Enregistrements en boucle pression-volume biventriculaire thoracique fermé avec cathéters d’admission dans un modèle porcin

Résumé

Nous présentons ici une approche thoracique fermée pour les enregistrements de boucle de pression-volume bi-ventriculaires basés sur l’admission chez les porcs présentant un dysfonctionnement ventriculaire droit aigu.

Résumé

L’enregistrement en boucle pression-volume (PV) permet d’étudier à la pointe de la technologie les variables de performance ventriculaire indépendantes de la charge. L’évaluation uni-ventriculaire est souvent réalisée dans la recherche préclinique. Cependant, les ventricules droit et gauche exercent une interdépendance fonctionnelle en raison de leurs connexions parallèles et sérielles, encourageant l’évaluation simultanée des deux ventricules. En outre, diverses interventions pharmacologiques peuvent affecter différemment les ventricules et leurs précharges et post-charges.

Nous décrivons notre approche thoracique fermée pour les enregistrements en boucle PV bi-ventriculaire basés sur l’admission dans un modèle porcin de surcharge ventriculaire droite aiguë (RV). Nous utilisons des techniques mini-invasives avec tous les accès vasculaires guidés par échographie. Les cathéters PV sont positionnés, sous guidage fluoroscopique, pour éviter la thoracotomie chez les animaux, car l’approche thoracique fermée maintient la physiologie cardiopulmonaire pertinente. La technologie d’admission fournit des enregistrements en boucle PV en temps réel sans avoir besoin d’un traitement post-hoc. En outre, nous expliquons certaines étapes de dépannage essentielles pendant les points critiques de la procédure présentée.

Le protocole présenté est une approche reproductible et physiologiquement pertinente pour obtenir un enregistrement de boucle PV cardiaque bi-ventriculaire dans un grand modèle animal. Cela peut être appliqué à une grande variété de recherches sur les animaux cardiovasculaires.

Introduction

Les boucles pression-volume (PV) contiennent un grand nombre d’informations hémodynamiques, y compris les pressions et volumes systoliques et diastoliques finaux, la fraction d’éjection, le volume de course et le travail de ^course1. En outre, la réduction transitoire de la précharge crée une famille de boucles à partir desquelles des variables indépendantes de la charge peuvent être ^{dérivées2,3}. Cette évaluation indépendante de la charge de la fonction ventriculaire rend les enregistrements en boucle PV à la pointe de la technologie en matière d’évaluation hémodynamique. L’enregistrement en boucle PV peut être effectué chez l’homme, mais il est principalement utilisé et recommandé dans la recherche préclinique4,5,6.

Les boucles pression-volume peuvent être obtenues à la fois à partir du ventricule droit (RV) et du ventricule gauche (LV). La plupart des hypothèses de recherche se concentrent sur un seul ventricule, ce qui fait que seules des boucles PV univentriculaires sont ^{enregistrées7,8,9,10}. Cependant, les ventricules droit et gauche exercent une interdépendance systolique et diastolique en raison de leurs connexions sérielles et parallèles dans le péricarde ^serré11. Les changements dans la sortie ou la taille d’un ventricule affecteront la taille, les conditions de charge ou la perfusion de l’autre ventricule. Ainsi, les enregistrements en boucle PV bi-ventriculaire fournissent une évaluation plus complète de la performance cardiaque totale. Les interventions pharmacologiques peuvent également affecter différemment les deux ventricules et leurs conditions de charge, soulignant davantage l’importance de l’évaluation bi-ventriculaire.

Les cathéters PV peuvent être avancés dans l’un ou l’autre ventricule par plusieurs approches, y compris l’approche thoracique ouverte avec accès par l’apex du cœur ou par ^{le tractus} d’écoulement ^{RV7,10,12,13,14}. Cependant, l’ouverture du thorax affectera les conditions physiologiques et peut introduire un biais.

Sur la base de notre expérience ^d’études antérieures15,16,17,18, nous visons à présenter notre approche de la poitrine fermée pour les enregistrements en boucle PV bi-ventriculaire dans un grand modèle animal d’insuffisance aiguë du VR ayant une influence minimale sur la physiologie cardiopulmonaire (Figure 1).

Protocole

Ce protocole a été élaboré et utilisé pour des études menées conformément aux directives danoises et institutionnelles sur le bien-être animal et l’éthique. L’Inspection danoise de la recherche animale a approuvé l’étude (licence n° 2016-15-0201-00840). Un porc d’abattage danois femelle (croisement de Landrace, Yorkshire et Duroc) d’environ 60 kg a été utilisé.

1. Anesthésie et ventilation

1. Pré-anesthésier le porc éveillé avec zoletil mélange 1 mL / kg (voir tableau des matériaux) comme injection intramusculaire pour réduire le stress, la douleur et l’anxiété de l’animal pendant le transport.
2. Transporter l’animal des installations de la ferme aux installations de recherche.
3. Établir un accès intraveineux dans une veine de l’oreille.
   1. Pour ce faire, garrotez légèrement l’oreille pour provoquer une stase sanguine veineuse. Désinfectez la peau sur une veine droite visible avec de l’éthanol.
   2. Perforez la veine avec un cathéter veineux de 20 G et relâchez le garrot. Assurez-vous de fixer l’accès avec du ruban adhésif pour éviter tout déplacement.
   3. Rincer avec une solution saline isotonique pour assurer le bon positionnement du cathéter veineux. Observez une légère décoloration de la veine au passage de la solution saline.
      REMARQUE: Si un renflement sous-cutané apparaît, le cathéter veineux est en position sous-cutanée et doit être retiré. Envisagez d’établir le deuxième accès intraveineux en tant que sauvegarde.
4. Déplacez l’animal sur une table d’opération. Placez-le en position couchée.
5. Intuber le porc par laryngoscopie directe avec un tube de taille 7. Fixez le tube sur le museau / la tête de l’animal pour éviter toute extubation accidentelle. Assurer le positionnement correct du tube en recherchant des mouvements thoraciques égaux lors de la ventilation, de la stéthoscopie et/ou d’une quantité suffisante de dioxyde de carbone expiratoire.
6. Connectez le tube à un ventilateur mécanique pré-testé et démarrez la ventilation. Utilisez la ventilation à pression contrôlée et à volume limité avec un volume courant de 8 mL/kg et une ventilation à faible débit. La fraction d’oxygène inspiré (_FiO2) peut être de 0,21 pour la normoxie ou plus. Ajustez la fréquence respiratoire pour cibler le dioxyde de carbone de fin de marée de 5 kPa.
7. Commencer l’anesthésie intraveineuse totale par le propofol 3 mg/kg/h et le fentanyl 6,25 g/kg/h. Assurer une anesthésie suffisante par l’absence de réflexes cornéens et la réponse à un stimulus douloureux. Augmenter la perfusion, si nécessaire.
   REMARQUE: Ne laissez pas l’animal sans surveillance à aucun moment jusqu’à ce qu’il ait retrouvé suffisamment de conscience pour maintenir le repos sternal (protocole de survie) ou qu’il ait été euthanasié.
8. Surveillez l’animal avec un électrocardiogramme à 3 dérivations et une oxymétrie de pouls.
9. Mesurez la température corporelle. Si nécessaire, chauffer l’animal en ciblant une température porcine normale de 38-39 °C.
   REMARQUE: L’hypothermie peut augmenter le risque d’arythmogenèse déclenchée par ^{l’instrumentation19}.
10. Insérez le cathéter vésical (taille 14) par accès transvaginal et connectez-le à un sac de prélèvement d’urine.
11. Selon le protocole de recherche et l’hypothèse scientifique à étudier, envisager d’administrer de l’héparine par voie intraveineuse (5000 IE répétés toutes les 4-6 h, si nécessaire) et/ou de l’amiodaron (perfusion de 300 mg sur 20 min).
    REMARQUE: L’héparinisation peut être effectuée après l’établissement des accès intravasculaires. Ces médicaments peuvent faciliter l’instrumentation, mais peuvent biaiser les résultats. Alternativement, une perfusion saline lente sur des gaines intraveineuses peut prévenir la thrombose intra-luminale.
12. Utilisez une pommade vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse.

2. Accès intravasculaires

REMARQUE: Les accès intravasculaires doivent être établis dans la veine jugulaire externe droite, la veine jugulaire externe gauche, l’artère carotide gauche, l’artère fémorale gauche et la veine fémorale droite. Chez le porc, la veine jugulaire externe est beaucoup plus grande que la veine jugulaire interne et, par conséquent, plus facile d’accès. Tous les matériaux requis pour cette section sont illustrés à la figure 2A.

1. Raser l’animal sur les sites de ponction pour les accès intravasculaires.
2. Désinfectez la peau avec de la chlorhexidine (ou de l’iode povidone) et essuyez-la à l’aide d’alcool isopropylique. Répétez l’opération pendant 2 cycles supplémentaires.
3. Placez un drap stérile dans la zone désinfectée avec un trou situé au centre dans le couvercle.
4. Utilisez un appareil à ultrasons avec une sonde linéaire. Couvrez la sonde avec un couvercle stérile et utilisez un gel stérile pour l’examen vasculaire.
5. Utilisez un cathéter veineux stérile de 17 G pour percer la peau et guider l’aiguille vers un positionnement intravasculaire par ultrasons (Figure 2B,C).
6. Remplacez l’aiguille par un fil guide en utilisant la technique Seldinger. Retirez le cathéter veineux en ne laissant que le fil guide dans la lumière intravasculaire. Ensuite, faites une petite incision cutanée (~ 5 mm) adhérant au fil guide pour faciliter l’insertion de la gaine.
7. Placez une gaine de 8 Français (F) sur le fil de guidage et dans le récipient de votre choix (technique Seldinger). Choisissez une gaine 8F dans la veine jugulaire externe droite (pour la cathétérisation cardiaque droite) et dans l’artère carotide gauche (pour le cathéter à boucle PV LV). Une lumière suffisante est nécessaire pour éviter d’endommager les cathéters.
8. Placez une gaine 7F dans la veine jugulaire externe gauche. Il sera ensuite échangé contre une gaine plus grande (voir étapes 4.4-4.6).
9. Placez une gaine 7F dans l’artère fémorale gauche. L’accès est pour la mesure invasive de la pression artérielle et l’échantillonnage des gaz sanguins.
10. Placez une gaine de 12F (ou 14F si disponible) dans la veine fémorale droite pour l’insertion du ballon de la veine cave inférieure (IVC). Envisagez d’utiliser un dilatateur dans une approche en deux étapes pour les gaines plus grandes.
11. Confirmez et contrôlez le positionnement de toutes les gaines en prélevant du sang (veineux ou artériel, respectivement) et en rinçant facilement avec une solution saline isotonique. Les gaines sont correctement positionnées à l’intérieur d’un vaisseau sanguin si l’on peut prélever du sang sans résistance.
12. Fixez toutes les gaines avec une suture de peau (taille 3.0) pour éviter tout retrait accidentel d’une gaine. Les sutures cutanées seront retirées après la fin du protocole et le retrait des gaines.
13. Connectez l’accès artériel fémoral au transducteur de pression et étalonnez-le à la pression atmosphérique. Assurez-vous que cette configuration génère la forme correcte de la courbe de pression artérielle.
14. Prélevez un échantillon de sang artériel dans une gaine artérielle et analysez-le sur un échantillonneur de sang artériel pour évaluer le pH, la pression partielle artérielle du dioxyde de carbone (_PaCO2) et de l’oxygène (PaO2, selon le _FiO2 que vous avez choisi), ainsi que les taux d’hémoglobine, d’électrolytes, de glucose sanguin et de lactate.
    1. Corriger les électrolytes et la glycémie, si nécessaire, aux valeurs standard par perfusion du produit nécessaire. En particulier, considérez la correction des niveaux de potassium car les perturbations du potassium peuvent augmenter le risque d’arythmogenèse déclenchée par l’instrumentation.
15. Si le porc était à jeun avant l’expérience, envisagez une perfusion en bolus d’une solution saline isotonique (10 mL / kg perfusée sur 30 à 60 min) ou d’un cristalloïde similaire pour contrer l’hypovolémie.
16. Envisager une perfusion continue de solution saline isotonique de 4 mL/kg/h pour contrer la transpiration tout au long du protocole.
    REMARQUE : L’expérience peut être suspendue à cette étape.

3. Cathétérisation du cœur droit

1. Rincez un cathéter Swan Ganz avec une solution saline et assurez-vous que le ballon gonfle correctement.
2. Connectez les orifices du cathéter Swan Ganz aux transducteurs de pression. Réinitialisez la pression à la pression atmosphérique en maintenant les deux orifices de pression (pour la pression artérielle pulmonaire et la pression veineuse centrale, respectivement) au niveau moyen-axillaire du porc.
3. Insérez le cathéter Swan Ganz à travers la gaine 8F dans la veine jugulaire droite (étape 2.7).
   ATTENTION : Des tabliers en plomb ou une protection similaire doivent être portés chaque fois que vous utilisez la fluoroscopie.
4. Observez à la fluoroscopie lorsque la partie distale du cathéter Swan Ganz est hors de la gaine. Gonflez le ballon avec la seringue associée.
   REMARQUE: Le gonflage du ballon Swan Ganz à l’intérieur de la gaine endommagera le ballon. Une vue antérieure-postérieure de la fluoroscopie est suffisante pour toutes les procédures décrites.
5. Avancez lentement le cathéter Swan Ganz en suivant ses mouvements lors de la fluoroscopie. Des progrès plus lents permettront au flux sanguin de guider le cathéter.
6. Observez les changements dans le signal de pression à partir de l’orifice distal lorsqu’il pénètre dans le VR et peu après l’artère pulmonaire (Figure 3). Assurez-vous que le cathéter avance sans aucune résistance.
   1. Assurez-vous que la pression passe de 5-8 mmHg dans la circulation veineuse centrale à 20-30 mmHg dans la systole et 0-5 mmHg dans la diastole dans le VR. Après avoir passé les vannes pulmonaires, la pression diastolique sera de 10 à 15 mmHg (voir la figure 3 pour les changements de forme du signal de pression).
      REMARQUE: Les pressions systoliques dans le VR et dans l’artère pulmonaire supérieures à 40 (ou une pression artérielle pulmonaire moyenne supérieure à 25) pourraient être un signe d’hypertension pulmonaire due à une infection pneumonique chez l’animal. N’oubliez pas que la ventilation mécanique à pression positive peut également augmenter la pression artérielle pulmonaire.
7. Dégonflez le ballon et assurez-vous que l’orifice de pression distale est toujours dans l’artère pulmonaire principale. Utilisez à la fois la fluoroscopie et le signal de pression pour cette vérification.

4. Insertion du cathéter pression-volume ventriculaire droit (Figure 4)

1. Lisez et suivez les instructions du fabricant. Laissez le cathéter PV tremper dans une solution saline pendant au moins 30 min.
2. Ouvrez le logiciel d’acquisition de données (voir Tableau des matériaux) avec une configuration à 8 canaux (pression, volume, phase et magnitude des deux ventricules). Cliquez sur Démarrer pour vous assurer que le signal de pression est enregistré. Recherchez le bruit excessif dans le signal de pression. Les valeurs seront proches de 0 mmHg car l’enregistreur de pression est toujours à l’extérieur de l’animal.
3. Calibrez la pression au niveau zéro en maintenant l’orifice de pression juste en dessous de la surface de la solution saline pour éviter les effets de pression indésirables de la colonne d’eau au-dessus.
4. Insérez un long fil guide à travers la gaine 7F dans la veine jugulaire gauche (étape 2.8). Guidé par fluoroscopie, avancez le fil guide à travers les veines centrales supérieures, l’oreillette droite (PR) et dans la veine cave inférieure. Assurez-vous que l’avancement est sans aucune résistance. Les événements systoliques prématurés sont fréquents lorsque le fil guide passe la RA.
5. Extrayez la gaine 7F en laissant le fil guide dans la circulation veineuse. Compressez le point d’entrée pour éviter les saignements. En utilisant la technique Seldinger, échangez la gaine 7F contre la gaine 16F. Étendez l’incision cutanée pour la plus grande gaine si nécessaire.
6. Guidé par fluoroscopie, avancez la gaine 16F sur le fil guide jusqu’à ce que l’extrémité de la gaine (et non le dilatateur) ait atteint le niveau de la veine cave supérieure (Figure 4B).
7. En tirant soigneusement, extrayez le dilatateur et le fil guide, mais veillez à ne pas retirer la gaine. Rincez la gaine avec une solution saline isotonique pour éviter la coagulation sanguine intra-luminale.
8. Insérez le cathéter PV dans la gaine 16F.
9. Utilisez la fluoroscopie pour suivre le cathéter PV lorsqu’il traverse la gaine jusqu’à ce que l’orifice de pression ait quitté la gaine.
10. Avancez soigneusement la gaine et le cathéter PV collectivement jusqu’à ce que la gaine soit juste à l’extérieur de la bordure péricardique.
11. Avancez le cathéter PV dans la PR (Figure 4C).
12. Utilisez la longueur de la gaine pour aider à faire avancer le cathéter PV de la PR dans le VR positionné plus à l’avant; pointez l’extrémité externe de la gaine 16F vers le bas (postérieure à l’animal couché) et médialement, ce qui pointera l’extrémité interne de la gaine vers l’avant.
13. Avancez le cathéter PV dans le VR. Cela peut être vérifié par le changement du signal de pression du cathéter PV à une forme ventriculaire classique et par la résistance tactile lorsque le cathéter PV rencontre l’apex ventriculaire droit.
14. Une fois que le cathéter PV est dans le VR, rétractez la gaine 16F à l’extérieur de la cavité thoracique pour éviter toute influence hémodynamique ou électrique du dispositif situé près du cœur (Figure 4D).
15. Optimisez le positionnement du cathéter PV, basé sur la fluoroscopie, aussi près que possible de l’apex du VR, mais ne le laissez pas toucher l’endocarde.
    REMARQUE: Utilisez la fluoroscopie pour observer l’excès de contact mécanique entre le cathéter PV et l’endocarde, le cas échéant. Ceci est considéré comme un cathéter PV plié (y compris sa queue de cochon) et des événements systoliques prématurés persistants via la surveillance électrocardiographique.
    1. Fixez le cathéter PV à l’extrémité externe de la gaine avec du ruban adhésif pour assurer la stabilité du positionnement du cathéter.
       REMARQUE: Parfois, un cathéter flottant peut provoquer des battements supplémentaires. Si c’est le cas, essayez de le fixer sans trop comprimer l’endocarde.
16. Suivez le protocole du fabricant pour choisir le nombre pertinent de segments d’enregistrement et optimiser le positionnement du cathéter PV dans le RV, en fonction des signaux de phase et de magnitude enregistrés.
    NOTE: Pour les porcs pesant 60 kg, deux ou trois segments pour le VR et le plus souvent trois segments pour le LV ont été utilisés pour cette expérience. Moins de segments seront nécessaires chez les petits animaux et vice versa. Le positionnement du cathéter était basé sur l’ampleur des signaux initialement; la forme de la boucle pression-magnitude doit ressembler à la boucle pression-volume souhaitée. L’amplitude de magnitude doit être aussi élevée que possible (5-10 mS). L’angle de phase doit être compris entre 1 et 3 ^o avec l’amplitude la plus élevée possible (environ 1,5 ^o).

5. Insertion du cathéter pression-volume ventriculaire gauche (Figure 5)

1. Lisez et suivez les instructions du fabricant. Laissez le cathéter PV tremper dans une solution saline pendant au moins 30 min.
2. Calibrer la pression à zéro (étape 4.3).
3. Insérez le cathéter PV dans la gaine 8F de l’artère carotide gauche.
4. Suivez le cathéter PV par fluoroscopie lorsqu’il traverse la gaine vers les valves aortiques (figure 5B). Une résistance se fait sentir lorsque le cathéter PV est arrêté par les valves aortiques. Lors de la fluoroscopie, on observe une flexion du cathéter.
   REMARQUE: Parfois, le cathéter PV se transforme en aorte descendante. Ceci est reconnu par la fluoroscopie et une encoche aortique moins proéminente sur la courbe de pression du cathéter PV.
5. Rétractez les cathéters PV à environ 1 cm au-dessus des valves aortiques.
6. Synchronisez la prochaine avancée rapide du cathéter PV à une phase systolique du cycle cardiaque. Cela se produira à travers les valves aortiques ouvertes. Le succès peut être vérifié par le changement du signal de pression du cathéter PV vers une forme ventriculaire classique.
7. Si les tentatives d’avancer à travers les valves échouent, faites pivoter le cathéter PV pour un meilleur positionnement au centre de l’aorte ascendante. Réessayez, si nécessaire.
8. Une fois à l’intérieur du LV, optimisez le positionnement du cathéter PV ventriculaire gauche en fonction de la fluoroscopie, aussi près que possible de l’apex du LV, mais ne le laissez pas toucher l’endocarde (Figure 5C). Voir l’étape 4.15.
   REMARQUE: Parfois, un cathéter flottant peut provoquer des contractions cardiaques prématurées. Si c’est le cas, essayez de le fixer sans trop comprimer l’endocarde.
9. Suivez le protocole du fabricant pour choisir le nombre approprié de segments d’enregistrement et optimiser le positionnement du cathéter PV dans le BT, en fonction des signaux de phase et de magnitude enregistrés (voir étape 4.16).

6. Insertion du ballon de la veine cave inférieure

1. Remplissez la seringue pour le gonflage avec une solution saline ou un agent de contraste selon le préférence et assurez-vous que le ballon peut être gonflé correctement.
2. Insérez le fil guide dans la gaine 12F dans la veine fémorale droite.
3. Avancez le fil de guidage vers l’IVC au niveau du diaphragme.
4. Insérez le ballon sur le fil de guidage et avancez-le au niveau du diaphragme à la fin de l’expiration (Figure 5D).
5. Rétractez le fil guide et rincez la lumière avec une solution saline pour éviter la coagulation du sang.

7. Calibrage du cathéter pression-volume

1. Lisez et suivez les instructions du fabricant.
2. Assurer un rythme sinusal stable sur le moniteur électrocardiographique et des variables cardiopulmonaires stables pendant 5 à 10 minutes.
3. Utilisez le cathéter Swan Ganz pour mesurer le débit cardiaque (CO) par thermodilution. Utilisez en moyenne trois injections de 10 mL de glucose isotonique à 5 °C avec une variation inférieure à 10 %. Observez la fréquence cardiaque (HR) de l’animal pendant la mesure du CO. Calculez le volume de course (SV) comme SV = CO/HR (unité mL). Le CO normal est de 4-6 L/min pour un porc de 60 kg avec un volume de course de 80-110 mL.
4. Entrez le SV dans les boîtes PV pour le LV et le RV.
5. Vérifiez que les signaux de phase et de magnitude optimaux sont reçus des deux ventricules. Notamment, les deux boîtiers PV doivent enregistrer à des fréquences différentes pour éviter les diaphonies électroniques.
6. En cas d’apnée transitoire, calibrer (« scan ») les signaux PV.
7. Si l’étalonnage est satisfaisant, assurez-vous de la bonne forme des deux boucles PV ventriculaires, ainsi que des pressions et des volumes réalistes. Si ce n’est pas le cas, refaites l’étalonnage.

8. Évaluation de base

REMARQUE: L’expérience peut être suspendue à ce niveau pour la stabilisation de l’hémodynamique avant le début du protocole de recherche.

1. Lorsque des boucles PV doivent être enregistrées, suivez les instructions du fabricant. Appuyez sur Démarrer dans le logiciel d’acquisition de données. Assurez-vous que les boucles PV sont toujours de forme acceptable.
2. Enregistrez les boucles PV sur 30 à 60 s de ventilation continue. Effectuer une analyse en trouvant la moyenne de, par exemple, trois cycles respiratoires. Alternativement, effectuez une retenue transitoire de la respiration pour l’expiration finale sur le ventilateur et analysez ces boucles de l’apnée. Envisagez d’avoir une pression expiratoire positive (PEEP) faible ou nulle et une vanne de limitation de pression réglable (APL) minimale.
   REMARQUE: La fonction ventriculaire, en particulier le VR, est affectée par des changements cycliques des pressions intrathoraciques pendant la ventilation (ou la respiration spontanée). Il est important de noter dans le document si des boucles PV ont été enregistrées pendant la ventilation ou en apnée.
3. Pour les variables PV indépendantes de la charge, retenez votre haleine et attendez quelques battements de cœur avant de gonfler lentement le ballon IVC avec le liquide choisi (étape 6.1). Le ballon diminue progressivement la précharge cardiaque.
4. Observez comment les boucles PV du VR deviennent progressivement plus petites et décalées vers la gauche.
   REMARQUE: La diminution progressive de la précharge du VR réduira progressivement le volume diastolique de l’extrémité du VR. Des volumes plus faibles entraîneront des pressions et des sorties plus faibles (mécanisme Starling). Pour plus de détails, voir les références1,2,3.
5. Il est important de garder le ballon gonflé en maintenant la pression sur la seringue associée assez longtemps pour la réduction de la précharge BT (connectée en série avec le VR). Observez également une diminution progressive de la pression et du volume BT. Voir la section Résultats représentatifs pour des exemples.
6. Rapidement, dégonflez le ballon et activez la ventilation.
7. Refaire 8.3-8.7 si la réponse n’était pas satisfaisante, c’est-à-dire sans complexes cardiaques prématurés, bradycardie sinusale ou fonction cardiaque affectée de manière similaire.
8. Laissez le porc se stabiliser pendant 2 à 5 minutes avant la prochaine occlusion IVC.
   REMARQUE: Les hémodynamiques sont transitoirement affectées par la rétention de la respiration et la réduction de la précharge, en particulier dans les modèles de déficience cardiovasculaire.
9. Envisager d’effectuer trois occlusions satisfaisantes (voir 8.7) pour accroître la robustesse des analyses statistiques.

9. Post Protocole

1. Dans les études de survie, retirez et nettoyez tout l’équipement intravasculaire (cathéters PV, ballonnet IVC et cathéter Swan Ganz).
   1. Coupez les sutures de peau qui maintenaient les gaines en place. Retirez chaque gaine en tirant manuellement. Comprimer sur chaque site d’accès veineux pendant quelques minutes pour obtenir une hémostase.
   2. Pour les artères, retirez la gaine et comprimez plus longtemps (5-10 min) pour obtenir une hémostase. Alternativement, envisagez d’utiliser un dispositif de fermeture vasculaire.
   3. Fermez les incisions cutanées des gaines avec une suture cutanée adaptative (3.0, suture résorbable) pour éviter les saignements et les infections. Appliquer 5 mL de bupivacaïne (5 mg/mL) par voie sous-cutanée autour de chaque incision cutanée pour soulager la douleur.
2. Une fois que tous les dispositifs ont été retirés et que l’hémostase est atteinte, arrêtez la perfusion d’anesthésie. Observez attentivement l’animal dans cette phase.
3. Gardez l’animal intubé (initialement avec le brassard gonflé) jusqu’à ce que des réflexes de gorge soient présents et que l’animal soit suffisamment éveillé pour l’extubation. Continuez à mesurer les niveaux d’oxygène par oxymétrie de pouls avant et après l’extubation pour assurer une bonne ventilation. Appliquez de l’oxygène si nécessaire.
4. Ne retournez pas l’animal en compagnie d’autres animaux avant qu’il ne soit complètement rétabli.
5. Pour la chirurgie de survie, maintenez des conditions stériles appropriées. Veuillez consulter les étapes 2.2 à 2.5. Observez quotidiennement les incisions cutanées et les sutures pour détecter les signes d’infection, y compris la mesure de la température de l’animal.
6. Une fois l’expérience terminée, effectuez l’euthanasie avec une dose létale de pentobarbital (15 mL, 400 mg/mL).

Résultats

Les présentes instructions décrivent une approche pour obtenir des enregistrements PV basés sur l’admission à partir du VR et du BT chez un gros animal.

Pour comparer nos enregistrements PV simultanés dans le RV et le LV, nous avons effectué une régression linéaire des mesures bi-ventriculaires de CO de notre plus grande ^étude18 avec le plus grand nombre de mesures simultanées de CO RV et de CO LV (n = 379 enregistrements de 12 animaux). Nous avons constaté...

Discussion

Cet article décrit une approche de poitrine fermée mini-invasive reproductible pour les enregistrements en boucle pression-volume bi-ventriculaires.

L’avancement du cathéter PV de la PR dans le RV est l’étape la plus critique de ce protocole. La composition complexe du VR et la rigidité du cathéter compliquent l’insertion dans le RV facilement distendu et géométriquement difficile. Cette difficulté peut expliquer pourquoi l’instrumentation thoracique ouverte est souvent préf?...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	Ultrasound probe
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	Ultrasound probe
Adhesive Aperature Drape (OneMed)	evercare	1515-01	75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Adhesive Aperature Drape (OneMed)	evercare	1515-01	75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	Infusion pump
Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	Infusion pump
Alaris Infusion set	BD Plastipak	60593
Alaris Infusion set	BD Plastipak	60593
Alkoholswap	MEDIQ Danmark	3340012	82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
Alkoholswap	MEDIQ Danmark	3340012	82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	diameter: 0.025 inches, length: 260 cm
Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	diameter: 0.025 inches, length: 260 cm
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
BD Emerald	BD	307736	10 mL syringe
BD Emerald	BD	307736	10 mL syringe
BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Platipak	BD	300613	20 mL syringe
BD Platipak	BD	300613	20 mL syringe
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17G
Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
Check-Flo Performer Introducer	Cook Medical	RCFW-16.0P-38-30-RB	16 F sheath, 30 cm long
Check-Flo Performer Introducer	Cook Medical	RCFW-16.0P-38-30-RB	16 F sheath, 30 cm long
Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers		C-arm
Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers		C-arm
D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland		Pressure measurement monitor
D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland		Pressure measurement monitor
Durapore	3M	-	Adhesive tape
Durapore	3M	-	Adhesive tape
E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	Respirator tubes
E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	Respirator tubes
Exagon vet	Richter Pharma AG	427931	400 mg/mL
Exagon vet	Richter Pharma AG	427931	400 mg/mL
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F	St. Jude Medical	406128	L: 12 cm
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F	St. Jude Medical	406128	L: 12 cm
Favorita II	Aesculap		Type: GT104
Favorita II	Aesculap		Type: GT104
Fentanyl	B. Braun	71036	50 mikrogram/mL
Fentanyl	B. Braun	71036	50 mikrogram/mL
Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
LabChart	ADInstruments		Data aquisition software
LabChart	ADInstruments		Data aquisition software
Lawton 85-0010 ZK1	Lawton		Laryngoscope
Lawton 85-0010 ZK1	Lawton		Laryngoscope
Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm (Luer-LOCK)
Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm (Luer-LOCK)
Lubrithal eye gel	Dechra, Great Britain
Lubrithal eye gel	Dechra, Great Britain
MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	Urine bag
MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	Urine bag
Natriumklorid	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/ml Isotonic saline
Natriumklorid	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/ml Isotonic saline
PICO50 Aterial Blood Sampler	Radiometer	956-552	2 mL
PICO50 Aterial Blood Sampler	Radiometer	956-552	2 mL
Portex Tracheal Tube	Smiths Medical	100/150/075	"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
Portex Tracheal Tube	Smiths Medical	100/150/075	"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	Serial number: 3516-1841
PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	Serial number: 3516-1841
Pressure Extension set	CODAN	7,14,020	Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Pressure Extension set	CODAN	7,14,020	Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	Propofol, 10 mg/mL
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	Propofol, 10 mg/mL
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	Inferior vena cava balloon
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	Inferior vena cava balloon
Radiofocus Introducer II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F sheaths
Radiofocus Introducer II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F sheaths
Rompun Vet	Beyer	86450917	Xylazin, 20 mg/mL
Rompun Vet	Beyer	86450917	Xylazin, 20 mg/mL
Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine	Teleflex	178000	Bladder catheter, size 14
Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine	Teleflex	178000	Bladder catheter, size 14
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	Mechanical ventilator
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	Mechanical ventilator
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Scisense Catheter	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense Catheter	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense Pressure-Volume Measurement System	Transonic Scisense	ADV500	Model: FY097B. Pressure-volume box
Scisense Pressure-Volume Measurement System	Transonic Scisense	ADV500	Model: FY097B. Pressure-volume box
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
TruWave Pressure Monitoring Set	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
TruWave Pressure Monitoring Set	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)	Virbac	83046805	Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)	Virbac	83046805	Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection