JoVE Logo
著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

卵母細胞凍結保存は、思春期後の女性の不妊治療の保存のためのゴールドスタンダードとしていくつかの国際科学協会によって認識されています。適切な臨床および実験室戦略は、最大の有効性、効率、および不妊治療の安全性を保証します。

要約

女性の生殖能力を維持することは、患者の将来の生活の質をケアする多機能医療システムにおいて重要です。卵母細胞凍結保存は、思春期後の女性の不妊治療の健康維持のためのゴールドスタンダードとして、いくつかの国際科学協会によって認識されています, 医療と非医学的適応症の両方のために.主な医学的適応症は、腫瘍疾患、重度の子宮内膜症などの婦人科疾患、卵巣予備軍を損なう全身性疾患、早期閉経を伴う遺伝的状態である。本論文では、客観的およびエビデンスに基づくカウンセリングに関する推奨事項を概説することにより、不妊治療の臨床および実験室のワークアップ全体について説明する。さらに、それは処置の有効性に焦点を当て、卵巣予備軍を完全に利用し、最短時間で取り出される卵母細胞の数を最大化するための最も適切な戦略を記述する。卵巣予備軍の評価、理想的な刺激プロトコルの定義、卵母細胞の検索、脱分、およびガラス化の手順は、その有効性、効率、安全性を最大化するためのアプローチと共に詳述されている。

概要

ヒト卵母細胞の効率的な凍結保存プログラムの開発と実施は、生殖医学における重要なブレークスルーとなっています。最近の証拠によると、ガラス化は、低凍結に比べて統計的に高い生存率をもたらすため、血相II(MII)卵子を凍結保存するための最も効果的な戦略であり、患者集団(不妊患者または卵母細胞の寄付プログラム)1、2、3とは無関係に。卵母細胞ガラス化の顕著な成果は、米国生殖医学会(ASRM)および生殖補助技術協会(SART)の実践委員会を導き、この技術が思春期後の女性の選択的不妊治療保存に最も効果的であると発音しました。不妊治療の保存のための医学的適応症には、(i)放射線療法、細胞傷害性化学療法、内分泌療法(卵巣予備軍に有害な影響が母親の年齢および治療の種類および用量に関連する)などの治療7を必要とする自己免疫疾患が含まれる。(ii) 繰り返しまたは根治的な手術を必要とする卵巣疾患 (子宮内膜症など)8;(iii)遺伝的状態(例えば、X-壊れやすい)または早期卵巣不全。さらに、不妊治療の保存は、非医学的理由(社会的凍結とも呼ばれる)のために親の目的を達成していないすべての女性にとって貴重な選択肢となっています。

不妊治療の保存の適応症に関係なく、不妊治療の保存に関する主要な国際ガイドラインに従って、すべての患者は、彼らの健康の成功の可能性、コスト、リスク、および手順9、10、11、12、13の限界について知らされる適切なカウンセリングを受けるべきである。最も重要なことは、MII卵母細胞のコホートを活性化することは妊娠を保証しないが、必要に応じて体外受精(IVF)治療のために成功する可能性が高いことを明らかにすべきである14。この点に関して、卵母細胞ガラス化時の女性の年齢は、確かに、進行した母親の年齢(AMA;>35歳)が女性不妊症の主な原因である15の最も重要な制限因子である。卵巣予備軍の進行性の減少に加えて、AMAは代謝、エピジェネティック調節、細胞周期チェックポイント、および細分性分離17のような生理的経路の欠陥による卵母細胞能力の障害と関連している。したがって、卵の合理的な数は主に母親の年齢に依存する。36歳未満の女性では、少なくとも8-10 MII卵母細胞18が成功の可能性を最大化する必要があります。一般に、ガラス化卵母細胞の数が多いほど、成功の可能性は高くなります。したがって、抗ミュレリアンホルモン(AMH)レベルまたはアントラル卵胞数(AFC)などの卵巣予備マーカーに従って卵巣刺激を調整することは、可能な限り短時間で卵巣予備を完全に利用するために重要である。

全体の手順の安全性は、不妊治療の保存のために患者を登録する際のもう一つの重要な問題です。臨床医は、リスクを最小限に抑え、(i)卵巣過剰刺激ホルモン(OHSS)などの安全なアプローチを使用してGnRHアゴニストトリガー19と(ii)リモートを防ぐために最善の戦略を採用する必要があります。 まだ可能, 腹膜出血のリスク, 骨盤構造への傷害 (尿管, 腸, 虫垂, 神経), 卵母細胞の検索中に骨盤感染.最後に、(iii)刺激のための伝統的なレジメンは、上端生理学的血清エストラジオールに関連付けられているため、乳癌などのエストロゲン感受性疾患では推奨されない。アロマターゼ阻害剤を含むプロトコル(レトロゾールまたはタモキシフェンなど)は、これらの場合20,21においてより適している。実験室での設定では、卵母細胞ガラス化のための最も広く普及したプロトコルは、クワヤマと同僚2、23によって最初に記述されたものであり、これは凍結保護剤(CPA)の段階的な添加を含む段階的な手順で構成されている。第1相(平衡/脱水)では、卵母細胞は7.5%v/vエチレングリコールおよび7.5%v/vジメチルスルホキシド(DMSO)を含むCPA溶液中に露出し、第2段階では卵母細胞を15%対/vエチレングリコールと15%v/v DMSO、プラス0.5糖質を含むガラス化溶液に移動する。ガラス化の媒体の短いインキュベーションの後、卵母細胞は、具体的に設計された開放性の凍結装置に配置することができ、最後に使用するまで保存される-196°Cで液体窒素に突っ込んだ。

ここでは、不妊治療の臨床および検査作業全体が(i)客観的およびエビデンスに基づくカウンセリングのための勧告を概説し、(ii)処置の費用対効果に焦点を当て、(iii)卵巣予備軍を完全に利用し、可能な限り短時間で取り出される卵母細胞の数を最大化するための最も適切な戦略を記述することによって説明された。卵巣予備軍の評価、理想的な刺激プロトコルの定義、卵母細胞の検索、脱潤、およびガラス化の手順は、その有効性、効率、安全性を最大化するためのアプローチと共に詳述される。このプロトコルの他のプロトコルまたは適応が文献に存在するので、この原稿の代表的な結果および議論のセクションはこの手順にのみ適用されます。

プロトコル

1. ワークアップと臨床カウンセリング

注:腫瘍学的な理由で不妊治療を必要とする患者の場合は、スケジューリング相談の待機リストがないことを確認し、できるだけ早く予約を行ってください。

  1. 病歴と以前の書類を調べ、患者の一般的な健康状態を評価します。
  2. すべての情報(がん患者の場合に卵巣刺激を受ける腫瘍学者の承認を含む)をリレーショナルデータベースに記録します。
  3. 患者に、処置の実現可能性に関する特定のカウンセリングを提供する。手順のステップ(卵巣刺激、卵母細胞の検索、卵母細胞のガラス化)を説明し、現実的な成功の可能性(主に母細胞の年齢と卵母細胞の検索時のMII卵母細胞の期待数に依存する)、ならびに手順のコストと限界について彼女に知らせる。
  4. 経膣超音波検査を行い、卵巣予備軍(すなわち、AFC)に関する情報を得て、卵子採取のための卵巣のアクセシビリティを評価する。
  5. 血液群および血球体因子、凝固スクリーニング(血球数、プロトロンビン、トロンボプラスチン、フィブリノーゲン、プロテインC、プロテインS、抗トロンビンIII、ホモシステイン)および感染症(B型肝炎、C型肝炎、HIV、静脈内疾患研究研究所/トレポネマ・パラダム・ヘマググルチネーション)を評価するための血液検査を要求する。
    注:緊急でない医学的理由で不妊治療プログラムにアクセスする患者の場合、より包括的な評価には、基底卵胞刺激ホルモン(FSH)、黄体形成ホルモン(LH)、エストラジオール、AMH、乳房検査、パパニコラウ検査、凝固の遺伝子スクリーニング(ライデンおよびプロトロンビンの第V因子)、およびTORCHスクリーニング(トキソプラスイシスモス、ルメガロ)が含まれる可能性があります。
  6. 心学的評価(心電図)を要求する。
  7. 心理カウンセリングを勧めます。

2. 不妊治療の保存のための制御された卵巣刺激プロトコル

注:がん治療を開始するまでの時間が限られている場合、ランダム開始プロトコル(すなわち、月経周期中にいつでも卵巣刺激を開始する)は、不妊治療の候補である腫瘍学的患者の卵巣刺激に推奨される。緊急でない医療上の理由や社会的理由による不妊治療プログラムでは、早期濾胞期から始まる従来の刺激が好ましく、月経周期に基づいて卵巣刺激が開始される。制御された卵巣刺激(COS)アプローチは、最近の欧州生殖発生学会(ESHRE)ガイドライン24に従って行われるべきである。

  1. 患者の特性と卵巣予備マーカー、主に母体年齢、FSH、AMH、およびAFCに応じてCOSを調整します。
  2. 150-300 IU/日の固定用量(アンタゴニストプロトコル)の固定用量で組換えまたは尿FSHを使用して月経周期の5日目にCOSを開始します。
    注:LH欠乏または不十分な最適でない応答を有する特定の患者集団において、追加のLH 75/150 IU/日は卵巣応答、LHレベル、および婦人科医の判断に従って投与され得る。
  3. エストロゲン感受性疾患の患者には、アロマターゼ阻害剤(レトロゾール)に関連するゴナドトロピンが1日目から卵母細胞の検索後7日目まで含まれる。
  4. 4日間、性腺刺激ホルモンの固定用量を投与する。
  5. 5日目に卵胞の成長を監視し、2〜3日ごとに;最終的に, ゴナドトロピンの投与量を調整します。.
  6. 少なくとも3つの卵胞が直径17〜18mmに達したら、0.5 mLの用量でGnRHアゴニストの単一の皮下ボーラスで最終的な卵母細胞成熟のトリガーを投与する。

3. 卵母細胞の検索

  1. 卵母細胞検索の準備
    1. 必要な材料については、 材料表を参照し、準備の実験室の履物や衣装、外科用フェイスマスク、ヘアカバー、外科用手袋、永久非毒性マーカー、ピンセット、無菌小さなガーゼ、使い捨てまたは再利用可能な分光器、膣外科装置および表面消毒剤を保管してください。蘇生装置、逆転用麻酔薬、アナフィラキシーショックの治療用に用意されたキット、および手術室の酸素の入手可能性を確保します。
    2. 補助再生技術(ART)25における超音波に関するESHREワーキンググループの勧告に従って卵母細胞検索手順を実行する。
      1. セデレーションまたは全身麻酔、および予防のための抗生物質を投与する。
        注:このプロトコルでは、深い沈下はプロポフォール(患者の体重に応じて投与量が調整される)とフェンタニルの50〜100 μg、パラセタモールの1000mg、および酸素による補助マスク換気を管理することによって達成された。
      2. 真空ポンプ、17G単本管針に接続された回収管、および卵母細胞収集チューブで構成された吸引ユニットを使用して卵母細胞の検索を行います。収集中は、cumulus細胞の剥がれや透明帯の破砕などの卵母細胞への損傷のリスクを避けるために、〜120mmHgの圧力を超えないでください。
      3. 作業面温度を校正し、培養培地で37°Cを確保します。全体の手順の間に、彼らの発達能力に影響を与える可能性のある過渡温度への卵母細胞暴露を最小限に抑えます。
      4. 卵母細胞の検索の終わりに、退院前に患者を3〜4時間観察する。
  2. オペレーションシアター
    1. 手術室に入る前に、患者を特定し、排卵のトリガーの時間を確認します。
    2. 患者に婦人科の位置で手術台の上に横たわらずれさせよ。
    3. 卵母細胞の検索前に膣/子宮頸部を浄化し、細菌汚染を最小限に抑えます。
    4. 卵巣の位置と様々な器官および血管との解剖学的関係を評価するために予備経膣超音波を行う。
    5. 超音波指導の下で、膣壁を通って卵巣卵胞に単一の内腔針を挿入し、膣壁と卵巣の間に位置する器官または血管を傷つないように注意する。
    6. 最も近い卵胞から吸引を開始し、最も遠位のものに移動します。
    7. 直径11〜12mmより大きい直径のすべての卵胞を穿刺し、針の「ねじれた動き」を行い、濾胞液全体を吸引し、手術室のブロックヒーターで予熱した無菌チューブ(丸底14mL)に放出される。
    8. 検索直後に、患者の身元の詳細をチューブに密封してラベルを付けます。
    9. 看護師が実験室にチューブを持って来ることを確認し、そこですぐに積雲卵母細胞複合体(COC)の存在をスクリーニングします。
    10. 発生学者に、取得したCOCの総数を臨床医に知らせる。
    11. 最初の卵巣の手順が完了したら、きれいな媒体で針を洗い流し、同じ手順を使用して第2の卵巣を進める。
    12. 卵母細胞の検索後、ダグラスのパウチの卵巣または血管の血管および自由流体からの出血を評価する。
      注: 臨床レベルでのテデおよび胚のトレーサビリティの有効性を自動化および改善するために、電子ミラーリング監視システム(EWS)がセンター26に実装されました。それにもかかわらず、このプロトコルは、任意のIVFの実験室でプロトコルの再現性を確保するために、EWSについては言及していない。それでも、手順のすべてのステップは、テゲテと胚のトレーサビリティを確保するために第二のオペレータ(すなわち証人)を必要とすることを考慮してください。

4. IVF研究室

  1. 卵母細胞の検索手順の前日
    1. 卵母細胞収集チューブを準備します( 材料表を参照)。
      1. 胚培養用の卵母細胞採取管(丸底、5 mL)に1mLのIVF培地( 材料表参照)を塗布し、0.2mLの鉱油( 材料表参照)で覆う。
        注: チューブの数は、取得する予定の卵胞の数に従って定義されます。各チューブには最大 4 つの COC が含まれる場合があります。
    2. キャップ(最初のスナップ)でチューブを密封します。培地の種類と準備日の詳細をチューブにラベル付けします。制御された雰囲気の中で37°Cで一晩チューブをインキュベートする(6%CO2、5%02)。
  2. 卵母細胞の検索の日に
    1. 37 °C(滅菌培養皿とパスツールピペット)でプラスチック供給を予熱します。
    2. 患者に身元(氏名と生年月日)と排卵の時期を確認してもらいます。検査シートに、ID(ID)の確認手順が完了していること、および排卵の時期が確認されていることを示します。
    3. 卵母細胞の採取管を(手順が始まる直前に)インキュベーターから取り出し、キャップを押し下げて密閉を確実にします。卵母細胞採取管に患者の情報をラベル付けします。37 °Cのブロックヒーターに卵母細胞のコレクションチューブを置きます。
    4. 前温めの無菌培養皿の濾胞液を調べ、COCsを同定する。1つ以上のCOCが特定されたら、2滴の培地で2回リンスして濾胞液と血液汚染を除去します。
    5. COCを卵子コレクションチューブに移し、チューブ上のCOCの数にコメントを付けます。培地チューブのキャップをゆるめ、6%CO2、5%O2の雰囲気の中で37°Cで速やかにインキュベートします。
    6. 取得した卵母細胞の数に応じて、手順 7 ~ 9 を繰り返します。実験室のシートを更新します。
      注: すべてのチューブウォーミングブロック(手術室内のものを含む)が空であることを確認し、実験室のシート上の手順の終了に署名する証人であることを確認します。
    7. 手順の完了後に作業段階を拭き取ります。

5. 卵母細胞の否定

  1. プレウォーム4-(2-ヒドロキイェチル)-1-ピペラジンタンスルホン酸(HEPES)緩衝培地およびヒアルロニダーゼ( 材料表参照)を開始する前に37°Cで開始する。
  2. 胚培養用の0.3mLの鉱油で覆われた0.6mL/ウェルの前温化HEPES緩衝培地(5%ヒト血清アルブミン[HSA]を補う)で4ウェルIVFプレート( 材料表参照)を準備し、少なくとも30分間37°Cで37°Cで温めます。
  3. 患者の身元の詳細を卵母細胞の樹状化プレートにラベル付けします。
  4. 処置を開始する直前に、ヒアルロニダーゼを第1ウェルに加えて、約20 IU/mLの最終濃度を得る。
  5. 酵素を含む第1ウェルに限られた数のCOC(最大6個)を入れて、積雲細胞を分散させる。
  6. 積雲細胞およびコロナ細胞の酵素除去を強化するために、最大30sの約250μmのパスツールピペットを通して卵母細胞を繰り返しピペット化して、積雲細胞のストリッピングを行います。初期細胞解離が観察された後、卵母細胞をHEPES緩衝培地のみを含む第2ウェルに移し、酵素の最小量を持ち越すことに注意を払う。
  7. さらに、内径が減少するデニールドピペット(170〜145μm)を使用してコロナ細胞を除去します。厳密に必要な場合にのみ、下径(135μm)を使用してください。
  8. 酵素を洗い流すために、裸卵母細胞を慎重に洗います。
  9. 脱分後、逆顕微鏡下で卵母細胞を調べて、その完全性と成熟段階を評価します。MII卵母細胞を未熟なもの(生殖小胞および転移I)から分離する。
  10. MII卵母細胞をガラス化領域に移動し、凍結保存をすぐに行います。実験室のシートを更新します。

6. 卵母細胞ガラス化

注:卵母細胞の検索の38時間以内および脱分直後に卵卵子のガラス化を行ってください。ここで説明するガラス化手順は、室温(RT)で、操作中に卵母細胞を損傷しないように、内径170μmのストリッパーピペットを使用して達成する必要があります。

  1. 手順の約30分前に、平衡溶液(ES)とガラス化溶液(VS)をRT(25〜27°C)に持ち込みます。
  2. 患者の名前とID、治療ID、凍結日、卵母細胞の数、およびクライオバーコードを適切にラベル付けします。
  3. 新鮮な液体窒素で上部まで使い捨て冷却ラックを充填し、殺菌プロセスを開始します。
  4. ガラス化プレートに患者の名前とIDを付けて( 材料表参照)にラベルを付けます。
  5. 各バイアルを慎重に反転して使用前に内容物を混合し、6 mmペトリ皿の蓋を30 μLのHEPESバッファリング媒体(5%HSA)、30 μLの隣接するESドロップで準備します。
    注:媒体の蒸発を制限するために使用する直前にドロップを配置します。
  6. 直径170μmのストリッパーピペットを使用して、最初のドロップに、可能な限り小さい媒体の体積で卵母細胞(最大9個)を入れる。ストリッパーピペットを使用して、ドロップn.1とn.2の間に媒体のブリッジを作成して、CPAの濃度を徐々に増加させます(図1A)。
  7. 最初のドロップで卵母細胞を3分間インキュベートします。ES (n.3)の30 μLの3番目のドロップを追加します。3 分後、卵母細胞を ES の 2 番目のドロップに移し、ドロップ n.3 と n.2 の間に中型ブリッジを作成します (図 1B)。卵母細胞を3分間ドロップn.3でインキュベートします。
  8. インキュベーション中に、使用されるクライオデバイスごとにESの30μLドロップを1つ追加します(9個の卵母細胞が凍結保存される場合は、ESの各ドロップに3つの卵母細胞を含むESの3滴を置きます)。卵母細胞を純粋なES溶液に移動し、6-9分間放置します(収縮後の初期サイズが回復するまで) (図1C)。
  9. 1 mLのVSで中央ウェル皿(60 x 15 mm)を用意します。最初の6分の終わりに、凍結保存される卵母細胞をVS溶液に移し、できるだけ少ない媒体を放出する。卵母細胞を1分間VSのままにし、ESの過剰を取り除くために皿の下から上に移動して慎重に洗います。
  10. インキュベーションの分の終わりの約10 s、顕微鏡の下に凍結装置を置き、黒いマーク(すなわち、クライオデバイスの先端)に焦点を合わせます。黒いマークの横にあるクライオデバイスの上に、最小量のVS(図2A)を置きます。
  11. ストライパーピペットを卵母細胞から離し、過剰なVS培地(図2B)を取り除き、卵母細胞が薄い層の媒体で覆われたままになるようにします(図2C)。
  12. 液体窒素に素早く凍結装置を突き落とし、表面から気泡を取り除くために急速に揺れる。クライオデバイスの保護キャップをピンセットで保持し、液体窒素で満たします。その後、液体窒素にプロピレンストリップを保ちながら、それに凍結装置を挿入します。
  13. 以前に患者の情報でラベル付けされた VisioTube にクライオデバイスを保存します。実験室のシートを更新します。

7. 卵母細胞の温暖化

  1. 手順の約30分前に、解凍液(TS)、希釈液(DS)、洗浄液(WS)をRT(25〜27°C)に温めます。慎重に各バイアルを2回反転し、内容を混ぜます。中央ウェルペトリ皿にTSの1 mLを入れ、手順を開始する前に少なくとも1時間37°Cでそれを温める。
  2. 患者の名前とIDとソリューションの種類ですべてのプラスチック用品にラベルを付けます。目撃者に、クライオデバイスに関する患者の情報を確認してもらいます。
  3. 各クライオデバイスを温めるには、第1ウェルに200 μLのDSを、第2ウェルと第3ウェル(それぞれWS1とWS2という名前)に同量のWSを備えた6ウェルプレートを用意します。蒸発を防ぐために、リン酸緩衝生理食塩水(PBS)または無菌水をウェルの外側の領域に加えます。
  4. TS皿をインキュベーターから取り出し、顕微鏡の下に置きます。顕微鏡の焦点をペトリ皿の中央に合わせます。
  5. 慎重にねじれ、液体窒素にプロピレンストリップを維持しながら、凍結装置の保護キャップを取り外します。液体窒素からTSにできるだけ早く凍結装置を移して、脱窒の危険を回避し、カウントダウン(1分)を開始します。
  6. 凍結装置の先端(すなわち、黒いマーク)に焦点を当てることによって卵母細胞を局在化する。ストリッパーピペットを使用して、凍結装置から卵母細胞を解放します。
    注:凍結装置から卵母細胞を吸引しないようにしてください。彼らはTSに移動するまで、穏やかにそれらにいくつかのメディアを解放します。
  7. 直径170μmのストリッパーピペットを使用して、卵母細胞を少量のTSでDSに移し(勾配を作成)、DSに3分間放置します。卵母細胞をWS1に同様に移動し、5分間放置します。最後に、卵母細胞をWS2に1分間転送します。
  8. 卵母細胞を適切な前平衡化されたIVF培養培地に移し、細胞質内精子注射(ICSI)を進める前に1時間インキュベートする。実験室のシートを更新します。

結果

センターにおける不妊治療の保全プログラムの概要

12年間(2008-2020年)、285人の女性が収集された成熟した卵のコホート全体のガラス化を伴う少なくとも1つの卵母細胞検索を受けた。これらの女性のほとんど (n = 250) は 1 回の検索を受け、35 は複数の検索を受けました。卵ガラス化のための卵母細胞の検索を受ける理由は、4つのカテゴリに要約されています:医...

ディスカッション

臨床に関する考慮事項

卵巣組織凍結保存や体外成熟などの新たな戦略が探求されているが、COS後の卵母細胞ガラス化は生殖能力保存のためのゴールドスタンダード技術である。このシナリオでは、ほとんどのがん患者が癌治療を開始する前に1つの卵巣周期の恩恵を受ける可能性があるため、取得および凍結保存された卵母細胞の数は、可能な限り最短時間?...

開示事項

著者らは開示するものは何もない。

謝辞

何一つ

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
Collection
Equipment
Hot plateIVF TECH
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Thermometer
Test tube Warmer
Tri-gas incubatorPanasonicMCO-5M-PE02/CO2
Vacuum PumpCookK-MAR-5200
Consumables
CSCM (Continuos single culture complete) mediumFujifilm Irvine Scientific90165IVF culture medium supplemented with HSA
Mineral Oil for embryo cultureFujifilm Irvine Scientific9305
Ovum Aspiration Needle (Single lumen)CookK-OSN-1730-B-60
Primaria DishCorning353803Corning Primaria Dish 100x20 mm style standard cell culture dish
Round- bottom tubesFalcon352001Falcon 14ml Round Bottom Polystyrene Test tube with snap cap
Round- bottom tubesFalcon352003Oocyte collection tubes/ Falcon 5ml 12x75 Round Bottom Polipropilene Test tube with snap cap
Rubber BulbSigma AldrichZ111589-12EA
Sterile glass Pasteur pipettesHunter ScientificPPB150-100PLPipette Pasteur Cotonate, 150mm, MEA e CE
Denudation
Equipment
CO2 incubatorEppendorfGalaxy 14S
Flexipet adjustable handle setCookG18674Stripper  holder
Gilson PipetmanGilson66003p20
k-System IncubatorCoopersurgicalG210Invicell
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Consumables
Biopur epTIPS RackEppendorf30075331Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µl
Human Serum AlbuminthermoFisher Scietific9988
HyaluronidaseFujifilm Irvine Scientific9010180 IU/mL of hyaluronidase enzyme in HEPES-buffered HTF
IVF culture dish (60 x 15mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 4-well plate with sliding lidThermoFisher Scietific176740Multidishes 4 wells (Nunc)
IVF One well dishFalcon353653Falcon 60 x 15 mm TC treated center-well IVF
Mineral Oil for embryo cultureFujifilm Irvine Scientific9305
Modified HTF MediumFujifilm Irvine Scientific90126HEPES-Buffered medium
Rubber BulbSigma AldrichZ111589-12EA1 mL for pasteur pipettes
Sterile glass Pasteur pipettesHunter ScientificPPB150-100PLPipette Pasteur Cotonate, 150 mm, MEA e CE
stripping pipette  tips (140 µm)CookK-FPIP-1140-10BS-6PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
stripping pipette tips (130 µm )CookK-FPIP-1130-10BS-7PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
stripping pipette tips (170 µm)CookK-FPIP-1170-10BS-5PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification
Equipment
Electronic Timer
Flexipet adjustable handle setCookG18674Stripper  holder
Gilson PipetmanGilsonF123601p200
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
Stainless Container for Cooling RackKitazatoLiquid nitrogen container for vitrification
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Consumables
Biopur epTIPS RackEppendorf30075331Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µL
Human Serum AlbuminFujifilm Irvine Scientific9988
IVF culture dish (60 x 15 mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60 x 15 mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 6-wellOosafeOOPW-SW02OOSAFE 6 WELL DISH WITH STRAW HOLDER
Modified HTF MediumFujifilm Irvine Scientific90126HEPES-Buffered medium
stripping pipette tips (170 µm)CookK-FPIP-1170-10BS-5PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification Freeze kitFujifilm Irvine Scientific90133-so2 Vials of ES (Equilibration Solution, 2 x 1 mL) and 2 Vials of VS (Vitrification Solution, 2 x 1 mL)
VitrifitCoopersurgical Origio42782001AVitriFit  Box
Warming
Equipment
Electronic Timer
Flexipet adjustable handle setCookG18674Stripper  holder
Gilson PipetmanGilsonF123601p200
k-System IncubatorCoopersurgicalG210Invicell
Lab MarkersSigma Aldrich
Laminar Flow HoodIVF TECHGrade A air flow
Stainless Container for Cooling RackKitazatoLiquid nitrogen container for vitrification
StereomicroscopeLeicaLeica M80
Consumables
Biopur epTIPS RackEppendorf30075331Micropipettes epTIPS Biopur 2-200 µL
CSCM (Continuos single culture complete) mediumFujifilm Irvine Scientific90165IVF culture medium supplemented with HSA
IVF culture dish (60 x 15 mm)Corning353802Corning Primaria Falcon Dish 60X15mm TC Primaria standard cell culture dish
IVF dish 4-well plate with sliding lidThermoFisher Scietific176740Multidishes 4 wells (Nunc)
IVF dish 6-wellOosafeOOPW-SW02OOSAFE® 6 WELL DISH WITH STRAW HOLDER
Mineral Oil for embryo cultureFujifilm Irvine Scientific9305
SAtripping pipette tips (300µm)CookK-FPIP-1300-10BS-5PIPETTE FLEXIPETS PER DENUDING
Vitrification Thaw kitFujifilm Irvine Scientific90137-so4 Vials of TS (Thawing Solution, 4 x 2 mL) + 1 Vial of DS (Dilution Solution, 1 x 2 mL) +1 Vial of WS (Washing Solution, 1 x 2 mL)

参考文献

  1. Cobo, A., Diaz, C. Clinical application of oocyte vitrification: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Fertility and Sterility. 96 (2), 277-285 (2011).
  2. Rienzi, L., et al. Oocyte, embryo and blastocyst cryopreservation in ART: systematic review and meta-analysis comparing slow-freezing versus vitrification to produce evidence for the development of global guidance. Human Reproduction Update. 23 (2), 139-155 (2017).
  3. Nagy, Z. P., Anderson, R. E., Feinberg, E. C., Hayward, B., Mahony, M. C. The Human Oocyte Preservation Experience (HOPE) Registry: evaluation of cryopreservation techniques and oocyte source on outcomes. Reproductive Biology and Endocrinology. 15 (1), (2017).
  4. Practice Committees of American Society for Reproductive, M., & Society for Assisted Reproductive, T. Mature oocyte cryopreservation: a guideline. Fertility and Sterility. 99 (1), 37-43 (2013).
  5. Lee, S. J., et al. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation in cancer patients. Journal of Clinical Oncology. 24 (18), 2917-2931 (2006).
  6. Nakayama, K., Ueno, N. T. American Society of Clinical Oncology recommendations on fertility preservation should be implemented regardless of disease status or previous treatments. Journal of Clinical Oncology. 24 (33), 5334-5335 (2006).
  7. Martinez, F. Update on fertility preservation from the Barcelona International Society for Fertility Preservation-ESHRE-ASRM 2015 expert meeting: indications, results and future perspectives. Human Reproduction. 32 (9), 1802-1811 (2017).
  8. Lantsberg, D., Fernando, S., Cohen, Y., Rombauts, L. The role of fertility preservation in women with endometriosis: a systematic review. Journal of Minimally Invasive Gynecology. 27 (2), 362-372 (2020).
  9. Anderson, R. A., et al. Cancer treatment and gonadal function: experimental and established strategies for fertility preservation in children and young adults. Lancet Diabetes & Endocrinology. 3 (7), 556-567 (2015).
  10. Lambertini, M., et al. Cancer and fertility preservation: international recommendations from an expert meeting. BMC Medicine. 14, 1 (2016).
  11. Kim, S. J., Kim, S. K., Lee, J. R., Suh, C. S., Kim, S. H. Oocyte cryopreservation for fertility preservation in women with ovarian endometriosis. Reproductive Biomedicine Online. 40 (6), 827-834 (2020).
  12. Loren, A. W., et al. Fertility preservation for patients with cancer: American Society of Clinical Oncology clinical practice guideline update. Journal of Clinical Oncology. 31 (19), 2500-2510 (2013).
  13. Peccatori, F. A., et al. Cancer, pregnancy and fertility: ESMO Clinical Practice Guidelines for diagnosis, treatment and follow-up. Annals of Oncology. 24, 160-170 (2013).
  14. Dondorp, W. J., De Wert, G. M. Fertility preservation for healthy women: ethical aspects. Human Reproduction. 24 (8), 1779-1785 (2009).
  15. Cil, A. P., Bang, H., Oktay, K. Age-specific probability of live birth with oocyte cryopreservation: an individual patient data meta-analysis. Fertilility and Steriityl. 100 (2), 492-499 (2013).
  16. Ubaldi, F. M., et al. Advanced maternal age in IVF: still a challenge? The present and the future of its treatment. Frontiers in Endocrinology. 10, 94 (2019).
  17. Cimadomo, D., et al. Impact of maternal age on oocyte and embryo competence. Frontiers in Endocrinology. 9, 327 (2018).
  18. Cobo, A., et al. Oocyte vitrification as an efficient option for elective fertility preservation. Fertility and Sterility. 105 (3), 755-764 (2016).
  19. Devroey, P., Polyzos, N. P., Blockeel, C. An OHSS-Free Clinic by segmentation of IVF treatment. Human Reproduction. 26 (10), 2593-2597 (2011).
  20. Sonigo, C., et al. Impact of letrozole supplementation during ovarian stimulation for fertility preservation in breast cancer patients. European Journal of Obstetrics & Gynecology and Reproductive Biology X. 4, 100049 (2019).
  21. Marklund, A., et al. Efficacy and safety of controlled ovarian stimulation using GnRH antagonist protocols for emergency fertility preservation in young women with breast cancer-a prospective nationwide Swedish multicenter study. Human Reproduction. 35 (4), 929-938 (2020).
  22. Kuwayama, M. Highly efficient vitrification for cryopreservation of human oocytes and embryos: the Cryotop method. Theriogenology. 67 (1), 73-80 (2007).
  23. Kuwayama, M., Vajta, G., Kato, O., Leibo, S. P. Highly efficient vitrification method for cryopreservation of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 11 (3), 300-308 (2005).
  24. Bosch, E., et al. ESHRE guideline: ovarian stimulation for IVF/ICSI(dagger). Human Reproduction Open. 2020 (2), (2020).
  25. ESHRE Working Group on Ultrasound in ART. Recommendations for good practice in ultrasound: oocyte pick up(dagger). Human Reproduction Open. 2019 (4), 025 (2019).
  26. Rienzi, L., et al. Failure mode and effects analysis of witnessing protocols for ensuring traceability during IVF. Reproductive Biomedicine Online. 31 (4), 516-522 (2015).
  27. Mazzilli, R., et al. Effect of the male factor on the clinical outcome of intracytoplasmic sperm injection combined with preimplantation aneuploidy testing: observational longitudinal cohort study of 1,219 consecutive cycles. Fertility and Sterility. 108 (6), 961-972 (2017).
  28. Polyzos, N. P., et al. Cumulative live birth rates according to the number of oocytes retrieved after the first ovarian stimulation for in vitro fertilization/intracytoplasmic sperm injection: a multicenter multinational analysis including approximately 15,000 women. Fertility and Steriityl. 110 (4), 661-670 (2018).
  29. Alteri, A., Pisaturo, V., Nogueira, D., D'Angelo, A. Elective egg freezing without medical indications. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 647-652 (2019).
  30. Mesen, T. B., Mersereau, J. E., Kane, J. B., Steiner, A. Z. Optimal timing for elective egg freezing. Fertility and Steriityl. 103 (6), 1551-1556 (2015).
  31. Doyle, J. O., et al. Successful elective and medically indicated oocyte vitrification and warming for autologous in vitro fertilization, with predicted birth probabilities for fertility preservation according to number of cryopreserved oocytes and age at retrieval. Fertility and Sterility. 105 (2), 459-466 (2016).
  32. Rienzi, L., et al. Significance of metaphase II human oocyte morphology on ICSI outcome. Fertility and Sterility. 90 (5), 1692-1700 (2008).
  33. Ubaldi, F. M., et al. Reduction of multiple pregnancies in the advanced maternal age population after implementation of an elective single embryo transfer policy coupled with enhanced embryo selection: pre- and post-intervention study. Human Reproduction. 30 (9), 2097-2106 (2015).
  34. Cakmak, H., Katz, A., Cedars, M. I., Rosen, M. P. Effective method for emergency fertility preservation: random-start controlled ovarian stimulation. Fertility and Sterility. 100 (6), 1673-1680 (2013).
  35. Moravek, M. B., et al. Long-term outcomes in cancer patients who did or did not pursue fertility preservation. Fertility and Sterility. 109 (2), 349-355 (2018).
  36. Vaiarelli, A., Venturella, R., Vizziello, D., Bulletti, F., Ubaldi, F. M. Dual ovarian stimulation and random start in assisted reproductive technologies: from ovarian biology to clinical application. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 29 (3), 153-159 (2017).
  37. Vaiarelli, A., Cimadomo, D., Ubaldi, N., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. What is new in the management of poor ovarian response in IVF. Current Opinion in Obstetrics and Gynecology. 30 (3), 155-162 (2018).
  38. Venturella, R., et al. State of the art and emerging drug therapies for female infertility. Gynecological Endocrinology. 35 (10), 835-841 (2019).
  39. Venturella, R., et al. A modern approach to the management of candidates for assisted reproductive technology procedures. Minerva Ginecologica. 70 (1), 69-83 (2018).
  40. Ferreiro, E., de Uralde, B. L., Abreu, R., Garcia-Velasco, J. A., Munoz, E. Aromatase inhibitors for ovarian stimulation in patients with breast cancer. Current Drug Targets. 21 (9), 910-921 (2020).
  41. Oktay, K., et al. Letrozole reduces estrogen and gonadotropin exposure in women with breast cancer undergoing ovarian stimulation before chemotherapy. Journal of Clinical Endocrinology and Metabolism. 91 (10), 3885-3890 (2006).
  42. Meirow, D., et al. Tamoxifen co-administration during controlled ovarian hyperstimulation for in vitro fertilization in breast cancer patients increases the safety of fertility-preservation treatment strategies. Fertility and Steriity. 102 (2), 488-495 (2014).
  43. Friedler, S., Koc, O., Gidoni, Y., Raziel, A., Ron-El, R. Ovarian response to stimulation for fertility preservation in women with malignant disease: a systematic review and meta-analysis. Fertility and Steriity. 97 (1), 125-133 (2012).
  44. Tsampras, N., Gould, D., Fitzgerald, C. T. Double ovarian stimulation (DuoStim) protocol for fertility preservation in female oncology patients. Human Fertility. 20 (4), 248-253 (2017).
  45. Vaiarelli, A., et al. Double stimulation in the same ovarian cycle (DuoStim) to maximize the number of oocytes retrieved from poor prognosis patients: a multicenter experience and SWOT analysis. Frontiers in Endocrinology. 9, 317 (2018).
  46. Cimadomo, D., et al. Luteal phase anovulatory follicles result in the production of competent oocytes: intra-patient paired case-control study comparing follicular versus luteal phase stimulations in the same ovarian cycle. Human Reproduction. 33 (8), 1442-1448 (2018).
  47. Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Oocyte versus embryo cryopreservation for fertility preservation in cancer patients: guaranteeing a women's autonomy. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 32 (8), 1195-1196 (2015).
  48. Oktay, K., Harvey, B. E., Loren, A. W. Fertility preservation in patients with cancer: ASCO clinical practice guideline update summary. JCO Oncology Practice. 14 (6), 381-385 (2018).
  49. Iussig, B., et al. A brief history of oocyte cryopreservation: Arguments and facts. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 98 (5), 550-558 (2019).
  50. Best, B. P. Cryoprotectant toxicity: facts, issues, and questions. Rejuvenation Research. 18 (5), 422-436 (2015).
  51. Fuller, B., Paynter, S. Fundamentals of cryobiology in reproductive medicine. Reproductive Biomedicine Online. 9 (6), 680-691 (2004).
  52. Konc, J., Kanyo, K., Kriston, R., Somoskoi, B., Cseh, S. Cryopreservation of embryos and oocytes in human assisted reproduction. BioMed Research International. 2014, 307268 (2014).
  53. Erstad, B. L. Osmolality and osmolarity: narrowing the terminology gap. Pharmacotherapy. 23 (9), 1085-1086 (2003).
  54. Sunde, A., et al. Time to take human embryo culture seriously. Human Reproduction. 31 (10), 2174-2182 (2016).
  55. Swain, J. E., Cabrera, L., Xu, X., Smith, G. D. Microdrop preparation factors influence culture-media osmolality, which can impair mouse embryo preimplantation development. Reproductive Biomedicine Online. 24 (2), 142-147 (2012).
  56. Wale, P. L., Gardner, D. K. The effects of chemical and physical factors on mammalian embryo culture and their importance for the practice of assisted human reproduction. Human Reproduction Update. 22 (1), 2-22 (2016).
  57. Seki, S., Mazur, P. The dominance of warming rate over cooling rate in the survival of mouse oocytes subjected to a vitrification procedure. Cryobiology. 59 (1), 75-82 (2009).
  58. Karlsson, J. O. A theoretical model of intracellular devitrification. Cryobiology. 42 (3), 154-169 (2001).
  59. Jin, B., et al. Equilibrium vitrification of mouse embryos. Biololgy of Reproduction. 82 (2), 444-450 (2010).
  60. Mazur, P. Equilibrium, quasi-equilibrium, and nonequilibrium freezing of mammalian embryos. Cell Biophysics. 17 (1), 53-92 (1990).
  61. Parmegiani, L., et al. "Universal Warming" protocol for vitrified oocytes to streamline cell exchange for transnational donation programs: a multi-center study. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 37 (6), 1379-1385 (2020).
  62. Vajta, G., Rienzi, L., Ubaldi, F. M. Open versus closed systems for vitrification of human oocytes and embryos. Reproductive Biomedicine Online. 30 (4), 325-333 (2015).
  63. Cai, H., et al. Open versus closed vitrification system of human oocytes and embryos: a systematic review and meta-analysis of embryologic and clinical outcomes. Reproductive Biology & Endocrinology. 16 (1), 123 (2018).
  64. Parmegiani, L., et al. Sterilization of liquid nitrogen with ultraviolet irradiation for safe vitrification of human oocytes or embryos. Fertility and Sterility. 94 (4), 1525-1528 (2010).
  65. Parmegiani, L., et al. Efficiency of aseptic open vitrification and hermetical cryostorage of human oocytes. Reproductive Biomedicine Online. 23 (4), 505-512 (2011).
  66. Cobo, A., et al. Storage of human oocytes in the vapor phase of nitrogen. Fertility and Sterility. 94 (5), 1903-1907 (2010).
  67. Eum, J. H., et al. Long-term liquid nitrogen vapor storage of mouse embryos cryopreserved using vitrification or slow cooling. Fertility and Sterility. 91 (5), 1928-1932 (2009).
  68. Fabozzi, G., et al. Which key performance indicators are most effective in evaluating and managing an in vitro fertilization laboratory. Fertility and Sterility. 114 (1), 9-15 (2020).
  69. Dessolle, L., et al. Learning curve of vitrification assessed by cumulative summation test for learning curve (LC-CUSUM). Fertility and Sterility. 92 (3), 943-945 (2009).
  70. Alpha Scientists In Reproductive Medicine. The Alpha consensus meeting on cryopreservation key performance indicators and benchmarks: proceedings of an expert meeting. Reproductive Biomedicine Online. 25 (2), 146-167 (2012).
  71. Edgar, D. H., Gook, D. A. A critical appraisal of cryopreservation (slow cooling versus vitrification) of human oocytes and embryos. Human Reproduction Update. 18 (5), 536-554 (2012).
  72. Edgar, D. H., Archer, J., Bourne, H. The application and impact of cryopreservation of early cleavage stage embryos in assisted reproduction. Human Fertility. 8 (4), 225-230 (2005).

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

175IIKPI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved