Yazarlar promosyon bilim KAKENHI Grant JP16K11200 ve 17 H 02223 Japonya Derneği ve hibe için araştırma Kanazawa Tıp Üniversitesi S2016-8 ve C2017-3 tarafından desteklenen. Biz Yuhichi Kuda fotoğraf çekmek de verdiği destek için teşekkür ederiz.

Tüm yordamları uygun olarak yol gösterici ilkeler fizyolojik Derneği Japonya ve hayvan bakımı Komitesi, Kanazawa Tıp Üniversitesi onayı ile yapılır.
1. cam Optrode tutucu inşaatı
Not: bir ticari Elektrot tutucu bir cam optrode tutucu oluşturmak için kullanılır (Şekil 1A).
<ol><li>Yavaşça dışarı basınç kontrolü için çelik boru tutucu namlu çekin.</li>
	<li>Sondaj tarafından PIN seat yan varil sahibinin delik genişletmek. 3 mm çapında ve 12 mm delik derinliği içinde yapın.</li>
	<li>Koymak bir paslanmaz çelik boru (3 mm çapında, 0,5 mm kalınlıkta ve 8 mm uzunluğunda; Şekil 1A 2) delik.</li>
	<li>Çiftleşme kol ⌀2.5 mm halkalar (Şekil 1A1) için deliğe bölünmüş bir seramik yerleştirin.</li>
	<li>L şeklindeki rabbet elektrot sahibine varil Epoksi Yapıştırıcı ile düzeltmek.</li>
	<li>Delik (3 mm çapında) rabbet içinde yapmak ve bunu bir manipülatör vida ile ekleyin.</li>
</ol>2. baş yükleme sonrası
<ol><li>Bir devre kartı spacer yapılan özel olarak oluşturulmuş bir baş yazı hazırlamak. Tek sıra halinde devre kartı spacer bir freze kesici ile tetrahedron bir şekle yapmak ve 2 baş yazı olarak (Şekil 1B) testereyle kesti. Freze kesici ile baş yazının altında düzleştirin.</li>
	<li>Hangi çalışma belirli neuron türünün bir ışığa duyarlı opsin ifade edilir transgenik hayvan hazırlayın. Bu çalışmada, inhibitör nöronlar channelrhodopsin-2 (ChR2)11 hızlı transgenik fare (VGAT-ChR2 fareler) kullanılır.</li>
	<li>0.3 mg/kg medetomidine, 4,0 mg/kg midazolam ve 5.0 mg/kg butorphanol karışımı ile hayvan mayi yönetim tarafından anestezi. Hayvan tam anestezi doğrulamak için sınama gerçekleştirme pinching kuyruk için kendi reaksiyonlar.</li>
	<li>Stereotaksik çerçevesindeki bir Isıtma yastık üzerinde fareyi getirin. Temiz stereotaksik çerçeve ve Isıtma peşin % 70 alkol ile pad. Dişleri lokma çubuğu deliğe yerleştirin ve hafifçe sıkın burun kıskacı. Kulak çubuklarını kullanma baş her iki tarafı düzeltmek. Başından doğru kulak çubuklarıyla düzeltildiğinde, burun kıskacı sıkın. Bir oftalmik merhem gözler için geçerlidir.</li>
	<li>Baş cilt küçük makasla tıraş ve KLORHEKSİDİN GLUKONAT bir pamuklu çubukla ile kafa derisi temiz. Ameliyattan önce tüm cerrahi aletler ve bir kafa ile bir Otoklav (121 ° C, 15 dk) sonrası sterilize.</li>
	<li>Orta çizgi boyunca kafa derisi makasla kesme ve bir kenara itmek. Kafasının arkasından kesi gözlere (yaklaşık 20 mm) olun. % 70 alkol batırılmış pamuk bez ile kapaklarini kaldırmak ve kafatası kuru.</li>
	<li>Baş yazı için manipülatör iliştirin. Baş yazı düz manipülatör kullanarak bregma çevresinde kafatası getirin.</li>
	<li>Monomer (4 damla), katalizör (1 damla) ve polimer (1 küçük kaşık) buzdolabında soğutulmuş önceden küçük bir çanak üzerinde diş çimento karıştırın. Alın ve kafatası baş mesaja düzeltmek için kafatası kemiğindeki diş çimento (1 g) aşağıda koymak.</li>
	<li>Diş çimento sabit olduktan sonra fare stereotaksik çerçevesinden kaldırın. Antibiyotikli bir krem maruz kalan ciltte koymak. Medetomidine antagonisti (0.3 mg/kg) ve antibiyotik (oksitetrasikline; 20 mg/kg) enjekte et. Yer ve o uyanır kadar fareyi ısı panelindeki bir kafeste izlemek ve konut kafese geri.</li>
	<li>Evin bazı zenginleştirme cihazı ile bir bireysel konut kafesteki hayvan. Her gün o kafesi temiz tutun ve enfeksiyonu önlemek yatak takımları hayvan kağıt değiştirin. Hayvan rahatsızlık belirtisi gösterir olup olmadığını dikkatli bir şekilde izlemektedir. Herhangi bir ağrı şüphesi varsa lidokain yaraya uygulayın. Yönetici Meloksikam veya carprofen bir kez her 24 h 48 saat sonra her iki kafa yükleme ve kranyotomi ameliyatları sonrası için. NSAİİ yeterli değilse yerel lidokain Ayrıca verilebilir.
</li>
</ol>3. calıştıkları
<ol><li>Anestezi, kurtarma sonra (en az) iki gün hayvan kayıt odası kafası sabit durumda alışmana. Calıştıkları oturumları en az 5 gün için gerçekleştirin.</li>
	<li>Calıştıkları oturumları sırasında hayvan için özel olarak oluşturulmuş bir kelepçe sabit baş yazı ile kayıt odasında yerleştirin. Hareketi, sınırlamak için oturum sırasında kapak bir ısmarlama reçine yarım tüp (Şekil 1 c), cesetle yapılan bir 3D printerlere harcama maddeler kullanarak. Not: 1 gün, 5 min uzun calıştıkları oturum olmalıdır. Bu daha sonra günlük 10, 20, 40 ve 60 dk gün için 2, 3, 4 ve 5, sırasıyla arttırılır.</li>
	<li>Her oturumun sonunda hayvan yiyecek ödül vermek. Sürekli calıştıkları sırasında hayvan mücadele Eğer kesin.</li>
</ol>4. kranyotomi
Not: kayıt için beyin bölgesi üzerinde bir kranyotomi calıştıkları sonra yapılır. Kranyotomi stereotaksik çerçeve ile baş yükleme sonrası gibi anestezi altında gerçekleştirilir. Baş yükleme sonrası sonrası işlemi yordamı aynıdır.
<ol><li>Kranyotomi önce kafatası KLORHEKSİDİN GLUKONAT ve % 70 alkol ile bir pamuk bez ile temizleyin.</li>
	<li>Dikkatle kafatası kayıt sitesi üzerinden bir diş matkapla kazı. Kemik yeterince ince olduğunda, bistüri ucu ile kes ve çıkarın.</li>
	<li>Diş çimento kafatası güçlendirmek için maruz kalan bölgenin çevresinde koymak.</li>
	<li>Diş çimento sabit olduktan sonra silikon yapıştırıcı ile maruz beyin alanı kapsamaktadır. Ameliyat sonrası 2.8 adımda anlatıldığı gibi bir yöntemdir.</li>
</ol>5. elektrofizyolojik kayıt
<ol><li>Yeniden elde etmek için en az 1 gün sonra elektrofizyolojik kayıt işlemini gerçekleştirmeden önce kranyotomi hayvan izin. Hayvan kayıt odasında ne zaman kayıt başlar calıştıkları oturumları sırasında yapıldığı aynı şekilde yerleştirin.</li>
	<li>Cam pipetler borosilikat cam kılcal üzerinden yapmak (OD = 1,5 mm, kimliği = 0.9 mm, 90.0 mm uzun) bir elektrot çektirme çekti. Onların uç çapı 2-3 µm olduğunu ve 10 mM ile PBS doldurduysanız kendi direnci 4-6 MΩ. 40-50 mm elektrot uzunluğudur. Bazı kayıtları % 2 neurobiotin 10 mM PBS eklenir.</li>
	<li>Doldurulmuş Cam Pipet ısmarlama optrode sahibine iliştirin.</li>
	<li>Ag-Cl kaplı gümüş tel (0.2 mm çapında) Cam Pipet koymak. Gümüş tel bir PIN ile için ince bir kaplama elektrikli tel bağlamak. PIN kodu kayıt amplifikatör headstage için bağlayın.</li>
	<li>Fiber optik patch kablosunu bağlayın (çekirdek = 960 µm, kaplama 1000 µm, NA = 0.63 =) zirkon yüksük ile (OD = 2.5 mm) optrode tutucu kol çiftleşme split için. Yüksük ucu Cam Pipet arkası kişiler kadar yama kablosu kol itin. Yama kablosu ışık sunar (dalga boyu 465 = nm) LED üzerinden. LED ışık tek kanallı LED sürücü tarafından kontrol edilir.</li>
	<li>Silikon yapıştırıcı kranyotomi kaldırın. Koymak ısıtılmış salin (38 ° C) düzenli olarak beyin yüzeyine kayıt oturumu sırasında kurumasını önlemek için beyin yüzeyinde. Gerekirse, beyin zarı keskin cımbızla kaldırın.</li>
	<li>Cam elektrot bir manipülatör ile beyin dokusu içine yerleştirin. Bu takıldığında elektrot direnç izlemek. Direniş elektrot ucunu hasar olabilir çünkü beklenenden daha düşük olduğunda elektrot değiştirin. Faiz derinlikte arama ve 2-5 µm adımları derinlemesine ayarlayarak tek birim sivri yalıtır.</li>
	<li>Tek birim izole duruma geldikten sonra LED ışık teslim ve ışık uyaranlara yanıt gözlemlemek.</li>
	<li>Sinirsel faaliyetleri hücre tipleri kimlik sonra kayıt. Kayıtları 2-3 h için gerçekleştirin. Kayıt (en fazla 2 gün) birbirini izleyen günlerde yapılırsa, silikon yapıştırıcı ile kranyotomi kapsar. Ne zaman kayıt tamamlandıktan ve hayvan kurban, baş yazı almak ve aseton yıkamak ve bunu yeniden koydu.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeting+neural+circuits.">Targeting neural circuits.</a> Cell. 165 (3), 524-534 (2016).</li><li>Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Manipulating+neural+activity+in+physiologically+classified+neurons:+triumphs+and+challenges.">Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges.</a> Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).</li><li>Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identified+GABAergic+and+glutamatergic+neurons+in+the+mouse+inferior+colliculus+share+similar+response+properties.">Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties.</a> Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).</li><li>Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-lasting+sound-evoked+afterdischarge+in+the+auditory+midbrain.">Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain.</a> Scientific Reports. 6, 20757 (2016).</li><li>Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Channelrhodopsin-assisted+patching:+in+vivo+recording+of+genetically+and+morphologically+identified+neurons+throughout+the+brain.">Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain.</a> Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).</li><li>Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PINP:+a+new+method+of+tagging+neuronal+populations+for+identification+during+in+vivo+electrophysiological+recording.">PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording.</a> PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).</li><li>Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monaural+and+binaural+response+properties+of+neurons+in+the+inferior+colliculus+of+the+rabbit:+effects+of+sodium+pentobarbital.">Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital.</a> Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).</li><li>Populin, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetics+change+the+excitation/inhibition+balance+that+governs+sensory+processing+in+the+cat+superior+colliculus.">Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus.</a> Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).</li><li>Duque, D., Malmierca, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stimulus-specific+adaptation+in+the+inferior+colliculus+of+the+mouse:+anesthesia+and+spontaneous+activity+effects.">Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects.</a> Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).</li><li>Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+predictable+versus+random+temporally+complex+stimuli+from+single+units+in+auditory+thalamus:+impact+of+aging+and+anesthesia.">Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia.</a> Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).</li><li>Zhao, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+type-specific+channelrhodopsin-2+transgenic+mice+for+optogenetic+dissection+of+neural+circuitry+function.">Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function.</a> Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).</li><li>Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+classes+of+GABAergic+neurons+in+the+inferior+colliculus.">Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus.</a> Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).</li><li>Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GABAergic+neurons+in+inferior+colliculus+of+the+GAD67-GFP+knock-in+mouse:+electrophysiological+and+morphological+properties.">GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties.</a> Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).</li><li>Chen, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neural+activity+using+Thy1-GCaMP+transgenic+mice.">Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice.</a> Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).</li><li>Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+recording+of+fluorescence+and+electrical+signals+by+photometric+patch+electrode+in+deep+brain+regions+in+vivo.">Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo.</a> Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).</li><li>LeChasseur, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+microprobe+for+parallel+optical+and+electrical+recordings+from+single+neurons+in+vivo.">A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo.</a> Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).</li><li>Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+3D+glass+optrode+array+for+optical+neural+stimulation.">A 3D glass optrode array for optical neural stimulation.</a> Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).</li><li>Bittner, K. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conjunctive+input+processing+drives+feature+selectivity+in+hippocampal+CA1+neurons.">Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons.</a> Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Optogenetics nörolojik güçlü bir araç haline gelmiştir. Belirli nöron tipleri vivo içinde belirlenmesi için hem de belirli nöronal yolları faaliyetlerinin manipüle kullanılmıştır. Nöronal farklı sinirsel faaliyetleri açıklama sinir devreleri mekanizmasının anlayış teşvik etmektedir. Burada, kayıt site üzerinden bir cam elektrot içinde IC uyanık VGAT-ChR2 farelerin ışık sunmak için bir yöntem gösterdi.
Açıklanan yöntemi çeşitli kritik adımlar va...

Merkezi sinir sistemi farklı işlevlere sahiptir nöronlar çeşitli oluşur. Nöronların farklı bu tür sinir devresi içinde nasıl nörolojik önemli sorunlardan biridir. Ancak, birçok beyin bölgelerde elektrik spike sinyal kendisi, hiçbir açık fark bazı istisnalar dışında olduğundan elektrik faaliyetleri nöronal türlü vivo kayıtları ayırt etmek mümkün olmuştur. Optogenetics son gelişmeler bir atılım1,2yaptık. Transjenik hayvanlar ışığa duyarlı opsin (Örneğin, channelrhodopsin-2) belirli nöronal türlerinde ifade kullanarak, vivo kayıtları3, nöronal türlerinde verimli bir şekilde ayırt etmek mümkün oldu 4,5,6. Bu hayvanlarda nöronlar ile ışığa duyarlı opsin elektrik kayıtları sırasında ışık uyaranlara vererek heyecanlı mısın, ancak diğer neurons değildir. Opsin-pozitif sinir hücreleri, bu nedenle, kolayca diğer nöron türlerinden ışık yanıtlarını tarafından ayırt edilirler.
Optogenetics deneylerde kayıt siteye ışık sağlamak için önemlidir. Non-invaziv bir yöntem olarak ışık beynin yüzeyden kez yönlendirilir. Beyin doku ile gider olarak ışık gücü azaltır, ancak, bu derin beyin bölgeleri beynin yüzeyinden uyarmak zor çünkü. Özellikle, stimülasyon ışık kez kayıtları uyanık hayvan modelinde olduğu gibi beyin yüzey optik saydamlığını, azaldığında derin beyin bölgeleri ulaşmak için zordur. Vücut hareketleri kayıtları gürültü nedeniyle elektrofizyolojik deneyler kez imzalat hayvanlar üzerinde gerçekleştirilmiş. Ancak, iyi belgelenmiş gibi anestezi nöral yanıt-e doğru7,8,9,10değiştirmek bilinmektedir. Böylece, nöral yanıt anestezi yapay etkileri olmadan çalışması için uyanık hayvanlar kullanmak gereklidir. İmzalat hayvanlar ile deneyler, elektrofizyolojik kayıtlar uyanık hayvanlar ile deneyler ameliyatta kurtarma sonra gerçekleştirilir. Ameliyat ve kayıtları arasındaki aralığı sırasında doku çıktı kez beyin yüzeyinde biriken ve beyin yüzey optik saydamlığını düşük yapar.
Burada, bir ısmarlama cam optrode kullanarak uyanık bir fare tek-unit kayıtları kaydetmek için bir yöntem açıklanmaktadır. Böylece güvenilir bir şekilde ışık derin beyin bölgeleri ile kaydedilen nöron uyarmak mümkündür Bu yöntemde, kayıt cam elektrot ışık teslim edilir. Bu özel yapım optrode sistem erişilebilir ve ucuz malzemelerden oluşur ve montajı kolaydır.

<table><tbody><tr><td>Electrode holder</td><td>Molecular Device</td><td>1-HL-U</td><td>pipette holder for microelectrode amplifier</td></tr><tr><td>Ceramic split mating sleeve</td><td>Thorlabs</td><td>ADAF1</td><td>f2.5 mm ferrule</td></tr><tr><td>Circuit board spacer</td><td>Teishin Denki</td><td>SPA-320</td><td>f8.0 mm, 20.0 mm long</td></tr><tr><td>Stereotaxic frame for mice</td><td>Narishige</td><td>SR-6M-HT</td><td>Stereotaxic instruments for mice</td></tr><tr><td>Manipulator</td><td>Narishige</td><td>NA</td><td>Manual manipulator</td></tr><tr><td>Superbond</td><td>Sun Medical</td><td>M: 204610557</td><td>Dental adhesive resin cement</td></tr><tr><td>Form2</td><td>Formlabs</td><td>NA</td><td>3D printer</td></tr><tr><td>Kwik-Sil</td><td>WPI</td><td>KWIK-SIL</td><td>Low toxicity silicone adhesive</td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillaries</td><td>Narishige</td><td>GD-1.5</td><td>OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long</td></tr><tr><td>Fiber-optic patch cord</td><td>Doric Lenses</td><td>MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5</td><td>Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63</td></tr><tr><td>Connectrized LED</td><td>Doric Lenses</td><td>LEDC-1B_FC</td><td>Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA )</td></tr><tr><td>LED driver</td><td>Doric Lenses</td><td>LEDRV_1CH_1000</td><td>1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA</td></tr><tr><td>Electrode puller</td><td>Narishige</td><td>PB-7</td><td>Dual-stage glass micropipette puller</td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillary</td><td>Narishige</td><td>GD-1.5</td><td>Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long</td></tr><tr><td>GENTACIN</td><td>MSD CO., Ltd</td><td>185711173</td><td>Antibiotic ointment</td></tr><tr><td>Terramycin&amp;reg;-LA</td><td>Zoetis</td><td>G 333</td><td>Oxytetracycline</td></tr><tr><td>Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J</td><td>Jackson Labs</td><td>#14548</td><td>VGAT-ChR2 mice</td></tr><tr><td>Multiclamp 700B</td><td>Molecular Devices</td><td>2500-0157</td><td>Microelectrode amplifier</td></tr></tbody></table>

optogenetics identification of a neuronal type with a glass optrode in awake mice

Ne kadar farklı nörolojik büyük bir sorundur neurons tür sinir devrelerinde çalışmak. Optogenetics son gelişmeler içinde vivo elektrofizyolojik deneylerde geniş beyin bölgelerinde nöronal tipinin tanımlanması etkinleştirdiniz. Optogenetics deneylerde kayıt siteye ışık sağlamak için önemlidir. Ancak, bu kez stimülasyon ışık derin beyin bölgeleri beynin yüzeyden teslim etmek zordur. Özellikle, stimülasyon ışık kez kayıtları uyanık hayvan modelinde olduğu gibi beyin yüzey optik saydamlığını, azaldığında derin beyin bölgeleri ulaşmak için zordur. Burada, spike yanıt-e doğru ışık uyanık bir fareden özel yapım cam optrode kullanarak kaydetmek için bir yöntem açıklanmaktadır. Böylece güvenilir bir şekilde ışık derin beyin bölgeleri ile kaydedilen nöron uyarmak mümkündür Bu yöntemde, kayıt cam elektrot ışık teslim edilir. Bu özel yapım optrode sistem erişilebilir ve ucuz malzemelerden oluşur ve montajı kolaydır.

Şekil 2' de, ışık gücü (Şekil 2A-B) pipetler ucundaki Cam pipetler uzunluğu ve ucu boyutunu etkileri incelenmiştir. Işık güç uzak ucu 1 mm yerleştirilen bir optik güç ölçer tarafından ölçüldü. Ucu boyutunu farklı ucu boyutunu tam uzunlukta çeşitli 2.5 µm için kurulmuştur iken tam uzunlukta 50 ± 2 mm için kurulmuştur. Cam Pipet şaft için 8 mm kuruldu. 3-5 mW (ortalama ± SD; deği...

Watch this Scientific Journal Video about Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice at JoVE.com

Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice

Bir cam Optrode uyanık farelerde nöronal türüyle Optogenetics tanımlaması

Bu eser bir optogenetic tek-unit güvenilir özel yapım cam optrode kullanarak uyanık bir fareden kayıt gerçekleştirmek için bir yöntem sunar.

It is a major concern in neuroscience how different types of neurons work in neural circuits. Recent advances in optogenetics have enabled the ...

optogenetics-identification-neuronal-type-with-glass-optrode-awake

Research

JoVE Journal

Neuroscience

6.7K Görüntüleme.  Kanazawa Medical University. Bu eser bir optogenetic tek-unit güvenilir özel yapım cam optrode kullanarak uyanık bir fareden kayıt gerçekleştirmek için bir yöntem sunar.

Video: Optogenetics Identification of a Neuronal Type with a Glass Optrode in Awake Mice

Electrophysiological Characterization of GFP-Expressing Cell Populations in the Intact Retina

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack conspicuous morphological features or show a low population density. This applies particularly to retinal amacrine cells, an exceptionally multiform class of interneurons that comprise roughly 30 subtypes in mammals1. Though being a crucial part of the visual processing by shaping the retinal output2, most of these subtypes have not been studied up to now in a functional context because encountering these cells with a recording electrode is a rare event.
Recently, a multitude of transgenic mouse lines is available that express fluorescent markers like green fluorescent protein (GFP) under the control of promoters for membrane receptors or enzymes that are specific to only a subset of neurons in a given tissue3,4. These pre-labeled cells are therefore accessible to directed microelectrode targeting under microscopic control, permitting the systematic study of their physiological properties in situ. However, excitation of fluorescent markers is accompanied by the risk of phototoxicity for the living tissue. In the retina, this approach is additionally hampered by the problem that excitation light causes appropriate stimulation of the photoreceptors, thus inflicting photopigment bleaching and transferring the retinal circuits into a light-adapted condition. These drawbacks are overcome by using infrared excitation delivered by a mode-locked laser in short pulses of the femtosecond range. Two-photon excitation provides energy sufficient for fluorophore excitation and at the same time restricts the excitation to a small tissue volume minimizing the hazards of photodamage5. Also, it leaves the retina responsive to visual stimuli since infrared light (&gt;850 nm) is only poorly absorbed by photopigments6.
In this article we demonstrate the use of a transgenic mouse retina to attain electrophysiological in situ recordings from GFP-expressing cells that are visually targeted by two-photon excitation. The retina is prepared and maintained in darkness and can be subjected to optical stimuli which are projected through the condenser of the microscope (Figure 1). Patch-clamp recording of light responses can be combined with dye filling to reveal the morphology and to check for gap junction-mediated dye coupling to neighboring cells, so that the target cell can by studied on different experimental levels.

This article depicts the recording of individual cells from fluorescently tagged neuronal populations in the intact mouse retina. By using two-photon infrared excitation transgenetically labeled cells were targeted for patch-clamp recording to study their light responses, receptive field properties, and morphology.

Bozulmamış Retina Elektrofizyolojik Karakterizasyonu GFP-ifade eden hücre popülasyonlarının

Studying the physiological properties and synaptic connections of specific neurons in the intact tissue is a challenge for those cells that lack ...

Nörobilim

A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo

Optogenetic methods have emerged as a powerful tool for elucidating neural circuit activity underlying a diverse set of behaviors across a broad range of species. Optogenetic tools of microbial origin consist of light-sensitive membrane proteins that are able to activate (e.g., channelrhodopsin-2, ChR2) or silence (e.g., halorhodopsin, NpHR) neural activity ingenetically-defined cell types over behaviorally-relevant timescales. We first demonstrate a simple approach for adeno-associated virus-mediated delivery of ChR2 and NpHR transgenes to the dorsal subiculum and prelimbic region of the prefrontal cortex in rat. Because ChR2 and NpHR are genetically targetable, we describe the use of this technology to control the electrical activity of specific populations of neurons (i.e., pyramidal neurons) embedded in heterogeneous tissue with high temporal precision. We describe herein the hardware, custom software user interface, and procedures that allow for simultaneous light delivery and electrical recording from transduced pyramidal neurons in an anesthetized in vivo preparation. These light-responsive tools provide the opportunity for identifying the causal contributions of different cell types to information processing and behavior.

A Method for High Fidelity Optogenetic Control of Individual Pyramidal Neurons In vivo

The recent development of neuroscience tools that combine genetics and optics, termed "optogenetics", enables control over neural circuit activity with an unprecedented level of spatial and temporal resolution. Here we provide a protocol for integrating in vivo recording with optogenetic manipulation of genetically-defined subsets of prefrontal cortical and subicular pyramidal neurons.

Bireysel piramidal nöronlar High Fidelity optogenetic Kontrolü için Bir Yöntem<em&gt; In vivo</em

Optogenetic methods  have emerged as a powerful tool for elucidating neural circuit activity  underlying a diverse set of behaviors across a broad range ...

Laser-scanning Photostimulation of Optogenetically Targeted Forebrain Circuits

The sensory forebrain is composed of intricately connected cell types, of which functional properties have yet to be fully elucidated. Understanding the interactions of these forebrain circuits has been aided recently by the development of optogenetic methods for light-mediated modulation of neuronal activity. Here, we describe a protocol for examining the functional organization of forebrain circuits&#160;in vitro using laser-scanning photostimulation of channelrhodopsin, expressed optogenetically via viral-mediated transfection. This approach also exploits the utility of cre-lox recombination in transgenic mice to target expression in specific neuronal cell types. Following transfection, neurons are physiologically recorded in slice preparations using whole-cell patch clamp to measure their evoked responses to laser-scanning photostimulation of channelrhodopsin expressing fibers. This approach enables an assessment of functional topography and synaptic properties. Morphological correlates can be obtained by imaging the neuroanatomical expression of channelrhodopsin expressing fibers using confocal microscopy of the live slice or post-fixed tissue. These methods enable functional investigations of forebrain circuits that expand upon more conventional approaches.

We describe a method for characterizing the functional topography and synaptic properties of forebrain circuits using an optogenetic approach to photostimulate neuronal populations&#160;in vitro.

Optogenetically Hedeflenen Önbeyin Devreler Lazer tarama photostimulation

The sensory forebrain is composed of intricately connected cell types, of which functional properties have yet to be fully elucidated. Understanding the ...

Optogenetic Manipulation of Neuronal Activity to Modulate Behavior in Freely Moving Mice

Optogenetic modulation of neuronal circuits in freely moving mice affects acute and long-term behavior. This method is able to perform manipulations of single neurons and region-specific transmitter release, up to whole neuronal circuitries in the central nervous system, and allows the direct measurement of behavioral outcomes. Neurons express optogenetic tools via an injection of viral vectors carrying the DNA of choice, such as Channelrhodopsin2 (ChR2). Light is brought into specific brain regions via chronic optical implants that terminate directly above the target region. After two weeks of recovery and proper tool-expression, mice can be repeatedly used for behavioral tests with optogenetic stimulation of the neurons of interest.
Optogenetic modulation has a high temporal and spatial resolution that can be accomplished with high cell specificity, compared to the commonly used methods such as chemical or electrical stimulation. The light does not harm neuronal tissue and can therefore be used for long-term experiments as well as for multiple behavioral experiments in one mouse. The possibilities of optogenetic tools are nearly unlimited and enable the activation or silencing of whole neurons, or even the manipulation of a specific receptor type by light.
The results of such behavioral experiments with integrated optogenetic stimulation directly visualizes changes in behavior caused by the manipulation. The behavior of the same animal without light stimulation as a baseline is a good control for induced changes. This allows a detailed overview of neuronal types or neurotransmitter systems involved in specific behaviors, such as anxiety. The plasticity of neuronal networks can also be investigated in great detail through long-term stimulation or behavioral observations after optical stimulation. Optogenetics will help to enlighten neuronal signaling in several kinds of neurological diseases.

With optogenetic manipulation of specific neuronal populations or brain regions, behavior can be modified with high temporal and spatial resolution in freely moving animals. By using different optogenetic tools in combination with chronically implanted optical fibers, a variety of neuronal modulations and behavioral testing can be performed.

SerbestÇe Hareket Eden Farelerde Davranışı Modüle Etmek Için Nöronal Aktivitenin Optogenetik Manipülasyonu

Optogenetic modulation of neuronal circuits in freely moving mice affects acute and long-term behavior. This method is able to perform manipulations of ...

Davranış

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

Kemirgen Santral Sinir Sistemi vivo optogenetic Stimülasyon içinde

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral cortex. We here share our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex using a method developed by Lima and colleagues1. Recordings are performed in mice expressing Channelrhodopsin-2 (ChR2) in specific neuronal subpopulations. Members of the population are identified by their response to a brief flash of blue light. This technique &#8211; termed &#8220;PINP&#8221;, or Photostimulation-assisted Identification of Neuronal Populations &#8211; can be implemented with standard extracellular recording equipment. It can serve as an inexpensive and accessible alternative to calcium imaging or visually-guided patching, for the purpose of targeting extracellular recordings to genetically-identified cells. Here we provide a set of guidelines for optimizing the method in everyday practice. We refined our strategy specifically for targeting parvalbumin-positive (PV+) cells, but have found that it works for other interneuron types as well, such as somatostatin-expressing (SOM+) and calretinin-expressing (CR+) interneurons.

A Guide to In vivo Single-unit Recording from Optogenetically Identified Cortical Inhibitory Interneurons

Here we describe our strategy for obtaining stable, well-isolated single-unit recordings from identified inhibitory interneurons in the anesthetized mouse cortex. Neurons expressing ChR2 are identified by their response to blue light. The method uses standard extracellular recording equipment, and serves as an inexpensive alternative to calcium imaging or visually-guided patching.

A Guide<em&gt; In vivo</emOptogenetically Belirlenen Kortikal inhibitör dan&gt; Tek birim Kayıt

A major challenge in neurophysiology has been to characterize the response properties and function of the numerous inhibitory cell types in the cerebral ...

Direct Visualization of the Murine Dorsal Cochlear Nucleus for Optogenetic Stimulation of the Auditory Pathway

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. Few studies have examined gene transfer to the central auditory system. The dorsal cochlear nucleus (DCN) of the brainstem, which contains second order neurons of the auditory pathway, is a potential site for gene transfer. In this protocol, a technique for direct and maximal exposure of the murine DCN via a posterior fossa approach is demonstrated. This approach allows for either acute or survival surgery. Following direct visualization of the DCN, a host of experiments are possible, including injection of opsins into the cochlear nucleus and subsequent stimulation by an optical fiber coupled to a blue light laser.&#160;Other neurophysiology experiments, such as electrical stimulation and neural injector tracings are also feasible.&#160;The level of visualization and the duration of stimulation achievable make this approach applicable to a wide range of experiments.

The goal of this protocol is to outline a surgical approach to provide direct access to the dorsal cochlear nucleus in a murine model.

İşitsel Yolu ve optogenetic Stimülasyon için Murin Dorsal Koklear Çekirdek Doğrudan Görselleştirme

Investigation into the use of virus-mediated gene transfer to arrest or reverse hearing loss has largely been relegated to the peripheral auditory system. ...

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Farelerde uyku/uyanıklık durumları Izleme sırasında nöral devrelerin optogenetik manipülasyon

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Optrode Array for Simultaneous Optogenetic Modulation and Electrical Neural Recording

During the last decade, optogenetics has become an essential tool for the investigation of neural signaling due to its unique capability of selective neural modulation or monitoring. As specific types of neuronal cells can be genetically modified to express opsin proteins, optogenetics enables optical stimulation or inhibition of the selected neurons. There have been several technological advances in the optical system for optogenetics. Recently, it was proposed to combine the optical waveguide for light delivery with electrophysiological recording to simultaneously monitor the neural responses to optogenetic stimulation or inhibition. In this study, an implantable optrode array (2x2 optical fibers) was developed with embedded multichannel electrodes. 
A light-emitting diode (LED) was employed as a light source, and a microfabricated microlens array was integrated to provide sufficient light power at the tip of the optical fibers. The optrode array system comprises the disposable part and the reusable part. The disposable part has optical fibers and electrodes, while the reusable part has the LED and electronic circuitry for light control and neural signal processing. The novel design of the implantable optrode array system is introduced in the accompanying video in addition to the procedure of the optrode implantation surgery, optogenetic light stimulation, and the electrophysiological neural recording. The results of in vivo experiments successfully showed time-locked neural spikes evoked by the light stimuli from hippocampal excitatory neurons of mice.

Here, we present the fabrication method of an optrode system with optical fibers for light delivery and an electrode array for neural recording. In vivo experiments with transgenic mice expressing channelrhodopsin-2 show the feasibility of the system for simultaneous optogenetic stimulation and electrophysiological recording.

Eşzamanlı Optogenetik Modülasyon ve Elektriksel Nöral Kayıt için Optrode Dizisi

During the last decade, optogenetics has become an essential tool for the investigation of neural signaling due to its unique capability of selective ...

Installation of Optical Windows in the Brain of Transgenic Mice to Image Neural Activities

Source: Lin, X., et al. <a href="https://app.jove.com/v/56297">Imaging Neural Activity in the Primary Somatosensory Cortex Using Thy1-GCaMP6s Transgenic Mice.</a> J. Vis. Exp. (2019).
This video demonstrates the brain&#39;s neural activity recording through an optical window in transgenic mice. The mice express a fluorescent protein that enables the detection of neural activities. A small portion of the skull is carefully removed to install an optical window, and the skull is then covered with black cement to block light before imaging.

Görüntü Sinirsel Aktivitelerine Transgenik Farelerin Beynine Optik Pencerelerin Yerleştirilmesi

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. ...

Bir cam Optrode uyanık farelerde nöronal türüyle Optogenetics tanımlaması

Özet

Daha Fazla Video Keşfet