Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نقدم هنا نهجا مغلقا للصدر لتسجيلات حلقة الضغط ثنائي البطين القائمة على القبول في الخنازير التي تعاني من خلل وظيفي حاد في البطين الأيمن.

Abstract

يتيح تسجيل حلقة حجم الضغط (PV) إجراء تحقيق متطور للمتغيرات المستقلة عن الحمل لأداء البطين. غالبا ما يتم إجراء تقييم أحادي البطين في الأبحاث قبل السريرية. ومع ذلك ، فإن البطينين الأيمن والأيسر يمارسان ترابطا وظيفيا بسبب روابطهما المتوازية والتسلسلية ، مما يشجع على التقييم المتزامن لكلا البطينين. علاوة على ذلك ، قد تؤثر التدخلات الدوائية المختلفة على البطينين وأحمالهما المسبقة واللاحقة بشكل مختلف.

نحن نصف نهجنا في الصدر المغلق لتسجيلات الحلقة الكهروضوئية ثنائية البطين القائمة على القبول في نموذج خنزيري للحمل الزائد الحاد للبطين الأيمن (RV). نحن نستخدم تقنيات طفيفة التوغل مع جميع مداخل الأوعية الدموية التي تسترشد بالموجات فوق الصوتية. يتم وضع القسطرة الكهروضوئية ، تحت التوجيه الفلوري ، لتجنب بضع الصدر في الحيوانات ، حيث يحافظ نهج الصدر المغلق على فسيولوجيا القلب والرئة ذات الصلة. توفر تقنية القبول تسجيلات حلقة كهروضوئية في الوقت الفعلي دون الحاجة إلى معالجة ما بعد التخصيص. علاوة على ذلك، نوضح بعض الخطوات الأساسية لاستكشاف الأخطاء وإصلاحها خلال النقاط الزمنية الحرجة للإجراء المعروض.

البروتوكول المقدم هو نهج قابل للتكرار وذو صلة فسيولوجية للحصول على تسجيل حلقة كهروضوئية قلبية ثنائية البطين في نموذج حيواني كبير. يمكن تطبيق هذا على مجموعة كبيرة ومتنوعة من أبحاث الحيوانات القلبية الوعائية.

Introduction

تحتوي حلقات حجم الضغط (PV) على عدد كبير من معلومات الدورة الدموية، بما في ذلك الضغوط والأحجام الانقباضية النهائية والانبساطية النهائية، والكسر القذفي، وحجم السكتة الدماغية، وعمل السكتة الدماغية1. علاوة على ذلك، يخلق تقليل الحمل المسبق العابر عائلة من الحلقات التي يمكن من خلالها اشتقاق المتغيرات المستقلة عن التحميل2,3. هذا التقييم المستقل عن الحمل لوظيفة البطين يجعل تسجيلات الحلقة الكهروضوئية أحدث ما توصلت إليه التكنولوجيا في تقييم الدورة الدموية. يمكن إجراء تسجيل الحلقة الكهروضوئية في البشر ولكنه يستخدم في المقام الأول ويوصى به في الأبحاث قبل السريرية4،5،6.

يمكن الحصول على حلقات حجم الضغط من كل من البطين الأيمن (RV) والبطين الأيسر (LV). تركز معظم الفرضيات البحثية على بطين واحد ، مما يؤدي إلى تسجيل حلقات كهروضوئية أحادية البطين فقط7،8،9،10. ومع ذلك، فإن البطينين الأيمن والأيسر يمارسان ترابطا انقباضيا وانبساطيا بسبب روابطهما التسلسلية والمتوازية داخل التامور الضيق11. ستؤثر التغييرات في إخراج أو حجم بطين واحد على حجم البطين الآخر أو ظروف تحميله أو ترويته. وبالتالي ، توفر تسجيلات الحلقة الكهروضوئية ثنائية البطين تقييما أكثر شمولا لأداء القلب الكلي. قد تؤثر التدخلات الدوائية أيضا على البطينين وظروف تحميلهما بشكل مختلف ، مما يؤكد بشكل أكبر على أهمية التقييم ثنائي البطينين.

يمكن تطوير القسطرة الكهروضوئية إما إلى البطين من خلال عدة طرق ، بما في ذلك نهج الصدر المفتوح مع الوصول من قمة القلب أو من خلال مسار التدفق الخارجي RV 7,10,12,13,14. ومع ذلك ، فإن فتح الصدر سيؤثر على الظروف الفسيولوجية وقد يؤدي إلى التحيز.

استنادا إلى تجربتنا من الدراسات السابقة15،16،17،18 ، نهدف إلى تقديم نهج الصدر المغلق لدينا لتسجيلات الحلقة الكهروضوئية ثنائية البطين في نموذج حيواني كبير من فشل RV الحاد الذي له تأثير ضئيل على فسيولوجيا القلب والرئة (الشكل 1).

Protocol

تم تطوير هذا البروتوكول واستخدامه للدراسات التي أجريت وفقا للمبادئ التوجيهية الدنماركية والمؤسسية بشأن رعاية الحيوان وأخلاقياته. وافقت هيئة التفتيش الدنماركية للبحوث الحيوانية على الدراسة (الترخيص رقم 2016-15-0201-00840). تم استخدام خنزير ذبح دنماركي أنثى (هجين من Landrace و Yorkshire و Duroc) يبلغ وزنه حوالي 60 كجم.

1. التخدير والتهوية

  1. قم بتخدير الخنزير المستيقظ مسبقا باستخدام مزيج زوليتيل 1 مل / كجم (انظر جدول المواد) كحقن عضلي لتقليل التوتر والألم والقلق لدى الحيوان أثناء النقل.
  2. نقل الحيوان من مرافق المزرعة إلى مرافق البحوث.
  3. إنشاء الوصول عن طريق الوريد في وريد الأذن.
    1. للقيام بذلك ، عاصبة الأذن بخفة للتسبب في ركود الدم الوريدي. تطهير الجلد على وريد مرئي ومستقيم بالإيثانول.
    2. ثقب الوريد بقسطرة وريدية 20 غرام وإطلاق عاصبة. تأكد من إصلاح الوصول باستخدام شريط لاصق لتجنب الإزاحة.
    3. اغسليه بمحلول ملحي متساوي التوتر لضمان الوضع الصحيح للقسطرة الوريدية. لاحظ إزالة تلوين الوريد بشكل طفيف أثناء مرور المياه المالحة.
      ملاحظة: في حالة ظهور انتفاخ تحت الجلد، تكون القسطرة الوريدية في وضع تحت الجلد ويجب إزالتها. فكر في إنشاء الوصول الوريدي الثاني كنسخة احتياطية.
  4. نقل الحيوان إلى طاولة العمليات. ضعه في وضع ضعيف.
  5. تنبيب الخنزير عن طريق تنظير الحنجرة المباشر مع أنبوب بحجم 7. ثبت الأنبوب على خطم / رأس الحيوان لتجنب أي تنبيب عرضي. تأكد من تحديد الموقع الصحيح للأنبوب من خلال البحث عن حركات صدرية متساوية على التهوية و / أو تنظير الطبيب و / أو ثاني أكسيد الكربون الزفيري الكافي.
  6. قم بتوصيل الأنبوب بجهاز تهوية ميكانيكي تم اختباره مسبقا وابدأ التهوية. استخدم التهوية ذات بوابات الصوت التي يتم التحكم فيها بالضغط مع حجم المد والجزر البالغ 8 مل / كجم والتهوية منخفضة التدفق. يمكن أن يكون جزء الأكسجين الملهم (FiO2) 0.21 ل normoxia أو أعلى. اضبط معدل التنفس لاستهداف ثاني أكسيد الكربون في نهاية المد والجزر البالغ 5 كيلو باسكال.
  7. بدء التخدير الوريدي الكلي عن طريق البروبوفول 3 ملغ / كغ / ساعة والفنتانيل 6.25 جم / كجم / ساعة. ضمان التخدير الكافي من خلال عدم وجود ردود فعل القرنية والاستجابة لحافز مؤلم. زيادة التسريب ، إذا لزم الأمر.
    ملاحظة: لا تترك الحيوان دون مراقبة في أي وقت حتى يستعيد وعيه الكافي للحفاظ على الوصاية الصارمة (بروتوكول البقاء على قيد الحياة) أو يتم قتله رحيما.
  8. راقب الحيوان باستخدام مخطط كهربية القلب المكون من 3 رصاص وقياس التأكسج النبضي.
  9. قياس درجة حرارة الجسم. إذا لزم الأمر ، قم بتسخين الحيوان الذي يستهدف درجة حرارة خنزير طبيعية تتراوح بين 38 و 39 درجة مئوية.
    ملاحظة: قد يزيد انخفاض حرارة الجسم من خطر عدم انتظام ضربات القلب الناجم عن الأجهزة19.
  10. أدخل قسطرة المثانة (مقاس 14) عن طريق الوصول عبر المهبل وقم بتوصيلها بكيس أخذ عينات البول.
  11. اعتمادا على بروتوكول البحث والفرضية العلمية التي سيتم التحقيق فيها ، فكر في إعطاء الهيبارين عن طريق الوريد (5000 IE يتكرر كل 4-6 ساعات ، إذا لزم الأمر) و / أو amiodaron (ضخ 300 ملغ على مدى 20 دقيقة).
    ملاحظة: يمكن إجراء الهيبارين بعد إنشاء مداخل الأوعية الدموية. قد تخفف هذه الأدوية من الأجهزة ولكنها قد تؤدي إلى تحيز النتائج. بدلا من ذلك ، يمكن أن يمنع التسريب الملحي البطيء على الأغماد الوريدية تجلط الدم داخل اللمعان.
  12. استخدم مرهم الطبيب البيطري على العينين لمنع الجفاف.

2. الوصول داخل الأوعية الدموية

ملاحظة: يجب إنشاء مداخل داخل الأوعية الدموية في الوريد الوداجي الخارجي الأيمن، والوريد الوداجي الخارجي الأيسر، والشريان السباتي الأيسر، والشريان الفخذي الأيسر، والوريد الفخذي الأيمن. في الخنزير ، يكون الوريد الوداجي الخارجي أكبر بكثير من الوريد الوداجي الداخلي ، وبالتالي يسهل الوصول إليه. وترد في الشكل 2 ألف جميع المواد المطلوبة لهذا القسم.

  1. حلق الحيوان في مواقع ثقب للوصول داخل الأوعية الدموية.
  2. تطهير الجلد بالكلورهيكسيدين (أو بوفيدون اليود) ومسح نظيفة باستخدام كحول الأيزوبروبيل. كرر لمدة 2 دورات أخرى.
  3. ضع ستارة معقمة في المنطقة المطهرة مع وجود ثقب في موقع مركزي في الغطاء.
  4. استخدم جهاز الموجات فوق الصوتية مع مسبار خطي. قم بتغطية المسبار بغطاء معقم واستخدم الجل المعقم لفحص الأوعية الدموية.
  5. استخدم قسطرة وريدية معقمة بوزن 17 جم لثقب الجلد وتوجيه الإبرة إلى تحديد المواقع داخل الأوعية الدموية بواسطة الموجات فوق الصوتية (الشكل 2B ، C).
  6. استبدل الإبرة بسلك إرشادي باستخدام تقنية Seldinger. قم بإزالة القسطرة الوريدية مع ترك السلك الإرشادي فقط في التجويف داخل الأوعية الدموية. بعد ذلك ، قم بعمل شق جلدي صغير (~ 5 مم) ملتصق بسلك التوجيه لتسهيل إدخال الغمد.
  7. ضع غمد فرنسي (F) 8 فوق سلك التوجيه وفي الوعاء الذي تختاره (تقنية Seldinger). اختر غمد 8F في الوريد الوداجي الخارجي الأيمن (لقسطرة القلب الأيمن) وفي الشريان السباتي الأيسر (لقسطرة حلقة LV PV). التجويف الكافي ضروري لتجنب إتلاف القسطرة.
  8. ضع غمد 7F في الوريد الوداجي الخارجي الأيسر. سيتم استبداله لاحقا بغمد أكبر (انظر الخطوات 4.4-4.6).
  9. ضع غمد 7F في الشريان الفخذي الأيسر. الوصول هو لقياس ضغط الدم الغازية وأخذ عينات من غازات الدم.
  10. ضع غمد 12F (أو 14F إن وجد) في الوريد الفخذي الأيمن لإدخال بالون الوريد الأجوف السفلي (IVC). فكر في استخدام موسع في نهج من خطوتين للأغماد الأكبر.
  11. تأكيد والتحكم في وضع جميع الأغماد عن طريق سحب الدم (الوريدي أو الشرياني ، على التوالي) والتنظيف السهل باستخدام محلول ملحي متساوي التوتر. يتم وضع الأغماد بشكل صحيح داخل وعاء دموي إذا كان بإمكان المرء سحب الدم دون مقاومة.
  12. ثبت جميع الأغماد بخياطة جلدية (مقاس 3.0) لتجنب أي إزالة عرضية للغمد. ستتم إزالة خيوط الجلد بعد الانتهاء من البروتوكول جنبا إلى جنب مع إزالة الأغماد.
  13. قم بتوصيل وصول الشرايين الفخذية إلى محول الضغط ومعايرته مع الضغط الجوي. تأكد من أن هذا الإعداد يولد الشكل الصحيح لمنحنى الضغط الشرياني.
  14. اسحب عينة دم شرياني من غمد شرياني وقم بتحليلها على جهاز أخذ عينات الدم الشرياني لتقييم درجة الحموضة والضغط الشرياني الجزئي لثاني أكسيد الكربون (PaCO2) والأكسجين (PaO2 ، اعتمادا على FiO2 الذي اخترته) ، بالإضافة إلى الهيموجلوبين والإلكتروليتات والجلوكوز في الدم ومستويات اللاكتات.
    1. تصحيح الشوارد والجلوكوز في الدم ، إذا لزم الأمر ، إلى القيم القياسية عن طريق ضخ المنتج المطلوب. على وجه الخصوص ، ضع في اعتبارك تصحيح مستويات البوتاسيوم لأن اضطرابات البوتاسيوم قد تزيد من خطر عدم انتظام ضربات القلب الناجم عن الأجهزة.
  15. إذا كان الخنزير صائما قبل التجربة ، ففكر في ضخ البلعة من محلول ملحي متساوي التوتر (10 مل / كجم مغمور على مدى 30-60 دقيقة) أو بلورات مماثلة لمواجهة نقص حجم الدم.
  16. النظر في ضخ مستمر من 4 مل / كجم / ساعة المالحة متساوية التوتر لمواجهة العرق في جميع أنحاء البروتوكول.
    ملاحظة: يمكن إيقاف التجربة مؤقتا في هذه الخطوة.

3. كاتريس القلب الأيمن

  1. اغسل قسطرة Swan Ganz بالمحلول الملحي وتأكد من أن البالون ينفخ بشكل صحيح.
  2. قم بتوصيل منافذ قسطرة Swan Ganz بمحولات الضغط. أعد ضبط الضغط على الضغط الجوي مع الاحتفاظ بمنفذي الضغط (للضغط الشرياني الرئوي والضغط الوريدي المركزي ، على التوالي) عند المستوى الإبطي الأوسط للخنزير.
  3. أدخل قسطرة Swan Ganz من خلال غمد 8F في الوريد الوداجي الأيمن (الخطوة 2.7).
    تحذير: يجب ارتداء مآزر الرصاص أو الحماية المماثلة عند استخدام التنظير الفلوري.
  4. راقب التنظير الفلوري عندما يكون الجزء البعيد من قسطرة Swan Ganz خارج الغمد. تضخيم البالون مع حقنة المرتبطة بها.
    ملاحظة: سيؤدي تضخم بالون Swan Ganz داخل الغمد إلى إتلاف البالون. المنظر الأمامي الخلفي للتنظير الفلوري كاف لجميع الإجراءات الموصوفة.
  5. تقدم قسطرة سوان غانز ببطء بعد تحركاتها على التنظير الفلوري. سيسمح التقدم البطيء لتدفق الدم بتوجيه القسطرة.
  6. لاحظ التغيرات في إشارة الضغط من المنفذ البعيد عند دخولها إلى RV وبعد وقت قصير من الشريان الرئوي (الشكل 3). تأكد من تقدم القسطرة دون أي مقاومة.
    1. تأكد من تغير الضغط من 5-8 مم زئبق في الدورة الدموية الوريدية المركزية إلى 20-30 مم زئبق في الانقباض و 0-5 مم زئبق في الانبساط في RV. بعد اجتياز الصمامات الرئوية ، سيكون الضغط الانبساطي 10-15 مم زئبق (انظر الشكل 3 للتغيرات في أشكال إشارة الضغط).
      ملاحظة: قد تكون الضغوط الانقباضية في RV وفي الشريان الرئوي فوق 40 (أو متوسط الضغط الشرياني الرئوي فوق 25) علامة على ارتفاع ضغط الدم الرئوي بسبب العدوى الرئوية في الحيوان. يرجى تذكر أن التهوية الميكانيكية ذات الضغط الإيجابي قد تزيد أيضا من الضغط الشرياني الرئوي.
  7. قم بتفريغ البالون وتأكد من أن منفذ الضغط البعيد لا يزال في الشريان الرئوي الرئيسي. استخدم كل من التنظير الفلوري وإشارة الضغط لهذا التحقق.

4. إدخال قسطرة ضغط البطين الأيمن (الشكل 4)

  1. اقرأ واتبع تعليمات الشركة المصنعة. اسمح للقسطرة الكهروضوئية بالنقع في محلول ملحي لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  2. افتح برنامج الحصول على البيانات (انظر جدول المواد) باستخدام إعداد 8 قنوات (الضغط والحجم والطور والحجم من كلا البطينين). انقر فوق Start (ابدأ ) للتأكد من تسجيل إشارة الضغط. ابحث عن الضوضاء المفرطة في إشارة الضغط. ستكون القيم قريبة من 0 مم زئبق لأن مسجل الضغط لا يزال خارج الحيوان.
  3. قم بمعايرة الضغط إلى مستوى الصفر عن طريق الاحتفاظ بمنفذ الضغط أسفل سطح محلول ملحي مباشرة لتجنب تأثيرات الضغط غير المرغوب فيها من عمود الماء أعلاه.
  4. أدخل سلك إرشادي طويل عبر غمد 7F في الوريد الوداجي الأيسر (الخطوة 2.8). بتوجيه من التنظير الفلوري ، تقدم سلك التوجيه عبر الأوردة المركزية العليا ، والأذين الأيمن (RA) ، وفي الوريد الأجوف السفلي. تأكد من أن التقدم دون أي مقاومة. الأحداث الانقباضية المبكرة شائعة حيث يمر السلك الإرشادي ب RA.
  5. استخراج غمد 7F ترك الأسلاك التوجيهية في الدورة الدموية الوريدية. ضغط نقطة الدخول لتجنب النزيف. باستخدام تقنية Seldinger ، استبدل غمد 7F بغمد 16F. قم بتمديد شق الجلد للغمد الأكبر إذا لزم الأمر.
  6. بتوجيه من التنظير الفلوري ، تقدم غمد 16F فوق السلك الإرشادي حتى يصل طرف الغمد (وليس الموسع) إلى مستوى الوريد الأجوف العلوي (الشكل 4B).
  7. عن طريق السحب بعناية ، قم باستخراج الموسع والأسلاك الإرشادية ، ولكن احرص على عدم إزالة الغمد. اغسل الغمد بمحلول ملحي متساوي التوتر لتجنب تخثر الدم داخل اللمعان.
  8. أدخل القسطرة الكهروضوئية في غمد 16F.
  9. استخدم التنظير الفلوري لمتابعة القسطرة الكهروضوئية أثناء مرورها عبر الغمد حتى يغادر منفذ الضغط الغمد.
  10. تقدم بعناية الغمد والقسطرة الكهروضوئية بشكل جماعي حتى يكون الغمد خارج حدود التامور مباشرة.
  11. تقدم القسطرة الكهروضوئية إلى RA (الشكل 4C).
  12. استخدم طول الغمد للمساعدة في تقدم القسطرة الكهروضوئية من RA إلى RV الأكثر وضعا في المقدمة ؛ قم بتوجيه الطرف الخارجي للغمد 16F إلى الأسفل (الخلفي للحيوان المستلقي) وإنسيابيا ، مما سيشير إلى النهاية الداخلية للغمد أماميا.
  13. تقدم القسطرة الكهروضوئية إلى RV. يمكن التحقق من ذلك من خلال التغيير في إشارة الضغط من القسطرة الكهروضوئية إلى شكل بطيني كلاسيكي ومن خلال المقاومة اللمسية حيث تلتقي القسطرة الكهروضوئية بقمة البطين اليمنى.
  14. بمجرد أن تكون القسطرة الكهروضوئية في RV ، اسحب غمد 16F خارج التجويف الصدري لتجنب أي تأثير ديناميكي دموي أو كهربائي للجهاز الموجود بالقرب من القلب (الشكل 4D).
  15. قم بتحسين موضع القسطرة الكهروضوئية ، استنادا إلى التنظير الفلوري ، بالقرب من قمة RV قدر الإمكان ، ولكن لا تدعها تلمس الشغاف.
    ملاحظة: استخدم التنظير الفلوري لمراقبة التلامس الميكانيكي الزائد بين القسطرة الكهروضوئية والشغاف، إن وجد. وينظر إلى هذا على أنه قسطرة كهروضوئية منحنية (بما في ذلك ضفيرتها) وأحداث انقباضية سابقة لأوانها مستمرة عبر المراقبة الكهربية القلبية.
    1. ثبت القسطرة الكهروضوئية على الطرف الخارجي للغمد بشريط لاصق لضمان استقرار وضع القسطرة.
      ملاحظة: في بعض الأحيان، قد تتسبب القسطرة العائمة في حدوث ضربات إضافية. إذا كان الأمر كذلك ، فحاول تثبيته دون ضغط الشغاف أكثر من اللازم.
  16. اتبع بروتوكول الشركة المصنعة لاختيار العدد ذي الصلة من مقاطع التسجيل وتحسين موضع القسطرة الكهروضوئية في RV ، استنادا إلى إشارات الطور والحجم المسجلة.
    ملاحظة: بالنسبة للخنازير التي تزن 60 كجم ، تم استخدام جزأين أو ثلاثة أجزاء ل RV وغالبا ما تم استخدام ثلاثة أجزاء للجهد المنخفض لهذه التجربة. ستكون هناك حاجة إلى شرائح أقل في الحيوانات الصغيرة والعكس صحيح. استند تحديد موقع القسطرة إلى حجم الإشارات في البداية. يجب أن يبدو شكل حلقة حجم الضغط مثل حلقة حجم الضغط المطلوبة. يجب أن تكون سعة الحجم عالية قدر الإمكان (5-10 مللي ثانية). يجب أن تكون زاوية الطور في حدود 1-3 o مع أعلى سعة ممكنة (حوالي 1.5 س).

5. إدخال قسطرة حجم ضغط البطين الأيسر (الشكل 5)

  1. اقرأ واتبع تعليمات الشركة المصنعة. اسمح للقسطرة الكهروضوئية بالنقع في محلول ملحي لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  2. معايرة الضغط إلى مستوى الصفر (الخطوة 4.3).
  3. أدخل القسطرة الكهروضوئية في غمد 8F في الشريان السباتي الأيسر.
  4. اتبع القسطرة الكهروضوئية عن طريق التنظير الفلوري أثناء مرورها عبر الغمد باتجاه الصمامات الأبهرية (الشكل 5B). يتم الشعور بالمقاومة عندما يتم إيقاف القسطرة الكهروضوئية بواسطة الصمامات الأبهرية. في التنظير الفلوري ، لوحظ انحناء القسطرة.
    ملاحظة: في بعض الأحيان، تتحول القسطرة الكهروضوئية إلى الشريان الأورطي الهابط. يتم التعرف على ذلك عن طريق التنظير الفلوري ، والشق الأبهري الأقل بروزا على منحنى الضغط للقسطرة الكهروضوئية.
  5. سحب القسطرة الكهروضوئية حوالي 1 سم فوق الصمامات الأبهرية.
  6. قم بمزامنة التقدم السريع التالي للقسطرة الكهروضوئية مع المرحلة الانقباضية من الدورة القلبية. سيحدث هذا من خلال الصمامات الأبهرية المفتوحة. يمكن التحقق من النجاح من خلال التغيير في إشارة الضغط من القسطرة الكهروضوئية إلى شكل بطيني كلاسيكي.
  7. إذا فشلت محاولات التقدم عبر الصمامات، قم بتدوير القسطرة الكهروضوئية لتحديد موضع أفضل في وسط الشريان الأورطي الصاعد. أعد المحاولة، إذا لزم الأمر.
  8. بمجرد الدخول إلى LV ، قم بتحسين وضع القسطرة الكهروضوئية البطينية اليسرى بناء على التنظير الفلوري ، أقرب ما يمكن إلى قمة LV ، ولكن لا تدعها تلمس الشغاف (الشكل 5C). انظر الخطوة 4.15.
    ملاحظة: في بعض الأحيان، قد تسبب القسطرة العائمة تقلصات قلبية مبكرة. إذا كان الأمر كذلك ، فحاول تثبيته دون ضغط الشغاف أكثر من اللازم.
  9. اتبع بروتوكول الشركة المصنعة لاختيار العدد ذي الصلة من مقاطع التسجيل وتحسين موضع القسطرة الكهروضوئية في LV ، استنادا إلى إشارات الطور والحجم المسجلة (انظر الخطوة 4.16).

6. إدخال بالون الوريد الأجوف السفلي

  1. املأ المحقنة للتضخم بعامل محلول ملحي أو عامل تباين كما هو مفضل وتأكد من إمكانية نفخ البالون بشكل صحيح.
  2. أدخل السلك الإرشادي في غمد 12F في الوريد الفخذي الأيمن.
  3. تقدم السلك الإرشادي إلى IVC على مستوى الحجاب الحاجز.
  4. أدخل البالون فوق سلك التوجيه وقدمه إلى مستوى الحجاب الحاجز عند انتهاء الصلاحية النهائي (الشكل 5D).
  5. اسحب السلك الإرشادي واغسل التجويف بالمحلول الملحي لتجنب تخثر الدم.

7. معايرة قسطرة حجم الضغط

  1. اقرأ واتبع تعليمات الشركة المصنعة.
  2. ضمان إيقاع الجيوب الأنفية مستقرة على جهاز تخطيط القلب الكهربائي والمتغيرات القلبية الرئوية مستقرة لمدة 5-10 دقائق.
  3. استخدم قسطرة Swan Ganz لقياس الناتج القلبي (CO) عن طريق التخفيف الحراري. استخدم ما معدله ثلاث حقن من 10 مل من الجلوكوز متساوي التوتر 5 درجات مئوية مع اختلاف أقل من 10٪. مراقبة معدل ضربات قلب الحيوان (HR) أثناء قياس أول أكسيد الكربون. احسب حجم الحد (SV) على أنه SV = CO/HR (وحدة mL). أول أكسيد الكربون العادي هو 4-6 لتر / دقيقة لخنزير 60 كجم مع حجم سكتة دماغية من 80-110 مل.
  4. أدخل SV في المربعات الكهروضوئية لكل من LV و RV.
  5. تحقق من تلقي إشارات الطور والحجم الأمثل من كلا البطينين. والجدير بالذكر أن الصندوقين الكهروضوئيين يجب أن يسجلا بترددات مختلفة لتجنب الحديث الإلكتروني المتبادل.
  6. في انقطاع النفس العابر، قم بمعايرة ("مسح") الإشارات الكهروضوئية.
  7. إذا كانت المعايرة مرضية ، فتأكد من الشكل المناسب لكل من الحلقات الكهروضوئية البطينية ، بالإضافة إلى الضغوط والأحجام الواقعية. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فأعد إجراء المعايرة.

8. تقييم خط الأساس

ملاحظة: يمكن إيقاف التجربة مؤقتا عند هذا المستوى لتحقيق الاستقرار في ديناميكا الدم قبل بدء بروتوكول البحث.

  1. عندما يتم تسجيل الحلقات الكهروضوئية ، اتبع تعليمات الشركة المصنعة. اضغط على Start (ابدأ ) في برنامج الحصول على البيانات. تأكد من أن الحلقات الكهروضوئية لا تزال على شكل مقبول.
  2. سجل الحلقات الكهروضوئية أكثر من 30-60 ثانية من التهوية المستمرة. قم بإجراء التحليل من خلال إيجاد متوسط ثلاث دورات تنفسية على سبيل المثال. بدلا من ذلك ، قم بإجراء حبس تنفس عابر لانتهاء الصلاحية النهائي على جهاز التنفس الصناعي وتحليل هذه الحلقات من انقطاع النفس. ضع في اعتبارك وجود ضغط زفيري نهائي منخفض / معدوم (PEEP) وصمام الحد الأدنى من الضغط القابل للتعديل (APL).
    ملاحظة: تتأثر وظيفة البطين ، وخاصة RV ، بالتغيرات الدورية للضغوط داخل الصدر أثناء التهوية (أو التنفس التلقائي). الأهم من ذلك ، الإبلاغ في الورقة إذا تم تسجيل الحلقات الكهروضوئية أثناء التهوية أو في انقطاع النفس.
  3. بالنسبة للمتغيرات الكهروضوئية المستقلة عن الحمل ، قم بحبس النفس وانتظر بضع دقات قلب قبل نفخ بالون IVC ببطء مع السائل المختار (الخطوة 6.1). يقلل البالون تدريجيا من الحمل المسبق للقلب.
  4. لاحظ كيف تصبح حلقات RV الكهروضوئية أصغر تدريجيا وتتحول إلى اليسار.
    ملاحظة: سيؤدي الانخفاض التدريجي في الحمل المسبق ل RV إلى خفض حجم الانبساطي في نهاية RV تدريجيا. سوف تؤدي الأحجام المنخفضة إلى انخفاض الضغوط والإخراج (آلية الزرزور). لمزيد من التفاصيل، انظر المراجع1،2،3.
  5. الأهم من ذلك ، حافظ على تضخم البالون عن طريق الحفاظ على الضغط على المحقنة المرتبطة لفترة كافية لتقليل الحمل المسبق للجهد المنخفض (متصل بشكل متسلسل ب RV). لاحظ الانخفاض التدريجي في ضغط الجهد المنخفض وحجمه أيضا. راجع قسم النتائج التمثيلية للحصول على أمثلة.
  6. بسرعة ، قم بتفريغ البالون وتشغيل التهوية.
  7. أعد القيام ب 8.3-8.7 إذا كانت الاستجابة غير مرضية ، أي بدون مجمعات قلبية سابقة لأوانها أو بطء القلب الجيبي أو وظيفة القلب المتأثرة بالمثل.
  8. اسمح للخنزير بالاستقرار لمدة 2-5 دقائق قبل انسداد IVC التالي.
    ملاحظة: تتأثر ديناميكا الدم بشكل عابر بحبس التنفس وتقليل الحمل المسبق ، خاصة في نماذج ضعف القلب والأوعية الدموية.
  9. النظر في إجراء ثلاث عمليات انسداد مرضية (انظر 8.7) لزيادة متانة التحليلات الإحصائية.

9. ما بعد البروتوكول

  1. في دراسات البقاء على قيد الحياة ، قم بإزالة وتنظيف جميع المعدات داخل الأوعية الدموية (القسطرة الكهروضوئية ، وبالون IVC ، وقسطرة Swan Ganz).
    1. قطع خيوط الجلد التي أبقت الأغماد في مكانها. قم بإزالة كل غمد عن طريق السحب اليدوي. اضغط على كل موقع وصول وريدي لبضع دقائق لتحقيق الإرقاء.
    2. بالنسبة للشرايين، قم بإزالة الغمد وضغطه لفترة أطول (5-10 دقائق) لتحقيق الإرقاء. بدلا من ذلك ، فكر في استخدام جهاز إغلاق الأوعية الدموية.
    3. أغلق شقوق الجلد من الأغماد بخياطة جلدية واحدة قابلة للتكيف (3.0 ، خياطة قابلة للامتصاص) لتجنب النزيف والعدوى. ضع 5 مل من بوبيفاكايين (5 ملغم / مل) تحت الجلد حول كل شق جلدي لتخفيف الألم.
  2. بمجرد إزالة جميع الأجهزة وتحقيق الإرقاء ، توقف عن ضخ التخدير. مراقبة بعناية الحيوان في هذه المرحلة.
  3. حافظ على تنبيب الحيوان (في البداية مع تضخم الكفة) حتى تكون ردود الفعل في الحلق موجودة ويكون الحيوان مستيقظا بما فيه الكفاية للتنبيب. استمر في قياس مستويات الأكسجين عن طريق قياس التأكسج النبضي قبل وبعد التنبيب لضمان التهوية المناسبة. ضع الأكسجين إذا لزم الأمر.
  4. لا تعيد الحيوان إلى صحبة الحيوانات الأخرى حتى يتعافى تماما.
  5. لجراحة البقاء على قيد الحياة ، والحفاظ على ظروف معقمة مناسبة. يرجى الاطلاع على الخطوات 2.2-2.5. مراقبة شقوق الجلد والغرز يوميا بحثا عن علامات العدوى بما في ذلك قياس درجة حرارة الحيوان.
  6. بمجرد انتهاء التجربة ، قم بإجراء القتل الرحيم بجرعة قاتلة من البنتوباربيتال (15 مل ، 400 مجم / مل).

النتائج

تصف هذه التعليمات نهجا لتحقيق التسجيلات الكهروضوئية القائمة على القبول من كل من RV و LV في كبير.

لمقارنة تسجيلاتنا الكهروضوئية المتزامنة في RV و LV ، أجرينا انحدارا خطيا لقياسات CO ثنائية البطين من أكبر دراسة لدينا18 مع أكبر عدد من قياسات RV CO و LV CO المتزامنة (n = 379 تسجي?...

Discussion

تصف هذه الورقة نهجا قابلا للتكرار للصدر المغلق بأقل قدر من التدخل الجراحي لتسجيلات حلقة الضغط ثنائي البطين.

يعد تقدم القسطرة الكهروضوئية من RA إلى RV الخطوة الأكثر أهمية في هذا البروتوكول. إن التركيب المعقد ل RV وصلابة القسطرة يعقدان الإدخال في RV سهل الانتفاخ وصعب هندسيا. قد ت?...

Disclosures

ليس لدى أي من المؤلفين أي تضارب في المصالح للإعلان.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل مؤسسة Laerdal للطب الحاد (3374) ، ومؤسسة Holger and Ruth Hesse التذكارية ، ومؤسسة Søster and Verner Lippert ، ومؤسسة Novo Nordisk (NNF16OC0023244 ، NFF17CO0024868) ، ومؤسسة Alfred Benzon.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Ultrasound probe
12L-RSGE Healthcare Japan5141337Ultrasound probe
Adhesive Aperature Drape (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Adhesive Aperature Drape (OneMed)evercare1515-0175 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Alaris GP Guardrails plusCareFusion9002TIG01-GInfusion pump
Alaris GP Guardrails plusCareFusion9002TIG01-GInfusion pump
Alaris Infusion setBD Plastipak60593
Alaris Infusion setBD Plastipak60593
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
AlkoholswapMEDIQ Danmark334001282% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
Amplatz Support Wire Guide Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiameter: 0.025 inches, length: 260 cm
Amplatz Support Wire Guide Extra-StiffCook MedicalTHSF-25-260-AESdiameter: 0.025 inches, length: 260 cm
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD ConnectaBD394601Luer-Lock
BD EmeraldBD30773610 mL syringe
BD EmeraldBD30773610 mL syringe
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Luer-LockBD Plastipak300865BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD PlatipakBD30061320 mL syringe
BD PlatipakBD30061320 mL syringe
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320420G
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320420G
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320817G
BD Venflon ProBecton Dickinson Infusion Therapy39320817G
Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/mL
Butomidor VetRichter Pharma AG53194310 mg/mL
Check-Flo Performer IntroducerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RB16 F sheath, 30 cm long
Check-Flo Performer IntroducerCook MedicalRCFW-16.0P-38-30-RB16 F sheath, 30 cm long
Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersC-arm
Cios Connect S/N 20015Siemens HealthineersC-arm
D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandPressure measurement monitor
D-LCC12A-01GE Healthcare FinlandPressure measurement monitor
Durapore3M-Adhesive tape
Durapore3M-Adhesive tape
E-PRESTIN-00GE Healthcare Finland6152932Respirator tubes
E-PRESTIN-00GE Healthcare Finland6152932Respirator tubes
Exagon vetRichter Pharma AG427931400 mg/mL
Exagon vetRichter Pharma AG427931400 mg/mL
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12FSt. Jude Medical406128L: 12 cm
Favorita IIAesculapType: GT104
Favorita IIAesculapType: GT104
FentanylB. Braun7103650 mikrogram/mL
FentanylB. Braun7103650 mikrogram/mL
Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/mL
Ketaminol VetMSD/Intervet International B.V.511519100 mg/mL
LabChartADInstrumentsData aquisition software
LabChartADInstrumentsData aquisition software
Lawton 85-0010 ZK1LawtonLaryngoscope
Lawton 85-0010 ZK1LawtonLaryngoscope
LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
LectospiralVYGON1159.90400 cm (Luer-LOCK)
Lubrithal eye gelDechra, Great Britain
Lubrithal eye gelDechra, Great Britain
MBH quforaMBH-International A/S13853401Urine bag
MBH quforaMBH-International A/S13853401Urine bag
NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Isotonic saline
NatriumkloridFresenius Kabi73400221005289 mg/ml Isotonic saline
PICO50 Aterial Blood SamplerRadiometer956-5522 mL
PICO50 Aterial Blood SamplerRadiometer956-5522 mL
Portex Tracheal TubeSmiths Medical100/150/075"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
Portex Tracheal TubeSmiths Medical100/150/075"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
PowerLab 16/35ADInstrumentsPL3516Serial number: 3516-1841
PowerLab 16/35ADInstrumentsPL3516Serial number: 3516-1841
Pressure Extension setCODAN7,14,020Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Pressure Extension setCODAN7,14,020Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
PropolipidFresenius Kabi21636Propofol, 10 mg/mL
PropolipidFresenius Kabi21636Propofol, 10 mg/mL
PTS-XNuMED Canada Inc.PTSX253Inferior vena cava balloon
PTS-XNuMED Canada Inc.PTSX253Inferior vena cava balloon
Radiofocus Introducer IIRadiofocus/TerumoRS+B80N10MQ6+7+8F sheaths
Radiofocus Introducer IIRadiofocus/TerumoRS+B80N10MQ6+7+8F sheaths
Rompun VetBeyer86450917Xylazin, 20 mg/mL
Rompun VetBeyer86450917Xylazin, 20 mg/mL
Rüsch Brilliant AquaFlate GlycerineTeleflex178000Bladder catheter, size 14
Rüsch Brilliant AquaFlate GlycerineTeleflex178000Bladder catheter, size 14
S/5 AvanceDatex-Ohmeda-Mechanical ventilator
S/5 AvanceDatex-Ohmeda-Mechanical ventilator
Safersonic Conti Plus & SafergelSECMA medical innovationSAF.612.18120.WG.SEC18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Safersonic Conti Plus & SafergelSECMA medical innovationSAF.612.18120.WG.SEC18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Scisense CatheterTransonic ScisenseFDH-5018B-E245BSerial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense CatheterTransonic ScisenseFDH-5018B-E245BSerial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense Pressure-Volume Measurement SystemTransonic ScisenseADV500Model: FY097B. Pressure-volume box
Scisense Pressure-Volume Measurement SystemTransonic ScisenseADV500Model: FY097B. Pressure-volume box
Swan-Ganz CCOmboEdwards Lifesciences744F75110 cm
Swan-Ganz CCOmboEdwards Lifesciences744F75110 cm
TruWave Pressure Monitoring SetEdwards LifesciencesT434303A210 cm
TruWave Pressure Monitoring SetEdwards LifesciencesT434303A210 cm
Vivid iqGE Medical Systems ChinaVivid iq
Vivid iqGE Medical Systems ChinaVivid iq
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)Virbac83046805Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection

References

  1. Burkhoff, D., Mirsky, I., Suga, H. Assessment of systolic and diastolic ventricular properties via pressure-volume analysis: a guide for clinical, translational, and basic researchers. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 501-512 (2005).
  2. Sagawa, K., Suga, H., Shoukas, A. A., Bakalar, K. M. End-systolic pressure/volume ratio: A new index of ventricular contractility. American Journal of Cardiology. 40 (5), 748-753 (1977).
  3. Chantler, P. D., Lakatta, E. G., Najjar, S. S. Arterial-ventricular coupling: mechanistic insights into cardiovascular performance at rest and during exercise. Journal of Applied Physiology. 105 (4), 1342-1351 (2008).
  4. Axell, R. G., et al. Ventriculo-arterial coupling detects occult RV dysfunction in chronic thromboembolic pulmonary vascular disease. Physiological Reports. 5 (7), 13227 (2017).
  5. Houser, S. R., et al. Animal models of heart failure. Circulation Research. 111 (1), 131-150 (2012).
  6. Lahm, T., et al. Assessment of right ventricular function in the research setting: knowledge gaps and pathways forward. An official american thoracic society research statement. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 198 (4), e15-e43 (2018).
  7. Morimont, P., et al. Effective arterial elastance as an index of pulmonary vascular load. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 294 (6), 2736-2742 (2008).
  8. Kutty, S., et al. Validation of admittance computed left ventricular volumes against real-time three-dimensional echocardiography in the porcine heart. Experimental Physiology. 98 (6), 1092-1101 (2013).
  9. Bove, T., et al. Acute and chronic effects of dysfunction of right ventricular outflow tract components on right ventricular performance in a porcine model: Implications for primary repair of tetralogy of fallot. Journal of the American College of Cardiology. 60 (1), 64-71 (2012).
  10. Townsend, D. Measuring pressure volume loops in the mouse. Journal of Visualized Experiments. (111), e53810 (2016).
  11. Belenkie, I., Smith, E. R., Tyberg, J. V. Ventricular interaction: From bench to bedside. Annals of Medicine. 33 (4), 236-241 (2009).
  12. LaCorte, J. C., et al. Correlation of the TIE index with invasive measurements of ventricular function in a porcine model. Journal of the American Society of Echocardiography. 16 (5), 442-447 (2003).
  13. Amà, R., Leather, H. A., Segers, P., Vandermeersch, E., Wouters, P. F. Acute pulmonary hypertension causes depression of left ventricular contractility and relaxation. European Journal of Anaesthesiology. 23 (10), 824-831 (2006).
  14. Missant, C., Rex, S., Segers, P., Wouters, P. F. Levosimendan improves right ventriculovascular coupling in a porcine model of right ventricular dysfunction. Critical Care Medicine. 35 (3), 707-715 (2007).
  15. Mortensen, C. S., et al. Impact of preload on right ventricular hemodynamics in acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. 48 (12), 1306-1312 (2020).
  16. Kramer, A., et al. Inhaled nitric oxide has pulmonary vasodilator efficacy both in the immediate and prolonged phase of acute pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262091871 (2020).
  17. Lyhne, M. D., et al. Oxygen therapy lowers right ventricular afterload in experimental acute pulmonary embolism. Critical Care Medicine. , (2021).
  18. Lyhne, M. D., et al. Right ventricular adaptation in the critical phase after acute intermediate-risk pulmonary embolism. European Heart Journal: Acute Cardiovascular Care. , 204887262092525 (2020).
  19. Dietrichs, E. S., Tveita, T., Smith, G. Hypothermia and cardiac electrophysiology: a systematic review of clinical and experimental data. Cardiovascular Research. 115 (3), 501-509 (2018).
  20. Boulate, D., et al. Early development of right ventricular ischemic lesions in a novel large animal model of acute right heart failure in chronic thromboembolic pulmonary hypertension. Journal of Cardiac Failure. 23 (12), 876-886 (2017).
  21. Haney, M. F., et al. Myocardial systolic function increases during positive pressure lung inflation. Anesthesia and Analgesia. 101 (5), 1269-1274 (2005).
  22. Gorcsan, J., Strum, D. P., Mandarino, W. A., Gulati, V. K., Pinsky, M. R. Quantitative assessment of alterations in regional left ventricular contractility with color-coded tissue doppler echocardiography: Comparison with sonomicrometry and pressure-volume relations. Circulation. 95 (10), 2423-2433 (1997).
  23. Pinsky, M. R. Dynamic right and left ventricular interactions in the pig. Experimental Physiology. 105 (8), 1293-1315 (2020).
  24. Mitchell, J. R., et al. RV filling modulates LV function by direct ventricular interaction during mechanical ventilation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (2), 549-557 (2005).
  25. Larson, E. R., Feldman, M. D., Valvano, J. W., Pearce, J. A. Analysis of the spatial sensitivity of conductance/admittance catheter ventricular volume estimation. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 60 (8), 2316-2324 (2013).
  26. Hout, G. P. J., et al. Admittance-based pressure-volume loops versus gold standard cardiac magnetic resonance imaging in a porcine model of myocardial infarction. Physiological Reports. 2 (4), 00287 (2014).
  27. Baker, A. E., Dani, R., Smith, E. R., Tyberg, J. V., Belenkie, I. Quantitative assessment of independent contributions of pericardium and septum to direct ventricular interaction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 275 (2), 476-483 (1998).
  28. Sanz, J., Sánchez-Quintana, D., Bossone, E., Bogaard, H. J., Naeije, R. Anatomy, function, and dysfunction of the right ventricle. Journal of the American College of Cardiology. 73 (12), 1463-1482 (2019).
  29. Gavazzoni, M., et al. Prognostic value of right ventricular free wall longitudinal strain in a large cohort of outpatients with left-side heart disease. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 21 (9), 1013-1021 (2019).
  30. Berglund, F., Piña, P., Herrera, C. J. Right ventricle in heart failure with preserved ejection fraction. Heart. 106 (23), 1798-1804 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

171

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved