Registrazioni biventricolari a ciclo pressione-volume a torace chiuso con cateteri di ammissione in un modello suino

Riepilogo

Qui presentiamo un approccio toracico chiuso alle registrazioni bi-ventricolari di pressione-volume basate sull'ammissione in suini con disfunzione ventricolare destra acuta.

Abstract

La registrazione in loop pressione-volume (PV) consente l'indagine all'avanguardia delle variabili indipendenti dal carico delle prestazioni ventricolari. La valutazione uni-ventricolare viene spesso eseguita nella ricerca preclinica. Tuttavia, i ventricoli destro e sinistro esercitano un'interdipendenza funzionale a causa delle loro connessioni parallele e seriali, incoraggiando la valutazione simultanea di entrambi i ventricoli. Inoltre, vari interventi farmacologici possono influenzare i ventricoli e i loro precarichi e postcarico in modo diverso.

Descriviamo il nostro approccio toracico chiuso alle registrazioni in loop fotovoltaico bi-ventricolare basate sull'ammissione in un modello suino di sovraccarico acuto del ventricolo destro (RV). Utilizziamo tecniche minimamente invasive con tutti gli accessi vascolari guidati da ultrasuoni. I cateteri fotovoltaici sono posizionati, sotto guida fluoroscopica, per evitare la toracotomia negli animali, poiché l'approccio toracico chiuso mantiene la fisiologia cardiopolmonare pertinente. La tecnologia di ammissione fornisce registrazioni in loop fotovoltaico in tempo reale senza la necessità di elaborazioni post-hoc. Inoltre, spieghiamo alcuni passaggi essenziali per la risoluzione dei problemi durante i timepoint critici della procedura presentata.

Il protocollo presentato è un approccio riproducibile e fisiologicamente rilevante per ottenere una registrazione del loop PV cardiaco bi-ventricolare in un modello animale di grandi dimensioni. Questo può essere applicato a una grande varietà di ricerca sugli animali cardiovascolari.

Introduzione

I loop pressione-volume (PV) contengono un gran numero di informazioni emodinamiche, tra cui pressioni e volumi sistolici e diastolici finali, frazione di eiezione, volume della corsa e lavoro dell'ictus1. Inoltre, la riduzione transitoria del precarico crea una famiglia di loop da cui è possibile derivare variabili indipendenti dal ^carico2,3. Questa valutazione indipendente dal carico della funzione ventricolare rende le registrazioni di loop fotovoltaici all'avanguardia nella valutazione emodinamica. La registrazione in loop fotovoltaico può essere eseguita nell'uomo, ma è principalmente utilizzata e raccomandata nella ricerca preclinica4,5,6.

I loop pressione-volume possono essere ottenuti sia dal ventricolo destro (RV) che dal ventricolo sinistro (LV). La maggior parte delle ipotesi di ricerca si concentra su un singolo ventricolo, con il risultato che vengono registrati solo loop fotovoltaici non avventurosi7,8,9,10. Tuttavia, i ventricoli destro e sinistro esercitano un'interdipendenza sistolica e diastolica a causa delle loro connessioni seriali e parallele all'interno dello stretto pericardio11. I cambiamenti nell'uscita o nelle dimensioni di un ventricolo influenzeranno le dimensioni, le condizioni di carico o la perfusione dell'altro ventricolo. Pertanto, le registrazioni bi-ventricolari del loop fotovoltaico forniscono una valutazione più completa delle prestazioni cardiache totali. Gli interventi farmacologici possono anche influenzare i due ventricoli e le loro condizioni di carico in modo diverso, sottolineando ulteriormente l'importanza della valutazione bi-ventricolare.

I cateteri fotovoltaici possono essere avanzati in entrambi i ventricoli con diversi approcci, incluso l'approccio toracico aperto con accesso dall'apice del cuore o attraverso il tratto di deflusso ^{RV7,10,12,13,14}. Tuttavia, l'apertura del torace influenzerà le condizioni fisiologiche e potrebbe introdurre pregiudizi.

Sulla base della nostra esperienza da studi precedenti15,16,17,18, miriamo a presentare il nostro approccio a torace chiuso alle registrazioni bi-ventricolari pv loop in un modello animale di grande affannosso acuto del camper che ha un'influenza minima sulla fisiologia cardiopolmonare (Figura 1).

Protocollo

Questo protocollo è stato sviluppato e utilizzato per studi condotti in conformità con le linee guida danesi e istituzionali sul benessere e l'etica degli animali. L'Ispettorato danese per la ricerca sugli animali ha approvato lo studio (licenza n. 2016-15-0201-00840). È stato utilizzato un maiale da macello danese femmina (incrocio di Landrace, Yorkshire e Duroc) di circa 60 kg.

1. Anestesia e ventilazione

1. Pre-anestetizzare il maiale sveglio con Zoletil mix 1 mL/kg (vedi Tabella dei materiali) come iniezione intramuscolare per ridurre lo stress, il dolore e l'ansia dell'animale durante il trasporto.
2. Trasporta l'animale dalle strutture agricole alle strutture di ricerca.
3. Stabilire l'accesso endovenoso in una vena dell'orecchio.
   1. Per fare ciò, leggermente laccio emostatico l'orecchio per causare la stasi del sangue venoso. Disinfettare la pelle su una vena visibile e diritta con etanolo.
   2. Perforare la vena con un catetere venoso da 20 G e rilasciare il laccio emostatico. Assicurati di fissare l'accesso con nastro adesivo per evitare spostamenti.
   3. Risciacquo con soluzione salina isotonica per garantire il corretto posizionamento del catetere venoso. Osservare per una leggera decolorazione della vena mentre la soluzione salina passa.
      NOTA: Se appare un rigonfiamento sottocutaneo, il catetere venoso è in posizione sottocutanea e deve essere rimosso. Considerare la possibilità di stabilire il secondo accesso endovenoso come backup.
4. Sposta l'animale su un tavolo operatorio. Mettilo in posizione supina.
5. Intubare il maiale mediante laringoscopia diretta con un tubo di taglia 7. Fissare il tubo al muso / testa dell'animale per evitare qualsiasi estubazione accidentale. Garantire il corretto posizionamento del tubo cercando uguali movimenti toracici su ventilazione, stetoscopia e/o sufficiente anidride carbonica espiratoria.
6. Collegare il tubo a un ventilatore meccanico pre-testato e avviare la ventilazione. Utilizzare la ventilazione volume-gated a pressione controllata con un volume di marea di 8 ml/kg e una ventilazione a basso flusso. La frazione di ossigeno inspirato (_FiO2) può essere 0,21 per normossia o superiore. Regolare la frequenza respiratoria per indirizzare l'anidride carbonica di fine marea di 5 kPa.
7. Iniziare l'anestesia endovenosa totale con propofol 3 mg/kg/h e fentanil 6,25 g/kg/h. Garantire un'anestesia sufficiente dalla mancanza di riflessi corneali e risposta a uno stimolo doloroso. Aumentare l'infusione, se necessario.
   NOTA: Non lasciare l'animale incustodito in qualsiasi momento fino a quando non ha riacquistato una coscienza sufficiente per mantenere la reclinazione sternale (protocollo di sopravvivenza) o è stato eutanasia.
8. Monitorare l'animale con un elettrocardiogramma a 3 derivazioni e pulsossimetria.
9. Misurare la temperatura corporea. Se necessario, riscaldare l'animale mirando a una temperatura suina normale di 38-39 °C.
   NOTA: L'ipotermia può aumentare il rischio di aritmogenesi innescata dalla ^{strumentazione19}.
10. Inserire il catetere vescicale (taglia 14) mediante accesso transvaginale e collegarlo a una sacca per il prelievo di urina.
11. A seconda del protocollo di ricerca e dell'ipotesi scientifica da indagare, considerare la somministrazione di eparina per via endovenosa (5000 IE ripetuti ogni 4-6 ore, se necessario) e/o amiodaron (infusione di 300 mg nell'arco di 20 min).
    NOTA: L'eparinizzazione può essere eseguita dopo aver stabilito gli accessi intravascolare. Questi farmaci possono facilitare la strumentazione, ma potrebbero influenzare i risultati. In alternativa, l'infusione salina lenta su guaine endovenose può prevenire la trombosi intraluminale.
12. Utilizzare unguento veterinario sugli occhi per prevenire la secchezza.

2. Accessi intravascolare

NOTA: Gli accessi intravascolare devono essere stabiliti nella vena giugulare esterna destra, nella vena giugulare esterna sinistra, nell'arteria carotide sinistra, nell'arteria femorale sinistra e nella vena femorale destra. Nel maiale, la vena giugulare esterna è molto più grande della vena giugulare interna e, quindi, più facile da accedere. Tutti i materiali necessari per questa sezione sono mostrati nella Figura 2A.

1. Rasare l'animale nei siti di puntura per gli accessi intravascolare.
2. Disinfettare la pelle con clorexidina (o iodio povidone) e pulire con alcool isopropilico. Ripetere per altri 2 cicli.
3. Posizionare un drappo sterile nell'area disinfettata con un foro posizionato centralmente nel coperchio.
4. Utilizzare un dispositivo ad ultrasuoni con una sonda lineare. Coprire la sonda con una copertura sterile e utilizzare gel sterile per l'esame vascolare.
5. Utilizzare un catetere venoso sterile da 17 G per perforare la pelle e guidare l'ago al posizionamento intravascolare mediante ultrasuoni (Figura 2B,C).
6. Sostituire l'ago con un filo guida utilizzando la tecnica Seldinger. Rimuovere il catetere venoso lasciando solo il filo guida nel lume intravascolare. Quindi, effettuare una piccola incisione cutanea (~ 5 mm) aderente al filo guida per facilitare l'inserimento della guaina.
7. Posizionare una guaina 8 francese (F) sopra il filo guida e nella nave scelta (la tecnica Seldinger). Scegli una guaina 8F nella vena giugulare esterna destra (per la cateterizzazione del cuore destro) e nell'arteria carotide sinistra (per il catetere LV PV loop). È necessario un lumen sufficiente per evitare di danneggiare i cateteri.
8. Posizionare una guaina 7F nella vena giugulare esterna sinistra. In seguito verrà scambiato con una guaina più grande (vedere i passaggi 4.4-4.6).
9. Posizionare una guaina 7F nell'arteria femorale sinistra. L'accesso è per la misurazione invasiva della pressione sanguigna e il campionamento dei gas ematici.
10. Posizionare una guaina 12F (o 14F se disponibile) nella vena femorale destra per l'inserimento del palloncino della vena cava inferiore (IVC). Prendi in considerazione l'utilizzo di un dilatatore in un approccio in due fasi per le guaine più grandi.
11. Confermare e controllare il posizionamento di tutte le guaine prelevando sangue (venoso o arterioso, rispettivamente) e facile lavaggio con soluzione salina isotonica. Le guaine sono posizionate correttamente all'interno di un vaso sanguigno se si può prelevare sangue senza resistenza.
12. Fissare tutte le guaine con una sutura cutanea (taglia 3.0) per evitare qualsiasi rimozione accidentale di una guaina. Le suture cutanee verranno rimosse dopo il completamento del protocollo insieme alla rimozione delle guaine.
13. Collegare l'accesso arterioso femorale al trasduttore di pressione e calibrare la pressione atmosferica. Assicurarsi che questa configurazione generi la forma corretta della curva di pressione arteriosa.
14. Prelevare un campione di sangue arterioso da una guaina arteriosa e analizzarlo su un dispositivo di campionamento del sangue arterioso per valutare il pH, la pressione parziale arteriosa di anidride carbonica (_PaCO2) e ossigeno (_PaO2, a seconda della _FiO2 scelta), nonché l'emoglobina, gli elettroliti, la glicemia e i livelli di lattato.
    1. Correggere gli elettroliti e la glicemia, se necessario, ai valori standard mediante infusione del prodotto necessario. In particolare, considerare la correzione dei livelli di potassio in quanto i disturbi del potassio possono aumentare il rischio di aritmogenesi innescata dalla strumentazione.
15. Se il maiale era a digiuno prima dell'esperimento, prendere in considerazione l'infusione in bolo di soluzione salina isotonica (10 ml / kg infusa per 30-60 minuti) o cristalloide simile per contrastare l'ipovolemia.
16. Considerare un'infusione continua di 4 ml/kg/h di soluzione salina isotonica per contrastare la traspirazione durante tutto il protocollo.
    NOTA: l'esperimento può essere messo in pausa in questo passaggio.

3. Cateterizzazione del cuore destro

1. Lavare un catetere Swan Ganz con soluzione salina e assicurarsi che il palloncino si gonfi correttamente.
2. Collegare le porte del catetere Swan Ganz ai trasduttori di pressione. Ripristinare la pressione alla pressione atmosferica mantenendo le due porte di pressione (rispettivamente per la pressione arteriosa polmonare e venosa centrale) al livello ascellare medio del maiale.
3. Inserire il catetere Swan Ganz attraverso la guaina 8F nella vena giugulare destra (passaggio 2.7).
   ATTENZIONE: grembiuli di piombo o protezioni simili devono essere indossati ogni volta che si utilizza la fluoroscopia.
4. Osservare in fluoroscopia quando la parte distale del catetere Swan Ganz è fuori dalla guaina. Gonfiare il palloncino con la siringa associata.
   NOTA: il gonfiaggio del palloncino Swan Ganz all'interno della guaina danneggerà il palloncino. La vista anteriore-posteriore della fluoroscopia è sufficiente per tutte le procedure descritte.
5. Far avanzare il catetere Swan Ganz lentamente seguendo i suoi movimenti sulla fluoroscopia. Avanzamenti più lenti permetteranno al flusso sanguigno di guidare il catetere.
6. Osservare i cambiamenti nel segnale di pressione dalla porta distale mentre entra nel camper e poco dopo l'arteria polmonare (Figura 3). Assicurarsi che il catetere avanzi senza alcuna resistenza.
   1. Assicurarsi che la pressione passi da 5-8 mmHg nella circolazione venosa centrale a 20-30 mmHg nella sistole e 0-5 mmHg nella diastole nel camper. Dopo aver superato le valvole polmonari, la pressione diastolica sarà di 10-15 mmHg (vedere figura 3 per i cambiamenti nelle forme del segnale di pressione).
      NOTA: Le pressioni sistoliche nel camper e nell'arteria polmonare superiori a 40 (o una pressione arteriosa polmonare media superiore a 25) potrebbero essere un segno di ipertensione polmonare dovuta a infezione polmonare nell'animale. Si ricorda che la ventilazione meccanica a pressione positiva può anche aumentare la pressione arteriosa polmonare.
7. Sgonfiare il palloncino e assicurarsi che la porta di pressione distale sia ancora nell'arteria polmonare principale. Utilizzare sia la fluoroscopia che il segnale di pressione per questa verifica.

4. Inserimento del catetere pressione-volume ventricolare destro (Figura 4)

1. Leggere e seguire le istruzioni del produttore. Lasciare che il catetere fotovoltaico si impregni in soluzione salina per almeno 30 minuti.
2. Aprire il software di acquisizione dati (vedere Tabella dei materiali) con una configurazione a 8 canali (pressione, volume, fase e grandezza da entrambi i ventricoli). Fare clic su Start per assicurarsi che il segnale di pressione sia registrato. Cerca il rumore eccessivo nel segnale di pressione. I valori saranno vicini a 0 mmHg poiché il registratore di pressione è ancora al di fuori dell'animale.
3. Calibrare la pressione al livello zero tenendo la porta di pressione appena sotto la superficie della soluzione salina per evitare effetti di pressione indesiderati dalla colonna d'acqua sopra.
4. Inserire un lungo filo guida attraverso la guaina 7F nella vena giugulare sinistra (passaggio 2.8). Guidato dalla fluoroscopia, far avanzare il filo guida attraverso le vene centrali superiori, l'atrio destro (RA) e nella vena cava inferiore. Assicurati che l'avanzamento sia senza alcuna resistenza. Gli eventi sistolici prematuri sono comuni quando il filo guida passa l'AR.
5. Estrarre la guaina 7F lasciando il filo guida nella circolazione venosa. Comprimere il punto di ingresso per evitare sanguinamenti. Utilizzando la tecnica Seldinger, scambia la guaina 7F con la guaina 16F. Estendere l'incisione cutanea per la guaina più grande, se necessario.
6. Guidati dalla fluoroscopia, far avanzare la guaina 16F sul filo guida fino a quando la punta della guaina (non il dilatatore) ha raggiunto il livello della vena cava superiore (Figura 4B).
7. Tirando con cura, estrarre il dilatatore e il filo guida, ma fare attenzione a non rimuovere la guaina. Lavare la guaina con soluzione salina isotonica per evitare la coagulazione del sangue intra-luminale.
8. Inserire il catetere fotovoltaico nella guaina 16F.
9. Utilizzare la fluoroscopia per seguire il catetere fotovoltaico mentre passa attraverso la guaina fino a quando la porta di pressione non ha lasciato la guaina.
10. Avanzare con attenzione la guaina e il catetere fotovoltaico collettivamente fino a quando la guaina è appena fuori dal confine pericardico.
11. Far avanzare il catetere fotovoltaico nell'AR (Figura 4C).
12. Utilizzare la lunghezza della guaina per aiutare a far avanzare il catetere fotovoltaico dall'AR al camper più posizionato anteriormente; puntare l'estremità esterna della guaina 16F verso il basso (posteriore all'animale supino) e medialmente, che punterà l'estremità interna della guaina anteriormente.
13. Far avanzare il catetere fotovoltaico nel camper. Ciò può essere verificato dalla variazione del segnale di pressione dal catetere fotovoltaico a una classica forma ventricolare e dalla resistenza tattile in quanto il catetere fotovoltaico incontra l'apice ventricolare destro.
14. Una volta che il catetere fotovoltaico è nel camper, ritrarre la guaina 16F al di fuori della cavità toracica per evitare qualsiasi influenza emodinamica o elettrica del dispositivo situato vicino al cuore (Figura 4D).
15. Ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico, basato sulla fluoroscopia, il più vicino possibile all'apice del camper, ma non lasciare che tocchi l'endocardio.
    NOTA: Utilizzare la fluoroscopia per osservare l'eccesso di contatto meccanico tra catetere fotovoltaico ed endocardio, se presente. Questo è visto come un catetere fotovoltaico piegato (compresa la sua coda di maiale) e eventi sistolici prematuri persistenti attraverso il monitoraggio elettrocardiografico.
    1. Fissare il catetere fotovoltaico all'estremità esterna della guaina con nastro adesivo per garantire la stabilità del posizionamento del catetere.
       NOTA: Occasionalmente, un catetere flottante può causare battiti extra. Se è così, prova a fissarlo senza comprimere troppo l'endocardio.
16. Seguire il protocollo del produttore per scegliere il numero rilevante di segmenti di registrazione e ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico nel camper, in base ai segnali di fase e magnitudo registrati.
    NOTA: per i suini di peso di 60 kg, per questo esperimento sono stati utilizzati due o tre segmenti per il camper e il più delle volte tre segmenti per il LV. Saranno necessari meno segmenti negli animali più piccoli e viceversa. Il posizionamento del catetere era inizialmente basato sulla grandezza dei segnali; la forma del circuito pressione-magnitudo dovrebbe assomigliare al ciclo pressione-volume desiderato. L'ampiezza di magnitudine dovrebbe essere la più alta possibile (5-10 mS). L'angolo di fase deve essere compreso tra 1-3 ^o con la massima ampiezza possibile (circa 1,5 ^o).

5. Inserimento del catetere ventricolare sinistro pressione-volume (Figura 5)

1. Leggere e seguire le istruzioni del produttore. Lasciare che il catetere fotovoltaico si impregni in soluzione salina per almeno 30 minuti.
2. Calibrare la pressione a livello zero (punto 4.3).
3. Inserire il catetere FOTOVOLTAICO nella guaina 8F nell'arteria carotide sinistra.
4. Seguire il catetere fotovoltaico mediante fluoroscopia mentre passa attraverso la guaina verso le valvole aortiche (Figura 5B). Una resistenza si avverte quando il catetere fotovoltaico viene fermato dalle valvole aortiche. Sulla fluoroscopia si osserva la flessione del catetere.
   NOTA: Occasionalmente, il catetere fotovoltaico si trasforma nell'aorta discendente. Questo è riconosciuto dalla fluoroscopia e da una tacca aortica meno prominente sulla curva di pressione del catetere fotovoltaico.
5. Ritrarre i cateteri fotovoltaici a circa 1 cm sopra le valvole aortiche.
6. Sincronizzare il successivo rapido avanzamento del catetere fotovoltaico in una fase sistolica del ciclo cardiaco. Questo avverrà attraverso le valvole aortiche aperte. Il successo può essere verificato dalla variazione del segnale di pressione dal catetere fotovoltaico a una classica forma ventricolare.
7. Se i tentativi di avanzare attraverso le valvole falliscono, ruotare il catetere fotovoltaico per un migliore posizionamento al centro dell'aorta ascendente. Riprova, se necessario.
8. Una volta all'interno del LV, ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico ventricolare sinistro in base alla fluoroscopia, il più vicino possibile all'apice LV, ma non lasciare che tocchi l'endocardio (Figura 5C). Vedere il passaggio 4.15.
   NOTA: Occasionalmente, un catetere galleggiante può causare contrazioni cardiache premature. Se è così, prova a fissarlo senza comprimere troppo l'endocardio.
9. Seguire il protocollo del produttore per scegliere il numero rilevante di segmenti di registrazione e per ottimizzare il posizionamento del catetere fotovoltaico nel BT, in base ai segnali di fase e magnitudo registrati (vedere il passaggio 4.16).

6. Inserimento palloncino vena cava inferiore

1. Riempire la siringa per il gonfiaggio con soluzione salina o mezzo di contrasto come preferito e assicurarsi che il palloncino possa essere gonfiato correttamente.
2. Inserire il filo guida nella guaina 12F nella vena femorale destra.
3. Avanzare il filo guida all'IVC a livello del diaframma.
4. Inserite la bolla sopra il filo guida e fatela avanzare al livello del diaframma alla scadenza finale (Figura 5D).
5. Ritrarre il filo guida e lavare il lume con soluzione salina per evitare la coagulazione del sangue.

7. Calibrazione del catetere pressione-volume

1. Leggere e seguire le istruzioni del produttore.
2. Garantire un ritmo sinusale stabile sul monitor elettrocardiografico e variabili cardiopolmonari stabili per 5-10 minuti.
3. Utilizzare il catetere Swan Ganz per misurare la gittata cardiaca (CO) mediante termodiluizione. Utilizzare una media di tre iniezioni di 10 ml di glucosio isotonico a 5 °C con una variazione inferiore al 10%. Osservare la frequenza cardiaca (HR) dell'animale durante la misurazione del CO. Calcolate il volume della corsa (SV) come SV = CO/HR (unità mL). Il CO normale è di 4-6 L/min per un maiale di 60 kg con un volume di corsa di 80-110 ml.
4. Inserisci l'SV nelle scatole fotovoltaiche sia per il LV che per il CAMPER.
5. Verificare che i segnali di fase e magnitudo ottimali siano ricevuti da entrambi i ventricoli. In particolare, le due scatole fotovoltaiche devono registrare a frequenze diverse per evitare il cross-talking elettronico.
6. Nell'apnea transitoria, calibrare ("scansionare") i segnali fotovoltaici.
7. Se la calibrazione è soddisfacente, assicurarsi la forma corretta di entrambi i circuiti fotovoltaici ventricolari, nonché pressioni e volumi realistici. In caso contrario, ripetere la calibrazione.

8. Valutazione di base

NOTA: L'esperimento può essere sospeso a questo livello per la stabilizzazione dell'emodinamica prima dell'inizio del protocollo di ricerca.

1. Quando i loop fotovoltaici devono essere registrati, seguire le istruzioni del produttore. Premere Start nel software di acquisizione dati. Assicurarsi che i circuiti fotovoltaici siano ancora di forma accettabile.
2. Registra loop fotovoltaici su 30-60 s di ventilazione continua. Eseguire l'analisi trovando la media di, ad esempio, tre cicli respiratori. In alternativa, eseguire un trattenimento transitorio del respiro per la fine dell'espirazione sul ventilatore e analizzare questi loop dall'apnea. Prendi in considerazione la possibilità di avere una valvola PEEP (Positive End-Expiratory Pressure) bassa/assente e una valvola APL (Minimum Adjustable Pressure Limiting).
   NOTA: La funzione ventricolare, in particolare il camper, è influenzata da cambiamenti ciclici delle pressioni intratoraciche durante la ventilazione (o la respirazione spontanea). È importante sottolineare che riportare nel documento se i loop fotovoltaici sono stati registrati durante la ventilazione o in apnea.
3. Per le variabili PV indipendenti dal carico, fai un respiro e attendi qualche battito cardiaco prima di gonfiare lentamente il palloncino IVC con il liquido scelto (passaggio 6.1). Il palloncino diminuisce progressivamente il precarico cardiaco.
4. Osserva come i loop fotovoltaici RV diventano progressivamente più piccoli e spostati verso sinistra.
   NOTA: la graduale diminuzione del precarico RV abbasserà progressivamente il volume diastolico RV end. Volumi più bassi causeranno pressioni e uscite inferiori (meccanismo di storno). Per ulteriori dettagli, si vedano i riferimenti1,2,3.
5. È importante sottolineare che mantenere il palloncino gonfiato mantenendo la pressione sulla siringa associata abbastanza a lungo per la riduzione del precarico LV (collegato in serie con il camper). Osservare anche la progressiva diminuzione della pressione e del volume LV. Vedere la sezione Risultati rappresentativi per esempi.
6. Sgonfiare rapidamente il palloncino e attivare la ventilazione.
7. Ripetere 8,3-8,7 se la risposta non è stata soddisfacente, cioè senza complessi cardiaci prematuri, bradicardia sinusale o funzione cardiaca colpita in modo simile.
8. Lasciare stabilizzare il maiale per 2-5 minuti prima della successiva occlusione IVC.
   NOTA: L'emodinamica è influenzata transitoriamente dalla presa del respiro e dalla riduzione del precarico, specialmente nei modelli di compromissione cardiovascolare.
9. Considerare l'esecuzione di tre occlusioni soddisfacenti (vedere 8.7) per aumentare la robustezza delle analisi statistiche.

9. Post Protocollo

1. Negli studi di sopravvivenza, rimuovere e pulire tutte le apparecchiature intravascolare (cateteri FOTOVOLTAICI, palloncino IVC e catetere Swan Ganz).
   1. Tagliare le suture della pelle che mantenevano le guaine in posizione. Rimuovere ogni guaina tirando manualmente. Comprimere su ogni sito di accesso venoso per alcuni minuti per ottenere l'emostasi.
   2. Per le arterie, rimuovere la guaina e comprimere più a lungo (5-10 minuti) per ottenere l'emostasi. In alternativa, prendere in considerazione l'utilizzo di un dispositivo di chiusura vascolare.
   3. Chiudere le incisioni cutanee dalle guaine con una sutura cutanea adattiva (3.0, sutura assorbibile) per evitare sanguinamento e infezioni. Applicare 5 mL di bupivacaina (5 mg / mL) per via sottocutanea intorno a ciascuna incisione cutanea per alleviare il dolore.
2. Una volta che tutti i dispositivi sono stati rimossi e l'emostasi è stata raggiunta, interrompere l'infusione di anestesia. Osservare attentamente l'animale in questa fase.
3. Tenere l'animale intubato (inizialmente con il bracciale gonfiato) fino a quando non sono presenti riflessi della gola e l'animale è sufficientemente sveglio per l'estubazione. Continuare a misurare i livelli di ossigeno tramite pulsossimetria prima e dopo l'estubazione per garantire una corretta ventilazione. Applicare ossigeno se necessario.
4. Non restituire l'animale alla compagnia di altri animali fino a quando non viene completamente recuperato.
5. Per la chirurgia di sopravvivenza, mantenere condizioni sterili adeguate. Vedere i passaggi 2.2-2.5. Osservare quotidianamente le incisioni cutanee e le suture per segni di infezione, compresa la misurazione della temperatura dell'animale.
6. Una volta terminato l'esperimento, eseguire l'eutanasia con una dose letale di pentobarbital (15 ml, 400 mg / mL).

Risultati

Le presenti istruzioni descrivono un approccio per ottenere registrazioni fotovoltaiche basate sull'ammissione sia dal camper che dal LV in un animale di grandi dimensioni.

Per confrontare le nostre registrazioni fotovoltaiche simultanee nel camper e nel LV, abbiamo eseguito una regressione lineare delle misurazioni bi-ventricolari di CO dal nostro più grande ^studio18 con il maggior numero di misurazioni simultanee di CO RV e LV CO (n = 379 registrazioni da 12 animali)...

Discussione

Questo articolo descrive un approccio al torace chiuso minimamente invasivo riproducibile per le registrazioni bi-ventricolari del ciclo pressione-volume.

L'avanzamento del catetere fotovoltaico dall'AR al RV è il passo più critico in questo protocollo. La complessa composizione del camper e la rigidità del catetere complicano l'inserimento nel camper facilmente disteso e geometricamente impegnativo. Questa difficoltà può spiegare perché la strumentazione del torace aperto è spesso pref...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	Ultrasound probe
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	Ultrasound probe
Adhesive Aperature Drape (OneMed)	evercare	1515-01	75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Adhesive Aperature Drape (OneMed)	evercare	1515-01	75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	Infusion pump
Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	Infusion pump
Alaris Infusion set	BD Plastipak	60593
Alaris Infusion set	BD Plastipak	60593
Alkoholswap	MEDIQ Danmark	3340012	82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
Alkoholswap	MEDIQ Danmark	3340012	82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	diameter: 0.025 inches, length: 260 cm
Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	diameter: 0.025 inches, length: 260 cm
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
BD Emerald	BD	307736	10 mL syringe
BD Emerald	BD	307736	10 mL syringe
BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Platipak	BD	300613	20 mL syringe
BD Platipak	BD	300613	20 mL syringe
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17G
Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
Check-Flo Performer Introducer	Cook Medical	RCFW-16.0P-38-30-RB	16 F sheath, 30 cm long
Check-Flo Performer Introducer	Cook Medical	RCFW-16.0P-38-30-RB	16 F sheath, 30 cm long
Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers		C-arm
Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers		C-arm
D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland		Pressure measurement monitor
D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland		Pressure measurement monitor
Durapore	3M	-	Adhesive tape
Durapore	3M	-	Adhesive tape
E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	Respirator tubes
E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	Respirator tubes
Exagon vet	Richter Pharma AG	427931	400 mg/mL
Exagon vet	Richter Pharma AG	427931	400 mg/mL
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F	St. Jude Medical	406128	L: 12 cm
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F	St. Jude Medical	406128	L: 12 cm
Favorita II	Aesculap		Type: GT104
Favorita II	Aesculap		Type: GT104
Fentanyl	B. Braun	71036	50 mikrogram/mL
Fentanyl	B. Braun	71036	50 mikrogram/mL
Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
LabChart	ADInstruments		Data aquisition software
LabChart	ADInstruments		Data aquisition software
Lawton 85-0010 ZK1	Lawton		Laryngoscope
Lawton 85-0010 ZK1	Lawton		Laryngoscope
Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm (Luer-LOCK)
Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm (Luer-LOCK)
Lubrithal eye gel	Dechra, Great Britain
Lubrithal eye gel	Dechra, Great Britain
MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	Urine bag
MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	Urine bag
Natriumklorid	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/ml Isotonic saline
Natriumklorid	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/ml Isotonic saline
PICO50 Aterial Blood Sampler	Radiometer	956-552	2 mL
PICO50 Aterial Blood Sampler	Radiometer	956-552	2 mL
Portex Tracheal Tube	Smiths Medical	100/150/075	"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
Portex Tracheal Tube	Smiths Medical	100/150/075	"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	Serial number: 3516-1841
PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	Serial number: 3516-1841
Pressure Extension set	CODAN	7,14,020	Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Pressure Extension set	CODAN	7,14,020	Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	Propofol, 10 mg/mL
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	Propofol, 10 mg/mL
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	Inferior vena cava balloon
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	Inferior vena cava balloon
Radiofocus Introducer II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F sheaths
Radiofocus Introducer II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F sheaths
Rompun Vet	Beyer	86450917	Xylazin, 20 mg/mL
Rompun Vet	Beyer	86450917	Xylazin, 20 mg/mL
Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine	Teleflex	178000	Bladder catheter, size 14
Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine	Teleflex	178000	Bladder catheter, size 14
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	Mechanical ventilator
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	Mechanical ventilator
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Scisense Catheter	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense Catheter	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense Pressure-Volume Measurement System	Transonic Scisense	ADV500	Model: FY097B. Pressure-volume box
Scisense Pressure-Volume Measurement System	Transonic Scisense	ADV500	Model: FY097B. Pressure-volume box
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
TruWave Pressure Monitoring Set	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
TruWave Pressure Monitoring Set	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)	Virbac	83046805	Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)	Virbac	83046805	Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection