JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يفصل هذا البروتوكول الخطوات الجراحية لتكوين الناسور الشرياني الوريدي الحرقفي الشائع للفئران. قمنا بتطوير هذا النموذج لدراسة الفيزيولوجيا المرضية للأطراف المرتبطة بغسيل الكلى.

Abstract

يعد مرض الكلى المزمن مشكلة صحية عامة رئيسية ، ويستمر انتشار مرض الكلى في المرحلة النهائية (ESRD) الذي يتطلب علاجات استبدال الكلى المزمنة مثل غسيل الكلى في الازدياد. يظل وضع الناسور الشرياني الوريدي الذاتي (AVF) خيارا أساسيا للوصول إلى الأوعية الدموية لمرضى ESRD. لسوء الحظ ، يعاني ما يقرب من نصف مرضى غسيل الكلى من خلل وظيفي في اليد مرتبط بغسيل الكلى (ARHD) ، بدءا من تنمل دقيق إلى الغرغرينا الرقمية. والجدير بالذكر أن الدوافع البيولوجية الأساسية المسؤولة عن ARHD غير مفهومة بشكل جيد ، ولا يوجد نموذج حيواني مناسب لتوضيح الآليات و / أو تطوير علاجات جديدة للوقاية / العلاج من ARHD. هنا ، نصف نموذجا جديدا للفأر يتم فيه إنشاء AVF بين الشريان الحرقفي المشترك الأيسر والوريد ، مما يسهل تقييم الفيزيولوجيا المرضية للأطراف. تشمل الجراحة المجهرية عزل الأوعية الدموية ، وبضع الوريد الطولي ، وإنشاء مفاغرة شريانية وريدية ، وإعادة بناء وريدي. تشمل جراحات الشام جميع الخطوات الحرجة باستثناء إنشاء التشوه الشرياني الوريدي. يؤدي وضع AVF الحرقفي إلى تغييرات ذات صلة سريريا في ديناميكا الدم المركزية ، ونقص التروية المحيطية ، وضعف في الأداء العصبي الحركي للأطراف الخلفية. يوفر نموذج AVF الجديد قبل السريري منصة مفيدة تلخص الاضطرابات العصبية الحركية الشائعة التي أبلغ عنها مرضى غسيل الكلى ، مما يسمح للباحثين بالتحقيق في آليات الفيزيولوجيا المرضية ARHD واختبار العلاجات المحتملة.

Introduction

يظل إنشاء والحفاظ على الوصول الوظيفي للأوعية الدموية هدفا أساسيا مهما لمرضى المرحلة النهائية من مرض الكلى (ESRD) الذين يتلقون العلاج ببدائل الكلى عن طريق غسيل الكلى1. تعد علاجات غسيل الكلى المتكررة ضرورية لإزالة الفضلات ، وتطبيع الشوارد ، والحفاظ على توازن السوائل بمجرد أن تصبح وظائف الكلى غير كافية ، وبالتالي فهي ضرورية للبقاء على المدى الطويل2. لذلك ، يمثل الوصول إلى الأوعية الدموية "شريان الحياة" للمرضى الذين يعانون من ESRD ، ويظل وضع الناسور الشرياني الوريدي الذاتي (AVF) خيارا مفضلا للوصول إلى غسيل الكلى بين هذه المجموعة3. ومع ذلك ، فإن ما يقرب من 30٪ -60٪ من مرضى غسيل الكلى يعانون من مجموعة من إعاقات اليد ، والتي تعرف سريريا بأنها خلل وظيفي في اليد مرتبط بالوصول (ARHD). يمكن أن تتراوح أعراض اضطراب فرط الحركة ونقص الانتباه من الضعف وعدم التنسيق إلى الشلل الأحادي والغرغرينا الرقمية ، والتي يمكن أن تحدث في وقت مبكر بعد إنشاء الشريان الوريدي أو تتطور تدريجيا مع نضوج الناسور. علاوة على ذلك ، يعقد ARHD جدول علاج ESRD ، والذي يرتبط بسوء نوعية الحياة ، وارتفاع مخاطر الإصابة بأمراض القلب والأوعية الدموية ، وزيادة معدل الوفيات2،3،4.

تم تطوير العديد من النماذج الحيوانية لدراسة إعادة تشكيل الأوعية الدموية الناجمة عن تغيرات الدورة الدموية بعد إنشاء AVF5،6،7،8،9،10،11،12،13،14،15. النماذج الحيوانية الكبيرة ذات التشوه الشرياني الوريدي الحرقفي أو الفخذي16،17،18،19،20 ونماذج القوارض التي تستخدم إما مفاغرة الشريان السباتي الوريد الوداجي أو تكوين ناسور الشريان الأورطي السفلي تحت الكلوي راسخة جيدا لفحص الجوانب المذكورة أعلاه لنضج AVF والمباح 21 . على سبيل المثال، ارتفاع ضغط الدم الوريدي، وزيادة قطر اللمعة، وزيادة سمك جدار الوريد هي علامات على نضوج AVF الناجح، في حين أن التليف الكبير للوسائط وتضخم الدم الباطني أو تطور الخثرة مع عدم وجود تغييرات في التدفق غالبا ما يميز فشل AVF 6,15. ومع ذلك ، تفتقر النماذج الحيوانية الكبيرة إلى المرونة التجريبية أو القدرات المعدلة وراثيا لنماذج الفئران ، في حين أن نماذج القوارض الحالية لا تسهل بسهولة التحقيق في ARHD بسبب الموقع التشريحي و / أو عدم وجود أمراض الأطراف المرتبطة بها. في الواقع ، نظرا لعدم وجود نموذج حيواني راسخ قبل السريري يلخص النمط الظاهري السريري ذي الصلة ، ظل التقدم البحثي لتوضيح الآليات البيولوجية المرضية وتطوير استراتيجيات علاجية جديدة راكدا ، على الرغم من الزيادة التدريجية في عدد مرضى ARHD الذين يعانون من أعراض. لذلك ، فإن الهدف الأساسي من هذه الدراسة هو تقديم نموذج فأر فريد من ARHD ، وتوفير الخطوات الإجرائية للجراحة المجهرية AVF وتوصيف الفيزيولوجيا المرضية المتعلقة ب AVF.

Protocol

تمت الموافقة على جميع الإجراءات من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدام الحيوانات (IACUC) بجامعة فلوريدا ومركز مالكوم راندال الطبي لشؤون المحاربين القدامى.

ملاحظة: تم شراء ذكور الفئران C57BL / 6J البالغة (8-10 أسابيع) من مختبر جاكسون وتم وضعها في ضوء (ضوء 12 ساعة: دورة مظلمة لمدة 12 ساعة) ، ودرجة حرارة (22 درجة مئوية ± 1 درجة مئوية) ، والرطوبة (50٪ ± 10٪) منشأة حيوانية خاضعة للرقابة. سمح لخمسة فئران بالسكن لكل قفص (العرض: 18 سم × الطول: 29 سم × الارتفاع: 12.5 سم) مع توفير مواد التعشيش والطعام والماء حسب الحاجة. بعد 7 أيام من تأقلم الموائل مع تشاو القياسي ، تم تغيير الفئران إلى نظام غذائي قائم على الكازين لمدة 7 أيام كمرحلة انتقالية للنظام الغذائي. بعد ذلك ، تم تغذية الفئران بالطعام القائم على الكازين مع مكملات الأدينين بنسبة 0.2٪ -0.15٪ لمدة 2-3 أسابيع للحث على الفشل الكلوي (CKD) قبل جراحة AVF كما هو موضح سابقا22،23،24. تلقت الفئران الضابطة نظاما غذائيا قائما على الكازين بدون مكملات الأدينين (السيطرة). تم الحفاظ على الوجبات الغذائية الضابطة و CKD طوال فترة التعافي بعد الجراحة (POD).

1. قياسات ما قبل الجراحة

  1. تقييم قياسات النتائج الأساسية / قبل الجراحة ، وأقطار الأوعية الأبهرية الحرقفية ومعلمات التدفق الديناميكي للدورة باستخدام التصوير بالموجات فوق الصوتية المزدوجة والتروية الخلفية عبر دوبلر الليزر كما هو موضح سابقا25.
  2. تحديد قوة قبضة الطرف الخلفي من جانب واحد وتقييم مشية جهاز المشي لإنشاء وظيفة الطرف الخلفي الأساسية كما هو موضح سابقا25,26.
  3. تقييم وظائف الكلى عن طريق قياس معدل الترشيح الكبيبي (GFR) عن طريق تصفية FITC-inulin و / أو مستوى نيتروجين اليوريا في الدم (BUN) كما هو موضح سابقا22،24،27.

2. التحضير الجراحي

  1. تحضير الأدوات واللوازم الجراحية التالية (جدول المواد): معقم حبة ساخنة ، زيوت تشحيم للعين ، أداة تشذيب قلم ، تحضيرات كحولية ، مناديل كلورهيكسيدين ، ملقط Graefe ناعم للغاية ، محلول ملحي معقم بنسبة 0.9٪ ، محاقن إبرة 29 جم و 31 جم ، 2 × 2 إسفنج غير منسوج ، جولة متوسطة أحادية النهاية (SC-9) ومسحات قطنية صغيرة صلبة وحادة ومدببة (SC-4) ، كي منخفض الحرارة ، ملقط دومون مستقيم ، ملقط دومون بزاوية 45 درجة ، مقص زنبركي فانا مستقيم ، مقص زنبركي منحني من فاناس ، حاملات إبر مستديرة ، أحجام متعددة من الغرز (4-0 حرير ، 5-0 PGA ، 6-0 حرير ، و 10-0 خيوط نايلون) ، هيبارين ، إسفنجة جيلاتينية قابلة للامتصاص ، حامل إبرة مستقيم ، وبوبرينورفين.
    ملاحظة: الأربطة المطاطية المثبتة للأطراف والمبعدات للبطن والساقين مصنوعة يدويا.
  2. تعقيم الاستعدادات الجراحية باستخدام الأوتوكلاف مع التعقيم بالبخار عند 120-125 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة تليها التجفيف لمدة 30 دقيقة قبل الجراحة. استخدم 70٪ من تطهير الإيثانول متبوعا بتعقيم بالخرز الساخن (240-270 درجة مئوية لمدة 3 دقائق) بين كل جراحة حيوانية.
  3. تحضير محلول ملحي طبيعي معقم 0.9٪ ، محلول ملحي هيبارين (100 وحدة دولية / مل) ، وبوبرينورفين (0.01 مجم / مل) باستخدام محاقن إبرة 29-31 جم.

3. التخدير وتحديد المواقع

  1. بدء تخدير الفئران في غرفة الحث (0.8 مل / دقيقة ، 2.5٪ إيزوفلوران). بمجرد تخدير الفأر بشكل كاف ، ضع الفأر في وضع ضعيف على محطة الجراحة المغطاة بستارة معقمة. تفتق تركيز الأيزوفلوران إلى ~ 1.2٪ أثناء خطوات الحلاقة وتحديد المواقع.
  2. ضع مادة تشحيم العين لحماية العينين من الجفاف أثناء الجراحة.
  3. باستخدام أداة تشذيب القلم ، احلق شعر البطن للعملية وشعر الساق لقياسات التروية بعد العملية الجراحية. نظف الشعر من المجال الجراحي.
  4. ثبت الأطراف العلوية والسفلية بأشرطة مطاطية ومسامير ، وتحقق من عمق التخدير من خلال مراقبة منعكس قرصة إصبع القدم ، وقم بمعايرة التخدير حسب الضرورة. قم بإجراء تقييم نمط الجهاز التنفسي كل 3-5 دقائق طوال العملية الجراحية لمعايرة مستوى التخدير.

4. استكشاف المنطقة المستهدفة الجراحية

  1. نظف منطقة الجلد المحلوقة عدة مرات ، بالتناوب بين تحضير الكحول ومناديل الكلورهيكسيدين في نمط دائري لتطهير المجال الجراحي.
  2. جعل بضع البطن خط الوسط من الحافة السفلى من الهامش القصي إلى ارتفاق العانة. تشريح وسادة الدهون العانة للحصول على مجال جراحي أوسع.
  3. افتح بضع العظم للوصول إلى المحتويات البريتونية باستخدام المبعدات ونزع الأحشاء من الأمعاء الدقيقة والكبيرة باستخدام مسحات قطنية مستديرة متوسطة أحادية النهاية. قم بتغطية الأمعاء بإسفنجة غير منسوجة مبللة بالمحلول الملحي.
  4. بمجرد الحصول على التعرض الكافي للأوعية الدموية خلف الصفاق ، قم بتغطية الأمعاء والكلى والحالب المتبقية بإسفنج صغير غير منسوج منقوع بالمحلول الملحي. قم بإخلاء المثانة المنتفخة عن طريق الضغط برفق على قبة المثانة باستخدام مسحات قطنية متوسطة مستديرة أحادية الطرف حسب الحاجة.
  5. قم بتشريح اللفافة المحيطة بالأوعية الدموية والأنسجة الدهنية بعناية من حوالي 1 سم بالقرب من التشعب الأبهري الممتد إلى مستوى التشعب الحرقفي الأيسر باستخدام ملقط دومون مستقيم ومسحات قطنية صغيرة صلبة وحادة ومدببة مزدوجة النهاية.
    ملاحظة: يتم ترك الشريان الحرقفي الأيسر والوريد ملتصقين ببعضهما البعض أثناء عزل الهياكل الشريانية الوريدية بشكل جماعي. ستوفر هذه الخطوة تعبئة كافية للسفن لتسهيل إنشاء AVF.
  6. إذا واجهت أي فروع وريدية صغيرة تنشأ من الوريد الحرقفي المشترك الأيسر أو تتقارب معه ، فقم بربطها باستخدام الكي بدرجة حرارة منخفضة مع أو بدون خياطة حريرية 6-0 حسب الحاجة.
  7. مرر طرف الملقط المائل تحت حزمة الأوعية الدموية الحرقفية المشتركة اليسرى وانتشر برفق عدة مرات لتعبئة الأوعية من العضلات خلف الصفاق الأساسية (الشكل 1 أ).

5. إنشاء مفاغرة الناسور الشرياني الوريدي الحرقفي المشترك

  1. ضع غرزتين حريريتين 4-0 حول الحزمة الشريانية الوريدية الحرقفية المشتركة اليسرى المعزولة واستخدمهما كأحرف مركبة (على سبيل المثال ، المشابك المتقاطعة) لحزمة الأوعية الدموية. قم بإنشاء عقدة واحدة مع كل ربطة عنق حريرية 4-0 وقم بتطبيقها بالتتابع من القريب إلى البعيد.
  2. تأكد من وضع المشابك المتقاطعة ذات الربطات الحريرية متباعدة بما يكفي لعزل ~ 2 مم من طول الوعاء ، وأن التطبيق المتسلسل لأربطة الخياطة سوف يترسب احتقان الوريد الحرقفي الأيسر.
  3. باستخدام خيوط خياطة الحرير 4-0 كمقابض ، قم بتدوير حزمة الأوعية الدموية الشريانية الوريدية الحرقفية اليسرى في اتجاه عقارب الساعة وضبط الموضع لتحديد موقع الوريد الأمامي للشريان مؤقتا (الشكل 1 ب).
  4. قم بعمل بضع الوريد الطولي (~ 1 مم) باستخدام مقص زنبركي مستقيم من Vannas واطرد الدم المتبقي برفق من التجويف الوريدي بنسبة 0.9٪ محلول ملحي (الشكل 1C). توخ الحذر خلال هذه الخطوة ، لأن تدفق المحلول الملحي عالي الضغط يمكن أن يسبب اضطرابا وريديا.
    ملاحظة: توفر منطقة اللون الأحمر التي تبقى في الشريان الحرقفي بعد الاحمرار الوريدي نافذة مرئية للخطوة التالية.
  5. ضع خياطة نايلون 10-0 من خلال الجدار الخلفي للوريد.
    ملاحظة: يجب أن يكون هذا الجزء من الوريد الحرقفي في وضع فوري للجدار الأمامي للشريان الحرقفي ، وتكون الجدران ملتصقة بشكل طبيعي. يجب أن يمر الخيط عبر كلا الجدارين ويربط الخيط بعقدة واحدة (الشكل 1 د). لاحظ أن كمية صغيرة من النزيف ، والتي تنشأ من الدم الراكد في الشريان الحرقفي ، ستظهر بمجرد مرور الإبرة عبر كلا الجدارين. إذا استمر النزيف داخل اللمعية خلال هذه الخطوة ، فقد تكون المشابك المتقاطعة للخياطة الحريرية فضفاضة جدا وتحتاج إلى مزيد من التشديد.
  6. أمسك أطراف الخيط المشبوكة وضعها تحت شد لطيف لإزاحة الجدار الأمامي من الجدار الخلفي للشريان الحرقفي. قم بعمل شق بيضاوي ~ 1.0 مم × 0.3 مم باستخدام مقص زنبركي منحني من Vannas ، مع إزالة الجدران الملتصقة لكل من الشريان الحرقفي والوريد.
    ملاحظة: يتم إنشاء الناسور الشرياني الوريدي بمجرد إنشاء هذه القناة المشتركة. من الممكن إصابة الجدران الجانبية للوريد خلال هذه الخطوة حيث يتم إجراء شق جدار الشريان الحرقفي الخلفي / الشريان الحرقفي الأمامي من خلال التعرض للوريد. يجب توخي الحذر لتجنب هذه المضاعفات لأن هذا يمكن أن يقلل بشكل كبير من قطر الناسور ويؤدي إلى تطور الجلطة.
  7. اغسل الدم المتبقي من تجويف الشرايين المكشوف برفق باستخدام محلول ملحي 0.9٪ ومحلول ملحي هيبارين (100 وحدة دولية / مل) 28 (الشكل 1E).
  8. بعد إنشاء AVF ، قم بإصلاح بضع الوريد الأولي للجدار الأمامي باستخدام اثنين أو ثلاثة خيوط من النايلون 10-0 بطريقة متقطعة (الشكل 1F).
  9. أعد حزمة الأوعية الدموية إلى اتجاهها التشريحي الأصلي وضع قطعة صغيرة من إسفنجة الجيلاتين القابلة للامتصاص المنقوعة بالمحلول الملحي بجوار بضع الوريد الذي تم إصلاحه لتسهيل الإرقاء.
  10. قم بفك الأربطة المتقاطعة ذات العقدة الواحدة 4-0 بالتتابع من البعيد إلى القريب. راقب موقع بضع الوريد عن كثب بحثا عن نزيف مفرط أثناء تخفيف كل خياطة.
  11. إذا لم يكن الإصلاح مرقئا بشكل كاف ، فأعد تطبيق المشابك المتقاطعة وضع خياطة نايلون أخرى 10-0 في موقع النزيف. إذا تم التأكد من الإرقاء ، فقم بإزالة الغرز ثم الإسفنجة الجيلاتينية القابلة للامتصاص.
  12. فرك بلطف حزمة الأوعية الدموية مع مسحات القطن الصغيرة الصلبة والحادة والمدببة ذات النهايات المزدوجة ، والتي تسهل بشكل أكبر استعادة تدفق الدم. تأكد من النجاح التقني للعملية باستخدام تصور الدم المؤكسج الأحمر النابض الساطع الذي يدخل الوريد الحرقفي ويختلط بالدم الوريدي الداكن العائد من الطرف الخلفي.
  13. حقن محلول ملحي هيبارين (0.2 وحدة دولية / جم)15 في IVC لمنع تخثر الدم الجهازي لتحسين نتائج سالكية AVF.
    ملاحظة: على الرغم من أن هذه الخطوة تحدث بعد إعادة بناء الأوعية الدموية (على عكس التناظرية البشرية حيث يحدث الهيبارين قبل لقط الأوعية المتقاطعة) ، فقد لوحظ انخفاض في النزيف أثناء العملية وتحسين سالكية AVF عند إجراؤها في هذه المرحلة من الإجراء. يفضل الحقن في موقع مغطى باللفافة و / أو الدهون لمنع النزيف من موقع البزل.
  14. إعادة فحص موقع الجراحة للإرقاء بعد حقن محلول ملحي هيبارين. إذا لم تكن هناك مخاوف من النزيف ، أغلق لفافة خط الوسط ثم شق الجلد بخيوط PGA قابلة للامتصاص 5-0 بطريقة جري.
  15. بالنسبة للعمليات الزائفة ، اتبع جميع الخطوات الرئيسية للإجراء باستثناء تشكيل AVF. ضع عقدة واحدة من الرباط الحريري 4-0 في الطرف القريب من الحزمة الشريانية الوريدية الحرقفية اليسرى وقم بمطابقة أوقات المشبك مع جراحات AVF (على سبيل المثال ، ~ 20 دقيقة ، اعتمادا على كفاءة الجراح المجهري).

6. رعاية ما بعد الجراحة والقياس

  1. بعد إغلاق البطن ، قم بقياس نضح الدم لعضلات الظنبوب الأمامية الثنائية والكفوف البطنية باستخدام تصوير دوبلر بالليزر.
    ملاحظة: سيؤكد عجز التروية من جانب واحد تحويل الناسور لتدفق الشرايين ("سرقة").
  2. يتم تطبيق 0.1 ملغ/كغ من البوبرينورفين تحت الجلد وإعادة الفأر إلى قفص فأر مسخن مسبقا مع فراش طري عالي الامتصاص مع عش.
  3. اسمح للماوس بالتعافي في قفص الماوس المسخن مسبقا حتى يزول التخدير ، وهو ما سيكون واضحا عندما يكون الماوس متنقلا وتفاعليا (~ 2 ساعة). أثناء الشفاء ، امنح الماوس سهولة الوصول إلى نظام غذائي رطب وناعم.
  4. يتم تطبيق البوبرينورفين و/أو الترطيب الملحي تحت الجلد كل 12 ساعة حتى 48 ساعة وإجراء المراقبة اليومية لمدة 5 أيام بعد الجراحة. القتل الرحيم للحيوانات ذات الحالة المتدهورة أو نخر الأنسجة المفرط ، المصنفة على أنها درجة نقص التروية المعدلة ≥229.
  5. استخدام تقييمات الموجات فوق الصوتية المزدوجة التسلسلية لتقييم سالكية الناسور بعد الجراحة ؛ يتم استبعاد الفئران المصابة بتجلط الناسور من التحليلات اللاحقة ما لم يكن الغرض من التجارب هو توصيف فشل نضوج AVF.
  6. تحديد قياسات النتائج الأخرى بعد الجراحة مثل ديناميكا الدم المحلية وقوة القبضة وأداء المشي خلال فترة التعافي. جمع الناسور والأنسجة العضلية لتقييم علم الأنسجة في نهاية التجربة أثناء التضحية25,27.

النتائج

الحيوانات التي تعرضت لنظام غذائي أدينين قد خفضت معدلات الترشيح الكبيبي (التحكم: 441.3 ± 54.2 ميكرولتر / دقيقة مقابل CKD: 165.1 ± 118.3 ميكرولتر / دقيقة ، p < 0.05) وزيادة مستويات نيتروجين اليوريا في الدم في الدم (التحكم: 20.39 ± 4.2 ميكرولتر / دقيقة مقابل CKD: 38.20 ± 10.65 ميكرولتر / دقيقة ، p < 0.05) مقارنة بالحيوانات...

Discussion

استمر انتشار مرضى غسيل الكلى الذين يعانون من ARHD بعد إنشاء AVF في الزيادة30,31. في الواقع ، يمكن أن تؤثر مضاعفات الأعراضالتي لم يتم حلها 4،32،33 مثل الألم والضعف وتشوش الحس و / أو انخفاض نطاق الحركة سلبا على رفاهية المريض4،32،33،34

Disclosures

ليس لدى المؤلفين ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر بصدق الدكتور Guanyi Lu من قسم جراحة الأوعية الدموية والعلاج داخل الأوعية الدموية في جامعة فلوريدا على الدعم الفني لتطوير نموذج AVF الحرقفي ، وكذلك التدريب الجراحي ، ورافي كومار من قسم علم وظائف الأعضاء التطبيقي وعلم الحركة في جامعة فلوريدا للدعم الفني للحصول على الصور المجهرية الحية.

تم دعم هذا العمل بمنح من المعاهد الوطنية للصحة والقلب والرئة والدم الوطنية ، أرقام المعهد R01-HL148697 (إلى S.T.S.) ، بالإضافة إلى رقم منحة جمعية القلب الأمريكية POST903198 (إلى KK).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
0.15% Adenine dietENVIGOTD.13089920% casein, 0.15% adenine, 0.9% P
0.2% Adenine dietENVIGOTD.13090020% casein, 0.2% adenine, 0.9% P
10-0 Nylon sutureAD surgicalXXS-N1005T4
29 G needle syringesExel International14-841-32
31 G needle syringesAdvocateU-100 insulin syringe
4-0 silk sutureAD surgicalS-S41813
45-degree angled dumont forcepsFine Science Tools11253-25
5-0 PGA sutureAD surgicalPSGU-518R13
6-0 silk sutureAD surgicalS-S618R13
Absorbable gelatin spongeETHICON1975
Alcohol prepsCovidien5110-cs400070% isopropyl alcohol
BuprenorphineNANA0.01 g/mL
C57BL6/J miceJaxon Laboratory
Casein dietENVIGOTD.13089820% casein, 0.9% P
Cotton swabsCONSTIXSC-9Medium single-ended round cotton swab
Cotton swabsCONSTIXSC-4Small double-ended hard, sharp, pointed cotton swab
Curity non-woven sponges (2x2)Covidien9022
Curved Vannas spring scissorsFine Science Tools15001-08
Doppler ultrasoundVisualSonicsVevo 2100
Extra fine graefe forcepsFine Science Tools11150-102 pairs
Eye lubricantCLCMEDICAOptixcare eye lube
Heparin (5000 U/mL)National Drug Codes List63739-953-25100 IU/mL
Hot bead sterilizerFine Science Tools18000-50
Low-temperature cauteryBovieAA04
Pen trimmerWahl5640-600
Powder-free surgical glovesAnsell7824PF
Round handled needle holdersFine Science Tools12076-12
Sterile towel drapeDynarexDY440-MI
Sterilized 0.9% salineNational Drug Codes List46066-807-25
Straight dumont forcepsFine Science Tools11253-20
Straight needle holderFine Science ToolsFST 12001-13
Straight vannas spring scissorsFine Science Tools25001-08
TrizChLOR4National Drug Codes List17033-279-50

References

  1. Gameiro, J., Ibeas, J. Factors affecting arteriovenous fistula dysfunction: a narrative review. The Journal of Vascular Access. 21 (2), 134-147 (2020).
  2. Culleton, B. F., Asola, M. R. The impact of short daily and nocturnal hemodialysis on quality of life, cardiovascular risk and survival. Journal of Nephrology. 24 (4), 405 (2011).
  3. Huber, T. S., et al. Access-related hand ischemia and the hemodialysis fistula maturation study. Journal of Vascular Surgery. 64 (4), 1050-1058 (2016).
  4. Rehfuss, J. P., et al. The spectrum of hand dysfunction after hemodialysis fistula placement. Kidney International Reports. 2 (3), 332-341 (2017).
  5. Caplice, N. M., et al. Neoangiogenesis and the presence of progenitor cells in the venous limb of an arteriovenous fistula in the rat. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 293 (2), 470-475 (2007).
  6. Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney International. 70 (2), 315-320 (2006).
  7. Croatt, A. J., et al. Characterization of a model of an arteriovenous fistula in the rat: the effect of L-NAME. The American Journal of Pathology. 176 (5), 2530-2541 (2010).
  8. Guzman, R. J., Krystkowiak, A., Zarins, C. K. Early and sustained medial cell activation after aortocaval fistula creation in mice. Journal of Surgical Research. 108 (1), 112-121 (2002).
  9. Kojima, T., et al. The relationship between venous hypertension and expression of vascular endothelial growth factor: hemodynamic and immunohistochemical examinations in a rat venous hypertension model. Surgical Neurology. 68 (3), 277-284 (2007).
  10. Misra, S., et al. The rat femoral arteriovenous fistula model: increased expression of matrix metalloproteinase-2 and -9 at the venous stenosis. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (4), 587-594 (2008).
  11. Nath, K. A., Kanakiriya, S. K., Grande, J. P., Croatt, A. J., Katusic, Z. S. Increased venous proinflammatory gene expression and intimal hyperplasia in an aorto-caval fistula model in the rat. The American Journal of Pathology. 162 (6), 2079-2090 (2003).
  12. Nath, K. A., et al. The murine dialysis fistula model exhibits a senescence phenotype: pathobiological mechanisms and therapeutic potential. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 315 (5), 1493-1499 (2018).
  13. Yamamoto, K., et al. The mouse aortocaval fistula recapitulates human arteriovenous fistula maturation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (12), 1718-1725 (2013).
  14. Yang, S. T., et al. Adult mouse venous hypertension model: common carotid artery to external jugular vein anastomosis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e50472 (2015).
  15. Wong, C. Y., et al. A novel murine model of arteriovenous fistula failure: the surgical procedure in detail. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (108), e53294 (2016).
  16. Krishnamoorthy, M. K., et al. Anatomic configuration affects the flow rate and diameter of porcine arteriovenous fistulae. Kidney International. 81 (8), 745-750 (2012).
  17. Wang, Y., et al. Venous stenosis in a pig arteriovenous fistula model-anatomy, mechanisms and cellular phenotypes. Nephrology Dialysis Transplantation. 23 (2), 525-533 (2008).
  18. Loveland-Jones, C. E., et al. A new model of arteriovenous fistula to study hemodialysis access complications. The Journal of Vascular Access. 15 (5), 351-357 (2014).
  19. Nugent, H. M., et al. Perivascular endothelial implants inhibit intimal hyperplasia in a model of arteriovenous fistulae: a safety and efficacy study in the pig. Journal of Vascular Research. 39 (6), 524-533 (2002).
  20. Butterfield, A. B., et al. Inverse effect of chronically elevated blood flow on atherogenesis in miniature swine. Atherosclerosis. 26 (2), 215-224 (1977).
  21. Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. The American Journal of Pathology. 164 (1), 81-89 (2004).
  22. Berru, F. N., et al. Chronic kidney disease exacerbates ischemic limb myopathy in mice via altered mitochondrial energetics. Scientific Reports. 9 (1), 15547 (2019).
  23. Khattri, R. B., Thome, T., Ryan, T. E. Tissue-specific 1H-NMR metabolomic profiling in mice with adenine-induced chronic kidney disease. Metabolites. 11 (1), 45 (2021).
  24. Thome, T., et al. Impaired muscle mitochondrial energetics is associated with uremic metabolite accumulation in chronic kidney disease. Journal of Clinical Investigation Insight. 6 (1), 139826 (2021).
  25. Kim, K., et al. Development of a murine iliac arteriovenous fistula model for examination of hemodialysis access-related limb pathophysiology. Journal of Vascular Surgery-Vascular Science. 2, 247-259 (2021).
  26. Castro, B., Kuang, S. Evaluation of muscle performance in mice by treadmill exhaustion test and whole-limb grip strength assay. Bio-protocol. 7 (8), 2237 (2017).
  27. Kim, K., et al. Skeletal myopathy in CKD: a comparison of adenine-induced nephropathy and 5/6 nephrectomy models in mice. American Journal of Physiology-Renal Physiology. 321 (1), 106-119 (2021).
  28. Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. Journal of Vascular and Interventional Radiology. 20 (7), 946-950 (2009).
  29. Brenes, R. A., et al. Toward a mouse model of hind limb ischemia to test therapeutic angiogenesis. Journal of Vascular Surgery. 56 (6), 1669-1679 (2012).
  30. Bello, A. K., et al. Assessment of global kidney health care status. Journal of the American Medical Association. 317 (18), 1864-1881 (2017).
  31. Levin, A., et al. Global kidney health 2017 and beyond: a roadmap for closing gaps in care, research, and policy. The Lancet. 390 (10105), 1888-1917 (2017).
  32. Hassabi, M., et al. Comparing strength and range of motion of the upper limb with AV fistula access with the contralateral upper limb among patients treated with hemodialysis. Researcher Bulletin of Medical Sciences. 22 (1), 1 (2017).
  33. Capitanini, A., Galligani, C., Lange, S., Cupisti, A. Upper limb disability in hemodialysis patients: evaluation of contributing factors aside from amyloidosis. Therapeutic Apheresis and Dialysis. 16 (3), 242-247 (2012).
  34. Altintepe, L., et al. Physical disability, psychological status, and health-related quality of life in older hemodialysis patients and age-matched controls. Hemodialysis International. 10 (3), 260-266 (2006).
  35. Castaneda, C., et al. Resistance training to reduce the malnutrition-inflammation complex syndrome of chronic kidney disease. American Journal of Kidney Diseases. 43 (4), 607-616 (2004).
  36. Hurton, S., et al. Upper extremity complications in patients with chronic renal failure receiving haemodialysis. Journal of Renal Care. 36 (4), 203-211 (2010).
  37. Mazumder, M. K., Giri, A., Kumar, S., Borah, A. A highly reproducible mice model of chronic kidney disease: Evidences of behavioural abnormalities and blood-brain barrier disruption. Life Sciences. 161, 27-36 (2016).
  38. Jia, T., et al. A novel model of adenine-induced tubulointerstitial nephropathy in mice. BioMed Central Nephrology. 14, 116 (2013).
  39. Kieswich, J. E., et al. A novel model of reno-cardiac syndrome in the C57BL/ 6 mouse strain. BioMed Central Nephrology. 19 (1), 346 (2018).
  40. Abassi, Z., Goltsman, I., Karram, T., Winaver, J., Hoffman, A. Aortocaval fistula in rat: a unique model of volume-overload congestive heart failure and cardiac hypertrophy. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 729497 (2011).
  41. Brower, G. L., Levick, S. P., Janicki, J. S. Inhibition of matrix metalloproteinase activity by ACE inhibitors prevents left ventricular remodeling in a rat model of heart failure. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3057-3064 (2007).
  42. Francis, B. N., Abassi, Z., Heyman, S., Winaver, J., Hoffman, A. Differential regulation of ET (A) and ET (B) in the renal tissue of rats with compensated and decompensated heart failure. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44, 362-365 (2004).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

183

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved