Biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufnahmen mit Einlasskathetern im Schweinemodell

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir einen geschlossenen Brustansatz für admittance-basierte biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufzeichnungen bei Schweinen mit akuter rechtsventrikulärer Dysfunktion.

Zusammenfassung

Die Druckvolumen-Schleifenaufzeichnung (PV) ermöglicht die hochmoderne Untersuchung lastunabhängiger Variablen der ventrikulären Leistung. Die univentrikuläre Bewertung wird häufig in der präklinischen Forschung durchgeführt. Der rechte und der linke Ventrikel üben jedoch aufgrund ihrer parallelen und seriellen Verbindungen eine funktionelle Interdependenz aus, was die gleichzeitige Bewertung beider Ventrikel fördert. Darüber hinaus können verschiedene pharmakologische Interventionen die Ventrikel und ihre Vor- und Nachladungen unterschiedlich beeinflussen.

Wir beschreiben unseren geschlossenen Brustansatz für admittanzbasierte biventrikuläre PV-Loop-Aufnahmen in einem Schweinemodell der akuten rechtsventrikulären (RV) Überlastung. Wir verwenden minimal-invasive Techniken, bei denen alle Gefäßzugänge durch Ultraschall geleitet werden. PV-Katheter sind unter fluoroskopischer Anleitung positioniert, um eine Thorakotomie bei Tieren zu vermeiden, da der geschlossene Brustansatz die relevante kardiopulmonale Physiologie beibehält. Die Admittanz-Technologie bietet Echtzeit-PV-Loop-Aufnahmen, ohne dass eine Post-hoc-Verarbeitung erforderlich ist. Darüber hinaus erläutern wir einige wesentliche Schritte zur Fehlerbehebung während kritischer Zeitpunkte des vorgestellten Verfahrens.

Das vorgestellte Protokoll ist ein reproduzierbarer und physiologisch relevanter Ansatz, um eine biventrikuläre kardiale PV-Schleifenaufzeichnung in einem großen Tiermodell zu erhalten. Dies kann auf eine Vielzahl von kardiovaskulären Tierversuchen angewendet werden.

Einleitung

Druckvolumen-Schleifen (PV) enthalten eine große Anzahl hämodynamischer Informationen, einschließlich endsystolischer und enddiastolischer Drücke und Volumina, Auswurffraktion, Hubvolumen und ^Hubarbeit1. Darüber hinaus schafft die transiente Vorlastreduktion eine Familie von Schleifen, aus denen lastunabhängige Variablen abgeleitet werden ^können2,3. Diese lastunabhängige Auswertung der ventrikulären Funktion macht PV-Loop-Aufnahmen auf dem neuesten Stand der Technik in der hämodynamischen Auswertung. PV-Loop-Aufzeichnung kann am Menschen durchgeführt werden, wird aber hauptsächlich in der präklinischen Forschung verwendet und ^{empfohlen4,5,6}.

Druck-Volumen-Schleifen können sowohl vom rechten Ventrikel (RV) als auch vom linken Ventrikel (LV) erhalten werden. Die meisten Forschungshypothesen konzentrieren sich auf einen einzelnen Ventrikel, was dazu führt, dass nur univentrikuläre PV-Schleifen aufgezeichnet werden7,8,9,10. Der rechte und der linke Ventrikel üben jedoch aufgrund ihrer seriellen und parallelen Verbindungen innerhalb des engen Perikards eine systolische und diastolische Interdependenz ^aus11. Änderungen in der Ausgabe oder der Größe eines Ventrikels beeinflussen die Größe, die Belastungsbedingungen oder die Perfusion des anderen Ventrikels. Somit liefern biventrikuläre PV-Loop-Aufzeichnungen eine umfassendere Bewertung der gesamten Herzleistung. Pharmakologische Interventionen können auch die beiden Ventrikel und ihre Belastungsbedingungen unterschiedlich beeinflussen, was die Bedeutung der biventrikulären Bewertung weiter unterstreicht.

PV-Katheter können durch mehrere Ansätze in beide Ventrikel vorgeschoben werden, einschließlich der offenen Brustannäherung mit Zugang von der Herzspitze oder durch den RV-Ausflusstrakt7,10,12,13,14. Die Öffnung des Thorax beeinflusst jedoch die physiologischen Bedingungen und kann zu Verzerrungen führen.

Basierend auf unseren Erfahrungen aus früheren Studien15,16,17,18 wollen wir unseren geschlossenen Brustansatz für biventrikuläre PV-Loop-Aufnahmen in einem großen Tiermodell für akutes RV-Versagen mit minimalem Einfluss auf die kardiopulmonale Physiologie vorstellen (Abbildung 1).

Protokoll

Dieses Protokoll wurde entwickelt und für Studien verwendet, die in Übereinstimmung mit den dänischen und institutionellen Richtlinien zum Tierschutz und zur Tierethik durchgeführt wurden. Die dänische Tierversuchsinspektion genehmigte die Studie (Lizenznummer 2016-15-0201-00840). Es wurde ein dänisches, weibliches Schlachtschwein (Kreuzung von Landrace, Yorkshire und Duroc) von etwa 60 kg verwendet.

1. Anästhesie und Beatmung

1. Betäuben Sie das wache Schwein mit Zoletil Mix 1 ml / kg (siehe Materialtabelle) als intramuskuläre Injektion, um Stress, Schmerzen und Angstzustände des Tieres während des Transports zu reduzieren.
2. Transportieren Sie das Tier von landwirtschaftlichen Einrichtungen zu Forschungseinrichtungen.
3. Stellen Sie einen intravenösen Zugang in einer Ohrvene her.
   1. Um dies zu tun, tourniqueten Sie leicht das Ohr, um venöse Blutstauungen zu verursachen. Desinfizieren Sie die Haut über einer sichtbaren, geraden Vene mit Ethanol.
   2. Durchstechen Sie die Vene mit einem 20 G Venenkatheter und lösen Sie das Tourniquet. Stellen Sie sicher, dass Sie den Zugang mit Klebeband fixieren, um eine Verschiebung zu vermeiden.
   3. Bündig mit isotonischer Kochsalzlösung, um die richtige Positionierung des Venenkatheters zu gewährleisten. Achten Sie auf eine leichte Entfärbung der Vene, wenn die Kochsalzlösung vorübergeht.
      HINWEIS: Wenn eine subkutane Ausbuchtung auftritt, befindet sich der Venenkatheter in einer subkutanen Position und muss entfernt werden. Erwägen Sie, den zweiten intravenösen Zugriff als Backup einzurichten.
4. Bewegen Sie das Tier auf einen Operationstisch. Stellen Sie es in Rückenlage.
5. Intubieren Sie das Schwein durch direkte Laryngoskopie mit einem Röhrchen der Größe 7. Befestigen Sie den Schlauch an der Schnauze / dem Kopf des Tieres, um eine versehentliche Extubation zu vermeiden. Stellen Sie eine korrekte Positionierung des Röhrchens sicher, indem Sie bei der Beatmung, Stethoskopie und / oder ausreichend exspiratorischem Kohlendioxid auf gleiche Thoraxbewegungen achten.
6. Schließen Sie das Rohr an ein vorgetestetes mechanisches Beatmungsgerät an und starten Sie die Belüftung. Verwenden Sie die druckgesteuerte, volumengesteuerte Belüftung mit einem Tidalvolumen von 8 ml / kg und einer Lüftung mit niedrigem Durchfluss. Der Anteil des inspirierten Sauerstoffs (_FiO2) kann 0,21 für Normoxie oder höher sein. Passen Sie die Atemfrequenz an, um das Endgezeiten-Kohlendioxid von 5 kPa anzuvisieren.
7. Beginnen Sie die intravenöse Gesamtanästhesie mit Propofol 3 mg / kg / h und Fentanyl 6,25 g / kg / h. Stellen Sie eine ausreichende Anästhesie durch das Fehlen von Hornhautreflexen und die Reaktion auf einen schmerzhaften Reiz sicher. Erhöhen Sie die Infusion, falls erforderlich.
   HINWEIS: Lassen Sie das Tier zu keinem Zeitpunkt unbeaufsichtigt, bis es wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um die Sternalliege aufrechtzuerhalten (Überlebensprotokoll) oder eingeschläfert wurde.
8. Überwachen Sie das Tier mit einem 3-Kanal-Elektrokardiogramm und einer Pulsoximetrie.
9. Messen Sie die Körpertemperatur. Falls erforderlich, erhitzen Sie das Tier auf eine normale Schweinetemperatur von 38-39 ° C.
   HINWEIS: Hypothermie kann das Risiko einer durch Instrumente ausgelösten Arrhythmogenese ^erhöhen19.
10. Setzen Sie den Blasenkatheter (Größe 14) durch transvaginalen Zugang ein und schließen Sie ihn an einen Urinprobenahmebeutel an.
11. Abhängig vom Forschungsprotokoll und der zu untersuchenden wissenschaftlichen Hypothese sollten Sie die intravenöse Verabreichung von Heparin (5000 IE werden bei Bedarf alle 4-6 h wiederholt) und/oder Amiodaron (300 mg Infusion über 20 min) in Betracht ziehen.
    HINWEIS: Die Heparinisierung kann durchgeführt werden, nachdem intravaskuläre Zugänge festgestellt wurden. Diese Medikamente können die Instrumentierung erleichtern, aber die Ergebnisse verzerren. Alternativ kann eine langsame Kochsalzinfusion auf intravenösen Hüllen eine intraluminale Thrombose verhindern.
12. Verwenden Sie Tierarztsalbe auf den Augen, um Trockenheit zu verhindern.

2. Intravaskuläre Zugänge

HINWEIS: Intravaskuläre Zugänge sind in der rechten äußeren Jugularvene, der linken äußeren Jugularvene, der linken Halsschlagader, der linken Oberschenkelarterie und der rechten Oberschenkelvene herzustellen. Beim Schwein ist die äußere Halsvene viel größer als die Vena jugularis interna und daher leichter zugänglich. Alle für diesen Abschnitt erforderlichen Materialien sind in Abbildung 2A dargestellt.

1. Rasieren Sie das Tier an den Stellen der Punktion für intravaskuläre Zugänge.
2. Desinfizieren Sie die Haut mit Chlorhexidin (oder Povidonjod) und wischen Sie sie mit Isopropylalkohol ab. Wiederholen Sie den Vorgang für 2 weitere Zyklen.
3. Legen Sie einen sterilen Vorhang an den desinfizierten Bereich mit einem zentral gelegenen Loch in der Abdeckung.
4. Verwenden Sie ein Ultraschallgerät mit einer linearen Sonde. Decken Sie die Sonde mit einer sterilen Abdeckung ab und verwenden Sie steriles Gel für die Gefäßuntersuchung.
5. Verwenden Sie einen sterilen Venenkatheter mit 17 G, um die Haut zu punktieren und die Nadel durch Ultraschall zur intravaskulären Positionierung zu führen (Abbildung 2B, C).
6. Ersetzen Sie die Nadel durch einen Führungsdraht mit der Seldinger-Technik. Entfernen Sie den Venenkatheter, so dass nur der Führungsdraht im intravaskulären Lumen verbleibt. Als nächstes machen Sie einen kleinen Hautschnitt (~ 5 mm), der am Führungsdraht haftet, um das Einführen der Scheide zu erleichtern.
7. Legen Sie eine 8 französische (F) Hülle über den Führungsdraht und in das Gefäß Ihrer Wahl (Seldinger-Technik). Wählen Sie eine 8F-Hülle in der rechten äußeren Halsvene (für die Verpflegung des rechten Herzens) und in der linken Halsschlagader (für LV PV-Schleifenkatheter). Ein ausreichendes Lumen ist notwendig, um eine Beschädigung der Katheter zu vermeiden.
8. Legen Sie eine 7F-Hülle in die linke äußere Halsvene. Es wird später gegen eine größere Hülle ausgetauscht (siehe Schritte 4.4-4.6).
9. Legen Sie eine 7F-Scheide in die linke Oberschenkelarterie. Der Zugang ist für invasive Blutdruckmessung und Blutgasprobenahme.
10. Legen Sie eine 12F-Hülle (oder 14F, falls verfügbar) in die rechte Oberschenkelvene für die Balloneinführung der unteren Vena cava (IVC). Erwägen Sie, einen Dilatator in einem zweistufigen Ansatz für die größeren Hüllen zu verwenden.
11. Bestätigen und kontrollieren Sie die Positionierung aller Hüllen durch Blutentnahme (venös bzw. arteriell) und einfaches Spülen mit isotonischer Kochsalzlösung. Die Hüllen sind in einem Blutgefäß richtig positioniert, wenn man widerstandslos Blut entnehmen kann.
12. Befestigen Sie alle Scheiden mit einer Hautnaht (Größe 3,0), um ein versehentliches Entfernen einer Scheide zu vermeiden. Hautnähte werden nach Abschluss des Protokolls zusammen mit der Entfernung von Scheiden entfernt.
13. Schließen Sie den femoralen arteriellen Zugang zum Druckmessumformer an und kalibrieren Sie auf den atmosphärischen Druck. Stellen Sie sicher, dass dieser Aufbau die richtige Form der arteriellen Druckkurve erzeugt.
14. Entnehmen Sie eine arterielle Blutprobe aus einer arteriellen Hülle und analysieren Sie sie auf einem arteriellen Blutentnahmegerät, um den pH-Wert, den arteriellen Partialdruck von Kohlendioxid (PaCO2) und Sauerstoff (PaO2, abhängig von Ihrem gewählten _FiO2) sowie Hämoglobin-, Elektrolyt-, Blutzucker- und Laktatspiegel zu bewerten.
    1. Korrigieren Sie Elektrolyte und Blutzucker, falls erforderlich, auf die Standardwerte durch Infusion des benötigten Produkts. Betrachten Sie insbesondere die Korrektur des Kaliumspiegels, da Kaliumstörungen das Risiko einer durch Instrumente ausgelösten Arrhythmogenese erhöhen können.
15. Wenn das Schwein vor dem Experiment fastete, sollten Sie eine Bolusinfusion von isotonischer Kochsalzlösung (10 ml / kg über 30-60 min infundiert) oder einem ähnlichen Kristalloid in Betracht ziehen, um einer Hypovolämie entgegenzuwirken.
16. Erwägen Sie eine kontinuierliche Infusion von 4 ml / kg / h isotonischer Kochsalzlösung, um dem Schwitzen während des gesamten Protokolls entgegenzuwirken.
    HINWEIS: Das Experiment kann in diesem Schritt angehalten werden.

3. Rechtsherz-Katherisierung

1. Spülen Sie einen Swan Ganz Katheter mit Kochsalzlösung und stellen Sie sicher, dass sich der Ballon richtig aufbläst.
2. Schließen Sie die Anschlüsse des Swan Ganz Katheters an die Druckmessumformer an. Setzen Sie den Druck auf den atmosphärischen Druck zurück, der die beiden Druckanschlüsse (für den pulmonalen arteriellen bzw. zentralen Venendruck) auf der mittleren axillären Ebene des Schweins hält.
3. Führen Sie den Swan Ganz Katheter durch die 8F-Scheide in die rechte Halsvene ein (Schritt 2.7).
   ACHTUNG: Bei der Durchleuchtung sollten Bleischürzen oder ähnliche Schutzvorrichtungen getragen werden.
4. Beobachten Sie bei der Durchleuchtung, wenn sich der distale Teil des Swan Ganz-Katheters aus der Hülle befindet. Den Ballon mit der dazugehörigen Spritze aufblasen.
   HINWEIS: Das Aufblasen des Swan Ganz Ballons in der Scheide beschädigt den Ballon. Die vorder-hintere Ansicht der Fluoroskopie ist für alle beschriebenen Verfahren ausreichend.
5. Bewegen Sie den Swan Ganz Katheter langsam nach seinen Bewegungen in der Durchleuchtung. Langsamere Fortschritte ermöglichen es dem Blutfluss, den Katheter zu führen.
6. Beobachten Sie Änderungen des Drucksignals vom distalen Port beim Eintritt in das RV und kurz nach der Lungenarterie (Abbildung 3). Stellen Sie sicher, dass sich der Katheter ohne Widerstand vorwärts bewegt.
   1. Stellen Sie sicher, dass sich der Druck von 5-8 mmHg im zentralen Venenkreislauf auf 20-30 mmHg in Systole und 0-5 mmHg in Diastole im RV ändert. Nach dem Passieren der Pulmonalklappen beträgt der diastolische Druck 10-15 mmHg (siehe Abbildung 3 für Änderungen der Formen des Drucksignals).
      HINWEIS: Systolische Drücke im RV und in der Lungenarterie über 40 (oder ein mittlerer pulmonaler arterieller Druck über 25) können ein Zeichen für pulmonale Hypertonie aufgrund einer Lungeninfektion beim Tier sein. Bitte denken Sie daran, dass die mechanische Überdruckbeatmung auch den pulmonalen arteriellen Druck erhöhen kann.
7. Entleeren Sie den Ballon und stellen Sie sicher, dass sich der distale Druckanschluss noch in der Hauptlungenarterie befindet. Verwenden Sie für diese Überprüfung sowohl die Durchleuchtung als auch das Drucksignal.

4. Rechtsventrikulärer Druck-Volumen-Kathetereinsatz (Abbildung 4)

1. Lesen und befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers. Lassen Sie den PV-Katheter mindestens 30 Minuten in Kochsalzlösung einweichen.
2. Öffnen Sie die Datenerfassungssoftware (siehe Tabelle der Materialien) mit einem 8-Kanal-Setup (Druck, Volumen, Phase und Größe von beiden Ventrikeln). Klicken Sie auf Start , um sicherzustellen, dass das Drucksignal aufgezeichnet wird. Achten Sie auf das übermäßige Rauschen im Drucksignal. Die Werte liegen nahe bei 0 mmHg, da sich der Druckschreiber noch außerhalb des Tieres befindet.
3. Kalibrieren Sie den Druck auf das Nullniveau, indem Sie den Druckanschluss knapp unter der Oberfläche der Kochsalzlösung halten, um unerwünschte Druckeffekte von der Wassersäule darüber zu vermeiden.
4. Führen Sie einen langen Führungsdraht durch die 7F-Hülle in der linken Halsvene ein (Schritt 2.8). Führen Sie den Führungsdraht durch die oberen zentralen Venen, den rechten Vorhof (RA) und in die untere Hohlvene. Stellen Sie sicher, dass der Fortschritt ohne Widerstand erfolgt. Vorzeitige systolische Ereignisse sind häufig, wenn der Führungsdraht die RA passiert.
5. Extrahieren Sie den 7F-Mantel, der den Führungsdraht im Venenkreislauf belässt. Komprimieren Sie den Einstiegspunkt, um Blutungen zu vermeiden. Tauschen Sie mit der Seldinger-Technik den 7F-Mantel gegen den 16F-Mantel aus. Verlängern Sie bei Bedarf den Hautschnitt für die größere Hülle.
6. Führen Sie die 16F-Hülle über den Führungsdraht, bis die Spitze der Hülle (nicht der Dilatator) das Niveau der oberen Hohlvene erreicht hat (Abbildung 4B).
7. Durch vorsichtiges Ziehen den Dilatator und den Führungsdraht herausziehen, aber achten Sie darauf, die Scheide nicht zu entfernen. Spülen Sie die Hülle mit isotonischer Kochsalzlösung, um eine intraluminale Blutgerinnung zu vermeiden.
8. Setzen Sie den PV-Katheter in den 16F-Mantel ein.
9. Verwenden Sie die Durchleuchtung, um den PV-Katheter zu verfolgen, während er durch den Mantel geht, bis der Druckanschluss den Mantel verlassen hat.
10. Bewegen Sie vorsichtig die Hülle und den PV-Katheter zusammen, bis sich die Hülle knapp außerhalb der Perikardgrenze befindet.
11. Führen Sie den PV-Katheter in den RA (Abbildung 4C).
12. Verwenden Sie die Mantellänge, um den PV-Katheter vom RA in den stärker anterior positionierten RV zu bringen. Zeigen Sie das äußere Ende der 16F-Hülle nach unten (nach hinten zum Rückentier) und medial, wodurch das innere Ende der Scheide nach vorne gerichtet wird.
13. Schieben Sie den PV-Katheter in das Wohnmobil. Dies kann durch den Wechsel des Drucksignals vom PV-Katheter zu einer klassischen ventrikulären Form und durch den taktilen Widerstand überprüft werden, wenn der PV-Katheter auf die rechte ventrikuläre Spitze trifft.
14. Sobald sich der PV-Katheter im RV befindet, ziehen Sie die 16F-Hülle außerhalb der Brusthöhle zurück, um einen hämodynamischen oder elektrischen Einfluss des Geräts in der Nähe des Herzens zu vermeiden (Abbildung 4D).
15. Optimieren Sie die PV-Katheterpositionierung, basierend auf der Durchleuchtung, so nah wie möglich am RV-Scheitelpunkt, aber lassen Sie sie das Endokard nicht berühren.
    HINWEIS: Verwenden Sie die Durchleuchtung, um den überschüssigen mechanischen Kontakt zwischen PV-Katheter und Endokard zu beobachten, falls vorhanden. Dies wird als gebogener PV-Katheter (einschließlich seines Pigtails) und persistierender vorzeitiger systolischer Ereignisse über die elektrokardiographische Überwachung angesehen.
    1. Befestigen Sie den PV-Katheter mit Klebeband am äußeren Ende des Mantels, um die Stabilität der Katheterpositionierung zu gewährleisten.
       HINWEIS: Gelegentlich kann ein schwebender Katheter zusätzliche Schläge verursachen. Wenn ja, versuchen Sie, es zu fixieren, ohne das Endokard zu stark zu komprimieren.
16. Befolgen Sie das Protokoll des Herstellers, um die relevante Anzahl von Aufzeichnungssegmenten auszuwählen und die PV-Katheterpositionierung im RV basierend auf den aufgezeichneten Phasen- und Magnitudensignalen zu optimieren.
    HINWEIS: Für Schweine mit einem Gewicht von 60 kg wurden zwei oder drei Segmente für das Wohnmobil und meistens drei Segmente für das LV für dieses Experiment verwendet. Bei kleineren Tieren werden weniger Segmente benötigt und umgekehrt. Die Positionierung des Kaders basierte zunächst auf der Größe der Signale; Die Form der Druck-Magnitude-Schleife sollte wie die gewünschte Druck-Volumen-Schleife aussehen. Die Magnitudenamplitude sollte so hoch wie möglich sein (5-10 mS). Der Phasenwinkel sollte innerhalb von 1-3 o mit der höchstmöglichen Amplitude (ca. 1,5 ^o) liegen.

5. Einsetzen des linksventrikulären Druck-Volumen-Katheters (Abbildung 5)

1. Lesen und befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers. Lassen Sie den PV-Katheter mindestens 30 Minuten in Kochsalzlösung einweichen.
2. Kalibrieren Sie den Druck auf Null (Schritt 4.3).
3. Setzen Sie den PV-Katheter in die 8F-Hülle in der linken Halsschlagader ein.
4. Folgen Sie dem PV-Katheter durch Durchleuchtung, während er durch die Hülle in Richtung der Aortenklappen geht (Abbildung 5B). Ein Widerstand ist zu spüren, wenn der PV-Katheter von den Aortenklappen gestoppt wird. Bei der Durchleuchtung wird eine Biegung des Katheters beobachtet.
   HINWEIS: Gelegentlich verwandelt sich der PV-Katheter in die absteigende Aorta. Dies wird durch Durchleuchtung und eine weniger ausgeprägte Aortenkerbe auf der Druckkurve des PV-Katheters erkannt.
5. Ziehen Sie die PV-Katheter ca. 1 cm über den Aortenklappen ein.
6. Synchronisieren Sie den nächsten schnellen Fortschritt des PV-Katheters mit einer systolischen Phase des Herzzyklus. Dies geschieht durch die offenen Aortenklappen. Der Erfolg kann durch die Änderung des Drucksignals vom PV-Katheter auf eine klassische ventrikuläre Form überprüft werden.
7. Wenn Versuche, durch die Ventile vorzudringen, fehlschlagen, drehen Sie den PV-Katheter, um eine bessere Positionierung in der Mitte der aufsteigenden Aorta zu erreichen. Versuchen Sie es bei Bedarf erneut.
8. Sobald Sie sich im LV befinden, optimieren Sie die linksventrikuläre PV-Katheterpositionierung basierend auf der Fluoroskopie so nah wie möglich am LV-Apex, aber lassen Sie sie das Endokard nicht berühren (Abbildung 5C). Siehe Schritt 4.15.
   HINWEIS: Gelegentlich kann ein schwimmender Katheter vorzeitige Herzkontraktionen verursachen. Wenn ja, versuchen Sie, es zu fixieren, ohne das Endokard zu stark zu komprimieren.
9. Befolgen Sie das Protokoll des Herstellers, um die relevante Anzahl von Aufzeichnungssegmenten auszuwählen und die PV-Katheterpositionierung im LV basierend auf den aufgezeichneten Phasen- und Magnitudensignalen zu optimieren (siehe Schritt 4.16).

6. Untere Vena Cava Balloneinführung

1. Füllen Sie die Spritze zum Aufblasen nach Belieben mit Kochsalzlösung oder Kontrastmittel und stellen Sie sicher, dass der Ballon richtig aufgeblasen werden kann.
2. Führen Sie den Führungsdraht in den 12F-Mantel in der rechten Oberschenkelvene ein.
3. Führen Sie den Führungsdraht auf Höhe der Membran zum IVC vor.
4. Setzen Sie den Ballon über den Führungsdraht ein und bringen Sie ihn am Ende des Ablaufs auf die Membranebene (Abbildung 5D).
5. Ziehen Sie den Führungsdraht zurück und spülen Sie das Lumen mit Kochsalzlösung, um eine Blutgerinnung zu vermeiden.

7. Druck-Volumen-Katheter-Kalibrierung

1. Lesen und befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers.
2. Sorgen Sie für einen stabilen Sinusrhythmus auf dem elektrokardiographischen Monitor und stabile kardiopulmonale Variablen für 5-10 min.
3. Verwenden Sie den Swan Ganz Katheter, um das Herzzeitvolumen (CO) durch Thermodilution zu messen. Verwenden Sie durchschnittlich drei Injektionen von 10 ml isotonischer Glukose von 5 °C mit weniger als 10% Variation. Beobachten Sie die Herzfrequenz (HR) des Tieres während der CO-Messung. Berechnen Sie das Hubvolumen (SV) als SV = CO/HR (Einheit mL). Der normale CO beträgt 4-6 l/min für ein 60 kg schweres Schwein mit einem Hubvolumen von 80-110 ml.
4. Geben Sie den SV in die PV-Boxen für den LV und den RV ein.
5. Überprüfen Sie, ob optimale Phasen- und Magnitudensignale von beiden Ventrikeln empfangen werden. Insbesondere müssen die beiden PV-Boxen mit unterschiedlichen Frequenzen aufnehmen, um elektronisches Cross-Talking zu vermeiden.
6. Bei transienter Apnoe kalibrieren ("scannen") Sie die PV-Signale.
7. Wenn die Kalibrierung zufriedenstellend ist, stellen Sie die richtige Form sowohl der ventrikulären PV-Schleifen als auch realistische Drücke und Volumina sicher. Wenn nicht, wiederholen Sie die Kalibrierung.

8. Baseline-Evaluierung

HINWEIS: Das Experiment kann auf dieser Ebene zur Stabilisierung der Hämodynamik pausiert werden, bevor das Forschungsprotokoll beginnt.

1. Wenn PV-Schleifen aufgezeichnet werden sollen, befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers. Drücken Sie in der Datenerfassungssoftware auf Start . Stellen Sie sicher, dass die PV-Schleifen immer noch akzeptabel geformt sind.
2. Rekord-PV-Schleifen über 30-60 s kontinuierliche Belüftung. Führen Sie eine Analyse durch, indem Sie den Durchschnitt von z. B. drei Atemzyklen ermitteln. Alternativ können Sie eine vorübergehende Atempause für den Endablauf am Beatmungsgerät durchführen und diese Schleifen von Apnoe analysieren. Erwägen Sie einen niedrigen / keinen positiven Endexspirationsdruck (PEEP) und ein minimales einstellbares Druckbegrenzungsventil (APL).
   HINWEIS: Die ventrikuläre Funktion, insbesondere das Wohnmobil, wird durch zyklische Änderungen des intrathorakalen Drucks während der Beatmung (oder spontanen Atmung) beeinträchtigt. Wichtig ist, dass Sie in der Zeitung berichten, ob PV-Schleifen während der Beatmung oder in Apnoe aufgezeichnet wurden.
3. Bei lastunabhängigen PV-Größen halten Sie den Atem an und warten Sie einige Herzschläge, bevor Sie den IVC-Ballon langsam mit der gewählten Flüssigkeit aufblasen (Schritt 6.1). Der Ballon verringert progressiv die kardiale Vorlast.
4. Beobachten Sie, wie die RV PV-Schleifen immer kleiner und nach links verschoben werden.
   HINWEIS: Die allmähliche Abnahme der RV-Vorspannung wird das diastolische Volumen des RV-Endes progressiv senken. Geringere Volumina verursachen niedrigere Drücke und Ausbeute (Starling-Mechanismus). Weitere Einzelheiten sind den Referenzen1,2,3 zu entnehmen.
5. Wichtig ist, dass der Ballon aufgeblasen bleibt, indem Sie den Druck auf die zugehörige Spritze lange genug halten, um die LV-Vorspannung (seriell mit dem RV verbunden) zu reduzieren. Beobachten Sie auch eine fortschreitende Abnahme des LV-Drucks und des LV-Volumens. Beispiele finden Sie im Abschnitt Repräsentative Ergebnisse.
6. Entlüften Sie den Ballon schnell und schalten Sie die Belüftung ein.
7. Wiederholen Sie 8.3-8.7, wenn das Ansprechen nicht zufriedenstellend war, d. h. ohne vorzeitige Herzkomplexe, Sinusbradykardie oder ähnlich beeinträchtigte Herzfunktion.
8. Lassen Sie das Schwein 2-5 Minuten vor dem nächsten IVC-Okklusion stabilisieren.
   HINWEIS: Die Hämodynamik wird vorübergehend durch das Halten des Atems und die Verringerung der Vorlast beeinflusst, insbesondere bei Modellen kardiovaskulärer Beeinträchtigungen.
9. Es sind drei zufriedenstellende Okklusionen (siehe 8.7) in Betracht zu ziehen, um die Robustheit der statistischen Analysen zu erhöhen.

9. Postprotokoll

1. Entfernen und reinigen Sie in Überlebensstudien alle intravaskulären Geräte (PV-Katheter, IVC-Ballon und Swan Ganz-Katheter).
   1. Schneiden Sie die Hautnähte ab, die die Scheiden an Ort und Stelle hielten. Entfernen Sie jede Hülle durch manuelles Ziehen. Komprimieren Sie auf jeder venösen Zugangsstelle für einige Minuten, um eine Hämostase zu erreichen.
   2. Für Arterien, entfernen Sie die Scheide und komprimieren Sie länger (5-10 min), um Hämostase zu erreichen. Alternativ können Sie die Verwendung einer Gefäßverschlussvorrichtung in Betracht ziehen.
   3. Schließen Sie die Hautschnitte aus den Scheiden mit einer adaptiven Hautnaht (3.0, resorbierbare Naht), um Blutungen und Infektionen zu vermeiden. Tragen Sie 5 ml Bupivacain (5 mg / ml) subkutan um jeden Hautschnitt zur Schmerzlinderung auf.
2. Sobald alle Geräte entfernt wurden und eine Hämostase erreicht ist, stoppen Sie die Infusion von Anästhesie. Beobachten Sie das Tier in dieser Phase sorgfältig.
3. Halten Sie das Tier intubiert (zunächst mit aufgeblasener Manschette), bis Halsreflexe vorhanden sind und das Tier für die Extubation ausreichend wach ist. Messen Sie den Sauerstoffgehalt vor und nach der Extubation über die Pulsoximetrie, um eine ordnungsgemäße Belüftung zu gewährleisten. Wenden Sie bei Bedarf Sauerstoff an.
4. Geben Sie das Tier erst dann in die Gesellschaft anderer Tiere zurück, wenn es vollständig genesen ist.
5. Halten Sie für die Überlebenschirurgie die richtigen sterilen Bedingungen aufrecht. Weitere Informationen finden Sie in den Schritten 2.2-2.5. Beobachten Sie die Hautschnitte und Nähte täglich auf Anzeichen einer Infektion, einschließlich der Messung der Temperatur des Tieres.
6. Sobald das Experiment beendet ist, führen Sie Euthanasie mit einer tödlichen Dosis Pentobarbital (15 ml, 400 mg / ml) durch.

Ergebnisse

Die vorliegenden Anweisungen beschreiben einen Ansatz, um eintrittsbasierte PV-Aufnahmen sowohl vom Wohnmobil als auch vom LV in einem großen Tier zu erreichen.

Um unsere simultanen PV-Aufzeichnungen im RV und LV zu vergleichen, führten wir eine lineare Regression der biventrikulären CO-Messungen aus unserer größten ^Studie18 mit der höchsten Anzahl gleichzeitiger RV-CO- und LV-CO-Messungen (n=379 Aufzeichnungen von 12 Tieren) durch. Wir fanden heraus, dass die Ste...

Diskussion

Dieses Papier beschreibt einen reproduzierbaren minimal-invasiven geschlossenen Brustansatz für biventrikuläre Druck-Volumen-Loop-Aufnahmen.

Die Weiterentwicklung des PV-Katheters vom RA zum RV ist der kritischste Schritt in diesem Protokoll. Die komplexe Zusammensetzung des RV und die Steifigkeit des Katheters erschweren das Einsetzen in das leicht aufgeblähte und geometrisch anspruchsvolle RV. Diese Schwierigkeit kann erklären, warum die Instrumentierung der offenen Brust oft bevorzugt w...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	Ultrasound probe
12L-RS	GE Healthcare Japan	5141337	Ultrasound probe
Adhesive Aperature Drape (OneMed)	evercare	1515-01	75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Adhesive Aperature Drape (OneMed)	evercare	1515-01	75 x 90 cm (hole: 6 x 8 cm)
Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	Infusion pump
Alaris GP Guardrails plus	CareFusion	9002TIG01-G	Infusion pump
Alaris Infusion set	BD Plastipak	60593
Alaris Infusion set	BD Plastipak	60593
Alkoholswap	MEDIQ Danmark	3340012	82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
Alkoholswap	MEDIQ Danmark	3340012	82% ethanol, 0,5% chlorhexidin, skin disinfection
Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	diameter: 0.025 inches, length: 260 cm
Amplatz Support Wire Guide Extra-Stiff	Cook Medical	THSF-25-260-AES	diameter: 0.025 inches, length: 260 cm
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
BD Connecta	BD	394601	Luer-Lock
BD Emerald	BD	307736	10 mL syringe
BD Emerald	BD	307736	10 mL syringe
BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Luer-Lock	BD Plastipak	300865	BD = Becton Dickinson, 50 mL syringe
BD Platipak	BD	300613	20 mL syringe
BD Platipak	BD	300613	20 mL syringe
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393204	20G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17G
BD Venflon Pro	Becton Dickinson Infusion Therapy	393208	17G
Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
Butomidor Vet	Richter Pharma AG	531943	10 mg/mL
Check-Flo Performer Introducer	Cook Medical	RCFW-16.0P-38-30-RB	16 F sheath, 30 cm long
Check-Flo Performer Introducer	Cook Medical	RCFW-16.0P-38-30-RB	16 F sheath, 30 cm long
Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers		C-arm
Cios Connect S/N 20015	Siemens Healthineers		C-arm
D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland		Pressure measurement monitor
D-LCC12A-01	GE Healthcare Finland		Pressure measurement monitor
Durapore	3M	-	Adhesive tape
Durapore	3M	-	Adhesive tape
E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	Respirator tubes
E-PRESTIN-00	GE Healthcare Finland	6152932	Respirator tubes
Exagon vet	Richter Pharma AG	427931	400 mg/mL
Exagon vet	Richter Pharma AG	427931	400 mg/mL
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F	St. Jude Medical	406128	L: 12 cm
Fast-Cath Hemostasis Introducer 12F	St. Jude Medical	406128	L: 12 cm
Favorita II	Aesculap		Type: GT104
Favorita II	Aesculap		Type: GT104
Fentanyl	B. Braun	71036	50 mikrogram/mL
Fentanyl	B. Braun	71036	50 mikrogram/mL
Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
Ketaminol Vet	MSD/Intervet International B.V.	511519	100 mg/mL
LabChart	ADInstruments		Data aquisition software
LabChart	ADInstruments		Data aquisition software
Lawton 85-0010 ZK1	Lawton		Laryngoscope
Lawton 85-0010 ZK1	Lawton		Laryngoscope
Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm (Luer-LOCK)
Lectospiral	VYGON	1159.90	400 cm (Luer-LOCK)
Lubrithal eye gel	Dechra, Great Britain
Lubrithal eye gel	Dechra, Great Britain
MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	Urine bag
MBH qufora	MBH-International A/S	13853401	Urine bag
Natriumklorid	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/ml Isotonic saline
Natriumklorid	Fresenius Kabi	7340022100528	9 mg/ml Isotonic saline
PICO50 Aterial Blood Sampler	Radiometer	956-552	2 mL
PICO50 Aterial Blood Sampler	Radiometer	956-552	2 mL
Portex Tracheal Tube	Smiths Medical	100/150/075	"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
Portex Tracheal Tube	Smiths Medical	100/150/075	"Cuffed Clear Oral/Nasal Murphy Eye"
PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	Serial number: 3516-1841
PowerLab 16/35	ADInstruments	PL3516	Serial number: 3516-1841
Pressure Extension set	CODAN	7,14,020	Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Pressure Extension set	CODAN	7,14,020	Tube for anesthetics, 150 cm long, inner diameter 0.9 mm
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	Propofol, 10 mg/mL
Propolipid	Fresenius Kabi	21636	Propofol, 10 mg/mL
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	Inferior vena cava balloon
PTS-X	NuMED Canada Inc.	PTSX253	Inferior vena cava balloon
Radiofocus Introducer II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F sheaths
Radiofocus Introducer II	Radiofocus/Terumo	RS+B80N10MQ	6+7+8F sheaths
Rompun Vet	Beyer	86450917	Xylazin, 20 mg/mL
Rompun Vet	Beyer	86450917	Xylazin, 20 mg/mL
Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine	Teleflex	178000	Bladder catheter, size 14
Rüsch Brilliant AquaFlate Glycerine	Teleflex	178000	Bladder catheter, size 14
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	Mechanical ventilator
S/5 Avance	Datex-Ohmeda	-	Mechanical ventilator
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Safersonic Conti Plus & Safergel	SECMA medical innovation	SAF.612.18120.WG.SEC	18 x 120 cm (Safersonic Sterile Transducer Cover with Adhesive Area and Safergel)
Scisense Catheter	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense Catheter	Transonic Scisense	FDH-5018B-E245B	Serial number: 50-533. Pressure-volume catheter
Scisense Pressure-Volume Measurement System	Transonic Scisense	ADV500	Model: FY097B. Pressure-volume box
Scisense Pressure-Volume Measurement System	Transonic Scisense	ADV500	Model: FY097B. Pressure-volume box
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
Swan-Ganz CCOmbo	Edwards Lifesciences	744F75	110 cm
TruWave Pressure Monitoring Set	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
TruWave Pressure Monitoring Set	Edwards Lifesciences	T434303A	210 cm
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Vivid iq	GE Medical Systems China	Vivid iq
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)	Virbac	83046805	Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection
Zoletil 50 Vet (tiletamin 125 mg and zolazepam 125 mg)	Virbac	83046805	Zoletil Mix for pigs: 1 vial of Zoletil 50 Vet (dry matter); add 6.25 mL Xylozin (20 mg/mL), 1.25 mL ketamin (100 mg/mL) and 2.5 mL Butorphanol (10 mg/mL). Dose for pre-anesthesia: 10 mL/10 kg as intramuscular injection