Name: protocol for producing three-dimensional infrared video of freezing in plants
Uploaded: 2018-09-12T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 30 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants at JoVE.com

Bu eser USDA şirket içinde fon tarafından desteklenmiştir.

1. hazırlık
<ol><li>Ekipman, malzeme ve kaydetmek ve buz gibi bitki video işlemek için yazılım toplamak.<ol>
<li>Programlanabilir bir dondurucu üzerindegüç anahtarı ayarlayarak başlatın ve sıcaklık 0 ° c için ayarla Program-8 ° C'de 1 ° C/h ulaşmak için dondurucu.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bu bir 1 L kap içinde dondurucu içine büyüdü bir 6-hafta-yaşlı çilek bitki ile 2-5 çiçek yerleştirin.</li>
	<li>2 IR kameraları (Örneğin, FLIR T620 kameralar) ayarla sıkılaştırma kayışlar ve küçük bir tahta parçası lensler doğru yakınsama açısı üretmek için kullanma. Not: optimum mesafe 2 kamera lens merkezi alanı genellikle gözler1 veya yaklaşık 7 cm arasındaki uzaklığı ile aynı olarak kabul edilir.</li>
	<li>Her ikisi fotoğraf makinesi 10 x 10 cm laboratuvar jack ve jack dolapta yeterince odaklı olmak için resmi izin için bitki yakın konum mount. Dikey ve yatay olarak kameralar ayarlamak bitki aynı parçası her iki kameralardan görünür olmasını sağlayın. Jack her ikisi fotoğraf makinesi 2 resim bütün bitki ve toprak bir bölümünü içeren dikey şekilde konumlandırmak için kullanın.</li>
	<li>Bir USB bağlantısı USB Outlet bilgisayarda kullanarak 2 kamera bağlayın.</li>
	<li>2/c çıkışları bitkilerin sürekli izlenmesi izin vermek için her ikisi fotoğraf makinesi takın.</li>
</ol>2. bilgisayar ve yazılım kurulumu için yazmak
<ol><li>2 pencere eşiği (1 pencere her bir kamera için) yazılım IR kamera yazılımı 2 simgesini çift tıklatarak açın x. Sol pencerede sol kamera ve sağdaki pencereye doğru kamera bağlamak için Yardım menüsü yönergeleri izleyin. Not: yazılım kullanma detayları yardım menüsü erişilebilir. Tek renkli bir palet kullanarak 3D render için kırmızı-mavi renklendirme gerekliliği nedeniyle bu örnek için uygundur.</li>
	<li>Ekran yakalama yazılımı program simgesini çift tıklatarak açın. Yakalama çerçeveyi tıklatıp aynı anda her ikisi fotoğraf makinesi bir ekran yakalama izin vermek için her ikisi fotoğraf makinesi içerir böylece Çerçeveyi sürükleyerek ayarlayın. Not: perde esir alma--dan her iki fotoğraf makinesi video akışı aynı anda sağ ve sol sayısı kusursuz bir senkronizasyon sağlar çünkü önemlidir.</li>
	<li>3-h artışla daha kolay bir işleme video düzenleme yazılımı, video kaydı. Not: Kayıt için bir süre önce donma olayı için önemlidir bu yüzden ne zaman tam olarak bitki dondurdu, bilmek mümkün değildir. Dolayısıyla bu 3 h kaydetmek için ayarlanır önerilir segmentlerinde kaydetmek için seçenek bu yazılım, bir özelliğidir. Yazılımı otomatik olarak 3-h tuşuna ve sonra yeni bir kayıt başlar. Her 3 saat kayıt için dosya adının sonuna otomatik olarak bir sayısal dizi verilecektir. Her video dosyası olacak 20 GB 10'dan çok yeterli alan için birden çok dosya bu büyüklükte bir sabit sürücüdeki kullanılabilir olduğundan emin olun.</li>
	<li>Dondurucu program denetleyicisi menüde çalıştırın ' ı seçerek başlayın ve ekran yakalama başlar. Rec düğme üstünde belgili tanımlık pencere tuşuna basın. Yakalanan ekran bölgesinin gösterilen anahat kırmızıya döner emin olun.</li>
	<li>Aşağı-8 ° C soğuk çilek bitki kaydetmek ve 1 h için dondurucu sıcaklık tutun.</li>
	<li>Dondurucu + 2 ° C'de olana 2 ° C/s dondurucu sıcaklığı artırmak Durmak belgili tanımlık yazmak. Not: Saat buz gibi 14 h toplamıdır.</li>
	<li>Faiz dosyaları bir dosya dönüştürme yazılımı kullanarak .mov .mp4 biçiminden dönüştürme. Not: Bu durumda, 1 ya da daha fazla donma olayları içeren bir tek 3 h dosya kullanılır.</li>
</ol>3. bir Video görüntüleme yazılımı kullanarak Video işleme
Not: Bu örnekte Video görüntüleme yazılımı kullanılır. Yazılım kullanımı hakkında dersler online olarak mevcuttur. Bu örnek yazılım temel bilgilere üstlenecek. "Kompozisyon", "katmanı" ve "sıra büyüsünü", yanı sıra çeşitli paneller ve nasıl onları, doğru gibi terimler anlayışı kabul edilir.
<ol><li>İlgi .mov dosya görüntüleme yazılımı almak ve dosyayı proje panelinin altındaki kompozisyon simgesini sürükleyin için Proje paneli içinde herhangi bir yeri çift tıklatın. Daha sonra proje orijinal videoları içeren klasöre kaydedin. Not: kaydedilen video önizleme bölmesi'nde görünür.</li>
	<li>Önizleme penceresinin alt Bölgesi faiz ikonuna tıklayın ve imleci kullanarak, yalnızca sol kameradan kayıt anahat.</li>
	<li>Aynı .mov video aynı videonun ikinci bir kompozisyon oluşturmak için kompozisyon simgesine sürükleyin. 3.3 adımı yineleyin, ancak bu sefer, sadece doğru kamera seçmek için imleci kullanın.</li>
	<li>Kompozisyon seçin > Kırpma zorunlu bölge ilgi için sol görmek için. Sağdan görünüm için bu işlemi yineleyin. Hangi sol ve sağ göstermek için her kompozisyon yeniden adlandırın.</li>
	<li>Yanında tıkırtı üstünde o ve kompozisyon seçerek üstündeki ana menüde sol kompozisyonu vurgulamak > Render sıraya ekle.</li>
	<li>Render sırasındaki Çıktı modülü üzerinde tıklayın ve video bir video (Örneğin, bir QuickTime videosu) işlenip emin olun. Bir daha hızlı render izin vermek için çözünürlüğünü düşürmek için Oluşturma ayarları tıklatın. Çıktıyaüzerinde adı video Çilek solseçeneğini tıklatın ve özgün kayıt ve proje olarak aynı klasöre kaydedin. Kaydet' i tıklatın ve sonra render panelin sağ üst köşesindeki en Render düğmesini tıklatın.</li>
	<li>3.6 Çilek sağ kompozisyon için yineleyin.</li>
	<li>Proje paneli çift tıklatın ve sadece render ve Çilek Çilek sol videoları alma.</li>
	<li>Her iki videoları üzerine gelin ve proje panelinin altındaki kompozisyon simgesine sürükleyin. Hala süreiçin soran açılan ekranda, 3 3-h süresi için 5 sıfır girin. Not: tam olarak senkronize, her iki videoları, Proje panelinde olacak, ama sadece en üstteki video kompozisyon panelinde görünür olacak.</li>
	<li>Diğer görüntü görüntülemek için küçük gözü katman açmak için tıklatın. İmleci kullanarak önizleme panelinde görüntülerin döngüsel bir kontrol sağlamak için Denetim/W butonuna basın. Tu§ları ve açık ve kapalı üst katmanı tıklayarak, üst veya alt görünümü her iki görüntüleri aynı dönüş uçak içinde olduğundan emin olmak için dönüş yönünü ayarlayın. Sonra X - ve Y-uçak doğrudan 3D gözlük alt yordam içinde ayarlayın.</li>
	<li>Kompozisyonu panelinin üst tabakası üzerine gelin ve efekti seçin > bakış açısı > 3D gözlük üst menüsünden. Not: Parametreler için 3D gözlük etkisi kontrol panelinin içinde çıkacaktır.</li>
	<li>Denetim Masası'ndaki "sol görünüm" kutusunu tıklatın — Denetim Masası Proje panelinden ayrılmış değil, Proje paneli kontrol paneli sekmesini tıklatın. Bir damla-aşağı yemek listesi kompozisyonu panelinde 2 videolarda listesinde, "sol görünüm" için listesinde videoyu vurgulayın. "Sağdan görünüm" için bu adımı yineleyin.</li>
	<li>3B görünümüsağındaki kutusunda Kırmızı mavi LRseçin.</li>
	<li>Kırmızı-mavi gözlük kullanarak, Proje paneli görünümde inceleyin. 3B görünüm yanlış görünüyorsa, Takas sol-sağtıklatmayı deneyin. Sahne yakınsama ve Dikey hizalama gölgelenme ve göz herhangi bir zorlanma ortadan kaldırmak için ayarlayın.</li>
	<li>Video 3D yönünü kabul edilebilir olduğunda, kompozisyon tıklayarak vurgulayın ve kompozisyon seçin > Adım 3.7 olduğu gibi sıra işlemek için Ekle . Projedeki diğer dosyaları aynı klasöre video işlemek. Not: Bu dosya çok büyük olacaktır. Bir kez işlenir dosya, video düzenleme yazılımı kullanarak daha küçük bir dosya boyutuna yeniden işlenmiş olabilir.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Geng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+display+technologies.">Three-dimensional display technologies.</a> Advances in Optics and Photonics. 5, 456-535 (2013).</li><li>Ceccardi, T. L., Heath, R. L., Ting, I. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Low-temperature+exotherm+measurement+using+infrared+thermography.">Low-temperature exotherm measurement using infrared thermography.</a> HortScience. 30, 140-142 (1995).</li><li>Wimmer, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> History of thermal imaging, Security Sales and Integration. , (2011).</li><li>Wisniewski, M., Lindow, S. E., Ashworth, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observations+of+ice+nucleation+and+propagation+in+plants+using+infrared+video+thermography.">Observations of ice nucleation and propagation in plants using infrared video thermography.</a> Plant Physiology. 113, 327-334 (1997).</li><li>Kuprian, E., Tuong, T., Pfaller, K., Livingston, D. P., Neuner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+supercooling+of+reproductive+shoots+is+enabled+by+structural+ice+barriers+being+active+despite+an+intact+xylem+connection.">Persistent supercooling of reproductive shoots is enabled by structural ice barriers being active despite an intact xylem connection.</a> Public Library of Science ONE. 11, e0163160 (2016).</li><li>Livingston, D. P., Tuong, T. D., Murphy, J. P., Gusta, L., Wisniewski, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-definition+infrared+thermography+of+ice+nucleation+and+propagation+in+wheat+under+natural+frost+conditions+and+controlled+freezing.">High-definition infrared thermography of ice nucleation and propagation in wheat under natural frost conditions and controlled freezing.</a> Planta. 247, 791-806 (2017).</li><li>Boyles, R. P., Raman, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+climate+patterns+and+trends+in+North+Carolina+(1949-1998).">Analysis of climate patterns and trends in North Carolina (1949-1998).</a> Environment International. 29 (2-3), 263-275 (2003).</li><li>Poling, E. B., Poling, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Managing+Cold+Events.">Managing Cold Events.</a> A Growers' Guide to Production, Economics and Marketing. , 75-97 (2015).</li><li>Hacker, J., Neuner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ice+porpagaion+in+plants+visualized+at+the+tissue+level+by+infrared+differential+thermal+analysis+(IDTA).">Ice porpagaion in plants visualized at the tissue level by infrared differential thermal analysis (IDTA).</a> Tree Physiology. 27, 1661-1670 (2007).</li><li>He, J. Q., Harrison, R. J., Li, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+3D+imaging+system+for+strawberry+phenotyping.">A novel 3D imaging system for strawberry phenotyping.</a> Plant Methods. 13, 93-101 (2017).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

İki IR kamera bu iletişim kuralı için gerekli olan ve onlar biraz daha farklı açılardan1özneden amaçlayan gerekir. Bu 5-8 cm arayla olmak lensler gerektirecektir, ama her ikisi de aynı yerde filme konu amaçlayan gerekir. 2 kamera mercekleri izleyicinin gözleri için vekil bir tür olarak düşünün. Sol kamera sol göz ve doğru kameranın sağ gözü için ROM'una benzer. Son işlem yazılım sol görüntü kırmızı bir renge ve bir mavi renk, sağ görüntü kırmızı-mavi gözl?...

Fiziksel boyutların bir dünyada yaşayan rağmen araştırmacılar genellikle 2D görsel gözlemler raporlama ile sınırlıdır. 2D görüntüleri önemli bilgileri iletmek için genellikle yeterli olmakla birlikte, bu derinliği hakkında bilgi eksikliği yeteneğimizi algıladıkları ve gerçek dünya nesneleri karmaşıklığını anlamak için kısıtlar. 1
Bu eksikliği derinliği hakkında bilgi beri erken 1900'lerde1ticari film endüstrisi başta olmak üzere, 3D videolar üretmek için bir teşvik sağladı. Ancak, hala görüntüleri ve video net 3D bilgi üreten bu görüntüleri üretiminde yer alan karmaşıklığı tarafından engel. 3D film üretmek için en basit yaklaşım stereoskopik fotoğrafçılıkta kullanılan ilkeleri temel alır. Stereoskopik fotoğraf biraz farklı açılardan bir 3D görüntü beyinde ilettiği aynı nesnenin iki görüntü kullanır. Bu mümkün yapmak için her göz sadece kendi imajını (yani, sol görüntü sol gözüne ve doğru görüntü sağ gözü) bakmak gerekir. Beri gözler doğal olarak bu işe yaramaz, stereoskopik başlık1bu mümkün yapmak için tasarlanmıştır. Stereoskopik çeşitli görüntüleme teknikleri, de gibi kutuplaşma titreşimli, zaman-multiplexed ve baş-mount görüntü teknikleri, 3D Filmler, ama kırmızı ve yeşil (veya Camgöbeği) kullanarak renk titreşimli görüntülemeyi veya anaglif yöntem geliştirilmesi sırasında kullanılmış olan Gözlük en ucuz ve basit teknikleri biridir. 3D görüntüleme ve çeşitli tekniklerin kapsamlı bir inceleme için Geng1tarafından inceleyin.
IR termografi kullanarak bitkilerde buz gibi izleme ilkesi üzerinde dayanır ne zaman su donar, iç enerji2yukarı vermek gerekir. Elektromanyetik spektrum IR bölgede algılanabilir ısı şeklinde enerjidir. Kameralar IR enerji kaydetmek mümkün kullanımda 19293' ten beri olmuştur. Bitkilerde buz gibi film IR teknolojisini kullanan ilk yayımlanan rapor--dan Cecardi ve ark. olduğunu 2, ama kullanılan Kameranın çözünürlüğü doğru donma başlatıldığı doku belirlemek zordur. Wisniewski vd. 4 daha kesin bir yüksek çözünürlüklü kamera kullanarak birkaç bitki türleri içinde buz çekirdekleşme sitelerin belirledi. Geliştirilmiş IR termografi içinde kullanılan teknoloji olarak, daha yüksek çözünürlük fotoğraf keşifler dondurma5 ve hassas hücrede yerleşimi buz oluşumu6engelleri gibi yol açtı.
IR bireylerde filme bir zorluk sıcaklıklarda küçük farklılıklar nedeniyle oluşur. Bu tam olarak hangi nesneleri/buz gibi olduğundan belirlemek üzere benzer bir renk olmak görüş alanı içinde nesnelerin çoğu neden olur. Gider gibi belirli dokularda, dondurma, sırasını belirleme ya da buğday6' kökleri bu önemli olabilir. Buz gibi bitkilerin IR video 3D görüntüsü Eğer bitki hangi parçası belirli bir noktada zamanında buz gibi belirleme doğruluğu geliştirilebilir.
Çilek bazı alanlarda dondurucu soğuklar yetiştiricileri için ciddi endişe olan Amerika Birleşik Devletleri bir üründür. Büyüyen bazı koşullar altında 2-3 hafta önce ortalama son bahar dondurmak görünmesini çilek çiçekler için yaygındır. Bir donma olayı Haziran olarak geç çiçek ölümde Appalaş Dağları7 ve genellikle sonuçları bazı bölgelerde ortaya çıkabilir. Frost, bu nedenle, bunlar tabi alanlardaki çilek yetiştiricileri olaylar dondurmak için kritik korunmasıdır. Örneğin, çilek yetiştiricileri Kuzey Carolina'da gerekir frost-korumak, ortalama olarak, bloom ve 1-2 sabit donuyor sırasında erken dönem8çiçek önce 4-6 Don olayları arasında. Daha hoşgörülü dondurma çilek genotip geliştirmeye yardımcı olmak için dondurucu, buz çekirdekleşme ve yayma bitkinin diğer parçalara siteleri gibi çeşitli yönlerini anlamak önemlidir. IR termografi bu sorunları çözmek için etkili bir yol sağlar.
Burada, çilek donma olayları 3D anaglyph yöntemini kullanarak kayıt için bir tekniği göstermek için kullanın. Yaprak ve çiçek 3B alanda yaygın olarak dağıtılır ve 2D kızılötesi video içinde görüntülendiğinde ayırt etmek zor olabilir çünkü çilek Bu örnek için son derece uygundur.

<table><tbody><tr><td>T620 Infrared Camera and software</td><td>FLIR</td><td>55903-5122</td><td>2 cameras are needed. Software works only on a Windows-based computer</td></tr><tr><td>After Effects</td><td>Adobe</td><td>15.0.1.73</td><td>Post-Production Video Editing Software</td></tr><tr><td>Bandicam</td><td>Bandisoft</td><td>4.1.2.1385</td><td>Screen Capture Software</td></tr><tr><td>Laboratory Scissor Jack&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Eisco</td><td>CH0642A</td><td>Steel Platform 13X15 cm</td></tr><tr><td>Fastening Strap</td><td>Velcro</td><td>90441</td><td>To hold camera on jack.&amp;nbsp; Should be at least 60cm long by 2cm wide</td></tr><tr><td>Media Converter</td><td>iSkysoft</td><td>10.0.6</td><td>Software to convert mp4 files to .mov&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

protocol for producing three-dimensional infrared video of freezing in plants

Su donar, ısı verir çünkü bitkilerde buz gibi kızılötesi (IR) termografi, aracılığıyla izlenebilir. Ancak, renk karşıtlığını sorunları 2-Boyutlar (2D) kızılötesi görüntü biraz yorumlamak zorlaştırır. IR resim veya video 3 boyutlu (3D) olarak buz gibi bitkilerin ile ilgilenen daha doğru tanımlaması sitelerini buz çekirdekleşme için hem de donma ilerlemesini sağlayacak. Bu yazıda, buz gibi bir çilek bitki 3D bir kızılötesi video üretmek için nispeten basit bir yol gösterir. Çilek için beklenmeyen bahar tabi tutulur ekonomik açıdan önemli bir ürün donma olayları dünyanın birçok alanda var. Çilekli dondurma doğru bir anlayış doğurmak ve yetiştiricileri koşulları donma sırasında bitkiler için herhangi bir zarar görmesini önlemek için daha ekonomik yollar sağlar.
Teknik bir dondurma çilek film için biraz farklı açılarda iki IR kamera konumunu içerir. İki video akışları tam olarak aynı anda her iki kamera kayıtları bir ekran yakalama yazılımı kullanarak senkronize edilir. Kayıtları daha sonra görüntüleme yazılımı alınan olacaktır ve bir anaglif tekniği kullanılarak işlenebilir. Kırmızı-mavi gözlükle 3D video buz çekirdekleşme yaprak yüzeylerde hassas siteyi belirlemek kolaylaştırır.

Doğal olarak, IR video (Tamamlayıcı Video 1) dondurma çilek bitkisinin tüm yaprakları/çiçekler aynı anda dondu belirtti. Yaprak ve çiçek ayrı ayrı farklı sıcaklıklarda dondu ama yaprakları daha önce dondu çiçekler daha ve daha yüksek bir sıcaklık. Buna ek olarak, donma yaprakları ama mutlaka her yaprak üzerinde aynı konuma başladı. Bu sonuçlar daha önce çilek içinde tarif edilmistir değil iken, diğer bitki tür6' b...

Watch this Scientific Journal Video about Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants at JoVE.com

Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants

Burada, 3 boyutlu olarak buz gibi bir çilek bitki görüntü için bir protokol mevcut. Biraz farklı açılarda yerleştirilmiş iki kızılötesi kamera 3 boyutlu bitki dondurulması gözlemlemek için kırmızı-mavi anaglif video üretmek için kullanılır.

Bitkilerde buz gibi üç boyutlu kızılötesi Video üretimi için iletişim kuralı

Freezing in plants can be monitored using infrared (IR) thermography, because when water freezes, it gives off heat. However, problems with color contrast ...

protocol-for-producing-three-dimensional-infrared-video-freezing

Research

JoVE Journal

Environment

6.1K Görüntüleme.  United States Department of Agriculture and North Carolina State University. Burada, 3 boyutlu olarak buz gibi bir çilek bitki görüntü için bir protokol mevcut. Biraz farklı açılarda yerleştirilmiş iki kızılötesi kamera 3 boyutlu bitki dondurulması gözlemlemek için kırmızı-mavi anaglif video üretmek için kullanılır.

Video: Protocol for Producing Three-Dimensional Infrared Video of Freezing in Plants

The Use of High-resolution Infrared Thermography (HRIT) for the Study of Ice Nucleation and Ice Propagation in Plants

Freezing events that occur when plants are actively growing can be a lethal event, particularly if the plant has no freezing tolerance. Such frost events often have devastating effects on agricultural production and can also play an important role in shaping community structure in natural populations of plants, especially in alpine, sub-arctic, and arctic ecosystems. Therefore, a better understanding of the freezing process in plants can play an important role in the development of methods of frost protection and understanding mechanisms of freeze avoidance. Here, we describe a protocol to visualize the freezing process in plants using high-resolution infrared thermography (HRIT). The use of this technology allows one to determine the primary sites of ice formation in plants, how ice propagates, and the presence of ice barriers. Furthermore, it allows one to examine the role of extrinsic and intrinsic nucleators in determining the temperature at which plants freeze and evaluate the ability of various compounds to either affect the freezing process or increase freezing tolerance. The use of HRIT allows one to visualize the many adaptations that have evolved in plants, which directly or indirectly impact the freezing process and ultimately enables plants to survive frost events.

The Use of High-resolution Infrared Thermography HRIT for the Study of Ice Nucleation and Ice Propagation in Plants

Here we present a protocol that allows one to visualize sites of ice formation and avenues of ice propagation in plants utilizing high resolution infrared thermography (HRIT).

Bitkilerde Buz Çekirdeklenme ve Buz Yayma Çalışmaları Yüksek çözünürlüklü kızılötesi Termografi (HRIT) Kullanımı

Freezing events that occur when plants are actively growing can be a lethal event, particularly if the plant has no freezing tolerance. Such frost events ...

Çevre

RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop cultivars against environmental stresses. An experimental protocol is presented for RGB and hyperspectral imaging of root systems. The approach uses rhizoboxes where plants grow in natural soil over a longer time to observe fully developed root systems. Experimental settings are exemplified for assessing rhizobox plants under water stress and studying the role of roots. An RGB imaging setup is described for cheap and quick quantification of root development over time. Hyperspectral imaging improves root segmentation from the soil background compared to RGB color based thresholding. The particular strength of hyperspectral imaging is the acquisition of chemometric information on the root-soil system for functional understanding. This is demonstrated with high resolution water content mapping. Spectral imaging however is more complex in image acquisition, processing and analysis compared to the RGB approach. A combination of both methods can optimize a comprehensive assessment of the root system. Application examples integrating root and aboveground traits are given for the context of plant phenotyping and plant physiological research. Further improvement of root imaging can be obtained by optimizing RGB image quality with better illumination using different light sources and by extension of image analysis methods to infer on root zone properties from spectral data.

An experimental protocol is presented for assessment of soil grown plant root systems with RGB and hyperspectral imaging. Combination of RGB image time series with chemometric information from hyperspectral scans optimizes insights into plant root dynamics.

RGB ve bitki fenotipleme ve fizyolojik araştırma için spektral kök görüntüleme: deneysel kurulum ve iletişim kuralları görüntüleme

Better understanding of plant root dynamics is essential to improve resource use efficiency of agricultural systems and increase the resistance of crop ...

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of plant leaves or vertebrate lungs further difficulties arise from multiple transitions in refractive index between cellular components, between cells and airspaces and between the biological tissue and the rest of the optical system. Moreover, refractive index mismatches lead to attenuation of fluorophore excitation and signal emission in fluorescence microscopy. We describe here the application of the perfluorocarbon, perfluorodecalin (PFD), as an infiltrative imaging medium which optically improves laser scanning confocal microscopy (LSCM) sample imaging at depth, without resorting to damaging increases in laser power and has minimal physiological impact2. We describe the protocol for use of PFD with Arabidopsis thaliana leaf tissue, which is optically complex as a result of its structure (Figure 1). PFD has a number of attributes that make it suitable for this use3. The refractive index of PFD (1.313) is comparable with that of water (1.333) and is closer to that of cytosol (approx. 1.4) than air (1.000). In addition, PFD is readily available, non-fluorescent and is non-toxic. The low surface tension of PFD (19 dynes cm-1) is lower than that of water (72 dynes cm-1) and also below the limit (25 - 30 dyne cm-1) for stomatal penetration4, which allows it to flood the spongy mesophyll airspaces without the application of a potentially destructive vacuum or surfactant. Finally and crucially, PFD has a great capacity for dissolving CO2 and O2, which allows gas exchange to be maintained in the flooded tissue, thus minimizing the physiological impact on the sample. These properties have been used in various applications which include partial liquid breathing and lung inflation5,6, surgery7, artificial blood8, oxygenation of growth media9, and studies of ice crystal formation in plants10. Currently, it is common to mount tissue in water or aqueous buffer for live confocal imaging. We consider that the use of PFD as a mounting medium represents an improvement on existing practice and allows the simple preparation of live whole leaf samples for imaging.

A Simple Method for Imaging Arabidopsis Leaves Using Perfluorodecalin as an Infiltrative Imaging Medium

We describe the use of perfluorodecalin as an infiltrative mounting medium. This is a simple method for improving depth of imaging in Arabidopsis thaliana leaf tissue with minimal physiological impact.

Görüntüleme için Basit Bir Yöntem Arabidopsis Infiltratif Görüntüleme Orta Perfluorodecalin kullanarak bırakır.

The problem of acquiring high-resolution images deep into biological samples is widely acknowledged1. In air-filled tissue such as the spongy mesophyll of ...

Biyoloji

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

Uzun süreli, yüksek çözünürlüklü Konfokal Time Lapse Görüntüleme<em&gt; Arabidopsis Kotiledon</emÇimlenme sırasında&gt; Epidermis

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

Tandem High-pressure Freezing and Quick Freeze Substitution of Plant Tissues for Transmission Electron Microscopy

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, because of laborious and time-consuming protocols that also demand experience in preparation of artifact-free samples, TEM is not considered a user-friendly technique. Traditional sample preparation for TEM used chemical fixatives to preserve cellular structures. High-pressure freezing is the cryofixation of biological samples under high pressures to produce very fast cooling rates, thereby restricting ice formation, which is detrimental to the integrity of cellular ultrastructure. High-pressure freezing and freeze substitution are currently the methods of choice for producing the highest quality morphology in resin sections for TEM. These methods minimize the artifacts normally associated with conventional processing for TEM of thin sections. After cryofixation the frozen water in the sample is replaced with liquid organic solvent at low temperatures, a process called freeze substitution. Freeze substitution is typically carried out over several days in dedicated, costly equipment. A recent innovation allows the process to be completed in three hours, instead of the usual two days. This is typically followed by several more days of sample preparation that includes infiltration and embedding in epoxy resins before sectioning. Here we present a protocol combining high-pressure freezing and quick freeze substitution that enables plant sample fixation to be accomplished within hours. The protocol can readily be adapted for working with other tissues or organisms. Plant tissues are of special concern because of the presence of aerated spaces and water-filled vacuoles that impede ice-free freezing of water. In addition, the process of chemical fixation is especially long in plants due to cell walls impeding the penetration of the chemicals to deep within the tissues. Plant tissues are therefore particularly challenging, but this protocol is reliable and produces samples of the highest quality.

Obtaining high-quality transmission electron microscopy images is challenging, especially in the case of plant cells, which have abundant large water-filled vacuoles and aerated spaces. Tandem high-pressure freezing and quick freeze substitution greatly reduce preparation time of plant samples for TEM while producing samples with excellent ultrastructural preservation.

Tandem Yüksek basınçlı Donma ve Transmisyon Elektron Mikroskobu için Bitki Doku Hızlı Dondurma Değişiklik

Since the 1940s transmission electron microscopy (TEM) has been providing biologists with ultra-high resolution images of biological materials. Yet, ...

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ binding proteins that initiate Ca2+ signaling cascades. However, we still know little about how stimulus specific Ca2+ signals are generated. The specificity of a Ca2+ signal may be attributed to the sophisticated regulation of the activities of Ca2+ channels and/or transporters in response to a given stimulus. To identify these cellular components and understand their functions, it is crucial to use systems that allow a sensitive and robust recording of Ca2+ signals at both the tissue and cellular levels. Genetically encoded Ca2+ indicators that are targeted to different cellular compartments have provided a platform for live cell confocal imaging of cellular Ca2+ signals. Here we describe instructions for the use of two Ca2+ detection systems: aequorin based FAS (film adhesive seedlings) luminescence Ca2+ imaging and case12 based live cell confocal fluorescence Ca2+ imaging. Luminescence imaging using the FAS system provides a simple, robust and sensitive detection of spatial and temporal Ca2+ signals at the tissue level, while live cell confocal imaging using Case12 provides simultaneous detection of cytosolic and nuclear Ca2+ signals at a high resolution.

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

Ca2+ signaling regulates diverse biological processes in plants. Here we present approaches for monitoring abiotic stress induced spatial and temporal Ca2+ signals in Arabidopsis cells and tissues using the genetically encoded Ca2+ indicators Aequorin or Case12.

Ölçme Mekansal ve zamansal Ca<sup&gt; 2+</supArabidopsis Bitkilerde&gt; Sinyalleri

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ ...

Light Sheet Fluorescence Microscopy of Plant Roots Growing on the Surface of a Gel

One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the observation of the whole organ with a high spatial- as well as temporal resolution over prolonged periods of time, which may cause photo-toxic effects. This protocol shows a plant sample preparation method for light-sheet microscopy, which is characterized by mounting the plant vertically on the surface of a gel. The plant is mounted in such a way that the roots are submerged in a liquid medium while the leaves remain in the air. In order to ensure photosynthetic activity of the plant, a custom-made lighting system illuminates the leaves. To keep the roots in darkness the water surface is covered with sheets of black plastic foil. This method allows long-term imaging of plant organ development in standardized conditions.

This protocol shows a plant sample preparation method for light-sheet microscopy. The setup is characterized by mounting the plant vertically on the surface of a gel and letting it grow in controlled bright conditions. This allows long-term observation of plant organ development in standardized conditions.

Bir Gel Yüzeyinde Büyüyen Bitki kökleri Işık Sac Flüoresan Mikroskopi

One of the key questions in understanding plant development is how single cells behave in a larger context of the tissue. Therefore, it requires the ...

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is regulated spatially and temporally. The use of a fluorescent gene under the control of an immunity-related promoter in combination with an automated fluorescence microscopy is a simple way to understand spatiotemporal regulation of plant immunity. In contrast to the root tissues that have been used for a number of various intravital fluorescent imaging experiments, there exist few fluorescent live-imaging examples for the leaf tissues that encounter an array of airborne microbial infections. Therefore, we developed a simple method to mount leaves of Arabidopsis thaliana plants for live-cell imaging over an extended period of time. We used transgenic Arabidopsis plants expressing the yellow fluorescent protein (YFP) genefused to the nuclear localization signal (NLS) under the control of the promoter of a defense-related marker gene, Pathogenesis-Related 1 (PR1). We infiltrated a transgenic leaf with Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 (avrRpt2) strain (Pst_a2) and performed in vivo time-lapse imaging of the YFP signal for a total of 40 h using an automated fluorescence stereomicroscope. This method can be utilized not only for studies on plant immune responses but also for analyses of various developmental events and environmental responses occurring in leaf tissues.

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

We report a simple and versatile method for performing fluorescent live-imaging of Arabidopsis thaliana leaves over an extended period of time. We use a transgenic Arabidopsis plant expressing a fluorescent reporter gene under the control of an immunity-related promoter as an example for gaining spatiotemporal understanding of plant immune responses.

Arabidopsis montaj için çok yönlü bir yöntem Intravital zaman hata görüntüleme için yaprakları

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is ...

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water deficit or pathogens plays a crucial role. Identifying small molecules that regulate stomatal movement can therefore contribute to understanding the physiological basis by which plants adapt to their environment. Large-scale screening approaches that have been used to identify regulators of stomatal movement have potential limitations: some rely heavily on the abscisic acid (ABA) hormone signaling pathway, therefore excluding ABA-independent mechanisms, while others rely on the observation of indirect, long-term physiological effects such as plant growth and development. The screening method presented here allows the large-scale treatment of plants with a library of chemicals coupled with a direct quantification of their transpiration by thermal imaging. Since evaporation of water through transpiration results in leaf surface cooling, thermal imaging provides a non-invasive approach to investigate changes in stomatal conductance over time. In this protocol, Helianthus annuus seedlings are grown hydroponically and then treated by root feeding, in which the primary root is cut and dipped into the chemical being tested. Thermal imaging followed by statistical analysis of cotyledonary temperature changes over time allows for the identification of bioactive molecules modulating stomatal aperture. Our proof-of-concept experiments demonstrate that a chemical can be carried from the cut root to the cotyledon of the sunflower seedling within 10 minutes. In addition, when plants are treated with ABA as a positive control, an increase in leaf surface temperature can be detected within minutes. Our method thus allows the efficient and rapid identification of novel molecules regulating stomatal aperture.

Identification of Novel Regulators of Plant Transpiration by Large-Scale Thermal Imaging Screening in Helianthus Annuus

We provide a method for identifying modulators of foliar transpiration by large-scale screening of a compound library.

Helianthus Annuus'ta Büyük Ölçekli Termal Görüntüleme Taraması ile Bitki Transpirasyonunun Yeni Regülatörlerinin Belirlenmesi

Plant adaptation to biotic and abiotic stresses is governed by a variety of factors, among which the regulation of stomatal aperture in response to water ...

Optical Clearing of Plant Tissues for Fluorescence Imaging

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In addition, autofluorescence attributed to chlorophyll hampers the observation of fluorescent proteins in plants. For a long time, various clearing reagents have been used to make plants transparent. However, conventional clearing reagents diminish fluorescent signals; therefore, it has not been possible to observe the cellular and intracellular structures with fluorescent proteins. Reagents were developed that can clear plant tissues by removing chlorophyll while maintaining fluorescent protein stability. A detailed protocol is provided here for the optical clearing of plant tissues using clearing reagents, ClearSee (CS) or ClearSeeAlpha (CSA). The preparation of cleared plant tissues involves three steps: fixation, washing, and clearing. Fixation is a crucial step in maintaining the cellular structures and intracellular stability of fluorescent proteins. The incubation time for clearing depends on the tissue type and species. In Arabidopsis thaliana, the time required for clearing with CS was 4 days for leaves and roots, 7 days for seedlings, and 1 month for pistils. CS also required a relatively short time of 4 days to make the gametophytic leaves of Physcomitrium patens transparent. In contrast, pistils in tobacco and torenia produced brown pigment due to oxidation during CS treatment. CSA reduced the brown pigment by preventing oxidation and could make tobacco and torenia pistils transparent, although it took a relatively long time (1 or 2 months). CS and CSA were also compatible with staining using chemical dyes, such as DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) and Hoechst 33342 for DNA and Calcofluor White, SR2200, and Direct Red 23 for the cell wall. This method can be useful for whole-plant imaging to reveal intact morphology, developmental processes, plant-microbe interactions, and nematode infections.

Here, a method is described for making plant tissues transparent while maintaining the stability of fluorescent proteins. This technique facilitates deep imaging of cleared plant tissues without physical sectioning.

Floresan Görüntüleme için Bitki Dokularının Optik Temizlenmesi

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In ...

Bitkilerde buz gibi üç boyutlu kızılötesi Video üretimi için iletişim kuralı

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler