JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

سوف قابلة الأوعية الدموية المهندسة تحسين تطبيق السريرية. باستخدام أدلة كبيرة بسهولة مطبوعة 3D، تم إنشاء حلقات من العضلات الملساء الوعائية ومكدسة في شكل أنبوبي، وتشكيل الكسب غير المشروع الأوعية الدموية. يمكن أن يكون الحجم ترقيع لتلبية مجموعة من الأبعاد الشريان التاجي الإنسان ببساطة عن طريق تغيير حجم دليل مطبوعة 3D.

Abstract

لا يزال مرض الشريان التاجي السبب الرئيسي للوفاة، مما يؤثر على الملايين من الأميركيين. مع عدم وجود ترقيع الأوعية الدموية ذاتي المتاحة، وتوفر الطعوم المهندسة إمكانات كبيرة لعلاج المرضى. ومع ذلك، ترقيع الأوعية الدموية المهندسة هي عموما ليست قابلة بسهولة، الأمر الذي يتطلب تصنيع قوالب مخصصة أو أنابيب البوليمر من أجل تخصيص لأحجام مختلفة، مما يشكل ممارسة تستغرق وقتا طويلا ومكلفة. وتتراوح الشرايين الإنسان في قطر التجويف من حوالي 2،0 حتي 38 مم وسمك الجدار من حوالي 0،5-2،5 مم. لقد أنشأنا طريقة، يسمى "حزام زرع الطريقة"، والذي حلقات حجم مختلفة من الأنسجة من نوع الخلية المطلوبة، تظاهر هنا مع خلايا العضلات الملساء الوعائية (SMCS)، ويمكن إنشاؤها باستخدام أدلة من المشاركات مركز للسيطرة قطر التجويف والأغلفة الخارجية لإملاء سفينة سمك الجدار. ثم يتم تجميع هذه الحلقات الأنسجة لإنشاء بناء أنبوبي، ومحاكاة شكل طبيعي في أحد الاوعية الدموية. ويبلغ طول السفينة يمكن بالبريد مصممة ببساطة عن طريق تكديس عدد من حلقات المطلوبة لتشكل طول المطلوبة. مع تقنية لدينا، الأنسجة من أشكال أنبوبية، على غرار أحد الأوعية الدموية، ويمكن تصنيعها بسهولة في مجموعة متنوعة من أبعاد وأطوال لتلبية احتياجات العيادة والمريض.

Introduction

في علاج أمراض الشريان التاجي (CAD)، ويتم حصاد الأوعية الدموية من المريض نفسه كمادة الكسب غير المشروع لعملية جراحية. ومع ذلك، في كثير من الأحيان، والمرضى المصابين بأمراض لا تملك السفن قابلة للحياة للتبرع لأنفسهم، وفي الحالات التي لم يفعلوا، وموقع المانحة يسبب ضرر إضافي كبير ولديه خطر جدي للعدوى. 1 ترقيع الأوعية الدموية المهندسة يمكن أن تسد هذه الحاجة. التدرجية هو من أهمية قصوى بالنسبة للسفن الهندسة من أجل تلبية مجموعة واسعة من متطلبات المريض حجم السفينة. ومع ذلك، الأساليب الحالية للسفن الهندسة ليست بسهولة قابلة لل، وعادة ما تتطلب إعادة تصنيعها من قوالب معقدة أو السقالات البوليمر. الأكثر المهندسة الطعوم إما الاستفادة سقالة البوليمر أنبوبي الذي المصنف مع الخلايا الليفية الوعائية، العضلات الملساء، أو الخلايا البطانية. أو المتداول ورقة خلية حول مغزل لإنشاء أنبوب الأنسجة. تستند اثنين ترقيع الأوعية الدموية المهندسة في التجارب السريرية على decellularizeد منصة البوليمر ECM. 2، 3، 4 ترقيع بوليمر المتاحة للاستخدام في إصلاح الأوعية الدموية معروفة لديك مشاكل مع المباح، والتي يمكن أن تنشأ باعتبارها قضية رئيسية مع تطبيق على المدى الطويل من الكسب غير المشروع مع وجود البوليمر المستدام. وقد استخدمت قوالب أنبوبية لتصنيع أوعية تماما الخلوية، 5، 6، 7، 8، 9، 10، 11، 12، 13 التي الإجراءات يتطلب تصميم إضافي وتصنيع أداة لقوالب مخصصة لإنتاج السفن في مجموعة متنوعة من الأحجام .

الطريقة الموصوفة هنا يشمل تقنية جديدة لخلق الأوعية الدموية المهندسة تحجيم بسهولةترقيع باستخدام تخصيص 3D إدراج المطبوعة ولوحات الثقافة التقليدية. هي المصنفة 14 خلايا في لوحات مع تدرج من وظيفة المركزية والغلاف الخارجي. الضوابط آخر التجويف قطر، وتتيح للأحادي الطبقة خلية في تقرير المصير، التجمع في حلقة من الأنسجة. والخارجي ضوابط قذيفة سماكة من الحلبة، وبالتالي سماكة جدار السفينة النهائية. ثم يتم تجميع حلقات النسيج الانتهاء من تشكيل أنبوبي والكسب غير المشروع الأوعية الدموية. ميزة لهذه الطريقة، ويطلق عليه "حلقة زرع الطريقة،" هو أن أي نوع من الخلايا الملتصقة يمكن المصنف في الإعداد لوحة وحلقات الأنسجة أو أنابيب من أي حجم الحاجة للتطبيق المطلوب يمكن توليدها عن طريق ببساطة تعديل إدراج دليل. لا تزال تقنيات نسبية في الأنسجة حلقات الهندسة خلق من الأنسجة يصعب على نطاق وو 15 و 16 التي تتطلب إعادة تصنيعها من قوالب لكل الحجم المطلوب. بالإضافة إلى ذلك، قدمت ترقيع الأوعية الدموية باستخدام هذه الطريقة يمكن إنتاجد في 2-3 أسابيع، عدة أسابيع أسرع مقارنة مع السفن المهندسة أخرى. 6 بالنسبة للعيادة، ويمكن هذه المرة التناقض فارقا كبيرا في علاج المريض المتدهور.

Protocol

1. خلية التحضير الثقافة

  1. الاستفادة من الشريان الأبهر خلايا العضلات الملساء الإنسان شراؤها تجاريا.
  2. الحفاظ على الخلايا في العضلات الملساء وسائل الاعلام نمو الخلايا تتكون من 88.6٪ 231 وسائل الإعلام، 0.1٪ لكل منهما من الانسولين المؤتلف الإنسان (RH-الأنسولين)، المؤتلف عامل نمو الخلايا الليفية الإنسان (RH-جمعية جيل المستقبل)، المؤتلف عامل نمو البشرة البشري (RH-جمعية جيل المستقبل)، وحمض الاسكوربيك. و 5٪ في كل من مصل بقري جنيني (FBS) ولام الجلوتامين. و1٪ مضاد حيوي / مضاد فطري.
    ملاحظة: كل عامل النمو، FBS ولام الجلوتامين يتم شراؤها بوصفها مجموعة نمو وسائل الإعلام الأوعية الدموية.
  3. وسائل الإعلام تغيير كل 48 ساعة حتى خلايا حوالي 90٪ متموجة وجاهزة للزرع الأنسجة.
  4. تخزين الخلايا في حاضنة في بين التغييرات الوسائط للتوسع.

2. إعداد 3D مطبوعة مدرجات وسيليكون مخصص مصبوب لوحات

  1. استخدام طابعة 3D التجارية (على سبيل المثال، المكرر البسيطة) ل3D طباعة إدراج لوحة.
    1. استخدام المرجعأون مصدر تصميم البرمجيات 3D مثل خلاط لخلق 3D نماذج للقذائف الخارجي والمشاركات المطبوعة.
    2. تصدير ملف برنامج التشغيل للنموذج عن طريق شكل تنسيق stl السماح لقابلية لبرنامج الطابعة 3D ل.
    3. إنتاج المشاركات المطبوعة وقذائف الخارجي باستخدام بولي (حامض اللبنيك) خيوط (PLA) تحميلها في الطابعة 3D.
    4. بعد الطباعة، إجراء 30 دقيقة نقع في 70٪ -100٪ محلول الإيثانول لتعقيم كل إدراج.
  2. إعداد وكيل 01:10 علاج لقاعدة خليط البوليمر بولي (dimethylsiloxane) (PDMS) سيليكون البوليمر والسماح للخليط لديغا في درجة حرارة الغرفة لمدة 10 دقيقة.
    1. تحديد أحجام بتري طبق تستخدم صغير (35 مم) والمتوسط ​​(60 ملم)، وكبير (100 ملم).
    2. إضافة 2 مل، 4 مل و 6 مل من السيليكون غير مخمر إلى كل لوحة صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي، وخلق طبقة رقيقة عبر الجزء السفلي بأكمله من طبق بتري.
    3. خلق وظائف لوحة صغيرة عن طريق سكب PDMS إلى100 لوحة مم على ارتفاع 7 ملم وتسمح لعلاج على طبق ساخن عند 60 درجة مئوية لمدة 2-3 ساعات. ثم استخدام خزعة لكمة 5 مم لكمة من المشاركات أسطواني. استخدام كمية صغيرة من PDMS غير مخمر لتأمين كل PDMS اسطوانة ووسط كل لوحة صغيرة.
    4. لوحات المتوسطة والكبيرة، وذلك قبل استكمال علاج من PDMS في الجزء السفلي من لوحة، ضع المشاركات 3D المطبوعة 10 مم و 20 مم في القطر مركزيا في كل لوحات المتوسطة والكبيرة، على التوالي. لوحات كبيرة، بالإضافة إلى وضع 3D المطبوعة الغلاف الخارجي حوالي 66.7 ملم في تساوي البعد قطر من منصبه.
      1. يسمح لكل طبق لعلاج في الهواء الطلق على طبق ساخن عند 60 درجة مئوية لمدة 2-3 ساعات، والسماح 18 ساعة لإزالة الغازات من البوليمر. إصلاح المكونات المطبوعة على لوحة في المنطقة المناسبة والتوجيه كما رأينا في الشكل 1.
    5. إضافة حل 70٪ من الإيثانول مع 30٪ من الماء المقطر لمدة 30 دقيقة إلى داخل كل جيش التحرير الشعبى الصينىقسم التدريب والامتحانات للتعقيم ثم تغطي كل لوحة.
    6. بعناية نضح الإيثانول من كل لوحة والسماح للهواء الجاف.
    7. ترتيب كل لوحة في مجلس الوزراء السلامة البيولوجية (BSC) بجانب لها غطاء، وجها. فضح لوحات والأغطية للأشعة فوق البنفسجية تحت BSC لمدة 30 دقيقة لإتمام عملية التعقيم. يتم تنفيذ تقنية معقمة مع كل خطوة بعد التعرض للأشعة فوق البنفسجية.

3. إعداد الليفين هيدروجيل، البذر مع خلايا العضلات الملساء وصيانة لوحات

  1. مزيج حل من هلام الليفين التي تحتوي على وسائط النمو + 0.01٪ TGF-β1 في كميات من 0.5 مل، 1.1 مل و1.81 مل لأحجام وحة صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي.
    1. إضافة 40 ميكرولتر، 88.4 ميكرولتر و 145 ميكرولتر من الثرومبين، من الأسهم من 100 U / مل، إلى وسائل الإعلام من كل لوحة صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي. دوامة بلطف كل لوحة من جهة لضمان الثرومبين يتم خلط بالتساوي في وسائل الاعلام.
    2. المقبل، إضافة 1601؛ L، 354 ميكرولتر و 580 الفيبرينوجين ميكرولتر من الأسهم من 20 ملغ / مل، وانخفاض الحكيم دائري إلى خليط الثرومبين وسائل الإعلام إلى كل لوحة صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي. دوامة بلطف باليد لضمان خلط وتوزيع هيدروجيل إلى حتى طبقة.
    3. السماح هيدروجيل إلى علاج لمدة 10-15 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
  2. يعرض للتريبسين خلايا العضلات الملساء توسعت في لوحات ثقافة الخلية 150 ملم وأجهزة الطرد المركزي وفقا لبروتوكولات موحدة. يجب أن بيليه معلق مما يؤدي إلى 3 مل من وسائل الاعلام التمايز تتألف من 98٪ - 231 وسائل الإعلام، 1٪ FBS و 1٪ مضاد حيوي / مضاد فطري.
    1. بقوة خلط الخلايا عن طريق المعايرة صعودا وهبوطا مع ماصة 2 مل لتفريق أي كتل الخلايا. عدد الخلايا مع عدادة الكريات وإنشاء تعليق خلية من 2 × 10 6 خلية / مل، 1.0 × 10 7 خلية / مل و 1.4 × 10 7 خلية / مل لوحات صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي.
    2. إضافة 1 مل من كل كثافة تعليق خليةالزراعة العضوية الموافق 50 مل المخروطية وصفت الصغيرة والمتوسطة والكبيرة. إعداد إضافي 50 مل المخروطية على هذا النحو لكل حلقة الأنسجة الإضافية المطلوبة.
    3. إضافة وسائط التمايز إلى كل المخروطية للحصول على كميات البذر النهائية من 2 مل، 4 مل و 5 مل لكل سفينة صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي. ثم، الماصة بعناية حل الخلية قطرة من الحكمة على رأس هيدروجيل مستعد في كل لوحة المقابلة.
    4. مكان لوحات في حاضنة عند 37 درجة مئوية و 5٪ CO 2.
  3. وسائل الإعلام التمايز تغيير كل 48-72 ساعة لكل لوحة. في حالة لوحة أكبر، وتغيير وسائل الاعلام في البداية بعد 24 ساعة، ثم تغييره كل 48-24 ساعة للتعويض عن كثافة الخلية البذر كبيرة.
    1. بعد 2-4 أيام والحلقات سيكون قد تعاقدت تماما في نحو آخر، إضافة 10 ميكرولتر، 20 ميكرولتر و 35 ميكرولتر من TGF-β1 إلى كل حلقة صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي. بعد التعرض للTGF-β(1)؛ لمدة 24 ساعة على الأقل، وخواتم جاهزة ليتم التعامل معها.

4. الجمعية الأوعية الدموية بناء وصيانة

  1. قبل تلفيق بناء الأوعية الدموية النهائي، يتم إنشاء حاوية المتخصصة لعقد سفينة الانتهاء.
    1. للسفينة صغيرة، خلق لوحة طويلة لعصابة التراص عن طريق قطع الجزء 2 بوصة من أعلى مل أنبوب مخروطي 50 البولي، ثم PDMS الغراء حافة القطع في لوحة 35 ملم. استخدام غطاء مخروطي كما غطاء لوحة.
    2. للسفينة حلقة طويل القامة المتوسطة والكبيرة التراص لوحات، وقطع 1.75 بوصة أنبوب البولي قطرها إلى 2.5 بوصة أقسام بالطول لتكون بمثابة الجدران لوحة طويل القامة. لقيعان لوحة طويل القامة، وقطع ورقة البولي 0.125 بوصة سميكة إلى 2 بوصة قطع دائرة قطرها. باستخدام الاكريليك الاسمنت المذيبات، ربط قسم أنبوب البولي إلى التعميم قطع قطعة. استخدام غطاء من طبق بتري 60 ملم والغطاء لوحة طويل القامة.
    3. 3D صالمشاركات rint 5 و 10 و 20 مم في القطر، و 50 ملم في الطول.
    4. إضافة 10 مل من السيليكون غير مخمر في كل حاوية. قبل علاج كامل للPDMS، مركزيا وضع كل وظيفة بإنشائه في الخطوة 4.1.3 في كل حاوية صغيرة ومتوسطة، وكبيرة.
    5. السماح لعلاج على مجموعة لوحة الساخن إلى 60 درجة مئوية لمدة 2-3 ساعات.
    6. تعقيم بمحلول مكون من 70٪ من الإيثانول مع 30٪ من الماء المقطر لمدة 30 دقيقة.
    7. بعناية نضح الإيثانول من كل حاوية ومن ثم السماح للهواء الجاف في ش. التالي، وترتيب الحاويات في غطاء محرك السيارة مع كل لوحة وضعت بجانب لها غطاء، وجها. كشف الحاويات لضوء الأشعة فوق البنفسجية تحت BSC لمدة 30 دقيقة إضافية لمزيد من التعقيم. استخدام تقنية معقمة مع كل خطوة بعد التعرض للأشعة فوق البنفسجية.
  2. باستخدام ملقط دقيق جدا، وإزالة بعناية كل توالت بإحكام العضلات الملساء حلقة هيدروجيل من منصبه ونقل إلى حاوية أكبر المقابلة مع الوظائف طويل القامة.
    1. استخدام زوج منملقط في كل جهة، ورفع جانب واحد من عصابة من آخر، ثم من جهة أخرى. كن حذرا لحماية والحفاظ على التجويف.
    2. إجراء نقل مع هذا الأسلوب بكلتا اليدين، انزلاق أول فريق واحد، ثم الجانب الآخر من الحلبة على آخر طويل القامة. باستخدام طيف والحركات تدريجية، والعمل محيطي، ودفع ببطء تسدل على آخر طويل القامة. بعد ذلك كومة حلقات الأنسجة حتى تم الحصول على طول سفينة المطلوب، مع كل حلقة يستمد ما يقرب من 1-2 ملم من الطول إلى بناء الانتهاء.
  3. مع كومة حلقة المتمركزة على 3D المطبوعة المشاركات طويل القامة، وتحويل لوحة بحيث منصب موازية مع سطح العمل.
    1. باستخدام micropipette، إضافة 40 و 80 و 160 ميكرولتر من الثرومبين بتركيز 100 U / مل بلطف على السطح الخارجي من كل سفينة صغيرة ومتوسطة وكبيرة، على التوالي. وفي الوقت نفسه إضافة الثرومبين، وتناوب ببطء لوحة لضمان حتى تغطية جميع الأسطح للبناء.وستكون هذه هي قاعدة للالغراء الليفين تستخدم لتأمين بناء حلقة المكدس في الأيام الأولى بعد البناء.
    2. المقبل، إضافة 40 و 80 و 160 ميكرولتر من الفيبرينوجين بتركيز 20 ملغ / مل لكل بناء صغيرة، ومتوسطة، وكبيرة، على التوالي، باستخدام micropipette في حين تناوب على بناء بسرعة. والثرومبين والفيبرينوجين المسارعة إلى هلام الراسخ مرة واحدة مختلطة. ويرجع ذلك إلى وقت المعالجة قصيرة، تطبيق الفيبرينوجين بسرعة وبشكل متساو قدر الإمكان.
  4. إضافة 20 مل من وسائل الاعلام التمايز إلى كل حاوية عقد بناء. سفن مكان في الحاضنة 37 درجة مئوية لحين الحاجة إليها. تغيير وسائل الاعلام كل 3-5 أيام.

النتائج

تظاهر هنا هو تلفيق من 3 أحجام مختلفة الكسب غير المشروع الأوعية الدموية المهندسة (الشكل 1)، وتبين أن حلقة زرع الطريقة (RSM) غير قابلة لل. لإثبات إمكانية تطبيقها، وأحجام السفن مختلفة 3 اختار متطابقة مع حجم السفينة البشري الفعلي لالأمامي الأيسر ا?...

Discussion

يعرض حلقة زرع الطريقة مزايا متعددة على الأنسجة المهندسة وتقنيات بناء الأوعية الدموية الحالية. ويمكن تكييف RSM لإنشاء السفن البشرية من أي حجم ببساطة عن طريق تخصيص منصب والغلاف الخارجي الأبعاد. يسمح لدينا وسيلة لتطوير السفن خالية من البوليمر المهندسة تتكون فقط من خلاي?...

Disclosures

الكتاب ليس لديهم ما يكشف.

Acknowledgements

فإن الكتاب أود أن أشكر لدينا زميل لام الزملاء مختبر عمار شيشتي وBijal باتيل للحصول على المساعدة الكريمة مع بعض من ثقافة الأنسجة والخلايا. تم توفير التمويل من جامعة واين ستايت النانوي زمالة (CBP)، للبدء في إنشاء صناديق ومعهد بحوث القلب والأوعية الدموية غرانت البذور (MTL).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Human Aortic Smooth Muscle Cells ATCCPCS-100-012vascular smooth muscle cells
Medium 231Gibco (Life Technologies M-231-500media specific to vascular smooth muscle cells
Human Aortic Smooth Muscle Cell Growth Kit ATCCPSC-100-042growth factors for maintaining vascular smooth muscle cell viability
Replicator Mini 3D printer MakerBot N/A3D printer
Poly(lactic acid) 3D ink (PLA)MakerBot N/A3D printer filament
Poly(dimethlysiloxane) (PDMS)Ellworth Adhesives 3097358-1004polymer for gluing plate parts
FibrinogenHyclone Labratories, Inc.SH30256.01fibrin gel component
Thrombin Sigma Life SciencesF3879-5Gfibrin gel component
Tranforming Growth Factor-Beta 1 PeproTech100-21growth factor for stimulating collagen production
Hemocytometer Hausser Scientific Co.3200for cell counting
Polycarbonate tubing US Plastics PCTUB1.750X1.625material for making tall, ring stacking plates
Polycarbonate sheet Home Depot409497material for making tall, ring stacking plates
Adhesive polymer solvent SCIGRIP10799material for making tall, ring stacking plates
Instron 5940InstronN/Atensile testing machine
U-StretchCell ScaleN/Atensile testing machine
Smooth Muscle Actin MA5-11547Thermo Fisherantibody
TropomyosinMA5-11783Thermo Fisherantibody

References

  1. Luciani, G. B., et al. Operative risk and outcome of surgery in adults with congenital valve disease. ASAIO J. 54 (5), 458-462 (2008).
  2. Lawson, J. H., et al. Bioengineered human acellular vessels for dialysis access in patients with end-stage renal disease: two phase 2 single-arm trials. Lancet. 14 (387), 2026-2034 (2016).
  3. McAllister, T. N., et al. Effectiveness of haemodialysis access with an autologous tissue-engineered vascular graft: a multicentre cohort study. Lancet. 373 (9673), 1440-1446 (2009).
  4. Wystrychowski, W., et al. First human use of an allogeneic tissue-engineered vascular graft for hemodialysis access. J Vasc Surg. 60 (5), 1353-1357 (2014).
  5. Konig, G., et al. Mechanical properties of completely autologous human tissue engineered blood vessels compared to human saphenous vein and mammary artery. Biomaterials. 30 (8), 1542-1550 (2009).
  6. Gui, L., et al. Construction of tissue-engineered small-diameter vascular grafts in fibrin scaffolds in 30 days. Tissue Eng Part A. 20 (9-10), 1499-1507 (2014).
  7. Sundaram, S., Echter, A., Sivarapatna, A., Qiu, C., Niklason, L. Small-diameter vascular graft engineered using human embryonic stem cell-derived mesenchymal cells. Tissue Eng Part A. 20 (3-4), 740-750 (2014).
  8. Quint, C., Arief, M., Muto, A., Dardik, A., Niklason, L. E. Allogeneic human tissue-engineered blood vessel. J Vasc Surg. 55 (3), 790-798 (2012).
  9. Quint, C., et al. Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit. Proc Natl Acad Sci U S A. 31 (108), 9214-9219 (2011).
  10. Dahl, S. L., et al. Readily available tissue-engineered vascular grafts. Sci Transl Med. 2 (68), (2011).
  11. Syedain, Z. H., Meier, L. A., Lahti, M. T., Johnson, S. L., Tranquillo, R. T. Implantation of completely biological engineered grafts following decellularization into the sheep femoral artery. Tissue Eng Part A. 20 (11-12), 1726-1734 (2014).
  12. Syedain, Z. H., Meier, L. A., Bjork, J. W., Lee, A., Tranquillo, R. T. Implantable arterial grafts from human fibroblasts and fibrin using a multi-graft pulsed flow-stretch bioreactor with noninvasive strength monitoring. Biomaterials. 32 (3), 714-722 (2011).
  13. Meier, L. A., et al. Blood outgrowth endothelial cells alter remodeling of completely biological engineered grafts implanted into the sheep femoral artery. J Cardiovasc Transl Res. 7 (2), 242-249 (2014).
  14. Pinnock, C. B., Meier, E. M., Joshi, N. N., Wu, B., Lam, M. T. Customizable engineered blood vessels using 3D printed inserts. Methods. S1046-2023 (15), 30184-30185 (2015).
  15. Blakely, A. M., Manning, K. L., Tripathi, A., Morgan, J. R. Bio-Pick, Place,and Perfuse: A New Instrument for Three-Dimensional Tissue Engineering. Tissue Eng Part C Methods. 21 (7), 737-746 (2015).
  16. Gwyther, T. A., et al. Engineered vascular tissue fabricated from aggregated smooth muscle cells. Cells Tissues Organs. 194 (1), 13-24 (2011).
  17. Fearon, W. F., et al. Changes in coronary arterial dimensions early after cardiac transplantation. Transplantation. 27 (6), 700-705 (2007).
  18. Erbel, R., Eggebrecht, H. Aortic dimensions and the risk of dissection. Heart. 92 (1), 137-142 (2006).
  19. Ha, D. M., et al. Transforming growth factor-beta 1 produced by vascular smooth muscle cells predicts fibrosis in the gastrocnemius of patients with peripheral artery disease. J Transl Med. 14, 39 (2016).
  20. Skalli, O., et al. Alpha-smooth muscle actin, a differentiation marker of smooth muscle cells, is present in microfilamentous bundles of pericytes. J Histochem Cytochem. 37 (3), 315-321 (1989).
  21. von der Ecken, J., et al. Structure of the F-actin-tropomyosin complex. Nature. 519 (7541), 114-117 (2015).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

121 3D

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved