JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

المادة يقدم μTongue (microfluidics على اللسان) جهاز للتصوير الوظيفي خلية الذوق في الجسم الحي عن طريق دمج microfluidics في نافذة التصوير داخلفيتال على اللسان.

Abstract

المجهر الفلوري داخل الحتمية هو أداة تستخدم على نطاق واسع لدراسة الديناميات متعددة الخلايا في حي. ومع ذلك، فإنه لم يستخدم بنجاح في الجهاز الحسي الذوق. من خلال دمج microfluidics في إطار تصوير اللسان داخل الجسم ، يوفر μTongue صورا وظيفية موثوقة لخلايا الذوق في الجسم الحي تحت التعرض الخاضع للرقابة لأجهزة التثانت المتعددة. في هذه الورقة، يتم تقديم إجراء مفصل خطوة بخطوة لاستخدام نظام μTongue. هناك خمسة الأقسام الفرعية : إعداد حلول التسانت ، وإنشاء وحدة microfluidic ، تركيب العينة ، والحصول على بيانات الصورة الوظيفية ، وتحليل البيانات. كما يتم تقديم بعض النصائح والتقنيات لحل القضايا العملية التي قد تنشأ عند استخدام μTongue.

Introduction

يستخدم المجهر الفلوري داخل الجسم على نطاق واسع لدراسة الديناميكيات الصدغية على الأنسجة الحية. الباحثون بسرعة تطوير أجهزة الاستشعار المشفرة وراثيا التي توفر تحولات محددة وحساسة من العمليات البيولوجية إلى إشارات مضان - والتي يمكن تسجيلها بسهولة باستخدام المجاهر الفلورية التي تتوفر على نطاق واسع1،2. على الرغم من أن معظم الأعضاء الداخلية في القوارض قد تم التحقيق باستخدام المجهر ، إلا أن تطبيقه الناجح على اللسان لم ينجح بعد3.

أجريت الدراسات السابقة على تصوير الكالسيوم من خلايا الذوق السابق فيفو عن طريق رقيقة المقطع أنسجة اللسان للحصول علىبراعمالذوق circumvallate 4،5،6 أو عن طريق تقشير قبالة ظهارة الذوق للحصول على براعم الذوقالفطرية 7،8. كان إعداد هذه العينات غازيا حتما ، وبالتالي كانت البيئات الدقيقة الطبيعية مثل تدين الأعصاب ، وحواجز نفاذية ، والدورة الدموية ، مضطربة إلى حد كبير. تم الإبلاغ عن أول نافذة تصوير لسان داخل الجسم في عام 2015 من قبل Choi وآخرون ، ولكن التسجيل الوظيفي الموثوق به لم يكن قابلا للتحقيق بسبب الحركة والتحف البصرية الناجمة عن المحفزات السائلة9.

في الآونة الأخيرة ، تم تقديم microfluidics على اللسان (μTongue)10. يدمج هذا الجهاز نظام microfluidic مع نافذة التصوير على لسان الماوس. من خلال تحقيق تدفق شبه ثابت للدولة من المحفزات التسفانت طوال فترة التصوير ، يمكن تقليل القطع الأثرية من الحركة السائلة(الشكل 1). يتم تغذية منفذ الإدخال بواسطة سلسلة من وحدات تحكم الضغط متعددة القنوات ، في حين يتم توصيل منفذ الإخراج بمضخة حقنة ، والتي تحافظ على 0.3 مل / دقيقة. بالإضافة إلى ذلك ، تم تقليل القطع الأثرية البصرية الناجمة عن الفرق في المؤشرات الانكسارية لحلول التستان من خلال التحليل النسبي الذي أدخل مؤشرا غير حساس للكالسيوم (tdTomato) بالإضافة إلى مؤشر الكالسيوم (GCaMP6)11. وفر هذا التصميم الاستقرار المجهري لخلايا الذوق في الجسم الحي حتى مع التبديل المفاجئ بين القنوات السائلة. وبالتالي ، فإن μTongue تنفيذ فحص وظيفي موثوق بها من التيستات متعددة لبراعم طعم الماوس في الجسم الحي.

في هذا البروتوكول ، يتم شرح الإجراءات التجريبية بالتفصيل لتصوير الكالسيوم لبراعم الذوق الفطرية الماوس في الجسم الحي باستخدام μTongue. أولا ، يتم وصف إعداد اللعاب الاصطناعي وحلول التسات. ثانيا، يتم إدخال إنشاء نظام microfluidic لتحقيق تدفق شبه ثابت للدولة. ثالثا، يتم تحديد الإجراءات المستخدمة لتركيب لسان الماوس على μTongue للسماح بالحصول على الصورة. وأخيرا، يتم تحديد كل خطوة لتحليل الصور، بما في ذلك تصحيح القطع الأثرية للحركة الجانبية وقياس النسب. يمكن تكييف هذا البروتوكول بسهولة مع أي مختبر أبحاث مزود بمرفق فأر ومجهر فوتونين أو معدات مكافئة.

Protocol

تمت الموافقة على جميع العمليات الجراحية من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية الحيوان واستخدامه (IACUC) من جامعة سونغكيونكوان وجامعة سيول الوطنية.

1. إعداد الحلول: اللعاب الاصطناعي ومضادات الاختلاص

  1. إعداد اللعاب الاصطناعي عن طريق حل 2 mM NaCl، 5 MM KCl، 3 م م NaHCO3, 3 mM KHCO3, 0.25 mM CaCl2, 0.25 mM MgCl2, 0.12 mM K2HPO4، 0.12 م م خ2PO4و 1.8 mM HCl في الماء المقطر (>1 لتر)، وضبط درجة الحموضة للمحلول إلى 7 (انظر جدول المواد)12.
  2. إعداد السترات، مثل الحامض: حمض الستريك 10 MM. المالحة: 400 مليون م م كلوريد، اختياريا مع 50 ميكرومتر أميلوريد. الحلو: 40 م acesulfame K; المر: خليط من 5 mM كوينين، 5 مليون ديناتونيوم و 20 ميكرومتر سيكلوهيكسميد، عن طريق حل المادة الكيميائية تذوق في اللعاب الاصطناعي أعدت في الخطوة 1.1.

2. إعداد نظام ميكروفلويديك

ملاحظة: تم تسليم التدائن إلى لسان الماوس باستخدام نظام توصيل سائل متعدد القنوات مضغوط (انظر الشكل 1 وجدول المواد).

  1. ملء خزانات نظام تدفق الضغط مع اللعاب الاصطناعي وastants.
  2. قم بتوصيل خط الهواء المضغوط بمدخلات المنظمين وحدد ضغط الهواء بين 30 و50 psi في نظام التسليم السائل.
  3. تعيين ضغط الناتج من المنظم إلى 0.4 psi وتحقق مما إذا كان السائل يخرج من الأنبوب تحت هذا الضغط.
  4. ربط متعددة من الخزانات إلى منفذ الإدخال من μTongue.
  5. ربط منفذ الإخراج من μTongue إلى مضخة حقنة وسحب السائل مع ~ 300 μL∙ دقيقة-1 لتحديد حالة ثابتة. مراقبة الحجم الثابت لقطرات معلقة تحت μTongue. ضبط قيمة معلمة الإعداد استنادا إلى ارتفاع العينة.
  6. افصل خط الهواء المضغوط وتوقف مضخة الحقنة حتى تكتمل الخطوة 3 من البروتوكول.

3. إعداد الماوس للتصوير في الجسم الحي ( الشكل2).

ملاحظة: تم إجراء جميع الاستعدادات الحيوانية خلال النهار في ظل ظروف مطهرة على منضدة عمل مختبرية.

  1. تخدير الفأر
    1. إعداد فأر يبلغ من العمر 7 أسابيع أو أكبر من أي من الجنسين. استخدم خط فأر معدل وراثيا يعبر عن بروتينات مضان استشعار الكالسيوم في خلايا الذوق.
    2. يتم تقييد الماوس للتخدير. يتم حقن خليط من 100 ملغ / كغ الكيتامين و 10 ملغ / كغ xylazine intraperitoneally في الماوس13.
  2. TRITC-dextran (500 كيلودا) في 2.5٪ W/ V الفوسفات العازلة المالحة يتم إدارة عن طريق الوريد في الماوس من خلال مسار مداري الرجعية لمراقبة الدورة الدموية خلال جلسة التصوير.
  3. إرفاق مثبت الرأس على جمجمة الماوس لتقليل القطع الأثرية الحركة.
    1. يتم رش رأس الماوس مع 70٪ ETOH بينما يتم وضع الماوس في موقف supine. رفع الجلد الرأس طفيفة مع ملقط وقص قبالة ما يقرب من 7 ملم2 مع مقص.
    2. تنظيف الشعر حول فروة الرأس، وإزالة periosteum تحت الجلد، وتطبيق لاصقة فورية على الجمجمة، وإرفاق مثبت الرأس مخصصة.
    3. بعد تصلب لاصقة الفورية، وتطبيق الغراء الأسنان حول المثبت الرأس وتضيء مع الضوء الأزرق لترسيخ الغراء الأسنان.
  4. ضع لسان الماوس على الوحدة السفلية من μTongue.
    1. إرفاق الشفة السفلى من الماوس إلى وحدة أسفل μTongue مع لاصقة لحظة.
    2. ضع الماوس على اللوحة (لوحة إعداد الماوس في الشكل 1B)ووضع الوحدة السفلية من μTongue إلى الوظائف (μTongue عقد آخر في الشكل 1B). تأكد من محاذاة الثقوب الموجودة على حافة الوحدة السفلية إلى المنشور.
    3. قم بشد مثبت رأس الماوس إلى حامل مثبت الرأس في اللوحة. ثم قم بضبط المسافة بين رأس الماوس والجهاز. تدوير رأس الماوس بسلاسة حوالي 45 درجة باستخدام حامل مثبت الرأس. هذه العملية تمنع الاتصال الجسدي للأنف الماوس مع الهدف المجهر.
    4. رسم لسان الماوس بلطف باستخدام ملاقط بلاستيكية وإرفاق الجانب البطني من اللسان إلى الجانب العلوي من الوحدة السفلية من μTongue. ثم امسح سطح لسان الفأرة بمسحة قطنية مبللة.
    5. نقع قطعة من الورق في اللعاب الاصطناعي ووضعها على السطح المكشوف لسان الماوس للحفاظ على حالة رطبة.
    6. ضع الغسالات المنحنية على المشاركات التي تحمل طرفي الجزء السفلي من μTongue.
  5. ضع إعداد الماوس على مرحلة المجهر. ضع لسان الفأر المكشوف تحت المركز التقريبي لمنطقة الهدف المجهر. تأكد من عدم الانحراف عن النطاق الديناميكي للمرحلة. ثم، تشديد لوحة الماوس على خشبة المسرح مع مسامير.
  6. ضع لوحة التدفئة تحت جسم الماوس وحافظ على درجة الحرارة عند 36.5 درجة مئوية -37.5 درجة مئوية. مراقبة درجة حرارة جسم الماوس باستخدام مستشعر درجة الحرارة والتحكم في درجة حرارة لوحة التدفئة باستخدام إشارة ملاحظات من مستشعر درجة الحرارة.
  7. تويست قطعة رقيقة من الورق ووضعه في فم الماوس لمنع السائل من دخول القصبة الهوائية الماوس.
  8. إزالة الأنسجة الرطبة من لسان الماوس ووضع μTongue المعدة على لسان الماوس. وضع قناة microfluidic على اللسان وضبط موقفها لمراقبة سطح اللسان من خلال نافذة التصوير.
  9. تأمين μTongue عن طريق الشد بلطف على كلا الطرفين مع الحد الأدنى من الضغط الضغط.

4. التصوير اكتساب

  1. بدوره على الليزر 920 نانومتر اثنين الفوتون والمجهر في وقت مبكر من الاستخدام.
  2. قم بتركيب هدف الغمر المائي (16x، NA 0.80 أو 25x، NA 1.1) على المجهر. إسقاط الماء المقطر على نافذة التصوير من μTongue وتزج الهدف.
  3. في وضع الكاميرا، قم بتشغيل الضوء باستخدام مصباح الزئبق وأنير سطح اللسان.
  4. عن طريق ضبط المحور Z، ابحث في إشارة الموائع التلقائية من الحليمة الخيطية للعثور على المستوى البؤري التقريبي. ثم، وذلك باستخدام مقبض التكيف X و Y، حدد موقع برعم الذوق.
  5. التبديل إلى وضع متعدد الفوتون. تعيين شروط الحصول على الصورة على النحو التالي: الطول الموجي الإثارة: 920 نانومتر; مجموعة فلتر الانبعاثات: 447/60 نانومتر، 525/50 نانومتر، و 607/70 نانومتر؛ وضع المسح النقطي ثنائي الاتجاه، حجم الإطار: 512 × 512.
  6. ضبط مواقف X و Y لوضع برعم الذوق على وسط نافذة الصورة.
  7. البحث في الأوعية الدموية المحيطة برعم الذوق في حوالي ثلثي ارتفاع برعم الذوق. تصور الدورة الدموية عن طريق TRITC-dextran (500 كيلودا) حقن من البروتوكول الخطوة 3.2. إذا كان تدفق الدم يسد، وتخفيف مسامير تحديد قليلا للسماح تدفق الدم.
  8. ضبط Z-محور والعثور على Z-الطائرة من برعم الذوق الذي يحتوي على عدد كاف من خلايا الذوق.
  9. تابع تصوير الكالسيوم مع 2-6 هرتز لمدة 80 s. توفير حل طعم 20 ق عن طريق التبديل على خزان النظام السائل بعد بدء التصوير. بعد 20 s من تحفيز الذوق، وتحويل الخزان مرة أخرى إلى اللعاب الاصطناعي.
  10. بعد الانتهاء من التصوير المتسلسل، انتظر لمدة 3-4 دقائق مقدما إلى جلسة التصوير التالية. الحفاظ على اللعاب الاصطناعي المتدفقة إلى لسان الماوس لغسل remanent تذوق من جلسة التصوير السابقة. اعتمادا على تصميم التجربة، كرر الجلسة كما هو مطلوب.
  11. عندما يكتمل تصوير الكالسيوم في الجسم الحي، قم بالقتل الرحيم للفأر وفقا لإجراء IACUC. يتم التضحية الماوس تحت التخدير في غرفة CO2.
    ملاحظة: تحقق من عمق التخدير باستخدام منعكس إصبع القدم قرصة. خلال جلسة التصوير ، يجب توفير اللعاب الاصطناعي من الخزانات باستمرار. إذا ظهرت فقاعات في إطار التصوير من μTongue، وإزالة الفقاعات عن طريق دفعها من خلال المدخلات أو إخراج μTongue باستخدام ضغط سائل قوي.

5. تحليل الصورة (الشكل 3)

  1. تحويل الصورة
    1. افتح ملفات الصور الأولية باستخدام فيجي14 أو برنامج تحليل صورة مشابه.
    2. تحويل ملف الصورة إلى ملف مكدس RGB لاستخدام رمز محلل برعم NPL.
      1. > الصور اللون > تقسيم القنوات
      2. > الصور اللون > دمج القنوات وحدد الصورة من الخطوة 5.2.1.
      3. > الصورة > اللون المكدس إلى RGB
  2. تسجيل الصور
    ملاحظة: استخدام التعليمات البرمجية المكتوبة خصيصا لتحليل البيانات. يرجى الرجوع إلى https://github.com/neurophotonic/Tastebud-analyzer.
    1. تشغيل التعليمات البرمجية المسماة Taste_GUI.m; نافذة واجهة المستخدم الرسومية اسمه NPL برعم محلل سوف يطفو على السطح. انقر على زر تحليل جديد في الزاوية العلوية اليمنى، ثم قم بتحميل الصورة المحولة من الخطوة 5.1. تعيين معدل الإطار فوق الصورة المحملة.
    2. رسم منطقة الاهتمام (ROI) على الصورة المحملة للتسجيل. انقر نقرا مزدوجا على عائد الاستثمار المحدد وسيبدأ التسجيل المحسوب تلقائيا.
  3. الحصول على التغيرات النسبية كثافة الفلورسينس (ΔF/F)
    1. العودة إلى إطار محلل برعم NPL لإظهار الصورة المسجلة من الخطوة 5.2 تلقائيا. إذا كان لدى المستخدم ملف reg بالفعل، انقر فوق الزر تحميل البيانات وحدد الملف _reg.tif.
    2. انقر على زر CIRCLE أو POLYGON وضع عائد الاستثمار للخلية الذوق على صورة برعم الذوق.
    3. هذا يقدم كثافة الفلورسينس الخام وتتبع الكالسيوم (ΔF/F)من خلية الذوق المحدد تلقائيا تحت صورة برعم الذوق.
    4. انقر على حفظ تتبع لتقديم تتبع الكالسيوم (ΔF/F)على الجانب الأيمن من واجهة المستخدم الرسومية، في حين يظهر عائد الاستثمار على صورة برعم الذوق. كرر الخطوات 5.3.2-5.3.4 حتى يتم الانتهاء من تحديد عائد الاستثمار.
      ملاحظة: انقر فوق الزر حذف التتبع إذا تم اختيار عائد الاستثمار بشكل خاطئ للقضاء على العائد على الاستثمار المحدد الأخير وتتبع الكالسيوم.
    5. بعد الانتهاء من تحديد عائد الاستثمار، اكتب اسم الملف في الزاوية السفلية اليمنى، وانقر على زر إنهاء لتصدير تتبع الكالسيوم ΔF/F كتنسيق .xls، وصورة برعم tase مع ROIs بتنسيق .bmp.
  4. تحليل أثر الكالسيوم
    1. تحليل أثر الكالسيوم التي تم الحصول عليها من الخطوة 5.3. النظر في أن خلايا الذوق قد تفاعلت مع tastant عندما ترتفع كثافة الفلورسينس أكثر من اثنين من الانحرافات المعيارية لخط الأساس بعد تسليم التيستان4، و ع-القيم هي أقل من 0.01، وذلك باستخدام أزواج أو غير مدفوعة ر-الاختبارات10.
    2. النظر في خلية الذوق كخلية المستجيب، إذا كان يستجيب لتسانت معينة أكثر من مرتين من أصل ثلاث تجارب (~ 60٪)15.
    3. الحصول على آثار الكالسيوم ممثل عن طريق متوسط آثار الكالسيوم الفردية المكتسبة من الخطوة 5.4.1.

النتائج

تم استخدام الماوس بيرت-GCaMP6f-tdTomato للحصول على صورة برعم الذوق. كان سطح لسان الفأر مغطى بالبابيات الخيطية ذات الفلورسنت. تنتشر براعم الذوق بشكل متفرق على سطح اللسان (الشكل 4A). تم الحصول على صور برعم الذوق وهيكله باستخدام ثلاثة كاشفات فلتر مختلفة. باستخدام مجموعة مرشح 607/70 نانوم?...

Discussion

وصف هنا هو بروتوكول مفصل لتطبيق μTongue للتحقيق في الأنشطة الوظيفية للخلايا الذوق في الجسم الحي. في هذا البروتوكول، يتم إجراء التصوير الوظيفي على خلايا الذوق باستخدام مؤشرات الكالسيوم المشفرة وراثيا. بالإضافة إلى استخدام الفئران المعدلة وراثيا، يمكن تحميل الكهربائية من الأصباغ الكال?...

Disclosures

يعلن المؤلفان عن مصالح مالية متنافسة: J. Han و M. Choi مخترعان لتكنولوجيا μTongue الحاصلة على براءة اختراع الموصوفة في هذه المقالة ، ونظام μTongue متاح تجاريا عبر SciTech Korea.

Acknowledgements

وقد دعم هذا العمل معهد العلوم الأساسية (IBS-R015-D1)، وهي منحة المؤسسة الوطنية لبحوث كوريا (NRF) التي تمولها الحكومة الكورية (MSIT) (رقم 1). 2019M3A9E2061789)، ومنحة المؤسسة الوطنية للبحوث الكورية (NRF) الممولة من الحكومة الكورية (MSIT) (رقم 2019M3E5D2A01058329). ونحن ممتنون لأنسو كيم ويوجين لي على مساعدتهما التقنية.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
acesulfame KSigma Aldrich04054-25GArtificial saliva / tastant
calcium chloride solutionSigma Aldrich21115-100MLArtificial saliva / tastant
citric acidSigma AldrichC0759-100GArtificial saliva / tastant
cycloheximideSigma Aldrich01810-5GArtificial saliva / tastant
denatoniumSigma AldrichD5765-5GArtificial saliva / tastant
Dental glueDenkistP0000CJT-A2Animal preparation
Image JNIHImageJData analysis
IMPSigma Aldrich57510-5GArtificial saliva / tastant
Instant adhesiveLoctiteLoctite 4161, HenkelAnimal preparation
K2HPO4Sigma AldrichP3786-100GArtificial saliva / tastant
KClSigma AldrichP9541-500GArtificial saliva / tastant
KetamineYuhanKetamine 50Animal preparation
KH2PO4Sigma AldrichP0662-25GArtificial saliva / tastant
KHCO3Sigma Aldrich237205-500GArtificial saliva / tastant
MATLABMathworkMATLABData analysis
MgCl2Sigma AldrichM8266-100GArtificial saliva / tastant
MPGSigma Aldrich49601-100GArtificial saliva / tastant
Mutiphoton microscopeThorlab Bergamo IIMicroscope
NaClSigma AldrichS3014-500GArtificial saliva / tastant
NaHCO3Sigma Aldrich792519-500GArtificial saliva / tastant
ObjectiveNikonN16XLWD-PFMicroscope
OctaflowALA Scientific InstrumentsOCTAFLOW IIFluidic control
PCLGLg15N54Fluidic control
PH meterThermoscientificORION STAR AZ11Artificial saliva / tastant
Phosphate-buffered salineSigma Aldrich806562Artificial saliva / tastant
quinineSigma AldrichQ1125-5GArtificial saliva / tastant
Syringe pumpHavard ApparatusPHD ULTRA 4400Fluidic control
TRITC-dextranSigma Aldrich52194-1GAnimal preparation
Ultrafast fiber laserTopticaFFultra920 01042Microscope
XylazineBayer KoreaRompunAnimal preparation

References

  1. Mao, T., O'Connor, D. H., Scheuss, V., Nakai, J., Svoboda, K. Characterization and subcellular targeting of GCaMP-type genetically-encoded calcium indicators. PLoS One. 3 (3), 1-10 (2008).
  2. Shih, A. Y., et al. Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 32 (7), 1277-1309 (2012).
  3. Choi, M., Kwok, S. J. J., Yun, S. H. In vivo fluorescence microscopy: Lessons from observing cell behavior in their native environment. Physiology. 30 (1), 40-49 (2015).
  4. Caicedo, A., Samir Jafri, M., Roper, S. D. In situ Ca2+ imaging reveals neurotransmitter receptors for glutamate in taste receptor cells. Journal of Neuroscience. 20 (21), 7978-7985 (2000).
  5. Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds. Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).
  6. Dando, R., Roper, S. D. Cell-to-cell communication in intact taste buds through ATP signalling from pannexin 1 gap junction hemichannels. The Journal of Physiology. 587 (24), 5899-5906 (2009).
  7. Chandrashekar, J., et al. The cells and peripheral representation of sodium taste in mice. Nature. 464 (7286), 297-301 (2010).
  8. Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  9. Choi, M., Lee, W. M., Yun, S. H. Intravital microscopic interrogation of peripheral taste sensation. Scientific Reports. 5 (8661), 1-6 (2015).
  10. Han, J., Choi, M. Comprehensive functional screening of taste sensation in vivo. bioRxiv. 16419 (371682), 1-22 (2018).
  11. Thestrup, T., et al. Optimized ratiometric calcium sensors for functional in vivo imaging of neurons and T lymphocytes. Nature Methods. 11 (2), 175-182 (2014).
  12. Danilova, V. Glossopharyngeal nerves to taste stimuli in C57BL / 6J mice. BME Neuroscience. 15, 1-15 (2003).
  13. Wu, A., Dvoryanchikov, G., Pereira, E., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning in taste afferent neurons varies with stimulus strength. Nature Communications. 6 (8171), 1-11 (2015).
  14. Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  15. Tan, H. E., et al. The gut-brain axis mediates sugar preference. Nature. 580 (7804), 511-516 (2020).
  16. Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds. The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).
  17. Kusuhara, Y., et al. Taste responses in mice lacking taste receptor subunit T1R1. Journal of Physiology. 591 (7), 1967-1985 (2013).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

170

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved