Yazarlar, histopatoloji yardımı için Jo Hill&#39;e, ameliyat tekniği eğitimi için Dr. John Gleysteen&#39;e, videografi yardımı için Tessa Diebel&#39;e, eleştirel görüş ve tartışmalar için Wong ve Coussens laboratuvarlarının tüm üyelerine ve mali destek için OHSU Knight Cancer Institute&#39;a teşekkür ederler. Yazarlar, T32GM071388-10 ve T32CA106195-11&#39;den CEG&#39;e, NCI / NIH&#39;ye, Savunma Bakanlığı Göğüs Kanseri Araştırma Programı&#39;na, Susan G Komen Vakfı&#39;na, Meme Kanseri Araştırma Vakfı&#39;na ve Bir Kansere Karşı Stand Up - Lustgarten Vakfına verdikleri desteği onaylarlar MHW&#39;ye Vakfı Ödüllendiren Kadın Sağlığı Çemberi olan LMC&#39;ye ve MHW&#39;ye ve LMC&#39;ye Brenden-Colson Pankreas Sağlığı Merkezi&#39;ne Pankreas Kanseri Yakınsama Düşü Ekipleri Translasyonel Araştırma Granti (SU2C-AACR-DT14-14) verdi.

Aşağıdaki protokolde kullanılan hayvanlar, Hayvan Refahı Yasası düzenlemelerine ve Halk Sağlığı Hizmeti (PHS) Politikasına uyumlu olacak şekilde tasarlanan Oregon Sağlık ve Bilim Üniversitesi&#39;nin Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanım Komitesi (IACUC) tarafından kapsanmaktadır. Steril koşulların bakımı: Sterilize edilmiş aletler kullanılmalı ve fareler arasında steril gazlı bezle silinmeli, PBS içinde durulanır ve ardından en az 15 dakika dezenfekte edici% 70 etanolle sterilize edilmelidir. Hayatta kalma ameliyatları için cerrahi bir başlık, yüz maskesi, elbise ve eldiven giyilmelidir. Hayatta kalma ameliyatları için hayvanın ameliyat öncesi hazırlığı aşağıdaki protokole dahil edilmiştir. Reaktiflerin ve ekipmanların bir listesi için Tablo 1&#39;e bakın. 1. Primer Memeli Tümörlerden Tek Hücreli Süspansiyonların İzolasyonu ve Hazırlanması <ol><li> Denekli dişi 100 günlük transgenik MMTV-PyMT (FVB / n) farelerde anestezi uygulayın ve c altında tutunAnestezi maskesi vasıtasıyla% 2 izofluran uygulayarak onutuous sedasyon. Farenin, ayak bileği sıkışmayan bir refleksle düzgün şekilde anestezi edildiğinden emin olun. </li><li> Steril bir ortamda meme tümörünü steril makas kullanarak üstteki deri ve çevre doku dokusundan ve / veya lenf düğümlerinden ayırarak 100 günlük transgenik dişi MMTV-PyMT (FVB / n) farelerdeki primer meme tümörlerini rezekte edin. Anestezi uygulanmış fareleri servikal dislokasyonla euthanize edin. </li><li> Steril makas veya bir neşterle, primer tümörleri elle küçük parçalara (~ 1.0 mm 3 ) koyun. Tümör parçalarını 3.0 mg / mL kollajenaz A&#39;ya ve 4.0 U / mL DNase I&#39;e DMEM içerisinde çözündürün. 1.0 cm çaplı tümör için ~ 10 mL yukarıdaki sindirim ortamını kullanın. <ol><li> Steril 25 mL&#39;lik bir şişede ~ 125 rpm&#39;de ve 37 ° C&#39;de 40 dakika süreyle steril bir karıştırma çubuğu ile sindirim yapın. </li></ol></li><li> % 10&#39;luk nihai bir seyreltiye fetüs sığır serumu (FBS) ekleyerek sindirimi durdurun ve tüm karışımı wEt buz burada muhafaza edilir. </li><li> Sindirilmiş tümör süspansiyonunu 0,7 μm&#39;lik bir naylon süzgeçten 50 mL&#39;lik bir konik tüpe süzün ve süzgeçte kalan tümörleri atın. Süpernatantı 300 xg&#39;de 4 ° C&#39;de santrifüjleyin. </li><li> 1.0 cm tümör başına pelet 10 mL DMEM&#39;de süspansiyon haline getirin ve 0.7 μm&#39;lik bir naylon süzgeç ile yeniden filtre edin. Hücre konsantrasyonunu sayın, daha sonra 4 ° C&#39;de 300 xg&#39;de santrifüjleyin. </li><li> 2 x 10 7 canlı hücre / mL&#39;lik bir konsantrasyonda% 90 FBS ile% 10 dimetil sülfoksit içinde süspanse edin pelet. Tüm primer tümörün tek hücre süspansiyonlarını -80 ° C&#39;de saklayın. </li></ol> 2. Anne tümörünün ortotopik enjeksiyonu <ol><li> Donmuş primer tümör süspansiyonlarını 37 ° C&#39;de kısmen çözdürüp dondurulmuş pelet kriyojenik tüpten 20 mL DMEM&#39;ye salınana ve hücreleri sayana kadar eritin. 4 ° C&#39;de 300 xg&#39;de santrifüjleyin ve hücreleri 1: 1 DMEM&#39;de tekrar süspansiyon haline getirin: büyüme faktörü azaltılmış çözündürülmüş bazal membran hazırlığı eEngelbreth-Holm-Swarm (EHS) fare sarkomundan 1 x 10 7 hücre / mL konsantrasyonda çıkarıldı (Bkz . Malzeme Tablosu ). </li><li> Anestezi uygulanmış alıcı dişi syngeneic fare ventral tarafı yerleştirin ve bir anestezi maskesi ile% 2 izofluran uygulayarak sürekli sedasyon altında korumak. </li><li> Sağdaki 4. meme bezi enjeksiyon alanını aerosol haline getirilmiş% 70 etanol kullanarak sterilize edin ve steril bir pamuklu çubuk ile Poli (vinilpirolidon) -İyodan geçirin. </li><li> 29 G 0.3 mL insülin şırıngası kullanılarak, 6 ila 10 haftalık dişi FVB / N fare temizlenmemiş sağ 4 meme bezine 100 uL (dondurulmuş primer tümör süspansiyonlardan, 1 x 10 6 canlı hücreler) konik yan enjekte edilir. </li></ol> 3. Ortotopik meme tümörünün cerrahi rezeksiyonu <ol><li> Tümör hücresi enjekte edildikten sonra 38-60 gün sonra, farelere hacim olarak 3 mm&#39;lik 450-172 arasında [x uzunluğunda uzanan ortotopik tümör hacimleri arzetmeyen ötenazi (genişliği 2 <// 2] (enjekte edilen farelerin yaklaşık% 75&#39;i). </li><li> Bir anestezi maskesi ile% 2 izofluran uygulamak suretiyle sürekli sedasyon altında uygun tümör boyutu ventral tarafı gösteren anestezi uygulanmış fareler yerleştirin ve fare uygunsuz ayak tutam refleksiyle düzgün şekilde anestezi doğrulayın. Sedasyon sırasında kuruluğu önlemek için gözlere veteriner merhemi uygulayın. </li><li> Primer tümörü çevreleyen cerrahi alanı sterilize etmek için% 70 etanol püskürtün, daha sonra bir steril pamuklu çubuk ile Poli (vinilpirolidon) -İyoden uygulayın. NOT: Cerrahi bölgedeki epilasyon% 5 farelerde deri ekskoriasyonları ve / veya enfeksiyonlarla sonuçlanmıştır ve bu nedenle bu adımdan çıkarılmıştır (veriler gösterilmemiştir). </li><li> Şekil 1C&#39;de gösterildiği gibi, tümörün medial-kaudal künt makas kullanılarak ilk cilt insizyonu yapın. </li><li> Sonra, tümörün medialinde cildin üstün bir eksizyonu yapın ( Şekil 1C ). Herhangi bir vaskülatürü cauterize etme ihtiyacına dikkat edin.Insizyonu uzatmadan önce deride bulunan tümörü düzenleyebilir. </li><li> Deri kesisini lateral olarak (tümörün posterioru) devam edin, daha sonra üstün bir deri eksizyonu (tümöre lateral) ve medial eksizyonu (tümöre üstün) ( Şekil 1C ) yapın. </li><li> Cilt tümör çevresinde çevresel olarak eksize edildikten sonra ( Şekil 1C ), tümörü karın duvar kas sisteminden uzakta keserek ve meme bezlerini sağlam tutarak, forseps kullanarak tümörün üstündeki cildi kaldırın. </li><li> (Künt diseksiyon ile) belirlenmesi ve 4 ve 5. meme bezlerinin içinden geçen büyük gemiler dağlamak. </li><li> Tüketim yaklaşık tümör serbest dağlama sitesinde 4 ve 5. meme bezlerinin yarısı üzerinde bulunan deri ve meme bezleri (Şekil 1C) bölümleri. </li><li> Kanama durumunda, aktif kanamayı tanımlayınGemileri derhal saklayın ve hemen onlara koterleyin. 250 μL&#39;den fazla kan kaybederse, fareyi çalışmadan çıkarın ve euthanize edin. </li><li> Yara klipleri ile yara klipi uygulayıcısı kullanarak eksizyon yerlerini kapatın ( Şekil 1C ). NOT: Ameliyattan 10 gün sonra yara klipslerini bir yara klipsi çıkarıcı ile çıkartın. </li><li> Deri altı (hayvanin vücut ağırlığının% 4&#39;ü) sıcak steril salin uygulayın ve hayvanı bir ısı lambası ile sıcak tutun. Anesteziden kurtulma işlemi sırasında 5-10 dakikada bir hayvanları kontrol edin. NOT: Bupivakain veya lidokain uygulaması post-operatif mortaliteyi artırmıştır (veriler gösterilmemiştir). Ameliyattan 1 saat sonra ağrı belirtileri gösteren (ağrıyan, taşımak istemeyen, damat yapamayan) fareler ötenazi görmüştür. <ol><li> Fareler tamamen kurtarıldıktan sonra, diğer farelerin şirketlerine geri gönderin. </li></ol></li></ol> Akım Sitometri ve Histoloji için Kan Akciğerinin İzolasyonu ve İşlenmesi &lt;ol&gt; <li> Çalışma bitim noktalarında, istenirse fareleri çeşitli histopatolojik değerlendirmeler için hazırlayın. Ötenaziden 90 dakika önce, her fareye, 1x PBS&#39;de 6.25 μg / μL&#39;lik bir konsantrasyonda bromodeoksiüridin (BrdU, 50 μg / g fare ağırlığı) intraperitoneal bir enjeksiyonu yapın. NOT: Dondurulmuş çözünmüş bromodeoksiuridin stokları, hazırlandıktan sonraki 1 ay içerisinde kullanılır. </li><li> Anestezi uygulanan fare ile ötenazi uygulamasının başlamasından 10 dakika önce, heparinize kılcal tüpler kullanarak retroorbital kan (&gt; 500 μL) toplayın ve ardından buz üzerinde tutulan dipotasyum EDTA ile kaplanmış tüplere aktarın. </li><li> Göğüs ve periton boşlukları (Şekil 2A) ortaya çıkarmak için ağza alt karın makas ile orta hat kesi yapmak, akciğerler ve geri kalan meme dokusu kaldırmak ve deri soyma için yanal olarak da meme inci kalan sağ 4. ve 5. ortaya çıkarmak için bezleri. </li><li> Geriye kalan meme bezi dokusunu tüketim yapın ve i(FFPE) dokusunu, hematoksilen ve eozin (H &amp; E) boyama ile değerlendirerek birincil tümör büyümesini göz önüne almamaktadır ( Ek Şekil 1 ). </li><li> Akciğerleri çıkarmak için abdominal duvarı makasla diyaframa açın, akciğerlerin perfüzyonundan önce kan boşaltmak için karın aortunu keserek hayvanını euthanize edin ( Şekil 2B -2C ). </li><li> Diyaframı, akciğer ve kalpten kaçınmayı sağlayan abdominal bir yaklaşımla kaburga kafesi boyunca kesin. Daha sonra, göğüs kafesini, göğüs kafesinin yan kenarlarını keserek maruz bırakın ( Şekil 2D ). </li><li> 20 mL şırınga üzerinde 23 gauge iğne kullanarak akciğerler tamamen beyaza dönüşene kadar kalp sağ ventrikülünden ~ 5.0 mL DPBS (~ 10 mL / dakika) ile akciğerleri boşaltın ( Şekil 2E -2F ). Ana gemiden kalbi derhal kesYani kan akciğerine yeniden nüfuz etmez. </li><li> Akciğer dokusunun histopatolojik değerlendirmeler için işlenmesi için, 23 gauge iğne ( Şekil 2G - 2H ) kullanarak maruz kalmış trakea şişkin tarafı yukarı doğru akciğerlere doğru ~ 1.0 mL% 10 formalin 4 ° C&#39;de enjekte edin. Akciğerler tamamen genişletilir ve fiksatif ile dolduğunda enjeksiyon kesilir ( Şekil 2I ). </li><li> Trakeadan akciğer loblarını ayırın ve standart histopatolojik prosedürlere göre akupunktur akciğer dokusunu nötral tamponlu formalinde, sonraki parafin yerleştirme veya OCT-dondurucu ortam için düzeltin. </li><li> Akciğerlerdeki metastatik yükü FFPE akciğer dokusunun kesit bölümlemesi ile nicel olarak değerlendırın ve mikrotom kesitlerini (100 μm, on üç bölüm) H &amp; E boyama ile değerlendirin ( Şekil 1B ). </li></ol>

<ol>
	<li>Fantozzi, A., Christofori, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+breast+cancer+metastasis.">Mouse models of breast cancer metastasis.</a> Breast Cancer Res. 8, 212 (2006).</li><li>Howlader, N. N. A., Krapcho, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> SEER Cancer Statistics Review 1975-2008. , (2011).</li><li>National Comprehensive Cancer Network. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Breast Cancer (Version 3.2014). , (2016).</li><li>Kataja, V., Castiglione, M., Group, E. G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locally+recurrent+or+metastatic+breast+cancer:+ESMO+clinical+recommendations+for+diagnosis,+treatment+and+follow-up.">Locally recurrent or metastatic breast cancer: ESMO clinical recommendations for diagnosis, treatment and follow-up.</a> Ann Oncol. 19 Suppl 2, 11-13 (2008).</li><li>Margolese, R. G., Hortobagyi, G. N., Buchholz, T. A., Kufe, D. W., Pollock, R. E., Weichselbaum, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Management of Metastatic Breast Cancer. Holland-Frei Cancer Medicine. , (2003).</li><li>Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+mammary+tumors+by+expression+of+polyomavirus+middle+T+oncogene:+a+transgenic+mouse+model+for+metastatic+disease.">Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease.</a> Mol Cell Biol. 12, 954-961 (1992).</li><li>Kouros-Mehr, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GATA-3+links+tumor+differentiation+and+dissemination+in+a+luminal+breast+cancer+model.">GATA-3 links tumor differentiation and dissemination in a luminal breast cancer model.</a> Cancer Cell. 13, 141-152 (2008).</li><li>Minn, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+that+mediate+breast+cancer+metastasis+to+the+lung.">Genes that mediate breast cancer metastasis to the lung.</a> Nature. 436, 518-524 (2005).</li><li>Qian, B. Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=FLT1+signalling+in+metastasis-associated+macrophages+activates+an+inflammatory+signature+that+promotes+breast+cancer+metastasis.">FLT1 signalling in metastasis-associated macrophages activates an inflammatory signature that promotes breast cancer metastasis.</a> J Exp Med. 212 (9), 1433-1448 (2015).</li><li>Verkooijen, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patients'+refusal+of+surgery+strongly+impairs+cancer+survival.">Patients' refusal of surgery strongly impairs cancer survival.</a> Ann Surg. 242 (2), 276-280 (2005).</li><li>Peinado, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pre-metastatic+niches:+organ-specific+homes+for+metastasis.">Pre-metastatic niches: organ-specific homes for metastasis.</a> Nat Rev Cancer. 17 (5), 302-317 (2017).</li></ol>

Yazarlar burada sunulan verilerle çelişen herhangi bir açıklama yapmamıştır.

Değişiklikler ve sorun giderme: Tümör karın duvarından uzak künt diseksiyon yaparken, tümör karın duvarına yapışmış kalabilir. Bu, tümör enjekte edilen farelerin &lt;% 5&#39;inde gözlenmiştir (veriler gösterilmemiştir). Karın duvarına yapışık tümörleri olan fareler için, fare, birincil tümör yeniden büyümesi olmaksızın rezeksiyon zor olduğu için ötenazi yapılmalıdır. Model / teknik sınırlamaları...

Kuzey Amerika&#39;daki kadınların yaşam boyu% 12 oranında meme kanseri riski 2 vardır ; Bu kişilerin çoğunluğunun ameliyat yoluyla primer tümörler çıkarılacağı ve kanser alt tipine bağlı olarak adjuvan ortamında hedefe bağlı, endokrin, kemo ve / veya radyoterapi alacağı 3 . Örnekler, anti-östrojen terapileri alan hormon reseptörü pozitif kanserler tanısı konan kadınlar ve radyasyon / kemoterapi ile HER2 hedefli terapiler alan HER2 pozitif tümörleri olan kadınlar olmakla birlikte, üçlü negatif tümörler için henüz hedeflenmiş tedaviler mevcut değildir 3 . Radyasyon, kemoterapi, kişiselleştirilmiş ve hormonal esaslı cerrahi rezeksiyon eklemelerindeki ilerlemelere rağmen, evre II veya III hastalık 4 olarak teşhis edilen kadınların% 30-70&#39;inde hastalık tekrar eder; çünkü terapiler uzak organlarda metastatik hastalığın ortadan kaldırılmasında büyük ölçüde etkisizdir; Akciğer, kemik, bYağmur ve / veya karaciğer 5 . Metastatik hastalık primer tümör yeniden büyümesinin olmaması durumunda ortaya çıktığı zaman bu, özellikle önemli bir konudur; bu da, kesin ameliyat sırasında, dissemine malign hücrelerin muhtemelen ikincil organlarda zaten mevcut olduğunu ima eder. Bu nedenle, metastatik tümörlerin yok olmasını veya yavaş büyümesini sağlayabilen terapilere acilen ihtiyaç vardır. Meme karsinogenezisin de novo fare modelleri, neoplastik ilerlemesinin 1 düzenleyen mekanizmaların açığa dikkat çekecek derecede bilgilendirici olmuş olmakla mevcut modeller ayrıca çeşitli sınırlamalara sahiptir. Bunlardan biri, de novo transgenik modellerin tipik olarak birden fazla meme bezi içerisinde primer tümörler geliştirdiği gerçeğidir; burada primer tümör yükü çalışma sürelerini sınırlar. Primer tümör hücresi kaçışı ve metastatik tohumlama, muhtemelen bu modellerde neoplastik progresyonun erken döneminde ortaya çıkarken, metastatik tümörlerin açık gelişimi geç ortaya çıkar veFare modeli ve gerinim arka planı, çoğunlukla kısmen penetrantır 1 . Bu ayrıca, ikincil organlarda metastazı düzenleyen moleküllerin keşfi için de novo modellerin kullanımını sınırlar ve adjuvan ortamında önleyici etkinliğin değerlendirilmesi için sınırlandırılır. Bu kısıtlamaları ortadan kaldırmak için, akciğerlere yönelik meme kanseri metastazının de novo otonom modeli geliştirdik. Son evre de novo meme tümörleri taşıyan ebeveyn transgenik dişiler (diğer bir deyişle , burada açıklanan çalışmalar için FVB / n suşu zemininde MMTV-PyMT) yaklaşık 100 gün 6 yaşlandırılır ve bu noktada primer tümörler cerrahi olarak rezeke edilir ve enzimatik olarak Tek hücreli süspansiyonlar. Süspansiyonlar (1 x 10 6 hücre) sırayla ortotopik olarak 6-7 haftalık alıcı eş merkezli dişi farelere eksplane edilir ve burada tekli primer meme tümörleri 38 ila 60 günlük süre boyunca gelişir ( 3 mm), alıcı farelere anestezi yapılır ve primer tümörler cerrahi cerrahi alanda tümörün yeniden büyüdüğü kadınlarda cerrahi (Ek Şekil 1) ile uyumlu, en aza inecek şekildedir çıkartılmaktadır. Fareler, FVB / n suşu zemininde, ameliyat sonrası ~ 115 gün boyunca% 45 penetransli akciğerlerde histolojik olarak saptanabilir metastatik odak gelişir ( Şekil 1B ). Metastatik tümör büyümesinin uzatılmış gecikmesi ile model, adjuvan tedavi sunumu için ve primer tümörlerin cerrahi olarak çıkarılmasını takiben metastatik ilerlemeyi etkileyen biyolojiyi aydınlatmak ve değerlendirmek için benzersiz bir şekilde konumlandırılmıştır.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="718">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:292px;">Isofluorane</td>
			<td style="width:140px;">Piramal Healthcare</td>
			<td style="width:119px;">N/A</td>
			<td style="width:167px;">Prescription order</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Collagenase A</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11088793001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DNase I</td>
			<td>Roche</td>
			<td>10104159001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>12634010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">25 mL Pyrex bottle</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS139525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fetal Bovine Serum</td>
			<td>Atlanta Bio&#160;</td>
			<td>S11150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.7 &#181;m nylon strainer&#160;</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">50 mL conical tube&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>89039-658</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dimethyl sulfoxide</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D2650</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Growth factor-reduced Matrigel&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>354230</td>
			<td>Growth factor-reduced solubilized basement membrane preparation extracted from the Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) mouse sarcoma</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Poly(vinylpyrrolidone)&#8211;Iodine complex</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>PVP1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">29 gauge 0.3 mL insulin syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>324702</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Small Vessel Cauterizer Kit</td>
			<td>FST</td>
			<td>18000-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Wound clips</td>
			<td>Texas Scientific</td>
			<td>205016</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AutoClip wound clip applier&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>427630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AutoClip wound clip remover&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>427637</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bromodeoxyuridine</td>
			<td>Roche</td>
			<td>10280879</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Heparinized capillary tubes&#160;</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>22362566</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microtainer tubes with dipotassium EDTA&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>365974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">20 mL syringe&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>309661</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DPBS</td>
			<td>Thermo-Fisher</td>
			<td>14190-250</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">OCT-freezing medium&#160;</td>
			<td>VWR</td>
			<td>25608930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Formalin, Buffered, 10% (Phosphate Buffer)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>SF100-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">23g needle</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>14-826-6B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FVB/n mouse</td>
			<td>Jackson Laboratories</td>
			<td>001800</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

surgical procedures and methodology for a preclinical murine model of de novo mammary cancer metastasis

A rate-limiting aspect of transgenic mouse models of mammary adenocarcinoma is that primary tumor burden in mammary tissue typically defines study end-points. Thus, studies focused on elucidating mechanisms of late-stage de novo metastasis are compromised, as are studies examining efficacy of anti-cancer therapies targeting mediators of metastasis in the adjuvant setting. Numerous murine mammary cancer models have been developed via targeted expression of dominant oncoproteins to mammary epithelial cells yielding models variably mimicking histopathologic and transcriptome-defined breast cancer subtypes common in women1. While much has been learned regarding the biology of mammary carcinogenesis with these models, their utility in identifying molecules regulating growth of late-stage metastasis are compromised as mice are typically euthanized at earlier time points due to significant primary tumor burden. Moreover, since a significant percentage of women diagnosed with breast cancer receive adjuvant therapy after surgical resection of primary tumors and prior to presence of detectable metastatic disease, preclinical models of de novo metastasis are urgently needed as platforms to evaluate new therapies aimed at targeting metastatic foci. To address these deficiencies, we developed a murine model of de novo mammary cancer metastasis, wherein primary mammary tumors are surgically resected, and metastatic foci subsequently develop over a 115 day post-surgical period. This long latency provides a tractable model to identify functionally significant regulators of metastatic progression in mice lacking primary tumor, as well as a model to evaluate preclinical therapeutic efficacy of agents aimed at blocking functionally significant molecules aiding metastatic tumor survival and growth.

Daha MMTV PyMT farelerden türetilen primer meme tümörlerinden, 1 x 10 6 hücre alan alıcı farelerin% 75, daha 172 ila 450 mm3 38-60 içinde gün arasında değişen tek bir meme adenokarsinomu geliştirmek (veriler gösterilmemiştir). Daha sonra randomize edilmeye uygun olan fareler, gösterildiği gibi primer tümörlerin cerrahi rezeksiyonunu takiben çalışma gruplarına alınır ( Şekil 1C ). Primer tümör yeniden büyümes...

Watch this Scientific Journal Video about Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis at JoVE.com

Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis

Meme kanseri metastazını hedef alan adjuvan tedaviyi değerlendiren klinik öncesi modeller eksiktir. Buna değinmek için, de novo pulmoner meme adenokarsinom metastazına ait bir fare modeli geliştirdik, burada adjuvan ortamında (primer tümörlerin cerrahi sonrası rezeksiyonu) uygulanan terapiler önceden tohumlanmış pulmoner metastazları etkilemek için etkinlik açısından değerlendirilebilir.

Klinik Öncesi Bir Murin Modeli İçin Cerrahi Prosedürler ve Metodoloji<emDe Novo</emMeme Kanseri Metastazı

A rate-limiting aspect of transgenic mouse models of mammary adenocarcinoma is that primary tumor burden in mammary tissue typically defines study ...

surgical-procedures-methodology-for-preclinical-murine-model-de-novo

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis

13.7K Görüntüleme.  Oregon Health & Science University.  Meme kanseri metastazını hedef alan adjuvan tedaviyi değerlendiren klinik öncesi modeller eksiktir. Buna değinmek için, de novo pulmoner meme adenokarsinom metastazına ait bir fare modeli geliştirdik, burada adjuvan ortamında (primer tümörlerin cerrahi sonrası rezeksiyonu) uygulanan terapiler önceden tohumlanmış pulmoner metastazları etkilemek için etkinlik açısından değerlendirilebilir. 

Video: Surgical Procedures and Methodology for a Preclinical Murine Model of De Novo Mammary Cancer Metastasis

A Detailed Protocol for Characterizing the Murine C1498 Cell Line and its Associated Leukemia Mouse Model

The intravenous injection of C1498 cells into syngeneic or congenic mice has been performed since 1941. These injections result in the development of acute leukemia. However, the nature of this disease has not been well documented in the literature. Here, we provide a technical protocol for characterizing C1498 cells in vitro and for determining the nature of the induced leukemia in vivo. The first part of this procedure is focused on determining the hematopoietic lineage and the stage of differentiation of cultured C1498 cells. To achieve this, multi-parametric flow cytometric staining is used to detect hematopoietic cell markers. Immunofluorescence microscopy, cytochemistry and a May-Gr&#252;nwald Giemsa staining are then performed to assess the expression of myeloperoxidase, the activity of esterases and cellular morphology, respectively. The second part of this protocol is dedicated to describing the leukemia disease that is induced in vivo. The latter can be achieved by determining the frequencies of leukemic and inherent cells in the blood, hematopoietic organs (e.g., bone marrow and spleen) and non-lymphoid tissues (e.g., the liver and lungs) using specific staining and flow cytometry analyses. The nature of the leukemia is then confirmed using May-Gr&#252;nwald Giemsa staining and staining for specific esterases in the bone marrow. Here, we present the results that were obtained using this protocol in age-matched C1498- and PBS-injected mice.

This manuscript provides a technical procedure that can be used to characterize C1498 cell cultures in vitro and the acute leukemia induced in mice after their injection. Phenotypic and functional analyses are performed using flow cytometry, immunofluorescence microscopy, cytochemistry and May-Gr&#252;nwald Giemsa staining.

Fare C1498 Cep Hattı ve İlişkili Lösemi Fare Modeli Karakterizasyonu için Detaylı Protokolü

The intravenous injection of C1498 cells into syngeneic or congenic mice has been performed since 1941. These injections result in the development of ...

Kanser Araştırmaları

Murine Experimental Model of Original Tumor Development and Peritoneal Metastasis via Orthotopic Inoculation with Ovarian Carcinoma Cells

Epithelial ovarian carcinoma (EOC) is associated with a poor prognosis because it shows peritoneal dissemination. To improve the prognosis, it is important to control peritoneal dissemination. However, it is still unclear how tumor cells detach from primary lesions and attach to the mesothelium. The establishment of an appropriate animal model is needed to gain an understanding of the mechanism of peritoneal dissemination in vivo. In the current study, we introduce the process from the local injection of EOC cells into the murine ovarian surface to the development of metastasis, including the peritoneum and distant organs. Female nude mice (BALB/c nu/nu) at 8 weeks of age were used. Under a microscopic field of view, EOC cells (1 x 105 cells/&#181;l of medium-extracellular matrix (ECM)-based hydrogel/unilateral ovary/mouse) were injected into murine ovaries through a retroperitoneal approach from the dorsal flank. This proposed method is a less invasive procedure for the mouse and minimizes damage to the ovary. Here, we describe the methodological steps in the development of the original and metastatic tumor formation of EOC.

Murine Experimental Model of Original Tumor Development and Peritoneal Metastasis via Orthotopic Inoculation with Ovarian Carcinoma Cells

To clarify the multistep process of peritoneal dissemination of ovarian carcinoma, the current study presents a murine experimental model of original tumor development and peritoneal metastasis via orthotopic inoculation with these tumor cells.

Orijinal Tümör Geliştirme Murin Deneysel Modeli ve Periton Metastaz<em&gt; yoluyla</emYumurtalık Kanseri Hücreleri ile&gt; Ortotopik aşılama

Epithelial ovarian carcinoma (EOC) is associated with a poor prognosis because it shows peritoneal dissemination. To improve the prognosis, it is ...

Development and Maintenance of a Preclinical Patient Derived Tumor Xenograft Model for the Investigation of Novel Anti-Cancer Therapies

Patient derived tumor xenograft (PDTX) models provide a necessary platform in facilitating anti-cancer drug development prior to human trials. Human tumor pieces are injected subcutaneously into athymic nude mice (immunocompromised, T cell deficient) to create a bank of tumors and subsequently are passaged into different generations of mice in order to maintain these tumors from patients. Importantly, cellular heterogeneity of the original tumor is closely emulated in this model, which provides a more clinically relevant model for evaluation of drug efficacy studies (single agent and combination), biomarker analysis, resistant pathways and cancer stem cell biology. Some limitations of the PDTX model include the replacement of the human stroma with mouse stroma after the first generation in mice, inability to investigate treatment effects on metastasis due to the subcutaneous injections of the tumors, and the lack of evaluation of immunotherapies due to the use of immunocompromised mice. However, even with these limitations, the PDTX model provides a powerful preclinical platform in the drug discovery process.

Utilizing patient-derived tumors in a subcutaneous preclinical model is an excellent way to study the efficacy of novel therapies, predictive biomarker discovery, and drug resistant pathways. This model, in the drug development process, is essential in determining the fate of many novel anti-cancer therapies prior to clinical investigation.

Bir Klinik öncesi Hasta Türetilmiş Tümör Roman Anti-Kanser Tedaviler Soruşturma Xenograftlarında Modeli Geliştirilmesi ve Bakımı

Patient derived tumor xenograft (PDTX) models provide a necessary platform in facilitating anti-cancer drug development prior to human trials. Human tumor ...

In Vivo Model for Testing Effect of Hypoxia on Tumor Metastasis

Hypoxia has been implicated in the metastasis of Ewing sarcoma (ES) by clinical observations and in vitro data, yet direct evidence for its pro-metastatic effect is lacking and the exact mechanisms of its action are unclear. Here, we report an animal model that allows for direct testing of the effects of tumor hypoxia on ES dissemination and investigation into the underlying pathways involved. This approach combines two well-established experimental strategies, orthotopic xenografting of ES cells and femoral artery ligation (FAL), which induces hindlimb ischemia. Human ES cells were injected into the gastrocnemius muscles of SCID/beige mice and the primary tumors were allowed to grow to a size of 250 mm3. At this stage either the tumors were excised (control group) or the animals were subjected to FAL to create tumor hypoxia, followed by tumor excision 3 days later. The efficiency of FAL was confirmed by a significant increase in binding of hypoxyprobe-1 in the tumor tissue, severe tumor necrosis and complete inhibition of primary tumor growth. Importantly, despite these direct effects of ischemia, an enhanced dissemination of tumor cells from the hypoxic tumors was observed. This experimental strategy enables comparative analysis of the metastatic properties of primary tumors of the same size, yet significantly different levels of hypoxia. It also provides a new platform to further assess the mechanistic basis for the hypoxia-induced alterations that occur during metastatic tumor progression in vivo. In addition, while this model was established using ES cells, we anticipate that this experimental strategy can be used to test the effect of hypoxia in other sarcomas, as well as tumors orthotopically implanted in sites with a well-defined blood supply route.

In Vivo Model for Testing Effect of Hypoxia on Tumor Metastasis

This manuscript describes the development of an animal model that allows for the direct testing of the effects of tumor hypoxia on metastasis and the deciphering the mechanisms of its action. Although the experiments described here focus on Ewing sarcoma, a similar approach can be applied to other tumor types.

Tümör metastaz üzerinde Hipoksi Test Etkisinin Vivo Modeli

Hypoxia has been implicated in the metastasis of Ewing sarcoma (ES) by clinical observations and in vitro data, yet direct evidence for its pro-metastatic ...

Operating Procedures of the Electrochemotherapy for Treatment of Tumor in Dogs and Cats

Electrochemotherapy (ECT) is a local approach which is used for treating solid tumors of different histologies. Its mechanism is based on cell membrane permeabilization by means of &#34;electroporation&#34;. To achieve the &#34;electroporation&#34; of the cells, electric pulses are generated by a generator and delivered to the target tissue by the use of electrodes. Electroporation is a physical method which is used to introduce molecules, like cytostatic drugs, into the cells that could not pass the cell membrane on their own. In electrochemotherapy, currently, cisplatin and bleomycin are clinically used. Electrochemotherapy antitumor effectiveness is high, for example up to 100% complete response of canine mast cell tumors smaller than 2 cm3 was achieved. Additionally, electrochemotherapy can be used for the treatment of inoperable tumors. One of the important characteristics of electrochemotherapy is that it can be effective as a one-time treatment only. However, in the case of failure or partial tumor response it can be repeated several times with equal or improved effectiveness. Electrochemotherapy is already a standard treatment for cutaneous and subcutaneous tumors of various histologies in human and veterinary oncology. Furthermore, several clinical studies exploiting electrochemotherapy for deep-seated tumors are on-going.

Electrochemotherapy is the local treatment of solid tumors. The main mechanism is electroporation-mediated permeabilization of the tumor cells' membrane which enables increased internalization of cytostatics like bleomycin and cisplatin. Thus, antitumor effectiveness is potentiated at the site of the application of electric pulses to the tumors.

Köpek ve Kedilerde Tümör Tedavisinde Elektrokemoterapi İşletim Prosedürleri

Electrochemotherapy (ECT) is a local approach which is used for treating solid tumors of different histologies. Its mechanism is based on cell membrane ...

A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast cancer metastasis, and results in poor outcomes with median survival rates of only 4.8 - 15 months. Current rodent models of breast cancer metastasis, including primary tumor cell xenograft and spontaneous tumor models, rarely metastasize to the liver. Intracardiac and intrasplenic injection models do result in liver metastases, however these models can be confounded by concomitant secondary-site metastasis, or by compromised immunity due to removal of the spleen to avoid tumor growth at the injection site. To address the need for improved liver metastasis models, a murine portal vein injection method that delivers tumor cells firstly and directly to the liver was developed. This model delivers tumor cells to the liver without complications of concurrent metastases in other organs or removal of the spleen. The optimized portal vein protocol employs small injection volumes of 5 - 10 &#956;l, &#8805; 32 gauge needles, and hemostatic gauze at the injection site to control for blood loss. The portal vein injection approach in Balb/c female mice using three syngeneic mammary tumor lines of varying metastatic potential was tested; high-metastatic 4T1 cells, moderate-metastatic D2A1 cells, and low-metastatic D2.OR cells. Concentrations of &#8804; 10,000 cells/injection results in a latency of ~ 20 - 40 days for development of liver metastases with the higher metastatic 4T1 and D2A1 lines, and &#62; 55 days for the less aggressive D2.OR line. This model represents an important tool to study breast cancer metastasis to the liver, and may be applicable to other cancers that frequently metastasize to the liver including colorectal and pancreatic adenocarcinomas.

A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.

Bir Portal Ven Enjeksiyon Modeli Karaciğer Metastazı Meme Kanseri Eğitim için

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

A Syngeneic Mouse Model of Metastatic Renal Cell Carcinoma for Quantitative and Longitudinal Assessment of Preclinical Therapies

Renal cell carcinoma (RCC) affects &#62; 60,000 people in the United States annually, and ~ 30% of RCC patients have multiple metastases at the time of diagnosis. Metastatic RCC (mRCC) is incurable, with a median survival time of only 18 months. Immune-based interventions (e.g., interferon (IFN) and interleukin (IL)-2) induce durable responses in a fraction of mRCC patients, and multikinase inhibitors (e.g., sunitinib or sorafenib) or anti-VEGF receptor monoclonal antibodies (mAb) are largely palliative, as complete remissions are rare. Such shortcomings in current therapies for mRCC patients provide the rationale for the development of novel treatment protocols. A key component in the preclinical testing of new therapies for mRCC is a suitable animal model. Beneficial features that recapitulate the human condition include a primary renal tumor, renal tumor metastases, and an intact immune system to investigate any therapy-driven immune effector responses and the formation of tumor-induced immunosuppressive factors. This report describes an orthotopic mRCC mouse model that has all of these features. We describe an intrarenal implantation technique using the mouse renal adenocarcinoma cell line Renca, followed by the assessment of tumor growth in the kidney (primary site) and lungs (metastatic site).

Implementation of an orthotopic model of renal cell carcinoma in immunocompetent mice affords the investigator a clinically-relevant system defined by the presence of a primary renal tumor and lung metastases in the same animal. This system can be used to preclinically test a variety of treatments in vivo.

Preklinik Tedaviler Nicel ve Boyuna Değerlendirme A sinjeneik Fare Modeli Yapmış Bir Renal Hücreli Karsinom

Renal cell carcinoma (RCC) affects &#62; 60,000 people in the United States annually, and ~ 30% of RCC patients have multiple metastases at the time of ...

A Mouse Model of Fatigue Induced by Peripheral Irradiation

Cancer-related fatigue (CRF) is a distressing and costly condition that often affects patients receiving cancer treatments, including radiation therapy. Here we describe a method using targeted peripheral irradiation to induce fatigue-like behavior in mice. With appropriate shielding, the irradiation targets the lower abdominal/pelvic region of the mouse, sparing the brain, in an effort to model radiation treatment received by individuals with pelvic cancers. We deliver an irradiation dose that is sufficient to induce fatigue-like behavior in mice, measured by voluntary wheel-running activity (VWRA), without causing obvious morbidity. Since wheel running is a normal, voluntary behavior in mice, its use should have little confounding effect on other behavioral tests or biological measures. Hence, wheel running can be used as a feasible outcome measure in understanding the behavioral and biological correlates of fatigue. CRF is a complex condition with frequent comorbidities, and likely has causes related both to cancer and its various treatments. The methods described in this paper are useful for investigating radiation-induced changes that contribute to the development of CRF and, more generally, to explore the biological networks that can explain the development and persistence of a peripherally-triggered but centrally-driven behavior like fatigue.

We describe a method using targeted peripheral irradiation to induce fatigue-like behavior in mice. The selected non-lethal irradiation dose leads to a week-long reduction in voluntary wheel-running activity.

Periferik Radyasyonla Bağlı Yorgunluk A Fare Modeli

Cancer-related fatigue (CRF) is a distressing and costly condition that often affects patients receiving cancer treatments, including radiation therapy. ...

Development of a Human Preclinical Model of Osteoclastogenesis from Peripheral Blood Monocytes Co-cultured with Breast Cancer Cell Lines

The crosstalk between tumor cells and bone cells in the bone microenvironment is crucial to understanding the mechanism of bone metastasis formation. We developed an in vitro fully human preclinical model of a co-culture of breast cancer cells and monocytes undergoing differentiation towards osteoclasts. We optimized a model of osteoclastogenesis starting from a sample of peripheral blood collected from healthy donors. Peripheral blood mononuclear cells (PBMCs) were first separated by density gradient centrifugation, seeded at a high density and induced to differentiate by adding two growth factors (GFs): receptor activator of nuclear factor-&#954;B ligand (RANKL) and macrophage colony-stimulating factor (MCSF). The cells were left in culture for 14 days and then fixed and analyzed by downstream analysis. In osteolytic bone metastases, one of the effects of cancer cell arrival in bone is the induction of osteoclastogenesis. We thus challenged our model with co-cultures of breast cancer cells to study the differentiation power of cancer cells with respect to GFs. A straightforward way of studying cancer cell-osteoclast interaction is to perform indirect co-cultures based on the use of conditioned medium collected from breast cancer cell cultures and mixed with fresh medium. This mixture is then used to induce osteoclast differentiation. We also optimized a method of direct co-culture in which cancer cells and monocytes undergoing differentiation share the medium and exchange secreted factors. This is a significant improvement over the original indirect co-culture method as researchers can observe the reciprocal interactions of the two cell types and perform downstream analyses for both cancer cells and osteoclasts. This method enables us to study the effect of drugs on the metastatic bone microenvironment and to seed cell lines other than those derived from breast cancer. The model can also be used to study other diseases such as osteoporosis or other bone conditions.

This protocol describes development of an in vitro human preclinical model of osteoclastogenesis from peripheral blood monocytes cultured with breast cancer cell lines to mimic the cancer cell-osteoclast interaction. The model could be used to further our understanding of bone metastasis formation and improve therapeutic options.

Osteoclastogenesis periferik kan monosit kültürlü meme kanseri hücre hatları ile birlikte gelen bir insan preklinik modelinin geliştirilmesi

The crosstalk between tumor cells and bone cells in the bone microenvironment is crucial to understanding the mechanism of bone metastasis formation. We ...

Important Endpoints and Proliferative Markers to Assess Small Intestinal Injury and Adaptation using a Mouse Model of Chemotherapy-Induced Mucositis

Intestinal adaptation is the natural compensatory mechanism that occurs when the bowel is lost due to trauma. The adaptive responses, such as crypt cell proliferation and increased nutrient absorption, are critical in recovery, yet poorly understood. Understanding the molecular mechanism behind the adaptive responses is crucial to facilitate the identification of nutrients or drugs to enhance adaptation. Different approaches and models have been described throughout the literature, but a detailed descriptive way to essentially perform the procedures is needed to obtain reproducible data. Here, we describe a method to estimate important endpoints and proliferative markers of small intestinal injury and compensatory hyperproliferation using a model of chemotherapy-induced mucositis in mice. We demonstrate the detection of proliferating cells using a cell cycle specific marker, as well as using small intestinal weight, crypt depth, and villus height as endpoints. Some of the critical steps within the described method are the removal and weighing of the small intestine and the rather complex software system suggested for the measurement of this technique. These methods have the advantages that they are not time-consuming, and that they are cost-effective and easy to carry out and measure.

Here, we present a protocol to establish important endpoints and proliferative markers of small intestinal injury and compensatory hyperproliferation using a model of chemotherapy-induced mucositis. We demonstrate the detection of proliferating cells using a cell cycle specific marker and using small intestinal weight, crypt depth, and villus height as endpoints.

Kemoterapiye bağlı Mukozinin fare modelini kullanarak küçük bağırsak yaralanmasını ve uyarlamasını değerlendirmek için önemli uç noktalar ve proliferatif Işaretçiler

Intestinal adaptation is the natural compensatory mechanism that occurs when the bowel is lost due to trauma. The adaptive responses, such as crypt cell ...

Klinik Öncesi Bir Murin Modeli İçin Cerrahi Prosedürler ve Metodoloji

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler