Biz bu projeye verdikleri destek için FCCC Laboratuar Hayvan Tesisi kabul etmek istiyorum. Biz plazma ve dokuda paklitaksel düzeylerini analiz onların yardım için Wolfe Laboratuvarları, Inc teşekkür ederim. Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri EHB için K01CA120091 verir ve CA06927 Fox Chase Kanser Merkezi tarafından desteklenmiştir.

Bu protokol Fox Chase Kanser Merkezi&#39;nde Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından ve Laboratuar Hayvan Tesisi tarafından onaylanmış ve hayvanların insanca tedavisi için kurumsal kurallarına uygun olduğu tespit edilmiştir. 1. Ön Hazırlık <ol><li> Kateter hazırlanması: inceltme, körelmiş ucu (Şekil 3A) oluşturmak üzere tadil edilmiş bir polietilen boru kısa bir uzunluğu, bir kateter hazırlayın. Önceden birden fazla kateter yapmak ve süresiz kaydedin. <ol><li> Bir Bunsen beki yakin ve düşük istikrarlı alevi oluşturmak için ayarlayın. Polietilen yumuşatmak için alev yakın tüp tutun. Boru erimeye başladığı zaman, yavaş bir boru, inceltilmiş bölüm, yaklaşık olarak 0.25 mm dış çap oluşturmak için, iki ucu ayrı çekin. </li><li> Eğimli end ince kesit boyunca yaklaşık 0,75 cm kesin. Bu yeterli boru bir aşırı uzun kateter yaratmadan, arterde güvence altına alınmalıdır sağlar. NOT: th uzun ince ucunue kateter tıkanmasına bir eğilim vardır. Aşırı uzun ucu da önemli kateterin sıvı hacmi kapasitesini değiştirmek için yeterince sıvı tutabilir. </li><li> Düzgün ısıtmalı, uç biraz yuvarlak ve genişlemiş hale geldiğinde - alev hızla geçerek geçerek eğimli ucu künt. Artere takarken yardımcı olur biraz geriye ucu kanca, boru çapa. </li><li> Ince başlar noktasından tüp 6.0 cm kesin. Bu çok yönetilebilir kateteri, bu aşırı boru kemiren veya ilk tuzlu temizlemek için çok fazla ekstra infüzyon hacmi gerektiren gelen fare önlemek için boyun çıkmak için aracılığıyla iplik ve basılı tutun ve rahat çalışmak yeterince uzun, ama yeterince kısa yapar . </li><li> Yaklaşık 0.2 ml heparin solüsyonu bir şırınga hazırlayın, bir keskin olmayan iğne ile. Kateter (Şekil 3B), geniş ucuna iğne yerleştirin. Kabarcıklar orada olduğundan emin olmak için dikkatli olmak, heparin ile kateter doldurunboru. Steril bir alanda bir kenara heparin şırınga ve kateter ayarlayın. Bir petri kateter (ler) üzerine yerleştirilmesi, ve gamma ışıması 20 Gy maruz bırakılması ile, gama ışını uygulanarak sterilize kateter. Bir gama radyasyon kaynağına erişiminiz yoksa, bu tür dalgıç, gaz veya kimyasal-sterilizasyon gibi sterilizasyon diğer araçlar, araştırmak için hayvan tesisi ile kontrol edin. Polietilen ısı sterilize edilemez, kaynatmayın. </li></ol></li><li> Tuzlu kurşun (Şekil 3B) oluşturulması. <ol><li> Bir kabarcık ücretsiz çizgi sağlamak için dikkatli olmak, yaklaşık 0.5 ml, ikinci bir şırınga steril tuzlu su hazırlayın. </li><li> Bir ikinci boru parçası, yaklaşık olarak 15 cm kesin ve keskin olmayan şırınga iğnesi üzerine kayma. Hortumun serbest ucuna bir bağlantı girişi takın. </li><li> Salin akımının düzgün olarak kurşun ile tuzlu su, küçük bir hacim ilerletilmesiyle engelsiz edin. Içinden akışını kontrol etmek, kateter takıldıktan sonra bu tuzlu öne kullanınkateter ve kan hattını teşvik etmek. Steril bir alanda bir kenara tuzlu şırınga ayarlayın. </li></ol></li><li> Ameliyat öncesinde, gaz sterilizasyon veya cam boncuk sterilizasyon alternatif olarak otoklav ile ekipmanları sterilize veya. </li><li> Steril cerrahi alan hazırlayın. <ol><li> Dezenfektan gibi% 70 etanol veya klor dioksit ile tezgah ve mikroskop yüzeyleri silin. Temiz bir kağıt, emici ped ile tezgah ve mikroskop tabanı örtün. </li><li> Güvenli bir yapışkan bant ile bağlı, temiz bir emici kağıt iki tabaka ile kaplayarak, bir ameliyat panosuna hazırlayın. </li></ol></li><li> Onlar kolayca erişilebilir, böylece (Malzeme Listesinde Katalogda gibi) tüm cerrahi malzemeleri yerleştirin. <ol><li> Steril dikiş üç uzunlukları 8 cm, her biri ve diğer malzemeleri ile kenara kesti. Kolayca kullanılabilir bir bağlantı noktası (Şekil 3B) yerleştirin. </li></ol></li></ol> 2. Cerrahi <ol><li> Hayvanın Hazırlanması <ol><li> Anesthhassas buharlaştırıcı bağlı anestezi odasına 2-3 izofluran% maruz etize fare. Odasından fareyi çekiniz ve farenin boyun / üst gövde saç tıraş ve sağ kulak altında (kateter çıkış yerinde). Anestezi altında iken kuruluğunu önlemek için gözlerin için veteriner vazelin oftalmik merhem uygulayın. Hazırlık (en az iki dakika önce) ya da hazırlık sırasında, bir burun hunisi yoluyla fare izofluran uygulanması ile solunan bir odacık içinde, fare yeterli sürenin geçmesine olanak sağlanmasıyla, cerrahi hazırlıkları sırasında uyandırmak etmez hayvan emin olun. Anestezi odasına fare dönün. </li><li> Fare yeterince etkisiz olduğunda, steril cerrahi alana gitmek farenin burun ve ağzına anestezi burun konisi yerleştirin ve burun konisi için izofluran akışını yönlendirir. Forseps ile pençe kısma doğru Anesthetization onaylayın; Fare hiçbir tepki gösterdiğinde, bir sonraki adıma geçin. </li><li> Kafa doğru bakacak, sırtında fare yerleştirinaraştırmacı. Kulaklar, baş--pençeleri güvenli ve arka-pençeleri yapışkan bant veya diğer kısıtlayıcı cihazla cerrahi kuruluna sabit fare tutmak için. Povidon-iyot ve% 70 etanol ile kesi alanı temizleyin. </li></ol></li><li> Karotid arter izolasyonu <ol><li> Uzunlamasına boyun orta hatta hafifçe sağa doğru açılmış olan bir 1 cm yapın. Bu, soluk borusu (Şekil 4A) ortaya çıkarmak için yağ ve kas ayırmak için forseps kullanır. Trakea (Şekil 4B) karotis arter paralel olarak çalışan bulun. </li><li> Dikkatle arter (Şekil 4C) örten ayrı fasya için forseps kullanabilir. Hafifçe karotis kenara vagus siniri çekin ve arasındaki boşluğa forseps yerleştirin. Yavaşça açık forseps (kadarıyla (en az 3 mm) mümkün olduğunca yukarı (posterior), fasya bir boşluk oluşturmak ve dikkatle larinks (ön uca) yakın arterde fork, arterden sinir çekmeye Şekil 4D). </li><li> Herhangi yeniden kaldırmakarter iyice izole kadar döndü- rün fasya (Şekil 4E). Nemli ve böylece daha az gözenekli ve daha rastgele yırtılmaya karşı daha az eğilimli doku tutulması için cerrahi alanına tuz bir damla ekleyin. </li></ol></li><li> Sütür yerleştirme ve kateter arter hazırlık (Şekil 4, 5). <ol><li> Arterin altında ipek dikiş ipliği çekmek için forseps kullanın. Mümkün (Şekil 4F) olarak anterior doğru kadarıyla arteri kapatmak için güvenli bir düğüm. </li><li> Arterin altında ikinci bir iplik çizin. Geçici mümkün (Şekil 4F) olarak posterior doğru kadarıyla arteri kapatmak için bir geri çekilebilir düğüm. </li><li> Arterin altında üçüncü bir iplik çizin. , Ilk iki sütür arasında çok gevşek bir düğüm hızlı yerleştirme (Şekil 4G) sonra kateteri sabitlemek için kullanılacak. </li><li> % 70 etanol biraz onları ıslatma yolumdan tüm sütür uçlarını tutun. </li></ol></li><li&gt; Kateter ekleme <ol><li> Sütür ile, arter hafif gergin çekmek için alt düğüm kapmak. Nick Yukarıdaki arter, ancak ön sütür (Şekil 4H), çok yakın. Çok derinden kesmek için değil dikkatli olun, ama açılış engellenmemiş olduğundan emin olmak için yarık kontrol edin. </li><li> Ya sonunda büyük hava cepleri oluşturarak önlemek için çalışıyoruz, şırınga iğne heparin dolu kateter çıkarın. (Sağ elini kullananlar için) genellikle aşağıya ve hafifçe sağa, rahat bir açıyla eğim konumlandırmak için kateter işleyin. </li><li> Sütür tutarak hafifçe gergin kalan arteri tutmak için ise, hafifçe yarık (Şekil 4I) içine kateter yerleştirin. Anterior sütür tutun ve kateter üzerinde (arter ponksiyon eğimli ucu neden olabilir kateter ile aşırı yukarı iterek) aşağı arter çekmek için forseps kullanabilir. Dikkatle kateter ve ön dikiş bırakın. </li></ol></li><li> Kateter Güvenliğini ve kan akışının başlatılması (Şekiller 4J&#39;ın, 5B). <ol><li> Artere kateter girişine yakın orta sütür düğüm, sıkarak kateter sabitleyin. Sıkı bir üçlü düğüm yapmak, ancak kateter içinden akışını engellemeyecek şekilde sıkı çekin emin olun. Ek artere giriş altında, ön sütür ile aşağı bağlayarak kateter sabitleyin. </li><li> Tekrar hat içine hava kabarcıkları tanıtan önlemek için çalışıyoruz, konektör fişi ile kateter tuzlu kurşun takın. </li><li> Posterior sütür uçlarını kavrayın ve yavaşça düğüm serbest bırakmak için çekin. Arterin aşağı dikiş manevra, kateterin ucuna (iş parçacığı çıkarmayın). Kan kateter içine akması gerekir; kan akışı varsa, yavaşça daralmasını çıkarmaya çalışmayın sonda kıpırdatmak. </li><li> Akış engelsiz göründüğünde, biraz orta sütür üzerinde ek bir düğüm bağlamak için (posterior sütür itibaren) son iplik kullanın. </li></ol></li><li> TeKateterin mporary sızdırmazlık. Konektör fişi yakın kateterin ucunu sıkıştırmak için bir hemostatın kullanın, sonra kan, kateter. Konnektörünü çıkarın ve kateterin ucunu kapatmak için liman fişle değiştirmek ve hemostat çıkarın. </li><li> Kateter Repozisyonlama boynun arkasından çıkmak için. <ol><li> Her el forseps ile, sadece ön sütür altında kateter üzerinde tutmak için forseps bir çift kullanın ve kolayca tarafa viraj olacak bu yüzden diğeri ile, kateter içine bir ilginçlik basın. İkinci ilginçlik yaratmak için tekrarlayın. Bu kateterin serbest ucu arter duvarına karşı yanal olarak açmak için sondanın ucunu zorlamadan, fare kafasının arkasına doğru çekilmesine izin verir. </li><li> Ağız ve burun üzerinde konumlandırılmış burun konisi tutarak, onun (sol) tarafa üzerine fareyi çevirin, ve% 70 etanol ve povidon-iyot ile insizyon bölgeyi temizleyin. Küçük bir kesi altında ve sağ kulak arkasında (yaklaşık 4 mm) yapmak. </li&gt; <li> Yanak içinden bir kanal oluşturmak için cilt altında künt boş prob çalışırken boyun boşluğuna, derinin açık kapağını tutmak için forseps kullanın. Bunun yerine bezi ve deri arasında gitmek için çalışmakla, tükürük bezinin etrafında probu getirmek için önerilir. Dikkatle prob çıkmak için bir alanı boşaltmak için forseps kullanın. </li><li> Boyun çıkmak için bir sonda ile liman fiş / kateter Konuyu. Çok sert çekmeyin; kateter ezilme veya kan damarları veya organları daraltıcı değil emin olun. </li></ol></li><li> Kapanış ve kurtarma. Omuz kesi topikal analjezik (örneğin bupivakain) yönetmek ve su geçirmez, cerrahi yapışkan bant ile yarayı kapatmak. Bundan başka, deriye tespit için yapışkan bir bandın ikinci bir parça uygulanır. <ol><li> Ipek ya da zımba ile göğüs kesi topikal analjezik ve yakın yara yönetmek. </li><li> Anestezi fareyi çıkarın ve hayvan temiz kurtarmak için izin, bir ısıtma yastığı üstüne alan (yer kafesi ısındıya da bir ısı lambası altında), en az 30 dakika daha karıştırıldı. </li></ol></li></ol> 3. İnfüzyon <ol><li> 5 mg / paklitaksel / ml metanol çözeltisi alikotları hazırlayın. <ol><li> 15 ml&#39;lik bir santrifüj tüpüne paklitakselin 50 mg ölçün. Steril 10 ml metanol ekleyin. Cap tüp. Toz eritildi kadar el ile ya da oda sıcaklığında dönen bir çalkalayıcı üzerinde döndürün. </li><li> Kısım, -20 ° C&#39;de, 500, 20 küçük, derin dondurucu, güvenli tüplere çözeltisi ul ve saklayın. </li><li> Hemen infüzyonu önce oda sıcaklığında veya 37 ° C su banyosu içinde çözülme tek tek kısım. </li></ol></li><li> Infüzyon pompası (Şekil 6) hazırlayın. <ol><li> Yaklaşık 40 cm polietilen borunun uzun bir uzunluğa kesilir. Bir ucunda bir köreltilmiş bir iğne ve diğer bir bağlantı girişi takın. </li><li> Th hızını hesaplamak için, birçok programlanabilir pompa şırınga haznesinin çapını gerektirir (bilinen bir iç çapı olan bir şırınga içine ilaç hazırlayıne pompa kolu). Şırıngaya bir iğne takılır ve iğne ve boru içinden ilaç yükü. </li><li> Üreticinin talimatlarına göre pompanın içine şırınga yerleştirin. Başbakan pompa böylece ilaç konektör fişi sorunsuzca akıyor, ve infüzyon için hazırdır. </li></ol></li><li> Pompalamak için fareyi takın. <ol><li> Sabit fare tuşunu basılı tutun ve liman fiş yakın kateteri, kelepçe için hemostat kullanın. Fişini çıkarın ve şırınga ve boruya bağlı konnektörü ile değiştirin. NOT: Kan tüp yoluyla geri akmaya başlayabilir. </li><li> Hızla kateterin hacmi temizlemek için hızlı bir pompa yönetmek (tüp 6 cm hacmini gözlemleyerek deneysel hesaplanan), sonra hemen istenen infüzyon hızına geçin. </li></ol></li><li> Üç saatlik bir zaman süreci için Paklitksel infüzyon devam edin. <ol><li> Bu genellikle fare akışında bir tıkanma belirtisi olarak kavşaklarda sızıntıları kontrol etmek için zaman zaman boru izleyin.Infüzyon (uyuşukluk veya hiperaktivite, rahatsızlık belirtileri) için beklenen veya beklenmeyen reaksiyonları için fareyi izleyin. </li><li> Infüzyon uzunluğuna ve niteliğine bağlı olarak, fare yemek veya içmek, ancak kurumun kurulan politikaya göre yiyecek ve suya erişim sağlamak için emin olmayabilir. Büyük miktarda kan toplanması ile fareyi dehidrasyon için potansiyelin farkında olun. </li><li> Fare uzakta sıcaktan uzak kalmak isteyen görünen sürece, bir ısıtma yastığı veya lamba ile kafes sıcak tutmaya devam. Hayvan ameliyattan sonraki birkaç saat içinde ötenazi değilse, ameliyat sonrası ağrı için steril barınma koşulları ve tedavi dahil olmak üzere hayvan ameliyat sonrası tedavisi için planını uygulamak. </li><li> (Kötü bir ekleme işareti olabilir) borudan hiperaktivite yoluyla boru, ya da tahriş çekip almaz bunu sağlamak için, özellikle ilk birkaç dakika içinde, fare üzerinde bir yakından takip edin. Fare aşırı aktif değilse, sabit Monitohalka gerekli, ama hayvan boru içinde karışık almaz emin olmak için rutin fareyi kontrol olmayabilir. Koşum ve bağlama sistemi piyasada bulunmaktadır, ancak bunların kullanımı bu protokol kapsamı dışındadır. </li></ol></li><li> Örneklerinin toplanması. <ol><li> (Protokol, meme tümör modellerinden faydalanmak karotid kateterden ile aynı zamanda yerleştirilen bir boyun kateteri vasıtasıyla kan toplama dikkate takdirde) submandibuler ya da retro-orbital kan almalar ile düzenli aralıklarla kan örnekleri alınmalıdır. Infüzyon hattı çekmek için dikkatli olun. Retro-orbital kanamalardan tarafından toplanması durumunda, hafifçe bir inhalasyon anestezik ile fare uyutmak (örn metoksifluron) böylece bir fare sabitlemek için ense kapmak gerekmez. </li><li> Plazmadan kan hücreleri ayırmak için hemocrit santrifüj içinde kan dönerler. Faz ayrılması yüzüne tüp gol bir dosya veya elmas uçlu kalem kullanın. Tüp kırmak ve küçük, derin dondurucu güvenli tüp içine, sadece plazma toplamak. At Mağaza -Analiz edilinceye kadar 80 ° C. NOT: hemocrit santrifüj mevcut değilse, plazma kan hücrelerinin ayrılması için yüksek hızda bir mikro santrifüjde, kan mikro santrifüj tüpü içine örnek ve sıkma aktarın. Ikinci bir tüp içine plazma toplamak ve -80 ° C&#39;de saklayın. </li><li> CO 2 boğulma fare öldürülür. Sıvı azot ilgi ve flaş donma organlarından - (50 mg yaklaşık 20) ​​doku toplayın. Analiz edilinceye kadar -80 ° C&#39;de saklayın. </li></ol></li></ol> 4. Numune Analizi NOT: Bu protokol için tüm numuneler sıvı kromatografisi-tandem kütle spektrometresi ile bir dış laboratuvar aracılığıyla analiz edilmiştir - aşağıdaki gibi paklitaksel konsantrasyonları hesaplanır (LC MS / MS): <ol><li> Örneklerden paklitaksel ekstratının. % 0.1 asetik asit içinde bir doku örneği, ekstre etmeden önce% 50 metanol kullanılarak homojen. (Metil tert-bütil eter kullanılarak sıvı / sıvı ekstraksiyonu ile paklitaksel ekstratınınBir iç analog (dosetaksel) standardı ile güçlendirilmiş MTBE). MTBE&#39;yi ve kuru örnekleri çıkarın. % 50 asetonitril,% 0.1 asetik asit solüsyonu içinde yeniden süspanse edin. </li><li> Kalibrasyon standartları hazırlayın. (Doku örnekleri için 0.1 ila 5000 ng / ml arasında, plazma örneği için 1 ile 20.000 ng / ml) standartları nihai dizi elde etmek üzere, C57BL / 6 matrisi uygun geri paklitakselin bilinen bir konsantrasyon ekleyin. Yukarıdaki çalışma örneklerinde olduğu gibi aynı yöntemi kullanarak, kopya standartlar ayıklayın. Elektrosprey iyonizasyon HPLC / MS / MS ile örneklerinde paklitaksel tepe ölçün. </li><li> Iç standarda paklitakselin alanı oranı kullanılarak konsantrasyon hesaplanır. Eğri üzerinde oturması standart bir eğri ve interpolasyon çalışma örnekleri oluşturmak için kalibrasyon standartları kullanın. Homojenizasyon önce numunenin başlangıç ​​ağırlığı ile çalışma örneklerinin konsantrasyonunu normalleştirmek. </li></ol>

<ol>
	<li>Gallo, J. M., Li, S., Guo, P., Ma Reed, K., J, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Effect+of+P-Glycoprotein+on+Paclitaxel+Brain+and+Brain+Tumor+Distribution+in+Mice.">The Effect of P-Glycoprotein on Paclitaxel Brain and Brain Tumor Distribution in Mice.</a> Cancer Research. 63 (16), 5114-5117 (2003).</li><li>Sonnichen, D. S., Relling, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+Pharmacokinetics+of+Paclitaxel.">Clinical Pharmacokinetics of Paclitaxel.</a> Clinical Pharmacokinetics. 27 (4), 256-269 (1994).</li><li>Gianni, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonlinear+Pharmacokinetics+and+Metabolism+of+Paclitaxel+and+Its+Pharmacokinetic+/+Pharmacodynamic+Relationship+in+Humans.">Nonlinear Pharmacokinetics and Metabolism of Paclitaxel and Its Pharmacokinetic / Pharmacodynamic Relationship in Humans.</a> Journal Clinical Oncology. 13 (1), 180-190 (1995).</li><li>Sparreboom, A., Van Tellingen, O., Nooijen, W. J., Beijnen, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonlinear+Pharmacokinetics+of+Paclitaxel+in+Mice+Results+from+the+Pharmaceutical+Vehicle+Cremophor+EL.">Nonlinear Pharmacokinetics of Paclitaxel in Mice Results from the Pharmaceutical Vehicle Cremophor EL.</a> Cancer Research. 56 (9), 2112-2115 (1996).</li><li>Sparreboom, A., Van Tellingen, O., Nooijen, W. J., Beijnen, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+paclitaxel+and+metabolites+in+mouse+plasma,+tissues,+urine+and+faeces+by+semi-automated+reversed-phase+high-performance+liquid+chromatography.">Determination of paclitaxel and metabolites in mouse plasma, tissues, urine and faeces by semi-automated reversed-phase high-performance liquid chromatography.</a> Journal of Chromatography B: Biomedical Sciences and Applications. 664, 383-391 (1995).</li><li>Bradshaw-Peirce, E. L., Eckhardt, S. G., Gustafson, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Physiologically+Based+Pharmacokinetic+Model+of+Docetaxel+Disposition:+from+Mouse+to+Man.">A Physiologically Based Pharmacokinetic Model of Docetaxel Disposition: from Mouse to Man.</a> Clinical Cancer Research. 13, 2768-2778 (2007).</li><li>Eiseman, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+Pharmacokinetics+and+Tissue+Distribution+of+Paclitaxel+in+CD2F1+Mice.">Plasma Pharmacokinetics and Tissue Distribution of Paclitaxel in CD2F1 Mice.</a> Cancer Chemotherapy and Pharmacology. 34 (6), 465-471 (1994).</li><li>Schinkel, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Normal+Viability+and+Altered+Pharmacokinetics+in+Mice+Lacking+mdr1-type+(drug-transporting)+P-glycoproteins.">Normal Viability and Altered Pharmacokinetics in Mice Lacking mdr1-type (drug-transporting) P-glycoproteins.</a> Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 94, 4028-4033 (1997).</li><li>Fraser, I. J., Dear, G. J., Plumb, R., L&#8217;Affineur, M., Fraser, D., Skippen, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Use+of+Capillary+High+Performance+Liquid+Chromatography+with+Electrospray+Mass+Spectrometry+for+the+Analysis+of+Small+Volume+Blood+Samples+from+Serially+Bled+Mice+to+Determine+the+Pharmacokinetics+of+Early+Discovery+Compounds.">The Use of Capillary High Performance Liquid Chromatography with Electrospray Mass Spectrometry for the Analysis of Small Volume Blood Samples from Serially Bled Mice to Determine the Pharmacokinetics of Early Discovery Compounds.</a> Rapid Communications in Mass Spectrometry. 13 (23), 2366-2375 (1999).</li><li>Bateman, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduction+of+Animal+Usage+by+Serial+Bleeding+of+Mice+for+Pharmacokinetic+Studies:+Application+of+Robotic+Sample+Preparation+and+Fast+Liquid+Chromatography+&#8211;+Mass+Spectrometry.">Reduction of Animal Usage by Serial Bleeding of Mice for Pharmacokinetic Studies: Application of Robotic Sample Preparation and Fast Liquid Chromatography &#8211; Mass Spectrometry.</a> Journal of Chromatography B: Biomedical Sciences and Applications. 754 (1), 245-251 (2001).</li><li>Berndt, K., Vogel, J., Buehler, C., Vogt, P., Born, W., Fuchs, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+repeated+drug+infusion+into+the+femoral+artery+of+mice.">A new method for repeated drug infusion into the femoral artery of mice.</a> J. Am. Assoc. Lab Animal Sci. 51 (6), 825-831 (2012).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Squibb+&amp;+Sons,+L.L.C..">Squibb &amp; Sons, L.L.C..</a> Drug Information for TAXOL (Paclitaxel) Injection. , (2011).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abraxis+BioScience+L.L.C.">Abraxis BioScience L.L.C.</a> Full Prescribing Information ABRAXANE for Injectable suspension (paclitaxel protein-bound particles for injectable suspension) (albumin-bound). , (2013).</li><li>Fergusson, G., Ethier, M., Zarrouki, B., Font&#233;s, G., Poitout, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Model+of+Chronic+Nutrient+Infusion+in+the+Rat.">A Model of Chronic Nutrient Infusion in the Rat.</a> J. Vis. Exp. (78), (2013).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Karotis arter infüzyon paklitaksel farmakokinetiği bu çalışmada önemli bir tekniktir. Karotid arter infüzyon hızlı bir şekilde dolaşım sistemi 14 içinde ilacı dağıtmak için bir yöntemdir. 3 saat infüzyon bolus enjeksiyonlar daha taksanlann gibi ilaçların klinik yönetiminin yakın bir mimik olduğunu. Ameliyat güvenilir tek bir kişi tarafından yapılabilir, ameliyat süresi oldukça kısadır ve başarı oranları&gt;% 75 vardır. Numuneler toplandıktan sonra, bunlar, uygun yöntemler...

Karotis yoluyla ilaç verme cihaz ve teknik optimize güvenilir ve tekrarlanabilir şekilde gerçekleştirilebilir. O ince detaylara kontrolü ve dikkat gerektiren her ne kadar prosedür, karmaşık değil. Üstün bakım ve maharet karotis arter izole ve genellikle uygulama yoluyla elde edilebilir kateter takılması için ihtiyaç vardır. Deneyimli bir teknisyen tarafından Cerrahi bir saat geçmemelidir. (Fare gerçek ilaç infüzyonunun tepki olabilir) başarılı bir cerrahi sonrasında fare normal ve sağlıklı görünen olmalıdır ve ilaç (lar), kontrollü, üniform sürekli bir dozajda tatbik edilebilir. Kan örnekleri, karotid arter dışında kalan bir bölgede alınmalıdır; retro-orbital kanamalar ilaç konsantrasyonlarının analizi için toplanması kolay ve tatmin edici olmuştur. Optimum boyutu ve şekli kateterler başarılı bir infüzyon 11 performans paha biçilmez bir varlık vardır. Bu kateterler mevcut commerciall bulunduy genelde çok büyük ve / veya fare karotis arter kolay erişim için izin vermek için çok esnek olması. Bu infüzyon şırınga fareyi bağlamak için kullanılan polietilen borudan moda kateterler tercih kanıtladı. Böylece, tüm boru, bağlantı ve iğneler infüzyon düzeneğinin basitleştirilmiş tutarlı boyutlar, vardı. Bu teknik kullanılarak, bu yine de görülebilir ve karotid artere kan akımı kateter ilk tespit edilir kadar sonra geri değildir noktadan sonra arter içine kateter ucu itmek için gerekli değildir. Bu arter delinmesiyle veya kateter sahip tehlikeler kan akışının yüksek basınç aracılığı ile dışarı itilir azaltır. Kateter tasarımı Burada böylece dikişlerle iyi kateter güvence ve cerrahi bant bir öncelik olduğunu, bir yerde tutmak için &quot;çarpmak&quot; dahil değildir. İnfüzyonlar klinik daha iyi bir uygulama benzeri olarak, ortak bir IV bolus enjeksiyonu tercih edilebilirBöyle taksanlara 3, 12, burada açıklanan 13. tekniği olarak ilaç, başlangıçta boyun veya femoral ven erişim meme tümör büyümesi ve / veya ekleme alanının aşırı vaskularizasyonu engellediği burada fare modellerinin içine infüzyon sağlamak için geliştirilmiştir. Bu yöntem, çoğu zaman da tümörsüz farelerdeki uygun olabilir: jugular duvarın eğiliminin çok daha başarısız girmeleri ve tamamlamak için sorunlara neden rip çünkü izole edilmesi ve karotis kateterizasyonu, ancak biraz daha fazla invasif biz, bu tercih jugular bulunmuştur 3 saat süre ders. Burada gösterilen sonuçlar, C57BL / 6J ile ilgili olsa da (in-house-yetiştirilmiş) fareler, başarılı bir transgenik manipüle fare modellerinde farmakokinetiklerini takip etmek, FVB ve karışık suşlar da dahil olmak üzere, farelerde çeşitli suşları içine paklitaksel aşılamak için bu tekniği kullandık Hücresel taşıyıcı fonksiyonlarını aşağı düzenleyecek. Kan ve doku örnekleri paclitax beklenen seviyelerde gösterdi ToplananEl, boyun infüzyon 1 sonra görülen seviyelerin aralığındadır. Bu teknik, diğer fare modellerinde ve infüzyon çözeltileri ile eşit derecede iyi çalışırlar beklenebilir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="846">
	<tbody>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:293px;">Table of specific reagents and equipment:</td>
			<td style="width:185px;">Source:</td>
			<td style="width:111px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:259px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Polyethylene tubing 0.024&#8221;OD X 0.011&#8221;ID&#160;</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">PE10</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Stainless steel port plug (30 gauge)</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">NB-30</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">2 Stainless steel connector plugs (28 gauge)</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">PP-28</td>
			<td style="width:259px;">Slightly larger than PE tubing ID, to fit snugly and keep a tight seal.</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">3 Blunted needles (30 gauge)</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">C-30</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">3 1cc syringes</td>
			<td style="width:185px;">Becton, Dickinson and Co.</td>
			<td style="width:111px;">309659</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Sterile 0.9% Saline solution</td>
			<td style="width:185px;">Hospira</td>
			<td style="width:111px;">0409-7984-37</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Cath-Loc HGS Heparin/Glycerol Solution&#160;</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">HGS</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Silk suture</td>
			<td style="width:185px;">Braintree Scientific, Inc.</td>
			<td style="width:111px;">SUT-S&#160;113</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Vanna Scissors (micro-scissors)</td>
			<td style="width:185px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:111px;">14122</td>
			<td style="width:259px;">This model has a curved tip, but straight-tip scissors work as well.</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Hartman Mesquito Hemostatic Forceps</td>
			<td style="width:185px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:111px;">501705</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Betadine Swabsticks</td>
			<td style="width:185px;">Perdue Products L.P.</td>
			<td style="width:111px;">BSWS1S</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Bupivacaine</td>
			<td style="width:185px;">Hospira</td>
			<td style="width:111px;">0409-1160-01</td>
			<td style="width:259px;">May be replaced with Lidocaine, or similar local anesthesia.</td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Paclitaxel</td>
			<td style="width:185px;">LC Laboratories</td>
			<td style="width:111px;">P-9600</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Methanol</td>
			<td style="width:185px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:111px;">32213</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">Micro-Hematocrit Capillary Tubes, Heparinized</td>
			<td style="width:185px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">22-362-566</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">&#160;Capillary Tube Sealant&#160;</td>
			<td style="width:185px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:111px;">02-678</td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="70">
			<td height="70" style="height:70px;width:293px;">C57BL/6J mice</td>
			<td style="width:185px;">Fox Chase Cancer Center, Laboratory Animal Facility in-house-bred</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
		<tr height="48">
			<td height="48" style="height:48px;width:293px;">API 4000 Q-Trap mass spetrometer</td>
			<td style="width:185px;">Applied Biosystems</td>
			<td style="width:111px;"></td>
			<td style="width:259px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

carotid artery infusions for pharmacokinetic and pharmacodynamic analysis of taxanes in mice

Yeni bir sistemi içine bir ilaç, ilaç kombinasyonu veya bir ilaç teslimat kullanımını öneren zaman, bir çalışma modeli içindeki ilacın farmakokinetiklerini değerlendirmek gerekir. Fare modelleri kullanımı genellikle klinik öncesi ilaç keşfi ve ilaç geliştirme 1-8 hayati adım olarak, bir üniforma, tekrarlanabilir bir şekilde farelere uyuşturucu sokmak için bir sistem tasarlamak gereklidir. İdeal olarak, sistem, bir ayar süresi boyunca düzenli aralıklarla kan örnekleri toplanmasını izin vermelidir. Kütle spektrometresi ile ilaç konsantrasyonlarını ölçmek için yeteneği, tek tek farelerden 1, 9, 10, zaman içinde plazma ilaç seviyelerindeki değişiklikleri takip etmek araştırmacılara sağladı. Bu çalışmada, paklitaksel, üç üzerinde sürekli bir arteryal infüzyon olarak transgenik farelerin sokuldu saat kan örnekleri aynı anda ayar zaman noktalarında retro-orbital kanamalardan tarafından alınmıştır ise. Karotis arter infüzyon juguler ven infüzyon için potansiyel bir alternatif, faktörler gibi vardırmeme tümörleri veya diğer engel şah infüzyon pratik yapmak. Bu tekniği kullanarak, plazma ve dokuda paklitaksel konsantrasyonları juguler infüzyon ile karşılaştırıldığında benzer seviyelerde elde etti. Bu eğitimde, biz başarıyla tek fare modeli için optimize edilmiş bir kateter hazırlayarak karotid arter kateterizasyonu nasıl göstereceğiz, sonra eklemek ve fare karotis artere kateter sabitleyin, arka dışarı kateterin ucunu iplik nasıl göstermek fare boyun ve ilaç akışı kontrollü bir oranını vermek için bir pompa fare kanca. Birden çok düşük hacimli bir retro-orbital kan zamanla plazma ilaç konsantrasyonlarının analiz edilmesi için izin verir.

<html> Paklitaksel dağıtımı 165 dk düşük hızda infüzyon ardından 15 dakika yüksek hızda infüzyon 3 saat dozlama rejimi sırasında öngörülebilir desenleri, izler. Şekil 1 juguler ven-infüzyon plazma paklitaksel konsantrasyonları ve karotis arter-infüzyon bir karşılaştırmasını göstermektedir. Paklitaksel konsantrasyonları başlangıçta yüksek hacimli infüzyon sonraki ilk 15 dakika hızlı bir şekilde açılır ve daha sonra bir sonraki 150 dakik...

Watch this Scientific Journal Video about Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice at JoVE.com

Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

Bu yöntem, fare modellerinde yeni ilaçların farmakokinetiğini değerlendirmek için, karotid arter yoluyla sabit bir ilaç çözeltisi sunmak amacı ile geliştirilmiştir.

Farelerde Taksanlar Farmakokinetik ve Farmakodinamik Analiz Karotis Arter İnfüzyonlar

When proposing the use of a drug, drug combination, or drug delivery into a novel system, one must assess the pharmacokinetics of the drug in the study ...

carotid-artery-infusions-for-pharmacokinetic-pharmacodynamic-analysis

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Pharmacokinetics and Pharmacodynamics

Medicine

Unit 1

Pharmacokinetic Models

SCIENTISTS IN ACTION

22.7K Görüntüleme.  Fox Chase Cancer Center.  Bu yöntem, fare modellerinde yeni ilaçların farmakokinetiğini değerlendirmek için, karotid arter yoluyla sabit bir ilaç çözeltisi sunmak amacı ile geliştirilmiştir. 

Video: Carotid Artery Infusions for Pharmacokinetic and Pharmacodynamic Analysis of Taxanes in Mice

A Model of Disturbed Flow-Induced Atherosclerosis in Mouse Carotid Artery by Partial Ligation and a Simple Method of RNA Isolation from Carotid Endothelium

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified version of carotid partial ligation methods [1,2] to show that it acutely induces low and oscillatory flow conditions, two key characteristics of disturbed flow, in the mouse common carotid artery. Using this model, we have provided direct evidence that disturbed flow indeed leads to rapid and robust atherosclerosis development in Apolipoprotein E knockout mouse [3]. We also developed a method of endothelial RNA preparation with high purity from the mouse carotid intima [3]. Using this mouse model and method, we found that partial ligation causes endothelial dysfunction in a week, followed by robust and rapid atheroma formation in two weeks in a hyperlipidemic mouse model along with features of complex lesion formation such as intraplaque neovascularization by four weeks. This rapid in vivo model and the endothelial RNA preparation method could be used to determine molecular mechanisms underlying flow-dependent regulation of vascular biology and diseases. Also, it could be used to test various therapeutic interventions targeting endothelial dysfunction and atherosclerosis in considerably reduced study duration.

This describes a partial carotid ligation surgery, which causes disturbed flow conditions and subsequent atherosclerosis development (in two weeks) with intraplaque neo-vascularization (in four weeks) in the mouse common carotid artery. We also describe a novel method of RNA isolation from the carotid intima, providing high purity endothelial RNA.

Kısmi ligasyon Fare Karotis Arter Disturbed Akış Kaynaklı Ateroskleroz ve Karotis Endotel RNA İzolasyonu Basit Bir Yöntem Bir Model

Despite the well-known close association, direct evidence linking disturbed flow to atherogenesis has been lacking. We have recently used a modified ...

Tıp

Modeling Stroke in Mice - Middle Cerebral Artery Occlusion with the Filament Model

Stroke is among the most frequent causes of death and adult disability, especially in highly developed countries. However, treatment options to date are very limited. To meet the need for novel therapeutic approaches, experimental stroke research frequently employs rodent models of focal cerebral ischaemia. Most researchers use permanent or transient occlusion of the middle cerebral artery (MCA) in mice or rats.
Proximal occlusion of the middle cerebral artery (MCA) via the intraluminal suture technique (so called filament or suture model) is probably the most frequently used model in experimental stroke research. The intraluminal MCAO model offers the advantage of inducing reproducible transient or permanent ischaemia of the MCA territory in a relatively non-invasive manner. Intraluminal approaches interrupt the blood flow of the entire territory of this artery. Filament occlusion thus arrests flow proximal to the lenticulo-striate arteries, which supply the basal ganglia. Filament occlusion of the MCA results in reproducible lesions in the cortex and striatum and can be either permanent or transient. In contrast, models inducing distal (to the branching of the lenticulo-striate arteries) MCA occlusion typically spare the striatum and primarily involve the neocortex. In addition these models do require craniectomy. In the model demonstrated in this article, a silicon coated filament is introduced into the common carotid artery and advanced along the internal carotid artery into the Circle of Willis, where it blocks the origin of the middle cerebral artery. In patients, occlusions of the middle cerebral artery are among the most common causes of ischaemic stroke. Since varying ischemic intervals can be chosen freely in this model depending on the time point of reperfusion, ischaemic lesions with varying degrees of severity can be produced. Reperfusion by removal of the occluding filament at least partially models the restoration of blood flow after spontaneous or therapeutic (tPA) lysis of a thromboembolic clot in humans.
In this video we will present the basic technique as well as the major pitfalls and confounders which may limit the predictive value of this model.

Filamentous occlusion of the Middle cerebral artery is a common model for studying ischemic stroke in mice.

Fare Modelleme İnme - Filament Model Orta Serebral Arter Tıkanıklığı

Stroke is among the most frequent causes of death and adult disability, especially in highly developed countries. However, treatment options to date are ...

Modified Technique for Coronary Artery Ligation in Mice

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI we need better knowledge about pathophysiology of myocardial ischemia. This knowledge may be valuable to define new therapeutic targets for innovative cardiovascular therapies4. Experimental MI model in mice is an increasingly popular small-animal model in preclinical research in which MI is induced by means of permanent or temporary ligation of left coronary artery (LCA)5. In this video, we describe the step-by-step method of how to induce experimental MI in mice.
The animal is first anesthetized with 2% isoflurane. The unconscious mouse is then intubated and connected to a ventilator for artificial ventilation. The left chest is shaved and 1.5 cm incision along mid-axillary line is made in the skin. The left pectoralis major muscle is bluntly dissociated until the ribs are exposed. The muscle layers are pulled aside and fixed with an eyelid-retractor. After these preparations, left thoracotomy is performed between the third and fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The proximal segment of LCA artery is then ligated with a 7-0 ethilon suture which typically induces an infarct size ~40% of left ventricle. At the end, the chest is closed and the animals receive postoperative analgesia (Temgesic, 0.3 mg/50 ml, ip). The animals are kept in a warm cage until spontaneous recovery.

The surgical procedure used to induce experimental myocardial infarction in mice begins with left thoracotomy between the third and the fourth ribs in order to visualize the anterior surface of the heart and left lung. The left coronary artery is ligated, the chest is closed and the mouse is allowed to recover spontaneously.

Fare Koroner Arter Ligasyonu için Modifiye Tekniği

Myocardial infarction (MI) is one of the most important causes of mortality in humans1-3. In order to improve morbidity and mortality in patients with MI ...

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce atherosclerosis (reviewed in 1 and 2). The role of shear stress has been extensively studied in vitro investigating the influence of flow dynamics on cultured endothelial cells 1,3,4 and in vivo in larger animals and humans 1,5,6,7,8. However, highly reproducible small animal models allowing systematic investigation of the influence of shear stress on plaque development are rare. Recently, Nam et al. 9 introduced a mouse model in which the ligation of branches of the carotid artery creates a region of low and oscillatory flow. Although this model causes endothelial dysfunction and rapid formation of atherosclerotic lesions in hyperlipidemic mice, it cannot be excluded that the observed inflammatory response is, at least in part, a consequence of endothelial and/or vessel damage due to ligation.
In order to avoid such limitations, a shear stress modifying cuff has been developed based upon calculated fluid dynamics, whose cone shaped inner lumen was selected to create defined regions of low, high and oscillatory shear stress within the common carotid artery 10. By applying this model in Apolipoprotein E (ApoE) knockout mice fed a high cholesterol western type diet, vascular lesions develop upstream and downstream from the cuff. Their phenotype is correlated with the regional flow dynamics 11 as confirmed by in vivo Magnetic Resonance Imaging (MRI) 12: Low and laminar shear stress upstream of the cuff causes the formation of extensive plaques of a more vulnerable phenotype, whereas oscillatory shear stress downstream of the cuff induces stable atherosclerotic lesions 11. In those regions of high shear stress and high laminar flow within the cuff, typically no atherosclerotic plaques are observed.
 
In conclusion, the shear stress-modifying cuff procedure is a reliable surgical approach to produce phenotypically different atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice.

The constricting cuff presented in this article is designed to induce atherosclerosis in the murine common carotid artery. Due to the conical shape of its inner lumen the implanted cuff generates well-defined regions of low, high and oscillatory shear stress triggering the development of atherosclerotic lesions of different inflammatory phenotypes.

Fare Shear stres İndüklenmiş Ateroskleroz Tetikleme Karotis Kol İmplantasyonu

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

Restenoz Çalışmaları Karotis Arter Stent İmplantasyonu bir murin Modeli

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Adult Mouse Venous Hypertension Model: Common Carotid Artery to External Jugular Vein Anastomosis.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model creating an artificial fistula between the common carotid artery (CCA) and the external jugular vein (EJV) has been widely described and proved technically feasible. This construct provokes a consistent cerebral venous hypertension (CVH), and therefore has helped studying the contribution of venous hypertension to formation, clinical symptoms, and prognosis of brain AVMs and dural AVFs. Equivalent mice models have been only scarcely described and have shown trouble with stenosis of the fistula. An established murine model would allow the study of not only pathophysiology but also potential genetic therapies for these cerebrovascular diseases.
We present a model of arteriovenous fistula that produces a durable intracranial venous hypertension in the mouse. Microsurgical anastomosis of the murine CCA and EJV can be difficult due to diminutive anatomy and frequently result in a non-patent fistula. In this step-by-step protocol we address all the important challenges encountered during this procedure. Avoiding excessive retraction of the vein during the exposure, using 11-0 sutures instead of 10-0, and making a carefully planned end-to-side anastomosis are some of the critical steps. Although this method requires advanced microsurgical skills and a longer learning curve that the equivalent in the rat, it can be consistently developed.
This novel model has been designed to integrate transgenic mouse techniques with a previously well-established experimental system that has proved useful to study brain AVMs and dural AVFs. By opening the possibility of using transgenic mice, a broader spectrum of valid models can be achieved and genetic treatments can also be tested. The experimental construct could also be further adapted to the study of other cerebrovascular diseases related with venous hypertension such as migraine, transient global amnesia, transient monocular blindness, etc.

We describe a method for creating a reliable model of cerebral venous hypertension in the adult mouse. This model has been widely described and tested in the rat. This new counterpart in the mice opens the possibility of using genetic modified animals and thereby broadens the applications of the model.

Yetişkin Fare Venöz Hipertansiyon Modeli: Dış Boyun Ven Anastomoza Ortak Karotis Arter.

The understanding of the pathophysiology of brain arteriovenous malformations and arteriovenous fistulas has improved thanks to animal models. A rat model ...

Modeling Stroke in Mice: Permanent Coagulation of the Distal Middle Cerebral Artery

Stroke is the third most common cause of death and a main cause of acquired adult disability in developed countries. Only very limited therapeutical options are available for a small proportion of stroke patients in the acute phase. Current research is intensively searching for novel therapeutic strategies and is increasingly focusing on the sub-acute and chronic phase after stroke because more patients might be eligible for therapeutic interventions in a prolonged time window. These delayed mechanisms include important pathophysiological pathways such as post-stroke inflammation, angiogenesis, neuronal plasticity and regeneration. In order to analyze these mechanisms and to subsequently evaluate novel drug targets, experimental stroke models with clinical relevance, low mortality and high reproducibility are sought after. Moreover, mice are the smallest mammals in which a focal stroke lesion can be induced and for which a broad spectrum of transgenic models are available. Therefore, we describe here the mouse model of transcranial, permanent coagulation of the middle cerebral artery via electrocoagulation distal of the lenticulostriatal arteries, the so-called &#8220;coagulation model&#8221;. The resulting infarct in this model is located mainly in the cortex; the relative infarct volume in relation to brain size corresponds to the majority of human strokes. Moreover, the model fulfills the above-mentioned criteria of reproducibility and low mortality. In this video we demonstrate the surgical methods of stroke induction in the &#8220;coagulation model&#8221; and report histological and functional analysis tools.

Various murine models of middle cerebral artery occlusion (MCAO) are widely used in experimental brain research. Here, we demonstrate the model of transcranial permanent distal MCAO which produces consistent cortical infarction of a size corresponding to damage imposed by the majority of human ischemic strokes.

Farelerde Modelleme İnme: Distal Orta Serebral Arter Daimi Pıhtılaşma

Stroke is the third most common cause of death and a main cause of acquired adult disability in developed countries. Only very limited therapeutical ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Karotis Arter ve Ven Juguler kateterizasyon bir Bilinçli Rat Modelinde, İnfüzyonları ve Kan Örnekleme hemodinamik Tedbirleri Gerçekleştirme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Sıçan Karotis Arter Vasküler Balon Yaralanma ve intraluminal İdaresi

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric chloride injury is now a well-established technique to rapidly and accurately induce the formation of thrombi in exposed veins or artery of small and large diameter. This model has played a key role in the study of the pathophysiology of thrombosis, in the discovery and validation of novel antithrombotic drugs and in the understanding of the mechanism of action of these new agents. Here, the implementation of this technique on a mesenteric vessel and carotid artery in mice is presented. The method describes how to label circulating leukocytes and platelets with a fluorescent dye and to observe, by intravital microscopy on the exposed mesentery, their accumulation at the injured vessel wall which leads to the formation of a thrombus. On the carotid artery, the occlusion caused by the clot formation is measured by monitoring the blood flow with a Doppler probe.

The FeCl3 induced thrombosis model in mice is described herein. A method to monitor thrombus growth by intravital microscopy observation on a mesenteric vessel and by blood flow measurement in the carotid artery is presented.

Ferric Klorür kaynaklı Karotis Arter ve Mezenter Gemi Tromboz Fare Modeli

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...