Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يعترف العديد من الجمعيات العلمية الدولية بالتبريد البويضات كمعيار ذهبي للحفاظ على الخصوبة لدى النساء بعد الولادة. تضمن الاستراتيجيات السريرية والمختبرية المناسبة أقصى قدر من الفعالية والكفاءة والسلامة لعلاجات الحفاظ على الخصوبة.

Abstract

الحفاظ على خصوبة الإناث أمر بالغ الأهمية في نظام الرعاية الصحية متعدد الوظائف الذي يعتني بنوعية حياة المرضى في المستقبل. يعترف العديد من الجمعيات العلمية الدولية بالتبريد البويضات كمعيار ذهبي للحفاظ على الخصوبة لدى النساء بعد الولادة ، لكل من المؤشرات الطبية وغير الطبية. المؤشرات الطبية الرئيسية هي أمراض الأورام، وأمراض النساء مثل بطانة الرحم الحادة، والأمراض الجهازية التي تعرض احتياطي المبيض للخطر، والظروف الوراثية التي تنطوي على انقطاع الطمث المبكر. تصف هذه الورقة مجمل العمل السريري والمختبري لعلاج الحفاظ على الخصوبة من خلال تحديد توصيات لتقديم المشورة الموضوعية والقائمة على الأدلة. وعلاوة على ذلك، فإنه يركز على فعالية الإجراء ويصف الاستراتيجيات الأنسب لاستغلال احتياطي المبيض بشكل كامل وتعظيم عدد البويضات التي تم استرجاعها في أقصر وقت ممكن. وقد تم تقييم احتياطي المبيض، وتعريف بروتوكول التحفيز المثالي، فضلا عن استرجاع البويضات، والتقييم، وإجراءات التزجيج مفصلة جنبا إلى جنب مع النهج لتحقيق أقصى قدر من الكفاءة والكفاءة والسلامة.

Introduction

كان تطوير وتنفيذ برنامج فعال لالتبريد للبويضات البشرية طفرة كبيرة في الطب التناسلي. وفقا للأدلة الحديثة، التزجيج هو الاستراتيجية الأكثر فعالية للحفاظ على البرد ميتافيزي الثاني (MII) البويضات، كما أنه يؤدي إلى معدلات البقاء على قيد الحياة أعلى إحصائيا بالمقارنة مع تجميد بطيء، بشكل مستقل عن السكان المرضى (المرضى الذين يعانون من العقم أو برنامج التبرع بالبويضات)1،2،3. أدت الإنجازات الملحوظة لتزجيج البويضات إلى أن تنطق لجان الممارسة التابعة للجمعية الأمريكية للطب التناسلي (ASRM) وجمعية التكنولوجيا الإنجابية المساعدة (SART) بأن تكون هذه التقنية الأكثر فعالية للحفاظ على الخصوبة الاختيارية لدى النساء بعد الولادة ، لكل من المؤشرات الطبية وغير الطبية4و5و6. وتشمل المؤشرات الطبية للحفاظ على الخصوبة (1) السرطان وأمراض المناعة الذاتية التي تتطلب العلاجات7 مثل العلاج الإشعاعي، والعلاج الكيميائي السام للخلايا، والعلاج بالغدد الصماء (الذي يرتبط تأثيره الضار على احتياطي المبيض بعمر الأم وكذلك نوع وجرعة العلاج)؛ و(2) الأمراض التي تؤثر تأثيرا ضارا على الخصوبة. '2' أمراض المبيض التي تتطلب جراحة متكررة أو جذرية (مثل بطانة الرحم)8؛ و(3) الحالات الوراثية (مثل X-الهشة) أو فشل المبيض المبكر. وبالإضافة إلى ذلك، أصبح الحفاظ على الخصوبة خيارا قيما لجميع النساء اللاتي لم يحققن هدفهن الأبوي لأسباب غير طبية (تعرف أيضا باسم التجميد الاجتماعي).

بغض النظر عن الإشارة إلى الحفاظ على الخصوبة ووفقا للمبادئ التوجيهية الدولية الرئيسية بشأن الحفاظ على الخصوبة، يجب أن يتلقى جميع المرضى الراغبين في vitrify البويضات الخاصة بهم المشورة المناسبة لإعلامهم بفرصتهم الواقعية للنجاح، والتكاليف، والمخاطر، والقيود المفروضة على الإجراء9،10،11،12،13. الأهم من ذلك، ينبغي أن يكون واضحا أن التزجيج مجموعة من البويضات MII لا يضمن الحمل، ولكن أنه يوفر فرصة أكبر للنجاح في المستقبل في علاج الإخصاب في المختبر (IVF)، إذا لزم الأمر14. في هذا الصدد، فإن عمر المرأة في وقت التزجيج البويضات هو بالتأكيد العامل الأكثر أهمية الحد15 كما سن الأمومة المتقدمة (AMA؛ >35 سنة) هو السبب الرئيسي للعقم الإناث16. إلى جانب انخفاض تدريجي في احتياطي المبيض، ويرتبط AMA مع ضعف كفاءة البويضات بسبب المسارات الفسيولوجية المعيبة مثل التمثيل الغذائي، والتنظيم اللاجيني، ونقاط التفتيش دورة الخلية، والفصل المريوتيكي17. لذلك ، فإن العدد المعقول للبويضات إلى الفيتريف يعتمد بشكل رئيسي على عمر الأم. في النساء الأصغر من 36 سنة، مطلوب ما لا يقل عن 8-10 البويضات MII18 لتحقيق أقصى قدر من فرصة النجاح. بشكل عام ، كلما ارتفع عدد البويضات الزهية ، كلما زاد احتمال النجاح. لذلك، فإن تكييف تحفيز المبيض وفقا لعلامات احتياطي المبيض مثل مستويات الهرمون المضاد للمولريان (AMH) أو عدد الجريبات النملية (AFC) أمر بالغ الأهمية لاستغلال احتياطي المبيض بشكل كامل في أقصر وقت ممكن.

سلامة الإجراء كله هو القضية الرئيسية الأخرى عند تسجيل المرضى للحفاظ على الخصوبة. يجب على الأطباء استخدام أفضل الاستراتيجيات لتقليل المخاطر ومنع (i) متلازمة فرط تحفيز المبيض (OHSS) باستخدام نهج آمنة مثل بروتوكول خصم هرمون إطلاق الغدد التناسلية (GnRH) يليه مشغل ناهض GnRH19 و (2) جهاز التحكم عن بعد ، ولكن من الممكن، مخاطر النزيف البريتوني، إصابة هياكل الحوض (الحالب، الأمعاء، الزائدة الدودية، الأعصاب)، أو عدوى الحوض أثناء استرجاع البويضات. وأخيرا، (3) ترتبط الأنظمة التقليدية للتحفيز مع استراديول مصل فوق الفيزيائية، وبالتالي، لا ينصح في الأمراض الحساسة للاستروجين مثل سرطان الثدي. بروتوكولات تنطوي على مثبطات الأروماتاز (مثل ليتروزول أو تاموكسيفين) هي أكثر ملاءمة في هذه الحالات20,21. في الإعداد المختبري ، لا يزال البروتوكول الأكثر انتشارا لتزجيج البويضات هو البروتوكول الذي وصفه كواياما وزملاؤه2،23، والذي يتكون من إجراء تدريجي يتضمن إضافة تدريجية لمضادات التبريد (CPAs). في المرحلة الأولى (التوازن / الجفاف) ، تتعرض البويضات في محلول CPA يحتوي على 7.5٪ v / v جلايكول الإيثيلين و 7.5٪ v /v ثنائي ميثيل سلفوسيد (DMSO) ، بينما في المرحلة الثانية ، يتم نقل البويضات إلى حل التزجيج مع 15٪ v/v جلايكول الإيثيلين و 15٪ v/v DMSO، بالإضافة إلى 0.5 مول / لتر السكروز. بعد حضانة قصيرة في وسط التزجيج ، يمكن وضع البويضات في مبردات مفتوحة مصممة خصيصا وسقطت أخيرا في النيتروجين السائل عند -196 درجة مئوية ليتم تخزينها حتى الاستخدام.

هنا، تم وصف العمل السريري والمختبري بأكمله لعلاج الحفاظ على الخصوبة من خلال (1) تحديد التوصيات للحصول على المشورة الموضوعية والقائمة على الأدلة، (2) مع التركيز على فعالية تكلفة الإجراء، و (3) وصف الاستراتيجيات الأكثر ملاءمة لاستغلال احتياطي المبيض بشكل كامل وتعظيم عدد البويضات التي تم استرجاعها في أقصر وقت ممكن. سيتم تفصيل تقييم احتياطي المبيض ، وتعريف بروتوكول التحفيز المثالي ، وكذلك إجراءات استرجاع البويضات والتكريد والتزجيج جنبا إلى جنب مع النهج لتحقيق أقصى قدر من فعاليتها وكفاءتها وسلامتها. وبما أن البروتوكولات أو التعديلات الأخرى لهذا البروتوكول موجودة في المؤلفات، فإن النتائج التمثيلية وأقسام المناقشة في هذه المخطوطة تنطبق فقط على هذا الإجراء.

Protocol

1. العمل والمشورة السريرية

ملاحظة: في حالة المرضى الذين يحتاجون إلى الحفاظ على الخصوبة لأسباب تتعلق بالأورام، تأكد من عدم وجود قائمة انتظار للتشاور الجدولة، ويتم توفير الموعد في أقرب وقت ممكن.

  1. فحص التاريخ الطبي والوثائق السابقة، وتقييم الحالة الصحية العامة للمريض.
  2. سجل جميع المعلومات (بما في ذلك موافقة طبيب الأورام على الخضوع لتحفيز المبيض في حالة مرضى السرطان) في قاعدة بيانات علائقية.
  3. تزويد المريض باستشارات محددة حول جدوى الإجراء. شرح خطوات الإجراء (تحفيز المبيض، استرجاع البويضات، تزجيج البويضات)، وإبلاغها عن فرص واقعية للنجاح (تعتمد أساسا على سن الأم والعدد المتوقع من البويضات MII في وقت استرجاع البويضات)، فضلا عن تكلفة وقيود الإجراء.
  4. إجراء الموجات فوق الصوتية عبر المهبل للحصول على معلومات عن احتياطي المبيض (أي الاتحاد الآسيوي لكرة القدم) وتقييم إمكانية الوصول إلى المبيضين لجمع البويضات.
  5. طلب اختبارات الدم لتقييم فصيلة الدم وعامل ريسوس، وفحص التخثر (عدد الدم، البروثرومبين، الجلطات، الفيبرينوجين، البروتين C، البروتين S، المضادة للثرومبين الثالث، الهوموسيستين)، والأمراض المعدية (التهاب الكبد B، التهاب الكبد C، فيروس نقص المناعة البشرية، مختبر أبحاث الأمراض التناسلية/ تريبونيما pallidum Hemagglutination Assay).
    ملاحظة: في حالة وصول المرضى إلى برنامج الحفاظ على الخصوبة لأسباب طبية غير عاجلة، قد يشمل التقييم الأكثر شمولا الهرمون القاعدي المحفز للجريب (FSH)، وهرمون اللوتين (LH)، والإستراديول، و AMH، وفحص الثدي، واختبار بابانيكولاو، والفحص الجيني للتخثر (العامل الخامس من لايدن والبروثرومبين)، وفحص TORCH (داء المقوسات والحصبة الألمانية وفيروس المضخم للخلايا).
  6. طلب تقييم أمراض القلب (تخطيط كهربية القلب).
  7. يوصي المشورة النفسية.

2. بروتوكولات تحفيز المبيض الخاضعة للرقابة للحفاظ على الخصوبة

ملاحظة: عندما يكون الوقت المتاح قبل بدء علاج السرطان محدودا، يوصى ببروتوكول البدء العشوائي (أي بدء تحفيز المبيض في أي وقت أثناء الدورة الشهرية) لتحفيز المبيض لدى مرضى الأورام المرشحين للحفاظ على الخصوبة. في برنامج الحفاظ على الخصوبة لأسباب طبية غير عاجلة أو لأسباب اجتماعية ، من الأفضل التحفيز التقليدي بدءا من المرحلة الجريبية المبكرة ، ويتم بدء تحفيز المبيض استنادا إلى الدورة الشهرية. يجب إجراء نهج تحفيز المبيض الخاضع للرقابة (COS) وفقا لإرشادات الجمعية الأوروبية للتكاثر البشري وعلم الأجنة (ESHRE) الأخيرة24.

  1. صممي COS وفقا لخصائص المريض وعلامات احتياطي المبيض، وأساسا سن الأمومة، FSH، AMH، و AFC.
  2. بدء COS في اليوم 5 من الدورة الشهرية باستخدام FSH المؤتلف أو البولي بجرعة ثابتة من 150-300 وحدة IU/day (بروتوكول الخصم).
    ملاحظة: في مجموعة معينة من المرضى الذين يعانون من نقص LH أو استجابة ضعيفة دون المستوى الأمثل ، يمكن إعطاء LH إضافية 75/150 وحدة دولية / يوم وفقا للاستجابة المبيض ، ومستويات LH ، وحكم طبيب النساء.
  3. في المرضى الذين يعانون من أمراض حساسة للاستروجين، وتشمل gonadotropins المرتبطة مثبطات الأروماتاز (ليتروزول) من اليوم 1 من التحفيز حتى اليوم 7 بعد استرجاع البويضات.
  4. إعطاء جرعة ثابتة من gonadotropins لمدة 4 أيام.
  5. مراقبة النمو الجريبي في اليوم 5 ثم كل 2-3 أيام. في نهاية المطاف, ضبط جرعة gonadotropin.
  6. مرة واحدة على الأقل 3 بصيلات تصل إلى 17-18 ملم في القطر، وإدارة الزناد لنضوج البويضات النهائي مع بولوس تحت الجلد واحد من ناهض GnRH بجرعة 0.5 مل.

3. استرجاع البويضات

  1. التحضير لاسترجاع البويضات
    1. بالنسبة للمواد المطلوبة، راجع جدول المواد،والحفاظ على الأحذية المختبرية الجاهزة والزي، قناع الوجه الجراحي، غطاء الشعر، القفازات الجراحية، علامة دائمة غير سامة، ملاقط، شاش صغير معقم، منظار قابل للتصرف أو قابل لإعادة الاستخدام، معدات الجراحة المهبلية ومطهر السطح. ضمان توافر معدات الإنعاش، والأدوية المخدرة لعكس، وعدة أعدت لعلاج صدمة الحساسية، والأوكسجين في غرفة العمليات.
    2. إجراء عملية استرجاع البويضات وفقا لتوصيات الفريق العامل ESHRE على الموجات فوق الصوتية في تقنيات الإنجاب بمساعدة (ART)25.
      1. إعطاء التخدير أو التخدير العام، والمضادات الحيوية للوقاية.
        ملاحظة: في هذا البروتوكول، تم تحقيق التخدير العميق عن طريق إدارة البروبوفول (الذي يتم تعديل الجرعة وفقا لوزن المريض) و 50-100 ميكروغرام من الفنتانيل، 1000 ملغ من الباراسيتامول، ومساعدة التهوية قناع مع الأكسجين.
      2. قم باستعادة البويضات باستخدام وحدة طموح تتكون من مضخة فراغ، وأنبوب تجميع متصل بإبرة 17 G أحادية التجويف، وأنبوب لجمع البويضات. خلال جمع، لا تتجاوز الضغط من ~ 120 مم زئبق لتجنب خطر الضرر الذي يلحق البويضات مثل تجريد قبالة خلايا الركامي أو تكسير pellucida زونا.
      3. معايرة درجة حرارة سطح العمل لضمان 37 درجة مئوية في وسائط الثقافة. خلال الإجراء بأكمله، قلل من تعرض البويضات لدرجة حرارة عابرة قد تؤثر على كفاءتها التنموية.
      4. في نهاية استرجاع البويضات ، لاحظ المريض لمدة 3-4 ساعة قبل الخروج.
  2. مسرح العمليات
    1. قبل دخول غرفة العمليات، حدد المريض وتأكد من وقت تشغيل الإباضة.
    2. أن يستلقي المريض على طاولة العمليات في وضعية طبيب نسائي.
    3. تطهير المهبل / عنق الرحم قبل استرجاع البويضات لتقليل التلوث البكتيري.
    4. إجراء فحص أولي بالموجات فوق الصوتية عبر المهبل لتقييم وضع المبيضين والعلاقات التشريحية مع مختلف الأعضاء والأوعية الدموية.
    5. تحت التوجيه بالموجات فوق الصوتية، أدخل إبرة ذات تجويف واحد عبر جدار المهبل وإلى بصيلات المبيض، مع الحرص على عدم إصابة الأعضاء أو الأوعية الدموية الموجودة بين جدار المهبل والمبيض.
    6. بدء الطموح من أقرب بصيلات والانتقال إلى تلك الأكثر البعيدة.
    7. ثقب جميع بصيلات قطرها أكبر من 11-12 ملم، وأداء "حركات التواء" من الإبرة لتنشق السائل الجريبي كله، والتي يتم إطلاقها بعد ذلك في أنبوب معقم (جولة أسفل 14 مل) مسخن في سخان كتلة من غرفة العمليات.
    8. مباشرة بعد الاسترجاع، ختم وتسمية الأنبوب مع تفاصيل هوية المريض.
    9. تأكد من أن الممرضة تجلب الأنبوب إلى المختبر ، حيث يتم فحصه على الفور لوجود مجمعات الركاز البويضات (COCs).
    10. إرشاد علماء الأجنة لإبلاغ الطبيب بالعدد الإجمالي لمركبات الكربون المسترجعة.
    11. بمجرد اكتمال الإجراء للمبيض الأول ، قم بغسل الإبرة بمتوسط نظيف ، وامضي قدما في المبيض الثاني باستخدام نفس الإجراء.
    12. بعد استرجاع البويضات، قم بتقييم أي نزيف من المبيضين أو الأوعية الدموية للبارامتريوم والسوائل الحرة في الحقيبة من دوغلاس.
      ملاحظة: لأتمتة وتحسين فعالية الجامت وتتبع الجنين على المستوى السريري، تم تنفيذ نظام إلكتروني للشهود (EWS) في المركز26. ومع ذلك، لا يذكر هذا البروتوكول نظام الإنذار بالحيوانات والحوامل، لضمان استنساخ البروتوكول في أي مختبر للتلقيح الاصطناعي. ومع ذلك، اعتبر أن جميع خطوات الإجراء تتطلب مشغلا ثانيا (أي شاهدا) لضمان تتبع الغامية والجنين.

4. مختبر التلقيح الصناعي

  1. اليوم السابق لإجراء استرجاع البويضات
    1. إعداد أنابيب جمع البويضات (راجع جدول المواد).
      1. توزيع 1 مل من المتوسطة التلقيح الاصطناعي (الرجوع إلى جدول المواد)في كل أنبوب جمع البويضات (أسفل مستدير، 5 مل)، وتغطي مع 0.2 مل من الزيوت المعدنية (راجع جدول المواد)زراعة الجنين.
        ملاحظة: سيتم تحديد عدد الأنابيب وفقا لعدد بصيلات المتوقع استرجاعها. قد يحتوي كل أنبوب على ما يصل إلى 4 COCs.
    2. ختم الأنابيب مع الغطاء (المفاجئة الأولى). تسمية الأنابيب مع تفاصيل عن نوع المتوسط وتاريخ التحضير. احتضان الأنابيب بين عشية وضحاها في 37 درجة مئوية في جو تسيطر عليها (6٪ CO2، 5 ٪ 02).
  2. في يوم استرجاع البويضات
    1. قبل الحرب الإمدادات البلاستيكية في 37 درجة مئوية (أطباق الثقافة العقيمة وماصة باستور).
    2. اطلب من المرضى تأكيد هويتهم (الاسم الكامل وتاريخ الميلاد) ووقت تشغيل الإباضة. شروح على ورقة المختبر أن عملية تحديد الهوية (الهوية) قد تم إنجازها، وأنه تم تأكيد وقت تشغيل الإباضة.
    3. خذ أنابيب جمع البويضات من الحاضنة (قبل بدء الإجراء مباشرة) ، وادفع إلى أسفل الغطاء لضمان إغلاق ضيق. تسمية أنابيب جمع البويضات مع معلومات المريض. ضع أنابيب جمع البويضات في سخان الكتلة عند 37 درجة مئوية.
    4. فحص السائل الجريبي في أطباق الثقافة العقيمة قبل الحرب، وتحديد COCs. مرة واحدة أو أكثر من COCs يتم تحديدها، شطف لهم مرتين في قطرتين من المتوسط لإزالة السائل الجريبي وتلوث الدم.
    5. نقل COCs إلى أنابيب جمع البويضات والتعليق على عدد من COCs على الأنبوب. تخفيف قبعات الأنابيب المتوسطة، واحتضانها على الفور في 37 درجة مئوية في جو من 6٪ CO2،5٪ O2.
    6. كرر الخطوات من 7 إلى 9 وفقا لعدد البويضات التي تم استرجاعها. تحديث ورقة المختبر.
      ملاحظة: تأكد من أن الشاهد يتحقق من أن جميع كتل الاحترار الأنبوبي (بما في ذلك تلك الموجودة في غرفة العمليات) فارغة ويوقع إغلاق الإجراء على ورقة المختبر.
    7. امسح مرحلة العمل بعد الانتهاء من العملية.

5. تنضح البويضات

  1. ما قبل الحرب 4-(2-هيدروكسي إيثيل)-1-حمض بيبرازينيثانسولفونيك (HEPES) المخزنة متوسطة وهيالورونيديز (الرجوع إلى جدول المواد) في 37 درجة مئوية على الأقل 1 ساعة قبل البدء.
  2. إعداد لوحة التلقيح الاصطناعي 4-جيدا (الرجوع إلى جدول المواد) مع 0.6 مل / بئر من المتوسطة العازلة HEPES prewarmed (تكملها 5٪ ألبوم مصل الإنسان [HSA]) مغطاة 0.3 مل من الزيت المعدني لثقافة الجنين، ودافئة في 37 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  3. تسمية لوحة تغصن البويضات مع تفاصيل هوية المريض.
  4. مباشرة قبل بدء الإجراء، إضافة الهيالورونيديز إلى البئر الأول للحصول على تركيز نهائي من حوالي 20 وحدة/ مل.
  5. ضع عددا محدودا من مركبات الكربون الكلورية فلورية (حتى 6) في البئر الأول الذي يحتوي على الإنزيم لتفريق خلايا الركاز.
  6. لتعزيز إزالة الأنزيمية من الخلايا الركامية والهالة، وإجراء تجريد من خلايا الركامي عن طريق ماصة البويضات مرارا وتكرارا من خلال ماصة باستور مع قطر داخلي من حوالي 250 ميكرومتر لمدة تصل إلى 30 ثانية. بعد ملاحظة تفكك الخلايا الأولي ، قم بنقل البويضات إلى البئر الثاني الذي يحتوي على وسيط احتياطي HEPES فقط ، مع الحرص على حمل كمية دنيا من الإنزيم.
  7. إجراء مزيد من التكثيف لإزالة الخلايا التاجية باستخدام الماصة النعرة مع انخفاض الأقطار الداخلية (170-145 ميكرومتر). استخدام أقطار أقل (135μm) إلا إذا لزم الأمر تماما.
  8. اغسل البويضات الناضحة بعناية لغسل الإنزيم.
  9. بعد التقيؤ، فحص البويضات تحت المجهر المقلوب لتقييم سلامتها ومرحلة النضج. فصل البويضات MII من تلك غير ناضجة (الحويزل الجرثومي والميتافيزي-I).
  10. نقل البويضات MII إلى منطقة التزجيج لأداء على الفور cryopreservation. تحديث ورقة المختبر.

6. التزجيج البويضات

ملاحظة: إجراء التزجيج البويضات ويفضل أن يكون ضمن 38 ساعة من استرجاع البويضات ومباشرة بعد التجريد. يجب إنجاز إجراء التزجيج الموصوف هنا في درجة حرارة الغرفة (RT) وباستخدام ماصة متجردة بقطر داخلي يبلغ 170 ميكرومتر حتى لا تلحق الضرر بالبويضات أثناء التلاعب.

  1. ما يقرب من 30 دقيقة قبل الإجراء، وتقديم حل التوازن (ES) وحل التزجيج (VS) إلى RT (25-27 درجة مئوية).
  2. تسمية بشكل صحيح cryodevices مع اسم المريض وهوية، معرف العلاج، تاريخ التجميد، وعدد من البويضات، و cryobarcode.
  3. ملء رف التبريد المتاح يصل إلى الأعلى مع النيتروجين السائل الطازج، وبدء عملية التعقيم.
  4. قم بتسمية لوحة التزجيج (راجع جدول المواد)باسم المريض وبطاقة هوية. اطلب من الشاهد التحقق من الرقم الصحيح للكريوديفيس.
  5. عكس بعناية كل قارورة مرتين لخلط محتوياته قبل الاستخدام، وإعداد غطاء طبق بيتري 6 ملم مع قطرة واحدة من 30 ميكروغرام من المتوسطة العازلة HEPES (مع 5٪ HSA) وإسقاط واحد المجاورة من 30 ميكروغرام من ES.
    ملاحظة: ضع قطرات قبل الاستخدام للحد من التبخر المتوسط.
  6. باستخدام ماصة متجرد قطرها 170 ميكرومتر ، ضع البويضات (حتى 9) في أول قطرة مع أصغر حجم ممكن من المتوسطة. باستخدام ماصة متجرد، وخلق جسر من المتوسطة بين انخفاض n.1 و n.2 للحصول على زيادة تدريجية في تركيز CPAs (الشكل 1A).
  7. احتضان البويضات في أول قطرة لمدة 3 دقائق. أضف قطرة ثالثة من 30 ميكرولتر من ES (n.3). بعد 3 دقائق، نقل البويضات إلى قطرة الثانية من ES، وخلق جسر متوسط بين قطرات n.3 و n.2(الشكل 1B). احتضان البويضات في انخفاض n.3 لمدة 3 دقائق.
  8. أثناء الحضانة ، أضف قطرة واحدة 30 ميكرولتر من ES لكل كريودفيس سيتم استخدامها (إذا كان سيتم إعادة 9 بويضات ، ضع 3 قطرات من ES مع 3 بويضات في كل قطرة من ES). نقل البويضات إلى حل ES نقية، وتركها لمدة 6-9 دقيقة (حتى أنها استرداد حجمها الأولي بعد انكماش)(الشكل 1C).
  9. إعداد طبق البئر المركزي (60 × 15 ملم) مع 1 مل من VS. في نهاية أول 6 دقائق، نقل البويضات لتكون cryopreserved في حل VS، والإفراج عن أقل قدر ممكن من المتوسطة. اترك البويضات في VS لمدة دقيقة واحدة، واغسلها بعناية عن طريق نقلها من أسفل إلى أعلى الطبق لإزالة فائض ES.
  10. ما يقرب من 10 ق قبل نهاية دقيقة من الحضانة، ووضع cryodevice تحت المجهر، وضبط التركيز على العلامة السوداء (أي، غيض من cryodevice). وضع البويضات على cryodevice بجانب علامة سوداء مع الحد الأدنى من كمية VS (الشكل 2A).
  11. نقل ماصة متجرد بعيدا عن البويضات، وإزالة الفائض من VS المتوسطة (الشكل 2B) بحيث تبقى مغطاة البويضات من قبل طبقة رقيقة من المتوسط (الشكل 2C).
  12. يغرق بسرعة cryodevice في النيتروجين السائل، يهز بسرعة لإزالة فقاعات الهواء من سطحه. عقد الغطاء الواقي من cryodevice مع ملاقط، وملئه بالنيتروجين السائل. ثم إدراج cryodevice في ذلك مع الحفاظ على شرائط البروبيلين في النيتروجين السائل.
  13. تخزين cryodevice في visiotube وصفت سابقا مع معلومات المريض. تحديث ورقة المختبر.

7. Oocyte الاحترار

  1. حوالي 30 دقيقة قبل الإجراء، دافئة حل ذوبان (TS)، محلول التخفيف (DS)، ومحلول الغسيل (WS) إلى RT (25-27 درجة مئوية). عكس بعناية كل قارورة مرتين لخلط محتوياته. ضع 1 مل من TS في طبق بيتري مركزي جيدا ، ودفئه عند 37 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة على الأقل قبل بدء الإجراء.
  2. قم بتسمية جميع اللوازم البلاستيكية باسم المريض وهوية المريض ونوع الحل. اطلب من الشاهد تأكيد معلومات المريض عن الكريوديفيس.
  3. لكل cryodevice أن تكون ساخنة، وإعداد لوحة 6-جيدا مع 200 ميكروغرام من DS في البئر الأول وكمية متساوية من WS في الثانية والثالثة منها (اسمه WS1 وWS2، على التوالي). إضافة الفوسفات العازلة المالحة (PBS) أو المياه العقيمة في المنطقة خارج الآبار لمنع التبخر.
  4. أخرج طبق TS من الحاضنة، وضعه تحت المجهر. ضبط تركيز المجهر إلى مركز طبق بيتري.
  5. تطور بعناية وإزالة الغطاء الواقي من cryodevice، مع الحفاظ على شرائط البروبيلين في النيتروجين السائل. نقل cryodevice من النيتروجين السائل إلى TS في أسرع وقت ممكن لتجنب خطر إزالة الفيتير وبدء العد التنازلي (1 دقيقة).
  6. توطين البويضات من خلال التركيز على طرف cryodevice (أي العلامة السوداء). باستخدام ماصة متجرد، والإفراج عن البويضات من cryodevice.
    ملاحظة: حاول عدم يستنشق البويضات من cryodevice; الإفراج بلطف بعض وسائل الإعلام عليها حتى ينتقلوا إلى TS.
  7. باستخدام ماصة متجرد قطرها 170 ميكرومتر ، قم بنقل البويضات إلى DS مع كمية صغيرة من TS (لإنشاء تدرج) ، واتركها في DS لمدة 3 دقائق. نقل البويضات إلى WS1 بالمثل، وتركها لمدة 5 دقائق. وأخيرا، نقل البويضات إلى WS2 لمدة دقيقة واحدة.
  8. نقل البويضات إلى وسيط ثقافة التلقيح الاصطناعي preequilibrated المناسبة، واحتضانها لمدة 1 ساعة قبل الشروع في حقن الحيوانات المنوية داخل السيتوبلازم (ICSI). تحديث ورقة المختبر.

النتائج

نظرة عامة على برنامج الحفاظ على الخصوبة في المركز

وعلى مدى فترة 12 عاما (2008-2020)، خضعت 285 امرأة لاسترجاع بويضات واحدة على الأقل، مما انطوى على تزجيج مجموعة كاملة من البويضات الناضجة التي تم جمعها. وخضع معظم هؤلاء النساء (ن= 250) لاسترجاع واحد، وخضعت 35 امرأة لعمليات استرج?...

Discussion

الاعتبارات السريرية

على الرغم من أن الاستراتيجيات الناشئة، مثل الحفاظ على التبريد أنسجة المبيض والنضج في المختبر، وقد تم استكشاف، تزجيج البويضات بعد COS هو تقنية معيار الذهب للحفاظ على الخصوبة. في هذا السيناريو، ينبغي تعظيم عدد البويضات التي تم استرجاعها والتبري?...

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

اي

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Collection
Equipment
Hot plateIVF TECH
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Thermometer
Test tube Warmer
Tri-gas incubatorPanasonicMCO-5M-PE02/CO2
Vacuum PumpCookK-MAR-5200
Consumables
CSCM (Continuos single culture complete) mediumFujifilm Irvine Scientific90165IVF culture medium supplemented with HSA
Mineral Oil for embryo cultureFujifilm Irvine Scientific9305
Ovum Aspiration Needle (Single lumen)CookK-OSN-1730-B-60
Primaria DishCorning353803Corning Primaria Dish 100x20 mm style standard cell culture dish
Round- bottom tubesFalcon352001Falcon 14ml Round Bottom Polystyrene Test tube with snap cap
Round- bottom tubesFalcon352003Oocyte collection tubes/ Falcon 5ml 12x75 Round Bottom Polipropilene Test tube with snap cap
Rubber BulbSigma AldrichZ111589-12EA
Sterile glass Pasteur pipettesHunter ScientificPPB150-100PLPipette Pasteur Cotonate, 150mm, MEA e CE
Denudation
Equipment
CO2 incubatorEppendorfGalaxy 14S
Flexipet adjustable handle setCookG18674Stripper  holder
Gilson PipetmanGilson66003p20
k-System IncubatorCoopersurgicalG210Invicell
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Consumables
Biopur epTIPS RackEppendorf30075331Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µl
Human Serum AlbuminthermoFisher Scietific9988
HyaluronidaseFujifilm Irvine Scientific9010180 IU/mL of hyaluronidase enzyme in HEPES-buffered HTF
IVF culture dish (60 x 15mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 4-well plate with sliding lidThermoFisher Scietific176740Multidishes 4 wells (Nunc)
IVF One well dishFalcon353653Falcon 60 x 15 mm TC treated center-well IVF
Mineral Oil for embryo cultureFujifilm Irvine Scientific9305
Modified HTF MediumFujifilm Irvine Scientific90126HEPES-Buffered medium
Rubber BulbSigma AldrichZ111589-12EA1 mL for pasteur pipettes
Sterile glass Pasteur pipettesHunter ScientificPPB150-100PLPipette Pasteur Cotonate, 150 mm, MEA e CE
stripping pipette  tips (140 µm)CookK-FPIP-1140-10BS-6PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
stripping pipette tips (130 µm )CookK-FPIP-1130-10BS-7PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
stripping pipette tips (170 µm)CookK-FPIP-1170-10BS-5PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification
Equipment
Electronic Timer
Flexipet adjustable handle setCookG18674Stripper  holder
Gilson PipetmanGilsonF123601p200
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
Stainless Container for Cooling RackKitazatoLiquid nitrogen container for vitrification
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Consumables
Biopur epTIPS RackEppendorf30075331Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µL
Human Serum AlbuminFujifilm Irvine Scientific9988
IVF culture dish (60 x 15 mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60 x 15 mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 6-wellOosafeOOPW-SW02OOSAFE 6 WELL DISH WITH STRAW HOLDER
Modified HTF MediumFujifilm Irvine Scientific90126HEPES-Buffered medium
stripping pipette tips (170 µm)CookK-FPIP-1170-10BS-5PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification Freeze kitFujifilm Irvine Scientific90133-so2 Vials of ES (Equilibration Solution, 2 x 1 mL) and 2 Vials of VS (Vitrification Solution, 2 x 1 mL)
VitrifitCoopersurgical Origio42782001AVitriFit  Box
Warming
Equipment
Electronic Timer
Flexipet adjustable handle setCookG18674Stripper  holder
Gilson PipetmanGilsonF123601p200
k-System IncubatorCoopersurgicalG210Invicell
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
Stainless Container for Cooling RackKitazatoLiquid nitrogen container for vitrification
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Consumables
Biopur epTIPS RackEppendorf30075331Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µL
CSCM (Continuos single culture complete) mediumFujifilm Irvine Scientific90165IVF culture medium supplemented with HSA
IVF culture dish (60 x 15 mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 4-well plate with sliding lidThermoFisher Scietific176740Multidishes 4 wells (Nunc)
IVF dish 6-wellOosafeOOPW-SW02OOSAFE® 6 WELL DISH WITH STRAW HOLDER
Mineral Oil for embryo cultureFujifilm Irvine Scientific9305
SAtripping pipette tips (300µm)CookK-FPIP-1300-10BS-5PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification Thaw kitFujifilm Irvine Scientific90137-so4 Vials of TS (Thawing Solution, 4 x 2 mL) + 1 Vial of DS (Dilution Solution, 1 x 2 mL) +1 Vial of WS (Washing Solution, 1 x 2 mL)

References

  1. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  2. Rienzi, L., et al. Oocyte, embryo and blastocyst cryopreservation in ART: systematic review and meta-analysis comparing slow-freezing versus vitrification to produce evidence for the development of global guidance. Human Reproduction Update. 23 (2), 139-155 (2017).
  3. Nagy, Z. P., Anderson, R. E., Feinberg, E. C., Hayward, B., Mahony, M. C. The Human Oocyte Preservation Experience (HOPE) Registry: evaluation of cryopreservation techniques and oocyte source on outcomes. Reproductive Biology and Endocrinology. 15 (1), (2017).
  4. Practice Committees of American Society for Reproductive, M., & Society for Assisted Reproductive, T. Mature oocyte cryopreservation: a guideline. Fertility and Sterility. 99 (1), 37-43 (2013).
  5. Lee, S. J., et al. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation in cancer patients. Journal of Clinical Oncology. 24 (18), 2917-2931 (2006).
  6. Nakayama, K., Ueno, N. T. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation should be implemented regardless of disease status or previous treatments. Journal of Clinical Oncology. 24 (33), 5334-5335 (2006).
  7. Martinez, F. Update on fertility preservation from the Barcelona International Society for Fertility Preservation-ESHRE-ASRM 2015 expert meeting: indications, results and future perspectives. Human Reproduction. 32 (9), 1802-1811 (2017).
  8. Lantsberg, D., Fernando, S., Cohen, Y., Rombauts, L. The role of fertility preservation in women with endometriosis: a systematic review. Journal of Minimally Invasive Gynecology. 27 (2), 362-372 (2020).
  9. Anderson, R. A., et al. Cancer treatment and gonadal function: experimental and established strategies for fertility preservation in children and young adults. Lancet Diabetes & Endocrinology. 3 (7), 556-567 (2015).
  10. Lambertini, M., et al. Cancer and fertility preservation: international recommendations from an expert meeting. BMC Medicine. 14, 1 (2016).
  11. Kim, S. J., Kim, S. K., Lee, J. R., Suh, C. S., Kim, S. H. Oocyte cryopreservation for fertility preservation in women with ovarian endometriosis. Reproductive Biomedicine Online. 40 (6), 827-834 (2020).
  12. Loren, A. W., et al. Fertility preservation for patients with cancer: American Society of Clinical Oncology clinical practice guideline update. Journal of Clinical Oncology. 31 (19), 2500-2510 (2013).
  13. Peccatori, F. A., et al. Cancer, pregnancy and fertility: ESMO Clinical Practice Guidelines for diagnosis, treatment and follow-up. Annals of Oncology. 24, 160-170 (2013).
  14. Dondorp, W. J., De Wert, G. M. Fertility preservation for healthy women: ethical aspects. Human Reproduction. 24 (8), 1779-1785 (2009).
  15. Cil, A. P., Bang, H., Oktay, K. Age-specific probability of live birth with oocyte cryopreservation: an individual patient data meta-analysis. Fertilility and Steriityl. 100 (2), 492-499 (2013).
  16. Ubaldi, F. M., et al. Advanced maternal age in IVF: still a challenge? The present and the future of its treatment. Frontiers in Endocrinology. 10, 94 (2019).
  17. Cimadomo, D., et al. Impact of maternal age on oocyte and embryo competence. Frontiers in Endocrinology. 9, 327 (2018).
  18. Cobo, A., et al. Oocyte vitrification as an efficient option for elective fertility preservation. Fertility and Sterility. 105 (3), 755-764 (2016).
  19. Devroey, P., Polyzos, N. P., Blockeel, C. An OHSS-Free Clinic by segmentation of IVF treatment. Human Reproduction. 26 (10), 2593-2597 (2011).
  20. Sonigo, C., et al. Impact of letrozole supplementation during ovarian stimulation for fertility preservation in breast cancer patients. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology X. 4, 100049 (2019).
  21. Marklund, A., et al. Efficacy and safety of controlled ovarian stimulation using GnRH antagonist protocols for emergency fertility preservation in young women with breast cancer-a prospective nationwide Swedish multicenter study. Human Reproduction. 35 (4), 929-938 (2020).
  22. Kuwayama, M. Highly efficient vitrification for cryopreservation of human oocytes and embryos: the Cryotop method. Theriogenology. 67 (1), 73-80 (2007).
  23. Kuwayama, M., Vajta, G., Kato, O., Leibo, S. P. Highly efficient vitrification method for cryopreservation of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 11 (3), 300-308 (2005).
  24. Bosch, E., et al. ESHRE guideline: ovarian stimulation for IVF/ICSI(dagger). Human Reproduction Open. 2020 (2), (2020).
  25. ESHRE Working Group on Ultrasound in ART. Recommendations for good practice in ultrasound: oocyte pick up(dagger). Human Reproduction Open. 2019 (4), 025 (2019).
  26. Rienzi, L., et al. Failure mode and effects analysis of witnessing protocols for ensuring traceability during IVF. Reproductive Biomedicine Online. 31 (4), 516-522 (2015).
  27. Mazzilli, R., et al. Effect of the male factor on the clinical outcome of intracytoplasmic sperm injection combined with preimplantation aneuploidy testing: observational longitudinal cohort study of 1,219 consecutive cycles. Fertility and Sterility. 108 (6), 961-972 (2017).
  28. Polyzos, N. P., et al. Cumulative live birth rates according to the number of oocytes retrieved after the first ovarian stimulation for in vitro fertilization/intracytoplasmic sperm injection: a multicenter multinational analysis including approximately 15,000 women. Fertility and Steriityl. 110 (4), 661-670 (2018).
  29. Alteri, A., Pisaturo, V., Nogueira, D., D'Angelo, A. Elective egg freezing without medical indications. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 647-652 (2019).
  30. Mesen, T. B., Mersereau, J. E., Kane, J. B., Steiner, A. Z. Optimal timing for elective egg freezing. Fertility and Steriityl. 103 (6), 1551-1556 (2015).
  31. Doyle, J. O., et al. Successful elective and medically indicated oocyte vitrification and warming for autologous in vitro fertilization, with predicted birth probabilities for fertility preservation according to number of cryopreserved oocytes and age at retrieval. Fertility and Sterility. 105 (2), 459-466 (2016).
  32. Rienzi, L., et al. Significance of metaphase II human oocyte morphology on ICSI outcome. Fertility and Sterility. 90 (5), 1692-1700 (2008).
  33. Ubaldi, F. M., et al. Reduction of multiple pregnancies in the advanced maternal age population after implementation of an elective single embryo transfer policy coupled with enhanced embryo selection: pre- and post-intervention study. Human Reproduction. 30 (9), 2097-2106 (2015).
  34. Cakmak, H., Katz, A., Cedars, M. I., Rosen, M. P. Effective method for emergency fertility preservation: random-start controlled ovarian stimulation. Fertility and Sterility. 100 (6), 1673-1680 (2013).
  35. Moravek, M. B., et al. Long-term outcomes in cancer patients who did or did not pursue fertility preservation. Fertility and Sterility. 109 (2), 349-355 (2018).
  36. Vaiarelli, A., Venturella, R., Vizziello, D., Bulletti, F., Ubaldi, F. M. Dual ovarian stimulation and random start in assisted reproductive technologies: from ovarian biology to clinical application. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 29 (3), 153-159 (2017).
  37. Vaiarelli, A., Cimadomo, D., Ubaldi, N., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. What is new in the management of poor ovarian response in IVF. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 30 (3), 155-162 (2018).
  38. Venturella, R., et al. State of the art and emerging drug therapies for female infertility. Gynecological Endocrinology. 35 (10), 835-841 (2019).
  39. Venturella, R., et al. A modern approach to the management of candidates for assisted reproductive technology procedures. Minerva Ginecologica. 70 (1), 69-83 (2018).
  40. Ferreiro, E., de Uralde, B. L., Abreu, R., Garcia-Velasco, J. A., Munoz, E. Aromatase inhibitors for ovarian stimulation in patients with breast cancer. Current Drug Targets. 21 (9), 910-921 (2020).
  41. Oktay, K., et al. Letrozole reduces estrogen and gonadotropin exposure in women with breast cancer undergoing ovarian stimulation before chemotherapy. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 91 (10), 3885-3890 (2006).
  42. Meirow, D., et al. Tamoxifen co-administration during controlled ovarian hyperstimulation for in vitro fertilization in breast cancer patients increases the safety of fertility-preservation treatment strategies. Fertility and Steriity. 102 (2), 488-495 (2014).
  43. Friedler, S., Koc, O., Gidoni, Y., Raziel, A., Ron-El, R. Ovarian response to stimulation for fertility preservation in women with malignant disease: a systematic review and meta-analysis. Fertility and Steriity. 97 (1), 125-133 (2012).
  44. Tsampras, N., Gould, D., Fitzgerald, C. T. Double ovarian stimulation (DuoStim) protocol for fertility preservation in female oncology patients. Human Fertility. 20 (4), 248-253 (2017).
  45. Vaiarelli, A., et al. Double stimulation in the same ovarian cycle (DuoStim) to maximize the number of oocytes retrieved from poor prognosis patients: a multicenter experience and SWOT analysis. Frontiers in Endocrinology. 9, 317 (2018).
  46. Cimadomo, D., et al. Luteal phase anovulatory follicles result in the production of competent oocytes: intra-patient paired case-control study comparing follicular versus luteal phase stimulations in the same ovarian cycle. Human Reproduction. 33 (8), 1442-1448 (2018).
  47. Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Oocyte versus embryo cryopreservation for fertility preservation in cancer patients: guaranteeing a women's autonomy. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1195-1196 (2015).
  48. Oktay, K., Harvey, B. E., Loren, A. W. Fertility preservation in patients with cancer: ASCO clinical practice guideline update summary. JCO Oncology Practice. 14 (6), 381-385 (2018).
  49. Iussig, B., et al. A brief history of oocyte cryopreservation: Arguments and facts. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 550-558 (2019).
  50. Best, B. P. Cryoprotectant toxicity: facts, issues, and questions. Rejuvenation Research. 18 (5), 422-436 (2015).
  51. Fuller, B., Paynter, S. Fundamentals of cryobiology in reproductive medicine. Reproductive Biomedicine Online. 9 (6), 680-691 (2004).
  52. Konc, J., Kanyo, K., Kriston, R., Somoskoi, B., Cseh, S. Cryopreservation of embryos and oocytes in human assisted reproduction. BioMed Research International. 2014, 307268 (2014).
  53. Erstad, B. L. Osmolality and osmolarity: narrowing the terminology gap. Pharmacotherapy. 23 (9), 1085-1086 (2003).
  54. Sunde, A., et al. Time to take human embryo culture seriously. Human Reproduction. 31 (10), 2174-2182 (2016).
  55. Swain, J. E., Cabrera, L., Xu, X., Smith, G. D. Microdrop preparation factors influence culture-media osmolality, which can impair mouse embryo preimplantation development. Reproductive Biomedicine Online. 24 (2), 142-147 (2012).
  56. Wale, P. L., Gardner, D. K. The effects of chemical and physical factors on mammalian embryo culture and their importance for the practice of assisted human reproduction. Human Reproduction Update. 22 (1), 2-22 (2016).
  57. Seki, S., Mazur, P. The dominance of warming rate over cooling rate in the survival of mouse oocytes subjected to a vitrification procedure. Cryobiology. 59 (1), 75-82 (2009).
  58. Karlsson, J. O. A theoretical model of intracellular devitrification. Cryobiology. 42 (3), 154-169 (2001).
  59. Jin, B., et al. Equilibrium vitrification of mouse embryos. Biololgy of Reproduction. 82 (2), 444-450 (2010).
  60. Mazur, P. Equilibrium, quasi-equilibrium, and nonequilibrium freezing of mammalian embryos. Cell Biophysics. 17 (1), 53-92 (1990).
  61. Parmegiani, L., et al. "Universal Warming" protocol for vitrified oocytes to streamline cell exchange for transnational donation programs: a multi-center study. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 37 (6), 1379-1385 (2020).
  62. Vajta, G., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Open versus closed systems for vitrification of human oocytes and embryos. Reproductive Biomedicine Online. 30 (4), 325-333 (2015).
  63. Cai, H., et al. Open versus closed vitrification system of human oocytes and embryos: a systematic review and meta-analysis of embryologic and clinical outcomes. Reproductive Biology & Endocrinology. 16 (1), 123 (2018).
  64. Parmegiani, L., et al. Sterilization of liquid nitrogen with ultraviolet irradiation for safe vitrification of human oocytes or embryos. Fertility and Sterility. 94 (4), 1525-1528 (2010).
  65. Parmegiani, L., et al. Efficiency of aseptic open vitrification and hermetical cryostorage of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 23 (4), 505-512 (2011).
  66. Cobo, A., et al. Storage of human oocytes in the vapor phase of nitrogen. Fertility and Sterility. 94 (5), 1903-1907 (2010).
  67. Eum, J. H., et al. Long-term liquid nitrogen vapor storage of mouse embryos cryopreserved using vitrification or slow cooling. Fertility and Sterility. 91 (5), 1928-1932 (2009).
  68. Fabozzi, G., et al. Which key performance indicators are most effective in evaluating and managing an in vitro fertilization laboratory. Fertility and Sterility. 114 (1), 9-15 (2020).
  69. Dessolle, L., et al. Learning curve of vitrification assessed by cumulative summation test for learning curve (LC-CUSUM). Fertility and Sterility. 92 (3), 943-945 (2009).
  70. Alpha Scientists In Reproductive Medicine. The Alpha consensus meeting on cryopreservation key performance indicators and benchmarks: proceedings of an expert meeting. Reproductive Biomedicine Online. 25 (2), 146-167 (2012).
  71. Edgar, D. H., Gook, D. A. A critical appraisal of cryopreservation (slow cooling versus vitrification) of human oocytes and embryos. Human Reproduction Update. 18 (5), 536-554 (2012).
  72. Edgar, D. H., Archer, J., Bourne, H. The application and impact of cryopreservation of early cleavage stage embryos in assisted reproduction. Human Fertility. 8 (4), 225-230 (2005).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

175 KPI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved