontrol olmayabilir. Koşum ve bağlama sistemi piyasada bulunmaktadır, ancak bunların kullanımı bu protokol kapsamı dışındadır. </li></ol></li><li> Örneklerinin toplanması. <ol><li> (Protokol, meme tümör modellerinden faydalanmak karotid kateterden ile aynı zamanda yerleştirilen bir boyun kateteri vasıtasıyla kan toplama dikkate takdirde) submandibuler ya da retro-orbital kan almalar ile düzenli aralıklarla kan örnekleri alınmalıdır. Infüzyon hattı çekmek için dikkatli olun. Retro-orbital kanamalardan tarafından toplanması durumunda, hafifçe bir inhalasyon anestezik ile fare uyutmak (örn metoksifluron) böylece bir fare sabitlemek için ense kapmak gerekmez. </li><li> Plazmadan kan hücreleri ayırmak için hemocrit santrifüj içinde kan dönerler. Faz ayrılması yüzüne tüp gol bir dosya veya elmas uçlu kalem kullanın. Tüp kırmak ve küçük, derin dondurucu güvenli tüp içine, sadece plazma toplamak. At Mağaza -Analiz edilinceye kadar 80 ° C. NOT: hemocrit santrifüj mevcut değilse, plazma kan hücrelerinin ayrılması için yüksek hızda bir mikro santrifüjde, kan mikro santrifüj tüpü içine örnek ve sıkma aktarın. Ikinci bir tüp içine plazma toplamak ve -80 ° C&#39;de saklayın. </li><li> CO 2 boğulma fare öldürülür. Sıvı azot ilgi ve flaş donma organlarından - (50 mg yaklaşık 20) ​​doku toplayın. Analiz edilinceye kadar -80 ° C&#39;de saklayın. </li></ol></li></ol> 4. Numune Analizi NOT: Bu protokol için tüm numuneler sıvı kromatografisi-tandem kütle spektrometresi ile bir dış laboratuvar aracılığıyla analiz edilmiştir - aşağıdaki gibi paklitaksel konsantrasyonları hesaplanır (LC MS / MS): <ol><li> Örneklerden paklitaksel ekstratının. % 0.1 asetik asit içinde bir doku örneği, ekstre etmeden önce% 50 metanol kullanılarak homojen. (Metil tert-bütil eter kullanılarak sıvı / sıvı ekstraksiyonu ile paklitaksel ekstratınınBir iç analog (dosetaksel) standardı ile güçlendirilmiş MTBE). MTBE&#39;yi ve kuru örnekleri çıkarın. % 50 asetonitril,% 0.1 asetik asit solüsyonu içinde yeniden süspanse edin. </li><li> Kalibrasyon standartları hazırlayın. (Doku örnekleri için 0.1 ila 5000 ng / ml arasında, plazma örneği için 1 ile 20.000 ng / ml) standartları nihai dizi elde etmek üzere, C57BL / 6 matrisi uygun geri paklitakselin bilinen bir konsantrasyon ekleyin. Yukarıdaki çalışma örneklerinde olduğu gibi aynı yöntemi kullanarak, kopya standartlar ayıklayın. Elektrosprey iyonizasyon HPLC / MS / MS ile örneklerinde paklitaksel tepe ölçün. </li><li> Iç standarda paklitakselin alanı oranı kullanılarak konsantrasyon hesaplanır. Eğri üzerinde oturması standart bir eğri ve interpolasyon çalışma örnekleri oluşturmak için kalibrasyon standartları kullanın. Homojenizasyon önce numunenin başlangıç ​​ağırlığı ile çalışma örneklerinin konsantrasyonunu normalleştirmek. </li></ol>

<ol>
	<li>Gallo, J. M., Li, S., Guo, P., Ma Reed, K., J, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Effect+of+P-Glycoprotein+on+Paclitaxel+Brain+and+Brain+Tumor+Distribution+in+Mice.">The Effect of P-Glycoprotein on Paclitaxel Brain and Brain Tumor Distribution in Mice.</a> Cancer Research. 63 (16), 5114-5117 (2003).</li><li>Sonnichen, D. S., Relling, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+Pharmacokinetics+of+Paclitaxel.">Clinical Pharmacokinetics of Paclitaxel.</a> Clinical Pharmacokinetics. 27 (4), 256-269 (1994).</li><li>Gianni, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonlinear+Pharmacokinetics+and+Metabolism+of+Paclitaxel+and+Its+Pharmacokinetic+/+Pharmacodynamic+Relationship+in+Humans.">Nonlinear Pharmacokinetics and Metabolism of Paclitaxel and Its Pharmacokinetic / Pharmacodynamic Relationship in Humans.</a> Journal Clinical Oncology. 13 (1), 180-190 (1995).</li><li>Sparreboom, A., Van Tellingen, O., Nooijen, W. J., Beijnen, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonlinear+Pharmacokinetics+of+Paclitaxel+in+Mice+Results+from+the+Pharmaceutical+Vehicle+Cremophor+EL.">Nonlinear Pharmacokinetics of Paclitaxel in Mice Results from the Pharmaceutical Vehicle Cremophor EL.</a> Cancer Research. 56 (9), 2112-2115 (1996).</li><li>Sparreboom, A., Van Tellingen, O., Nooijen, W. J., Beijnen, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+paclitaxel+and+metabolites+in+mouse+plasma,+tissues,+urine+and+faeces+by+semi-automated+reversed-phase+high-performance+liquid+chromatography.">Determination of paclitaxel and metabolites in mouse plasma, tissues, urine and faeces by semi-automated reversed-phase high-performance liquid chromatography.</a> Journal of Chromatography B: Biomedical Sciences and Applications. 664, 383-391 (1995).</li><li>Bradshaw-Peirce, E. L., Eckhardt, S. G., Gustafson, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Physiologically+Based+Pharmacokinetic+Model+of+Docetaxel+Disposition:+from+Mouse+to+Man.">A Physiologically Based Pharmacokinetic Model of Docetaxel Disposition: from Mouse to Man.</a> Clinical Cancer Research. 13, 2768-2778 (2007).</li><li>Eiseman, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+Pharmacokinetics+and+Tissue+Distribution+of+Paclitaxel+in+CD2F1+Mice.">Plasma Pharmacokinetics and Tissue Distribution of Paclitaxel in CD2F1 Mice.</a> Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 34 (6), 465-471 (1994).</li><li>Schinkel, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normal+Viability+and+Altered+Pharmacokinetics+in+Mice+Lacking+mdr1-type+(drug-transporting)+P-glycoproteins.">Normal Viability and Altered Pharmacokinetics in Mice Lacking mdr1-type (drug-transporting) P-glycoproteins.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 94, 4028-4033 (1997).</li><li>Fraser, I. J., Dear, G. J., Plumb, R., L&#8217;Affineur, M., Fraser, D., Skippen, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Use+of+Capillary+High+Performance+Liquid+Chromatography+with+Electrospray+Mass+Spectrometry+for+the+Analysis+of+Small+Volume+Blood+Samples+from+Serially+Bled+Mice+to+Determine+the+Pharmacokinetics+of+Early+Discovery+Compounds.">The Use of Capillary High Performance Liquid Chromatography with Electrospray Mass Spectrometry for the Analysis of Small Volume Blood Samples from Serially Bled Mice to Determine the Pharmacokinetics of Early Discovery Compounds.</a> Rapid Communications in Mass Spectrometry. 13 (23), 2366-2375 (1999).</li><li>Bateman, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduction+of+Animal+Usage+by+Serial+Bleeding+of+Mice+for+Pharmacokinetic+Studies:+Application+of+Robotic+Sample+Preparation+and+Fast+Liquid+Chromatography+&#8211;+Mass+Spectrometry.">Reduction of Animal Usage by Serial Bleeding of Mice for Pharmacokinetic Studies: Application of Robotic Sample Preparation and Fast Liquid Chromatography &#8211; Mass Spectrometry.</a> Journal of Chromatography B: Biomedical Sciences and Applications. 754 (1), 245-251 (2001).</li><li>Berndt, K., Vogel, J., Buehler, C., Vogt, P., Born, W., Fuchs, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+repeated+drug+infusion+into+the+femoral+artery+of+mice.">A new method for repeated drug infusion into the femoral artery of mice.</a> J. Am. Assoc. Lab Animal Sci. 51 (6), 825-831 (2012).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Squibb+&amp;+Sons,+L.L.C..">Squibb &amp; Sons, L.L.C..</a> Drug Information for TAXOL (Paclitaxel) Injection. , (2011).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abraxis+BioScience+L.L.C.">Abraxis BioScience L.L.C.</a> Full Prescribing Information ABRAXANE for Injectable suspension (paclitaxel protein-bound particles for injectable suspension) (albumin-bound). , (2013).</li><li>Fergusson, G., Ethier, M., Zarrouki, B., Font&#233;s, G., Poitout, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Model+of+Chronic+Nutrient+Infusion+in+the+Rat.">A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat.</a> J. Vis. Exp. (78), (2013).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Karotis arter infüzyon paklitaksel farmakokinetiği bu çalışmada önemli bir tekniktir. Karotid arter infüzyon hızlı bir şekilde dolaşım sistemi 14 içinde ilacı dağıtmak için bir yöntemdir. 3 saat infüzyon bolus enjeksiyonlar daha taksanlann gibi ilaçların klinik yönetiminin yakın bir mimik olduğunu. Ameliyat güvenilir tek bir kişi tarafından yapılabilir, ameliyat süresi oldukça kısadır ve başarı oranları&gt;% 75 vardır. Numuneler toplandıktan sonra, bunlar, uygun yöntemler...

Karotis yoluyla ilaç verme cihaz ve teknik optimize güvenilir ve tekrarlanabilir şekilde gerçekleştirilebilir. O ince detaylara kontrolü ve dikkat gerektiren her ne kadar prosedür, karmaşık değil. Üstün bakım ve maharet karotis arter izole ve genellikle uygulama yoluyla elde edilebilir kateter takılması için ihtiyaç vardır. Deneyimli bir teknisyen tarafından Cerrahi bir saat geçmemelidir. (Fare gerçek ilaç infüzyonunun tepki olabilir) başarılı bir cerrahi sonrasında fare normal ve sağlıklı görünen olmalıdır ve ilaç (lar), kontrollü, üniform sürekli bir dozajda tatbik edilebilir. Kan örnekleri, karotid arter dışında kalan bir bölgede alınmalıdır; retro-orbital kanamalar ilaç konsantrasyonlarının analizi için toplanması kolay ve tatmin edici olmuştur. Optimum boyutu ve şekli kateterler başarılı bir infüzyon 11 performans paha biçilmez bir varlık vardır. Bu kateterler mevcut commerciall bulunduy genelde çok büyük ve / veya fare karotis arter kolay erişim için izin vermek için çok esnek olması. Bu infüzyon şırınga fareyi bağlamak için kullanılan polietilen borudan moda kateterler tercih kanıtladı. Böylece, tüm boru, bağlantı ve iğneler infüzyon düzeneğinin basitleştirilmiş tutarlı boyutlar, vardı. Bu teknik kullanılarak, bu yine de görülebilir ve karotid artere kan akımı kateter ilk tespit edilir kadar sonra geri değildir noktadan sonra arter içine kateter ucu itmek için gerekli değildir. Bu arter delinmesiyle veya kateter sahip tehlikeler kan akışının yüksek basınç aracılığı ile dışarı itilir azaltır. Kateter tasarımı Burada böylece dikişlerle iyi kateter güvence ve cerrahi bant bir öncelik olduğunu, bir yerde tutmak için &quot;çarpmak&quot; dahil değildir. İnfüzyonlar klinik daha iyi bir uygulama benzeri olarak, ortak bir IV bolus enjeksiyonu tercih edilebilirBöyle taksanlara 3, 12, burada açıklanan 13. tekniği olarak ilaç, başlangıçta boyun veya femoral ven erişim meme tümör büyümesi ve / veya ekleme alanının aşırı vaskularizasyonu engellediği burada fare modellerinin içine infüzyon sağlamak için geliştirilmiştir. Bu yöntem, çoğu zaman da tümörsüz farelerdeki uygun olabilir: jugular duvarın eğiliminin çok daha başarısız girmeleri ve tamamlamak için sorunlara neden rip çünkü izole edilmesi ve karotis kateterizasyonu, ancak biraz daha fazla invasif biz, bu tercih jugular bulunmuştur 3 saat süre ders. Burada gösterilen sonuçlar, C57BL / 6J ile ilgili olsa da (in-house-yetiştirilmiş) fareler, başarılı bir transgenik manipüle fare modellerinde farmakokinetiklerini takip etmek, FVB ve karışık suşlar da dahil olmak üzere, farelerde çeşitli suşları içine paklitaksel aşılamak için bu tekniği kullandık Hücresel taşıyıcı fonksiyonlarını aşağı düzenleyecek. Kan ve doku örnekleri paclitax beklenen seviyelerde gösterdi ToplananEl, boyun infüzyon 1 sonra görülen seviyelerin aralığındadır. Bu teknik, diğer fare modellerinde ve infüzyon çözeltileri ile eşit derecede iyi çalışırlar beklenebilir.

<table><tbody><tr><td>Polyethylene tubing 0.024&amp;rdquo; OD X 0.011&amp;rdquo; ID&amp;nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PE10</td><td></td></tr><tr><td>3 Blunted needles (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>NB-30</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel port plug (28 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>PP-28</td><td>Slightly larger than PE tubing ID, to fit snugly and keep a tight seal.</td></tr><tr><td>2 Stainless steel connector plugs (30 gauge)</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>C-30</td><td></td></tr><tr><td>Three 1 cc syringes</td><td>Becton, Dickinson and Co.</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>Sterile 0.9% Saline solution</td><td>Hospira</td><td>0409-7984-37</td><td></td></tr><tr><td>Cath-Loc HGS Heparin/Glycerol Solution&amp;nbsp;</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>HGS</td><td></td></tr><tr><td>Silk suture</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>SUT-S&amp;nbsp;113</td><td></td></tr><tr><td>Vanna Scissors (micro-scissors)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14122</td><td>This model has a curved tip, but straight-tip scissors work as well.</td></tr><tr><td>Hartman Mesquito Hemostatic Forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501705</td><td></td></tr><tr><td>Betadine Swabsticks</td><td>Perdue Products L.P.</td><td>BSWS1S</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaine</td><td>Hospira</td><td>0409-1160-01</td><td>May be replaced with Lidocaine, or similar local anesthesia.</td></tr><tr><td>Paclitaxel</td><td>LC Laboratories</td><td>P-9600</td><td></td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>32213</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Hematocrit Capillary Tubes, Heparinized</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-362-566</td><td></td></tr><tr><td>Micro Capillary Tube Sealant&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-678</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J mice</td><td>Fox Chase Cancer Center, Laboratory Animal Facility in-house-bred</td><td></td><td></td></tr><tr><td>API 4000 Q-Trap mass spetrometer</td><td>Applied Biosystems</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice

Yeni bir sistemi içine bir ilaç, ilaç kombinasyonu veya bir ilaç teslimat kullanımını öneren zaman, bir çalışma modeli içindeki ilacın farmakokinetiklerini değerlendirmek gerekir. Fare modelleri kullanımı genellikle klinik öncesi ilaç keşfi ve ilaç geliştirme 1-8 hayati adım olarak, bir üniforma, tekrarlanabilir bir şekilde farelere uyuşturucu sokmak için bir sistem tasarlamak gereklidir. İdeal olarak, sistem, bir ayar süresi boyunca düzenli aralıklarla kan örnekleri toplanmasını izin vermelidir. Kütle spektrometresi ile ilaç konsantrasyonlarını ölçmek için yeteneği, tek tek farelerden 1, 9, 10, zaman içinde plazma ilaç seviyelerindeki değişiklikleri takip etmek araştırmacılara sağladı. Bu çalışmada, paklitaksel, üç üzerinde sürekli bir arteryal infüzyon olarak transgenik farelerin sokuldu saat kan örnekleri aynı anda ayar zaman noktalarında retro-orbital kanamalardan tarafından alınmıştır ise. Karotis arter infüzyon juguler ven infüzyon için potansiyel bir alternatif, faktörler gibi vardırmeme tümörleri veya diğer engel şah infüzyon pratik yapmak. Bu tekniği kullanarak, plazma ve dokuda paklitaksel konsantrasyonları juguler infüzyon ile karşılaştırıldığında benzer seviyelerde elde etti. Bu eğitimde, biz başarıyla tek fare modeli için optimize edilmiş bir kateter hazırlayarak karotid arter kateterizasyonu nasıl göstereceğiz, sonra eklemek ve fare karotis artere kateter sabitleyin, arka dışarı kateterin ucunu iplik nasıl göstermek fare boyun ve ilaç akışı kontrollü bir oranını vermek için bir pompa fare kanca. Birden çok düşük hacimli bir retro-orbital kan zamanla plazma ilaç konsantrasyonlarının analiz edilmesi için izin verir.

<html> Paklitaksel dağıtımı 165 dk düşük hızda infüzyon ardından 15 dakika yüksek hızda infüzyon 3 saat dozlama rejimi sırasında öngörülebilir desenleri, izler. Şekil 1 juguler ven-infüzyon plazma paklitaksel konsantrasyonları ve karotis arter-infüzyon bir karşılaştırmasını göstermektedir. Paklitaksel konsantrasyonları başlangıçta yüksek hacimli infüzyon sonraki ilk 15 dakika hızlı bir şekilde açılır ve daha sonra bir sonraki 150 dakik...

Watch this Scientific Journal Video about Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice at JoVE.com

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

Bu yöntem, fare modellerinde yeni ilaçların farmakokinetiğini değerlendirmek için, karotid arter yoluyla sabit bir ilaç çözeltisi sunmak amacı ile geliştirilmiştir.

Farelerde Taksanlar Farmakokinetik ve Farmakodinamik Analiz Karotis Arter İnfüzyonlar

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

carotid-artery-infusions-for-pharmacokinetic-pharmacodynamic-analysis

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Pharmacokinetics and Pharmacodynamics

Medicine

Unit 1

Pharmacokinetic Models

SCIENTISTS IN ACTION

22.9K Görüntüleme.  Fox Chase Cancer Center.  Bu yöntem, fare modellerinde yeni ilaçların farmakokinetiğini değerlendirmek için, karotid arter yoluyla sabit bir ilaç çözeltisi sunmak amacı ile geliştirilmiştir. 

Video: Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

A Model of Disturbed Flow-Induced Atherosclerosis in Mouse Carotid Artery by Partial Ligation and a Simple Method of RNA Isolation from Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified version of carotid partial ligation methods [1,2] to show that it acutely induces low and oscillatory flow conditions, two key characteristics of disturbed flow, in the mouse common carotid artery. Using this model, we have provided direct evidence that disturbed flow indeed leads to rapid and robust atherosclerosis development in Apolipoprotein E knockout mouse [3]. We also developed a method of endothelial RNA preparation with high purity from the mouse carotid intima [3]. Using this mouse model and method, we found that partial ligation causes endothelial dysfunction in a week, followed by robust and rapid atheroma formation in two weeks in a hyperlipidemic mouse model along with features of complex lesion formation such as intraplaque neovascularization by four weeks. This rapid in vivo model and the endothelial RNA preparation method could be used to determine molecular mechanisms underlying flow-dependent regulation of vascular biology and diseases. Also, it could be used to test various therapeutic interventions targeting endothelial dysfunction and atherosclerosis in considerably reduced study duration.

This describes a partial carotid ligation surgery, which causes disturbed flow conditions and subsequent atherosclerosis development (in two weeks) with intraplaque neo-vascularization (in four weeks) in the mouse common carotid artery. We also describe a novel method of RNA isolation from the carotid intima, providing high purity endothelial RNA.

Kısmi ligasyon Fare Karotis Arter Disturbed Akış Kaynaklı Ateroskleroz ve Karotis Endotel RNA İzolasyonu Basit Bir Yöntem Bir Model

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified ...

Tıp

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. Recently, impressive advances in novel therapies have dramatically prolonged survival and improved quality of life for many cancer patients. Sadly, incidence of brain metastatic recurrences is fast rising, and all current therapies are merely palliative. Hence, good experimental animal models are urgently needed to facilitate in-depth studies of the disease biology and to assess novel therapeutic regimens for preclinical evaluation. However, the standard in vivo metastasis assay via tail vein injection of cancer cells produces predominantly lung metastatic lesions; animals usually succumb to the lung tumor burden before any meaningful outgrowth of brain metastasis. Intracardiac injection of tumor cells produces metastatic lesions to multiple organ sites including the brain; however, the variability of tumor growth produced with this model is large, dampening its utility in evaluating therapeutic efficacy. To generate reliable and consistent animal models for brain metastasis study, here we describe a procedure for producing experimental brain metastasis in the house mouse (Mus musculus) via intracarotid injection of tumor cells. This approach allows one to produce large number of brain metastasis-bearing mice with similar growth and mortality characteristics, thus facilitating research efforts to study basic biological mechanisms and to assess novel therapeutic agents.

Brain metastasis has become an urgent unmet medical need as its incidence has increased while therapeutic options have remained palliative. Creating experimental animal models of brain metastasis via intracarotid arterial injection of cancer cells facilitates mechanistic studies of the disease biology and evaluation of novel intervention regimens.

Intracarotid Kanser Hücre Enjeksiyon Beyin metastaz Fare modelleri üretmek için

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Kanser Araştırmaları

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce atherosclerosis (reviewed in 1 and 2). The role of shear stress has been extensively studied in vitro investigating the influence of flow dynamics on cultured endothelial cells 1,3,4 and in vivo in larger animals and humans 1,5,6,7,8. However, highly reproducible small animal models allowing systematic investigation of the influence of shear stress on plaque development are rare. Recently, Nam et al. 9 introduced a mouse model in which the ligation of branches of the carotid artery creates a region of low and oscillatory flow. Although this model causes endothelial dysfunction and rapid formation of atherosclerotic lesions in hyperlipidemic mice, it cannot be excluded that the observed inflammatory response is, at least in part, a consequence of endothelial and/or vessel damage due to ligation.
In order to avoid such limitations, a shear stress modifying cuff has been developed based upon calculated fluid dynamics, whose cone shaped inner lumen was selected to create defined regions of low, high and oscillatory shear stress within the common carotid artery 10. By applying this model in Apolipoprotein E (ApoE) knockout mice fed a high cholesterol western type diet, vascular lesions develop upstream and downstream from the cuff. Their phenotype is correlated with the regional flow dynamics 11 as confirmed by in vivo Magnetic Resonance Imaging (MRI) 12: Low and laminar shear stress upstream of the cuff causes the formation of extensive plaques of a more vulnerable phenotype, whereas oscillatory shear stress downstream of the cuff induces stable atherosclerotic lesions 11. In those regions of high shear stress and high laminar flow within the cuff, typically no atherosclerotic plaques are observed.
 
In conclusion, the shear stress-modifying cuff procedure is a reliable surgical approach to produce phenotypically different atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice.

The constricting cuff presented in this article is designed to induce atherosclerosis in the murine common carotid artery. Due to the conical shape of its inner lumen the implanted cuff generates well-defined regions of low, high and oscillatory shear stress triggering the development of atherosclerotic lesions of different inflammatory phenotypes.

Fare Shear stres İndüklenmiş Ateroskleroz Tetikleme Karotis Kol İmplantasyonu

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural microenvironment and stromal cell interaction, cannot be entirely replicated with in vitro assays; thus, animal models are critical for investigating and understanding the effects of therapeutic intervention. However, most brain tumor xenografting methods do not produce brain metastases consistently in terms of the time frame and tumor burden. Brain metastasis models generated by intracardiac injection of cancer cells can result in unintended extracranial tumor burden and lead to non-brain metastatic morbidity and mortality. Although intracranial injection of cancer cells can limit extracranial tumor formation, it has several caveats, such as the injected cells frequently form a singular tumor mass at the injection site, high leptomeningeal involvement, and damage to brain vasculature during needle penetration. This protocol describes a mouse model of brain metastasis generated by internal carotid artery injection. This method produces intracranial tumors consistently without the involvement of other organs, enabling the evaluation of therapeutic agents for brain metastasis.

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Most brain metastasis mouse models are complicated by systemic metastases confounding analysis of mortality and therapeutic intervention outcomes. Presented here is a protocol for internal carotid injection of cancer cells that produces consistent intracranial tumors with minimal systemic tumors.

Kanser Hücrelerinin İç Karotis Arter Enjeksiyonu ile Beyin Metastazının Modellenmesi

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor (CAR) T Cell Infusions in Mice

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy and radiotherapy. As many tumors lack efficacious treatments, there is a crucial need to develop more promising therapeutic options, such as immunotherapies; the use of chimeric antigen receptor (CAR) T cell therapy&#160;directed against CNS tumors is of particular interest. Cell surface targets such as B7-H3, IL13RA2, and the disialoganglioside GD2 are highly expressed on the surface of several pediatric and adult CNS tumors,&#160;raising the opportunity to use CAR T cell therapy against these and other surface targets. To evaluate the repeated locoregional delivery of CAR T cells in preclinical murine models, an indwelling catheter system that recapitulates indwelling catheters currently being used in human clinical trials was established. Unlike stereotactic delivery, the indwelling catheter system allows for repeated dosing without the use of multiple surgeries. This protocol describes the intratumoral placement of a fixed guide cannula that has been used to successfully test serial CAR T cell infusions in orthotopic murine models of pediatric brain tumors. Following orthotopic injection and engraftment of the tumor cells in mice, intratumoral placement of a fixed guide cannula is completed on a stereotactic apparatus and secured with screws and acrylic resin. Treatment cannulas are then inserted through the fixed guide cannula for repeated CAR T cell delivery. Stereotactic placement of the guide cannula can be adjusted to deliver CAR T cells directly into the lateral ventricle or other locations in the brain. This platform offers a reliable mechanism for the preclinical testing of repeated intracranial infusions of CAR T cells and other novel therapeutics for these devastating pediatric tumors.

Intracranial Cannula Implantation for Serial Locoregional Chimeric Antigen Receptor CAR T Cell Infusions in Mice

Central nervous system (CNS) tumors are the leading cause of cancer-related death in children, and locoregional immune-based therapies are increasingly being tested for patients in clinical trials. This protocol describes methods for locoregional cannula implantation in mice for the preclinical evaluation of immunotherapeutic infusions targeting CNS tumors.

Farelerde Seri Lokorejyonel Kimerik Antijen Reseptörü (CAR) T Hücre İnfüzyonları için İntrakraniyal Kanül İmplantasyonu

Pediatric CNS tumors are responsible for the majority of cancer-related deaths in children and have poor prognoses, despite advancements in chemotherapy ...

Chemotherapy-induced Vascular Toxicity - Real-time In vivo Imaging of Vessel Impairment

Certain classes of chemotherapies may exert acute vascular changes that may progress into long-term conditions that may predispose the patient to an increased risk of vascular morbidity.&#160;Yet, albeit&#160;the mounting clinical evidence, there is a paucity of clear studies of vascular toxicity and therefore the etiology of a heterogeneous group of vascular/cardiovascular disorders remains to be elucidated. Moreover, the mechanism that may underlie vascular toxicity can completely differ from the principles of chemotherapy-induced cardiotoxicity, which is related to direct myocyte injury. We have established a real-time, in vivo molecular imaging platform&#160;to evaluate&#160;the potential&#160;acute&#160;vascular toxicity of anti-cancer therapies.
We have set up a platform of in vivo, high-resolution molecular imaging&#160;in mice,&#160;suitable for visualizing vasculature within confined organs and reference blood vessels within the same individuals whereas each individual serve as its own control. Blood vessel walls were impaired after doxorubicin administration, representing a unique mechanism of vascular toxicity that may be the early event in end-organ injury. Herein, the method of fibered confocal fluorescent microscopy (FCFM) based imaging is described, which provides an innovative mode to understand physiological phenomena at the cellular and sub-cellular levels in animal subjects.

Chemotherapy-induced Vascular Toxicity - Real-time In vivo Imaging of Vessel Impairment

We herein describe the method of fibered confocal fluorescent microscopy (FCFM) based imaging, which provides an innovative mode to understand physiological phenomena at the cellular and sub-cellular levels in animal subjects.

Kemoterapi kaynaklı Vasküler Toksisite - Gerçek zamanlı<em&gt; In vivo</em&gt; Gemi Düşüklüğü Görüntüleme

Certain classes of chemotherapies may exert acute vascular changes that may progress into long-term conditions that may predispose the patient to an ...

<meta charset="utf8"></head><body>Bir fare modelinde enjeksiyon sonrası ortak karotis arter onarımı

Facilitating Repeat Intracarotid Injections in Mouse Models by a Novel Injection Site Repair Technique

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there is an urgent need to develop methods for intracarotid injections in mouse models, including methods to repair the carotid artery in mice after injection to allow for subsequent injections. We developed a method of intracarotid injection in a mouse model to deliver therapeutics into the internal carotid artery (ICA) with two alternative procedures. 
During injection, the needle is inserted into the common carotid artery (CCA) after tying a suture around the external carotid artery (ECA) and injected therapeutics are delivered into the ICA. Following injection, the common carotid artery (CCA) can be ligated, which limits the number of intracarotid injections to one. The alternative procedure described in this article includes a modification where intracarotid artery injection is followed by injection site repair of the CCA, which restores blood flow within the CCA and avoids the complication of cerebral ischemia seen in some mouse models. 
We also compared the delivery of bone marrow-derived human mesenchymal stem cells (BM-hMSCs) to intracranial tumors when delivered through intracarotid injection with and without injection site repair following the injection. Delivery of BM-hMSCs does not differ significantly between the methods. Our results demonstrate that injection site repair of the CCA allows for repeat injections through the same artery and does not impair the delivery and distribution of injected material, thus providing a model with greater flexibility that more closely emulates intracarotid injection in humans.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Onkolitik Virüsler ve MikroRNA'lar için İntraarteriyel Dağıtım Stratejileri Yoluyla Glioblastoma Tedavisini İlerletmek

Repair of the intracarotid artery in a mouse model after injection returns blood flow to the artery without negatively impacting the distribution of the injected material. Injection site repair facilitates subsequent injections through the same artery and prevents cerebral ischemia in mouse strains that lack a complete Circle of Willis.

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Given recent advances in the delivery of novel antitumor therapeutics using endovascular selective intraarterial delivery methods in neuro-oncology, there ...

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous substances into the brain. These exogenous substances may induce injurious impact or constitute therapeutic strategy. The most common delivery methods of exogenous substances into the brain are based on systemic deliveries, such as subcutaneous or intravenous routes. Although commonly used, these approaches have several limitations, including low delivery efficacy into the brain. In contrast, surgical methods that locally deliver substances into the CNS are more specific and prevent the uptake of the exogenous substances by other organs. Several surgical methods for CNS delivery are available; however, they tend to be very traumatic. Here, we describe a mouse infusion microsurgery technique, which effectively delivers substances into the brain via the internal carotid artery, with minimal trauma and no interference with normal CNS functionality.

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

The present protocol describes a mouse microsurgery infusion technique, which effectively delivers substances directly into the brain via the internal carotid artery.

CNS içine Hedeflenen Madde Teslimat için Fare Mikrocerrahi İnfüzyon Tekniği<i&gt; yoluyla</i&gt; İç Karotis Arter

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Farelerde Taksanlar Farmakokinetik ve Farmakodinamik Analiz Karotis Arter İnfüzyonlar

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Kısmi ligasyon Fare Karotis Arter Disturbed Akış Kaynaklı Ateroskleroz ve Karotis Endotel RNA İzolasyonu Basit Bir Yöntem Bir Model

Intracarotid Kanser Hücre Enjeksiyon Beyin metastaz Fare modelleri üretmek için

Fare Shear stres İndüklenmiş Ateroskleroz Tetikleme Karotis Kol İmplantasyonu

Kanser Hücrelerinin İç Karotis Arter Enjeksiyonu ile Beyin Metastazının Modellenmesi

Farelerde Seri Lokorejyonel Kimerik Antijen Reseptörü (CAR) T Hücre İnfüzyonları için İntrakraniyal Kanül İmplantasyonu

Kemoterapi kaynaklı Vasküler Toksisite - Gerçek zamanlı

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

Fare Modellerinde Tekrarlanan İntrakarotis Enjeksiyonlarının Yeni Bir Enjeksiyon Alanı Onarım Tekniği ile Kolaylaştırılması

CNS içine Hedeflenen Madde Teslimat için Fare Mikrocerrahi İnfüzyon Tekniği