Aşağıdaki protokol 20-35 g farelerde iyi çalışan bir sistemi tarif eder. Yöntem basitçe kateter boyutunu değiştirerek büyük veya daha küçük farelere adapte olabilir. Tüm hayvan protokolleri Johns Hopkins Üniversitesi Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından kabul edildi. 1. Akciğer damlatma <ol><li> Entübasyon için kullanılacak ticari 1-inç uzunluğunda 20 g intravenöz kanül Select. </li><li> El ile Şekil 1 &#39;de gösterildiği gibi, uç bir hafif bir eğrilik oluşturmak için büküm kateter ucunu değiştirin. </li><li> IP ketamin (100 mg / kg) ve ksilazin (15 mg / kg) karışımı ile fare enjekte anestezisi, ve refleks hareketinin olmaması ile anestezi teyit etmektedir. Hemen anestezi sonrası gözlerde veteriner merhem sürün. Anestezi gözleri veteriner merhem uygulamak ve cerrahi sonrası ve aşılama analjezi için Karprofen (5-10 mg / kg SQ) vermek hemen sonra. </li><li> Mou yerleştirineğimli bir platform üzerinde se yatar. Şekil 2&#39;de gösterildiği gibi, ameliyat dikiş ipliği döngüler ile büyük bir ofis birleştirici çok iyi işler bantlanmış. </li><li> Boyun ve temiz ventral bölümünü Tıraş ve% 70 alkol ile boyun alanı dezenfekte edin. Yeni latex ve pudrayla eldivenlerle,% 70 alkol ile dezenfekte cerrahi aletler kullanmayın. </li><li> Kullanımı keskin makas yaklaşık 12 mm alt kesici altında boyun küçük bir cerrahi kesi yapmak. </li><li> Bir forseps yavaşça boyun cildi çekme ile trakea ventral duvarı görülebilir kaudale kadar. </li><li> Yavaşça dilini geri çekin ve fare ventral yüzeyine doğru eğik bükük ucu ile kanül yerleştirin. 1.4 gibi boyun cilt üzerinde nazikçe çekin ve trakea içine kanül yerleştirin. NOT: Küçük bir uygulama ile, kateter trakea aşağı hareket görünür olacaktır. O yemek borusu giderse, o zaman kateterin hareketinin hiçbir görsel nişan olacak. Hiçbir kesiTrakea yapılır. </li><li> Kateter boyun trakea görüldüğü sonra, güvenilir olmak o yaklaşık 5 mm ileri ses telleri geçti ama yine de karinanın üstünde. </li><li> Bir jel yükleme pipet ile kateter içinden enjekte edilerek sıvının 50 ul kadar aşılamak hazırlayın. Diş hub ucu yerleştirin, ancak farenin nefes ucu senkron sıvı hareketini gözlemlemek için dikkatle göz enjekte etmeden önce. Ardından instillate enjekte. </li><li> 1 ml şırınga ile hemen akciğerlerde sıvı derin dağıtma yardımcı olmak için kateter yoluyla akciğerlere hava 0,6 ml nispeten hızlı enflasyonu yapın. Kanül kaldırın. </li><li> Kanül kaldırın. </li><li> Vetbond için paket eki talimatlarına uygun olarak, küçük bir cerrahi yara kapatma siyanoakrilat yapıştırıcı madde küçük bir miktar kullanın. Bireysel kafeslerde fareler yerleştirin ve uyanmak kadar görsel onları izlemek ve discomf herhangi bir gösterge olmadan normal davranmayaort. </li></ol> 2. Akciğer Fixation Not: tüm deney prosedürleri bir farede yapılır, akciğerler formaldehid (veya arzu edilen herhangi fiksatif) ile sabitlenmesi ile histolojik işlem için hazır hale edilebilir. <ol><li> Bir IACUC kabul edilebilir prosedüre fare Kurban. Videoda gösterilen temsili fare, bir anestezi fare servikal dislokasyon kullanılır. </li><li> Cerrahi, trakea ventral tarafında ortaya küçük bir kesim yaparak ve trakea içine 18 G saplama iğne ucu takarak, ve iplik ile bağlayarak (zaten bitmiş değilse) bir trakeostomi gerçekleştirin. </li><li> Dikkatle, orta hat kesi ile göğüs kafesi açmak için diyaframı kesip, ve akciğerler açığa lateral göğüs duvarları kaldırmak. </li><li> Formaldehit içeren bir halka standında bir rezervuar iğnenin diş ucunu. Şekil 3 Bkz. </li><li> 25 cm MM&#39;nin seviyesinden formaldehit üst yüzeyini ayarlamase. Şekil 3 Bkz. Sonraki bir vana sonuna dışarı akışkan çalıştırarak tespit tüp hava olduğundan emin olun. Rezervuar tüp trakea kanül diş ucunu. Formaldehit ile akciğerlerini şişirmek için musluğunu açın. En az 20 dakika boyunca basınç altında akciğerlere bırakın. </li><li> Formaldehit ile akciğerlerini şişirmek için musluğunu açın. En az 20 dakika boyunca basınç altında akciğerlere bırakın. </li><li> Sonra, saplama iğnenin ucunun ötesine trakea kapalı kravat. Bu uncannulated trakea daha açığa iğne geri yavaşça çekin yardımcı olabilir. Güvenli bağlı olduğunda, stopcock çıkarın. </li><li> Dikkatle akciğerleri teşrih. </li><li> Gecede formaldehit içinde akciğerleri yerleştirin. Daha uzun zaman ince ve bazı lekeler ya da prosedürler belirli süreleri belirtebilirsiniz. Ayrıca bu gibi z-düzeltme başka bir sıvı sabitleyici, uygulaması ve daldırma için kullanılabilir. </li><li> Daha fazla işlenmeden önce histolojik ölçmekBir sonraki açıklandığı gibi sabit akciğer hacmi. </li></ol> Sabit Akciğer Hacim 3. Ölçüm <ol><li> . Şekil 4&#39;te gösterildiği gibi Archimedes prensibi kullanılarak akciğer hacmini ölçmek formaldehit sabit akciğer çıkarın ve kalp ve herhangi bir diğer non-akciğer dokusu disseke. </li><li> Tamamen su altında akciğerleri tutmak için kullanılan bir önce inşa basit ev yapımı tel destek aygıtı kullanın. NOT: Bu cihaz kullanılıyor hangisi denge ile uyumlu hale gerekmektedir. Şekil 5&#39;te gösterilen tipik bir cihaz, plastik pipet ve ince (20 G) telden yapılır. Bu sistem videoda kullanılan denge ile iyi çalışır, ancak kolayca en Laboratuvar teraziler adapte olabilir. </li><li> Su içinde bir yerde destekleyici kafes denge ve dara su ≈200 ml beher yerleştirin. . Şekil 6&#39;ya bakın metal kafes çıkarın; Su yüzeyinde akciğer koyun ve su altında basınkafesi ile. </li><li> Denge üzerinde ağırlığını kaydedin. Bu sayı, su yerinden hacmini yansıtır ve dolayısıyla akciğer hacminin doğrudan bir ölçüsüdür. Emin akciğer veya dikiş veya kenarlarına veya beher alt değmeyecek tel kafes herhangi bir bölümünü yapmak için dikkatli olun. </li><li> Doğruluk için, bu ölçümü tekrarlayın. Bir doku üzerinde su akciğer ve kurutun. Yerinde tekrar kafes ile beher dara ve akciğer hacim ölçümü tekrarlayın. İki hacim ölçümleri daha sonra ortalaması alınmalıdır. Not: akciğerler fazla yaklaşık bir hafta için formalin içerisinde kalır, akciğerlerdeki hava sıvı içinde çözülmektedir. Bu durumda, akciğer batar, bu nedenle batık akciğer tutmak için Şekil 5&#39;te olduğu gibi herhangi bir cihazı kullanmak için artık gerekli değildir. Bu durumda hacmi, Şekil 4 &#39;de gösterildiği gibi tamamen daldırılmış kadar ameliyat dikiş ipliği diziden biri ile akciğer tutarak, sadece ile ölçülebilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European review for medical and pharmacological sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society/European+Respiratory+Society:+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure.">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).</li><li>Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methodology+for+the+measurement+of+mucociliary+function+in+the+mouse+by+scintigraphy.">Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy.</a> J Appl Physiol. 90, 1111-1117 (2001).</li><li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung.">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e50601 (2013).</li><li>Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+10%+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage.</a> American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).</li><li>Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Mouse+Lung+Volumes+Inflated+with+Air+and+Instilled+Fixatives.">Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives.</a> Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).</li><li>Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+measurement+of+lung+volumes+in+mice.">In vivo measurement of lung volumes in mice.</a> Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).</li></ol>

Burada anlatılan prosedürler çeşitli avantajları vardır. İlk Gerekli ekipman basit ve ucuzdur. İkincisi, entübasyon hızla birkaç hatalar yapılabilir. Üçüncüsü, sabit akciğer hacmi sabit basınçta akciğerlere düzeltmek ve daha sonra ölçebilme akciğer 10 yapıların veya hücrelerin düzgün ölçümü sağlar. Entübasyon için bir olası olumsuz küçük cerrahidir. Bu 2. instillation gerekiyorsa prosedürü tekrarlayın yeteneğini sınırlayabi...

Bir takım nedenlerden, akciğer kanseri yaygın farede çalışılmamıştır. Bunun bir nedeni, akciğere erişim in vivo olarak çok zordur ve sabit akciğer kantitatif analiz genel olarak yapılmaz olmasıdır. Bu yazıda anlatılan yöntemler bu durumu düzeltmek için tasarlanmıştır. Hedefler burada büyük akciğer kanseri ya da diğer patolojiler ile kurulum ve fare akciğerlerin analizine yardımcı olacak basit yöntemler tarif vardır. Bu yaklaşımlardan hiç biri bütünüyle yeni olmakla birlikte, burada tarif edildiği gibi basitleştirilmiş biçimde tek başına yöntemlerle bir araya sunulmamıştır. Öncelikle uzunlamasına çalışmalarda bireysel farelerde tekrar akciğer fonksiyonunu veya bronkoalveoler lavaj yapmanın amacıyla fare akciğer entübasyon için yöntemler tarif etmişlerdir el yazması bir dizi olmuştur. Orijinal kağıt beri, mous farklı yaklaşımlar tarif var diğer bazı kağıtlar olmuşture entübasyon 1 -9. Bu yöntemlerin tümü başarıyla kullanılabilir olsa da, genellikle önemli bir eğitim gerektirir ve bir nontrivial başarısızlık oranı olmadan sık sık değildir. Buna ek olarak, akciğer fonksiyon ölçümleri gerçekleştirmek amacıyla, kanül herhangi bir hava kaçağı olmaması için yeterince sıkı bir şekilde uyacak trakea gerekmektedir. Ancak, entübasyon başka pratik kullanım akciğere doğrudan belirli maddeler (kanser hücrelerini ya da diğer hakaret) ya da tedavi edici ilaçlar teslim etmektir. Böyle bir prosedür sıkı uydurma kanül ne de herhangi bir gelişmiş solunum fonksiyon ekipman gerektirmez. Burada gösterilen bu yöntemin yeni özelliği yemek borusu giren kanülün herhangi imkanı olmadan entübasyon izin veren küçük bir cerrahi prosedür gerektirir. Bu basit yaklaşım, nispeten daha az eğitim veya deneyime sahip başarılı entübasyon sağlar. En çok 30 fareler / saat sıfıra yaklaşan bir başarısızlık oranı ile bu yaklaşımı kullanılarak tedavi edilebilir. T kezO fareler yaralı ya da kanserli akciğerler sonra histolojik ve patolojik analiz için kaldırılabilir, kurban edilecek hazırız. Ancak, düzgün diğer akciğerler ile karşılaştırıldığında herhangi bir histolojik değişkenleri ölçmek için, bu tespit prosedürleri standardize ve düzgün bir şekilde monte akciğer hacmini 10 ölçmek esastır. Bu yazıda ayrıntılı olarak standardize tespit usullerinin yanı sıra sabit akciğer hacmini ölçmek için bir yol sağlayan basit yordamlar açıklanır. Böyle bir hacim tespiti olmadan, sadece göreli yoğunlukları 10 ölçülebilir çünkü hacim, histoloji miktarının önemli bir ölçümdür. Akciğer hacmi bilinmektedir Ancak, bir kez hücreler ve akciğerde diğer yapısal ölçümler mutlak ölçüm daha sonra ölçülebilir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Laboratory Balance</td>
			<td>Ohaus</td>
			<td>Adventurer Pro Model AV 313&#160;</td>
			<td>Other balances can be used if they have a range of 1 - 300g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 g Luer intravenous catheter</td>
			<td>Insylte</td>
			<td></td>
			<td>Several other possible vendors, e.g., Jelco Optiva</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 mL laboratory bottle</td>
			<td>Various</td>
			<td></td>
			<td>Several other possible vendors</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research

Yaralanmasına veya fareler öldürmeden doğrudan akciğere canlı ajanlar, hücreleri veya kimyasal aşılamak yetenek akciğer kanser araştırmalarında önemli bir araçtır. Solunum fonksiyon ölçümleri için fareler entübe nasıl gösteren yayınlanmış bir dizi yöntem olmasına rağmen, hiçbiri farelerin büyük kohortlarda hızlı trakeal damlatma potansiyel sorunsuz vardır. Bu yazıda, basit ve hızlı bir yöntem etkin bir biçimde bu tür instilasyonları yürütmek için bir müfettiş sağlayan tarif edilmektedir. Yöntem, herhangi bir özel alet veya aydınlatma gerektirmez ve çok az uygulama ile öğrenilebilir. Bu, bir fare anestezi trakea görselleştirmek için boyun küçük bir kesi yapıyor ve daha sonra doğrudan bir intravenöz kateter takmadan içerir. Ufak bir kesik hızlı bir doku yapışkanı ile kapatılır ve farenin iyileşmelerine izin verilir. Yetenekli bir öğrenci ya da teknisyen 2 dk / fare ortalama hızında instilasyonları yapabilirsiniz. T kezKanser kurulduğunda da akciğerlere kantitatif histolojik analiz için bir ihtiyaç sık sık vardır. Geleneksel fiksasyon sırasında akciğer enflasyonu standardize etmek zahmet etmeyin, genellikle patolog ve analizler genellikle oldukça öznel olabilir bir puanlama sistemine dayanmaktadır. Bu bazen bir akciğer tümörü büyüklüğü brüt tahminler için yeterli yeterli olabilirken, akciğer yapısı veya hücrelerin herhangi bir uygun stereolojik miktar tekrarlanabilir tespit prosedürü ve sonraki akciğer hacmi ölçümünü gerektirir. İşte biz de baskı altında akciğerleri sabitleme ve daha sonra doğru sabit akciğer hacmini ölçmek için basit, güvenilir prosedürler açıklanmaktadır. Tek şart, 1 mg-300 g aralığında doğru olan bir laboratuar dengedir. Böylece burada sunulan prosedürleri büyük ölçüde farelerde akciğer kanserlerini oluşturmak tedavi ve analiz etme yeteneğini geliştirmek olabilir.

Prosedür, tek başına herhangi genel sonuçlara yol etmez ilk protokolde tarif eder. Bu, yalnızca doğrudan nefes borusu içine maddeleri aşılamak için çok güvenilir bir araç tarif eder. 7 trypan blue Burada anlatılan yöntemle damlatıldı olan bir akciğer bir örneğini göstermektedir. Trakea veya farelere 11,12 doğrudan verilen diğer boyalar ya da izleyiciler ile görülmüştür ne benzer boya yaygın dağıtım vardır. Biz de sırasıyla yaygın fibrozis v...

Watch this Scientific Journal Video about Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research at JoVE.com

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

Bu yazının amacı, büyük ölçüde akciğer kanseri ya da diğer patolojiler ile kurulum ve fare akciğerlerin analizine yardımcı olacak basit yöntemler tarif etmektir. Biz sadece ve güvenilir akciğer instilasyonlar, fiksasyon ve akciğer hacim ölçümleri yürütmek için 3 protokol sunuyoruz.

Fare Akciğer Kanseri Araştırma Faydalı instillation ve Fiksasyon Yöntemi

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

instillation-and-fixation-methods-useful-in-mouse-lung-cancer-research

Research

JoVE Journal

Medicine

28.1K Görüntüleme.  Johns Hopkins University.  Bu yazının amacı, büyük ölçüde akciğer kanseri ya da diğer patolojiler ile kurulum ve fare akciğerlerin analizine yardımcı olacak basit yöntemler tarif etmektir. Biz sadece ve güvenilir akciğer instilasyonlar, fiksasyon ve akciğer hacim ölçümleri yürütmek için 3 protokol sunuyoruz. 

Video: Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

Oral Skuamöz Hücre Karsinomu Ortotopik Fare Modeli Tümör Hücre Invasion Multi-foton Görüntüleme

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

Tıp

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Fare Akciğer Entübasyonun Basit Bir Yöntem

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

Noninvaziv Entübasyon Fare Akciğer Patolojisi ve Fizyolojisi Eğitim için

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

Fare Diyafram Fonksiyonu Diagnostik Ultrason Görüntüleme

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as models of pulmonary disease often resemble the situation of the human lung much better than mice do. Working with large animals also offers the opportunity to sample the same animal repeatedly over a certain course of time, which allows long-term studies without sacrificing the animals.
The aim was to establish in vivo sampling methods for the use in a bovine model of a respiratory Chlamydia psittaci infection. Sampling should be performed at various time points in each animal during the study, and the samples should be suitable to study the host response, as well as the pathogen under experimental conditions.
Bronchoscopy is a valuable diagnostic tool in human and veterinary medicine. It is a safe and minimally invasive procedure. This article describes the intrabronchial inoculation of calves as well as sampling methods for the lower respiratory tract. Videoendoscopic, intrabronchial inoculation leads to very consistent clinical and pathological findings in all inoculated animals and is, therefore, well-suited for use in models of infectious lung disease. The sampling methods described are bronchoalveolar lavage, bronchial brushing and transbronchial lung biopsy. All of these are valuable diagnostic tools in human medicine and could be adapted for experimental purposes to calves aged 6-8 weeks. The samples obtained were suitable for both pathogen detection and characterization of the severity of lung inflammation in the host.

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

This article describes bronchoscopic techniques in the bovine lung under experimental conditions, i.e. bronchoscopically guided inoculation, bronchoalveolar lavage, bronchial brushing, and transbronchial lung biopsy.

Biyomedikal Araştırma Sığır Akciğer: Görme Kılavuzlu Bronkoskopi, intrabronşiyal Aşılama ve<em&gt; In Vivo</em&gt; Örnekleme Teknikleri

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as ...

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

Entübasyon-aracılı intratrakeal (IMIT) damlatma: A Noninvaziv, Lung-özel Dağıtım Sistemi

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Studying Pancreatic Cancer Stem Cell Characteristics for Developing New Treatment Strategies

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor initiation, metastasis and resistance to radio- and chemotherapy. Here we describe a specific methodology for culturing primary human pancreatic CSCs as tumor spheres in anchorage-independent conditions. Cells are grown in serum-free, non-adherent conditions in order to enrich for CSCs while their more differentiated progenies do not survive and proliferate during the initial phase following seeding of single cells. This assay can be used to estimate the percentage of CSCs present in a population of tumor cells. Both size (which can range from 35 to 250 micrometers) and number of tumor spheres formed represents CSC activity harbored in either bulk populations of cultured cancer cells or freshly harvested and digested tumors 1,2. Using this assay, we recently found that metformin selectively ablates pancreatic CSCs; a finding that was subsequently further corroborated by demonstrating diminished expression of pluripotency-associated genes/surface markers and reduced in vivo tumorigenicity of metformin-treated cells. As the final step for preclinical development we treated mice bearing established tumors with metformin and found significantly prolonged survival. Clinical studies testing the use of metformin in patients with PDAC are currently underway (e.g., NCT01210911, NCT01167738, and NCT01488552). Mechanistically, we found that metformin induces a fatal energy crisis in CSCs by enhancing reactive oxygen species (ROS) production and reducing mitochondrial transmembrane potential. In contrast, non-CSCs were not eliminated by metformin treatment, but rather underwent reversible cell cycle arrest. Therefore, our study serves as a successful example for the potential of in vitro sphere formation as a screening tool to identify compounds that potentially target CSCs, but this technique will require further in vitro and in vivo validation to eliminate false discoveries.

Pancreatic cancer stem cells (CSCs) can be expanded in vitro using the anchorage-independent sphere culture technique, which represents a powerful tool to study CSC biology and can serve as the first step to develop novel CSC-targeting therapies. Here the methodology for expanding, analyzing and targeting of pancreatic CSCs is provided.

Pankreas Kanseri Yeni Tedavi Stratejileri Geliştirme Hücre Özellikleri Kök incelenmesi

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor ...

Working with Human Tissues for Translational Cancer Research

Medical research for human benefit is greatly impeded by the necessity for human tissues and subjects. However, upon obtaining consent for human specimens, precious samples must be handled with the greatest care in order to ensure integrity of organs, tissues, and cells to the highest degree. Unfortunately, tissue processing by definition requires extraction of tissues from the host, a change which can cause great cellular stress and have major repercussions on subsequent analyses. These stresses could result in the specimen being no longer representative of the site from which it was retrieved. Therefore, a strict protocol must be adhered to while processing these specimens to ensure representativeness. The desired assay(s) must also be taken into consideration in order to ensure that an optimal technique is used for sample processing. Outlined here is a protocol for tissue retrieval, processing and various analyses which may be performed on processed tissue in order to maximize downstream production from limited tissue samples.

Translational cancer research is dependent on extraction of human tissues. Much work has gone into optimizing extraction methods for ex vivo analysis. Here, we describe tissue processing methods allowing for maximal data output from limited samples.

Translational Kanser Araştırma İnsan Doku ile Çalışma

Medical research for human benefit is greatly impeded by the necessity for human tissues and subjects. However, upon obtaining consent for human ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

Fareyle sağ ventriküler diyastolik parametrelerin ekokardiyografik ölçümü

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Lung Fixation under Constant Pressure for Evaluation of Emphysema in Mice

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung fixation to produce reliable histological specimens of the lung. Due to the nature of the lung&rsquo;s structural composition, which consists largely of air and tissue, there is a risk that it collapses or deflates during the fixation process. Various lung fixation methods exist, each of which has its own advantages and disadvantages. The lung fixation method presented here utilizes constant pressure to enable optimal tissue evaluation for studies using an emphysematous mouse lung model. The main advantage is that it can fix many lungs with the same condition at one time. Lung specimens are obtained from chronic cigarette smoke-exposed mice. Lung fixation is performed using specialized equipment that enables the production of constant pressure. This constant pressure maintains the lung in a reasonably inflated state. Thus, this method generates a histological specimen of the lung that is suitable to evaluate cigarette smoke-induced mild emphysema.

Presented here is a useful protocol for lung fixation that creates a stable condition for histological evaluate of lung specimens from a mouse model of emphysema. The main advantage of this model is that it can fix many lungs with the same constant pressure without lung collapse or deflation.

Farelerde AmfizemIn Değerlendirilmesi İçin Sabit Basınç Altında Akciğer Fiksasyonu

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung ...