Ein murines Modell der Hämodialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die chirurgischen Schritte der Bildung einer musinen gemeinen iliakalen arteriovenösen Fistel. Wir haben dieses Modell entwickelt, um die Pathophysiologie der Gliedmaßen zu untersuchen, die mit dem Zugang zur Hämodialyse zusammenhängt.

Zusammenfassung

Chronische Nierenerkrankungen sind ein großes Problem für die öffentliche Gesundheit, und die Prävalenz der terminalen Niereninsuffizienz (ESRD), die chronische Nierenersatztherapien wie die Hämodialyse erfordert, nimmt weiter zu. Die Platzierung einer autogenen arteriovenösen Fistel (AVF) ist nach wie vor eine primäre Gefäßzugangsoption für ESRD-Patienten. Leider leidet etwa die Hälfte der Hämodialysepatienten an einer dialysezugangsbedingten Handfunktionsstörung (ARHD), die von subtilen Parästhesien bis hin zu digitalem Wundbrand reicht. Insbesondere die zugrunde liegenden biologischen Treiber, die für die ARHD verantwortlich sind, sind nur unzureichend verstanden und es gibt kein adäquates Tiermodell, um die Mechanismen aufzuklären und/oder neue Therapeutika für die Prävention/Behandlung der ARHD zu entwickeln. In dieser Arbeit beschreiben wir ein neues Mausmodell, in dem eine AVF zwischen der linken A. iliaca communis und der Vena communis gebildet wird, was die Beurteilung der Pathophysiologie der Gliedmaßen erleichtert. Die Mikrochirurgie umfasst die Isolierung von Gefäßen, die longitudinale Venotomie, die Schaffung einer arteriovenösen Anastomose und die venöse Rekonstruktion. Scheinoperationen umfassen alle kritischen Schritte mit Ausnahme der AVF-Erstellung. Die Platzierung der Becken-AVF führt zu klinisch relevanten Veränderungen der zentralen Hämodynamik, der peripheren Ischämie und einer Beeinträchtigung der neuromotorischen Leistungsfähigkeit der Hintergliedmaßen. Dieses neuartige präklinische AVF-Modell bietet eine nützliche Plattform, die häufige neuromotorische Störungen rekapituliert, die von Hämodialysepatienten berichtet werden, und ermöglicht es Forschern, die Mechanismen der ARHD-Pathophysiologie zu untersuchen und potenzielle Therapeutika zu testen.

Einleitung

Die Etablierung und Erhaltung eines funktionellen Gefäßzugangs ist nach wie vor ein wichtiges primäres Ziel für Patienten mit terminaler Niereninsuffizienz (ESRD), die eine Nierenersatztherapie mittels Hämodialyse^{erhalten 1}. Wiederholte Hämodialysebehandlungen sind notwendig, um Abfallprodukte zu entfernen, Elektrolyte zu normalisieren und den Flüssigkeitshaushalt aufrechtzuerhalten, sobald die Nierenfunktion unzureichend wird, und sind daher für das langfristige Überleben notwendig². Daher stellt der Gefäßzugang eine "Lebensader" für Patienten mit chronischer Niereninsuffizienz dar, und die Platzierung autogener arteriovenöser Fisteln (AVF) ist nach wie vor eine bevorzugte Dialysezugangsoption in dieser Kohorte³. Etwa 30 % bis 60 % der Hämodialysepatienten leiden jedoch an einem Spektrum von Handbehinderungen, die klinisch als zugangsbedingte Handfunktionsstörung (ARHD) definiert sind. Die Symptome der ARHD können von Schwäche und Koordinationsstörungen bis hin zu Monoplegie und digitalem Gangrän reichen, die früh nach der AVF-Bildung auftreten oder sich allmählich mit der Fistelreifung entwickeln können. Darüber hinaus erschwert die ARHD den Behandlungsplan der chronischen Niereninsuffizienz, der mit einer schlechten Lebensqualität, einem hohen Risiko für Herz-Kreislauf-Erkrankungen und einer erhöhten Mortalität verbunden ist ^2,3,4.

Es wurden mehrere Tiermodelle entwickelt, um den Gefäßumbau zu untersuchen, der durch hämodynamische Veränderungen nach der Bildung von AVF induziert wird 5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Großtiermodelle mit iliakaler oder femoraler AVF 16,17,18,19,20 und Nagetiermodelle, die entweder eine Anastomose der Halsschlagader-Jugularvene oder eine infrarenale Aorta-inferiore Vena-cava-Fistelbildung verwenden, sind gut etabliert^, um die oben genannten Aspekte der AVF-Reifung und -Durchgängigkeit zu untersuchen²¹ . Zum Beispiel sind venöse Hypertonie, ein größerer luminaler Durchmesser und eine erhöhte Venenwanddicke Signaturen für eine erfolgreiche AVF-Reifung, während eine erhebliche Fibrose des Mediums und eine Intimalhyperplasie oder Thrombusentwicklung ohne Flussveränderungen häufig AVF-Versagen charakterisieren ^6,15. Großtiermodellen fehlt jedoch die experimentelle Flexibilität oder die transgenen Fähigkeiten von Mausmodellen, während aktuelle Nagetiermodelle die Untersuchung der ARHD aufgrund der anatomischen Lage und/oder des Fehlens einer assoziierten Gliedmaßenpathologie nicht ohne weiteres erleichtern. Aufgrund des Fehlens eines etablierten präklinischen Tiermodells, das den relevanten klinischen Phänotyp rekapituliert, stagnieren die Forschungsfortschritte zur Aufklärung der pathobiologischen Mechanismen und zur Entwicklung neuer therapeutischer Strategien, trotz eines fortschreitenden Anstiegs der Zahl symptomatischer ARHD-Patienten. Das primäre Ziel dieser Studie ist es daher, ein einzigartiges Mausmodell der ARHD vorzustellen, das prozedurale Schritte der AVF-Mikrochirurgie und die Charakterisierung der AVF-bezogenen Pathophysiologie ermöglicht.

Protokoll

Alle Verfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Florida und dem Malcom Randall Veterans Affairs Medical Center genehmigt.

HINWEIS: Junge erwachsene (8-10 Wochen alt) männliche C57BL/6J-Mäuse wurden vom Jackson Laboratory gekauft und in einer Licht- (12 h Licht: 12 h Dunkelzyklus), Temperatur- (22 °C ± 1 °C) und Luftfeuchtigkeit (50 % ± 10 %) kontrollierten Tierhaltung untergebracht. Pro Käfig (B:18 cm x L:29 cm x H:12,5 cm) durften fünf Mäuse wohnen, wobei Nistmaterial, Futter und Wasser ad libitum zur Verfügung gestellt wurden. Nach 7-tägiger Habitatakklimatisierung mit Standardfutter wurden die Mäuse als Ernährungsumstellungsphase für 7 Tage auf eine kaseinbasierte Futternahrung umgestellt. Danach wurden die Mäuse 2-3 Wochen lang mit einer Supplementierung mit 0,2 % bis 0,15 % Adenin gefüttert, um vor der AVF-Operation eine Nierenfunktionsstörung (CKD) zu induzieren, wie zuvor beschrieben^22,23,24. Kontrollmäuse erhielten eine Casein-basierte Chow-Diät ohne Adenin-Supplementierung (Kontrolle). Die Kontroll- und CKD-Diäten wurden während der gesamten postoperativen Erholungsphase (POD) beibehalten.

1. Präoperative Messungen

1. Beurteilung der Ausgangs-/präoperativen Ergebnismessungen, der Gefäßdurchmesser der Aorten und der hämodynamischen Flussparameter mittels Duplex-Ultraschallbildgebung und der Perfusion der Hintergliedmaßen mittels Laser-Doppler wie zuvor beschrieben²⁵.
2. Bestimmen Sie die einseitige Griffkraft der Hintergliedmaßen und die Gangbeurteilung des Laufbands, um die Grundfunktion der Hintergliedmaßen wie zuvor beschrieben^{festzustellen 25,26}.
3. Beurteilung der Nierenfunktion durch Messung der glomerulären Filtrationsrate (GFR) über die FITC-Inulin-Clearance und/oder den Harnstoffstickstoffspiegel (BUN) im Serum, wie zuvor beschrieben^22,24,27.

2. Chirurgische Vorbereitung

1. Bereiten Sie die folgenden chirurgischen Instrumente und Verbrauchsmaterialien vor (Materialtabelle): einen Heißperlensterilisator, Augengleitmittel, einen Pen-Trimmer, Alkoholpräparate, Chlorhexidin-Tücher, extrafeine Graefe-Pinzette, sterilisierte 0,9%ige Kochsalzlösung, 29-G- und 31-G-Nadelspritzen, 2 x 2 Vliesschwämme, mittelgroße einseitige runde (SC-9) und kleine doppelseitige harte, scharfe, spitze (SC-4) Wattestäbchen, Niedertemperatur-Kauterisation, gerade Dumont-Pinzette, 45° abgewinkelte Dumont-Pinzette, gerade Vannas-Federschere, gebogene Vannas-Federschere, Nadelhalter mit rundem Griff, Nähte in verschiedenen Größen (4-0 Seide, 5-0 PGA, 6-0 Seide und 10-0 Nylonnähte), Heparin, resorbierbarer Gelatineschwamm, ein gerader Nadelhalter und Buprenorphin.
   HINWEIS: Gummibänder zur Befestigung der Extremitäten und Retraktoren für Bauch und Beine wurden von Hand gefertigt.
2. Sterilisieren Sie die chirurgischen Präparate im Autoklaven mit Dampfsterilisation bei 120-125 °C für 30 Minuten und trocknen Sie sie anschließend 30 Minuten lang vor der Operation. Verwenden Sie eine 70%ige Ethanolreinigung, gefolgt von einer Heißperlensterilisation (240-270 °C für 3 Minuten) zwischen jeder Tieroperation.
3. Bereiten Sie sterilisierte 0,9%ige Kochsalzlösung, heparinisierte Kochsalzlösung (100 I.E./ml) und Buprenorphin (0,01 mg/ml) mit 29-31 g Nadelspritzen vor.

3. Anästhesie und Lagerung

1. Einleitung der Mausanästhesie in der Induktionskammer (0,8 ml/min, 2,5 % Isofluran). Sobald die Maus ausreichend betäubt ist, legen Sie die Maus in Rückenlage auf die Operationsstation, die mit einem sterilen Tuch bedeckt ist. Reduzieren Sie die Isoflurankonzentration während der Rasier- und Positionierungsschritte auf ~1,2 %.
2. Tragen Sie das Augengleitmittel auf, um die Augen während der Operation vor dem Austrocknen zu schützen.
3. Rasieren Sie mit einem Pen-Trimmer die Bauchhaare für die Operation und die Beinhaare für postoperative Perfusionsmessungen. Entfernen Sie die Haare vom Operationsfeld.
4. Fixieren Sie die oberen und unteren Extremitäten mit Gummibändern und Reißzwecken, überprüfen Sie die Anästhesietiefe, indem Sie den Zehenquetschreflex überwachen, und titrieren Sie die Anästhesie nach Bedarf. Führen Sie die Bewertung des Atemmusters während des gesamten chirurgischen Eingriffs alle 3-5 Minuten durch, um den Anästhesiegrad zu kalibrieren.

4. Erkundung des chirurgischen Zielgebietes

1. Reinigen Sie den rasierten Hautbereich mehrmals und wechseln Sie zwischen Alkoholzubereitung und Chlorhexidin-Tüchern in einem kreisförmigen Muster, um das Operationsfeld zu desinfizieren.
2. Führen Sie eine Laparotomie in der Mittellinie vom unteren Rand des Sternumrandes bis zur Schambeinfuge durch. Präparieren Sie das Schambeinpolster, um ein breiteres Operationsfeld zu erhalten.
3. Öffnen Sie die Zöliotomie, um mit Retraktoren auf den Peritonealinhalt zuzugreifen, und weiden Sie den Dünn- und Dickdarm mit mittelgroßen, einseitigen runden Wattestäbchen aus. Decken Sie den Darm mit einem mit Kochsalzlösung getränkten Vliesschwamm ab.
4. Sobald eine ausreichende Freilegung der retroperitonealen Gefäße erreicht ist, bedecken Sie den verbleibenden Darm, die Nieren und die Harnleiter mit kleinen, mit Kochsalzlösung getränkten Vliesschwämmen. Entleeren Sie eine aufgeblähte Blase, indem Sie die Blasenkuppel bei Bedarf vorsichtig mit mittelgroßen, einseitigen runden Wattestäbchen zusammendrücken.
5. Präparieren Sie die perivaskulären Faszien und das Fettgewebe vorsichtig von ca. 1 cm proximal zur Aortenbifurkation bis zur Höhe der linken Beckengabelung mit einer geraden Dumont-Pinzette und kleinen doppelseitigen harten, scharfen, spitzen Wattestäbchen.
   HINWEIS: Die linke Beckenarterie und die Vene bleiben aneinander haften, während die arteriovenösen Strukturen en masse isoliert werden. Dieser Schritt sorgt für eine ausreichende Mobilisierung der Gefäße, um die AVF-Erstellung zu erleichtern.
6. Wenn kleine venöse Äste gefunden werden, die von der linken Vena iliaca communis ausgehen oder mit ihr konvergieren, ligieren Sie sie je nach Bedarf mit einer Niedertemperaturkauter mit oder ohne 6-0-Seidennaht.
7. Führen Sie die Spitze der abgewinkelten Zange unter das linke Beckengefäßbündel und spreizen Sie sie sanft mehrmals, um die Gefäße aus der darunter liegenden retroperitonealen Muskulatur zu mobilisieren (Abbildung 1A).

5. Bildung einer gemeinsamen iliakalen arteriovenösen Fistelanastomose

1. Legen Sie zwei 4-0-Seidennähte um das isolierte linke gemeinsame arteriovenöse Bündel und verwenden Sie sie als Ligaturen (z. B. Kreuzklemmen) zum Leitbündel. Bilden Sie mit jeder 4-0-Seidenkrawatte einen einzelnen Knoten und bringen Sie sie nacheinander von proximal nach distal an.
2. Stellen Sie sicher, dass die Kreuzklemmen der Seidenbinde ausreichend weit voneinander entfernt sind, um ~ 2 mm Gefäßlänge zu isolieren, und die sequentielle Anwendung der Nahtligaturen wird eine Schwellung der linken Beckenvene auslösen.
3. Drehen Sie mit den 4-0-Seidennahtsträngen als Griffe das linke arteriovenöse Leitbündel des Beckens im Uhrzeigersinn und passen Sie die Position an, um die Vene vorübergehend vor der Arterie zu lokalisieren (Abbildung 1B).
4. Führen Sie eine longitudinale Venotomie (~1 mm) mit einer geraden Vannas-Federschere durch und spülen Sie das Restblut vorsichtig mit 0,9%iger Kochsalzlösung aus dem venösen Lumen aus (Abbildung 1C). Seien Sie bei diesem Schritt vorsichtig, da eine Hochdruckspülung mit Kochsalzlösung zu einer Venenstörung führen kann.
   HINWEIS: Der rot gefärbte Bereich, der nach der venösen Spülung in der Beckenarterie verbleibt, bietet ein Sichtfenster für den folgenden Schritt.
5. Legen Sie eine 10-0 Nylonnaht durch die hintere Wand der Vene.
   HINWEIS: Dieser Teil der Beckenvene sollte sich in unmittelbarer Apposition zur Vorderwand der Beckenarterie befinden, und die Wände sind von Natur aus adhärent. Das Nahtmaterial sollte durch beide Wände gehen und das Nahtmaterial mit einem einzigen Knoten festbinden (Abbildung 1D). Beachten Sie, dass eine kleine Blutung, die aus dem stagnierenden Blut in der Beckenarterie stammt, auftritt, sobald die Nadel beide Wände durchdrungen hat. Wenn die intraluminale Blutung während dieses Schritts anhält, sind die Kreuzklemmen der Seidennaht möglicherweise zu locker und müssen weiter angezogen werden.
6. Fassen Sie die eingeklemmten Nahtenden und setzen Sie sie unter sanfte Spannung, um die Vorderwand von der Hinterwand der Arteria iliaca zu verdrängen. Machen Sie einen ~1,0 mm x 0,3 mm großen elliptischen Schnitt mit einer gebogenen Vannas-Federschere und entfernen Sie die adhärenten Wände sowohl der Beckenarterie als auch der Vene.
   HINWEIS: Die arteriovenöse Fistel entsteht dabei, sobald dieser gemeinsame Kanal etabliert ist. Es ist möglich, die Seitenwände der Vene während dieses Schritts zu verletzen, da die Inzision der hinteren Beckenvene/der vorderen Beckenarterie durch Venotomie-Exposition durchgeführt wird. Es ist darauf zu achten, dass diese Komplikation vermieden wird, da dies den Fisteldurchmesser erheblich verringern und zur Entwicklung eines Thrombus führen kann.
7. Spülen Sie das Restblut des freiliegenden arteriellen Lumens vorsichtig mit 0,9 % Kochsalzlösung und heparinisierter Kochsalzlösung (100 I.E./ml)²⁸ aus (Abbildung 1E).
8. Nach der Erstellung des AVF wird die anfängliche Vorderwandvenotomie mit zwei oder drei 10-0-Nylonnähten unterbrochen repariert (Abbildung 1F).
9. Stellen Sie das Leitbündel wieder in seine ursprüngliche anatomische Ausrichtung zurück und legen Sie ein kleines Stück mit Kochsalzlösung getränkter, resorbierbarer Gelatineschwamm neben die reparierte Gift, um die Blutstillung zu erleichtern.
10. Lösen Sie die 4-0 Einzelknoten-Kreuzklemmligaturen nacheinander von distal nach proximal. Überwachen Sie die Venotomiestelle genau auf übermäßige Blutungen, während Sie jede Naht lockern.
11. Wenn die Reparatur nicht ausreichend blutstillend ist, bringen Sie die Kreuzklemmen erneut an und platzieren Sie eine weitere 10-0-Nylonnaht an der Blutungsstelle. Wenn die Blutstillung gesichert ist, entfernen Sie die Fäden und dann den resorbierbaren Gelatineschwamm.
12. Reiben Sie das Leitbündel sanft mit kleinen, doppelseitigen, harten, scharfen, spitzen Wattestäbchen ein, die die Wiederherstellung der Durchblutung weiter erleichtern. Bestätigen Sie den technischen Erfolg der Operation durch die Visualisierung von pulsierendem, hellrotem, sauerstoffreichem Blut, das in die Beckenvene eintritt und sich mit dunklem venösem Blut vermischt, das aus der Hintergliedmaße zurückkehrt.
13. Injizieren Sie heparinisierte Kochsalzlösung (0,2 I.E./g)¹⁵ in den IVC zur systemischen Antikoagulation, um die Ergebnisse der AVF-Durchgängigkeit zu verbessern.
    HINWEIS: Obwohl dieser Schritt nach der Gefäßrekonstruktion erfolgt (im Gegensatz zum humanen Analogon, bei dem die Heparinisierung vor der Gefäßkreuzklemmung erfolgt), wurde in diesem Stadium des Verfahrens eine Verringerung der intraoperativen Blutung und eine verbesserte AVF-Durchgängigkeit beobachtet. Eine Injektion in eine Stelle, die von Faszien und/oder Fett bedeckt ist, ist vorzuziehen, um Blutungen aus der Einstichstelle zu verhindern.
14. Untersuchen Sie die Operationsstelle nach der Injektion von heparinisierter Kochsalzlösung erneut auf Hämostase. Wenn es keine Blutungsprobleme gibt, schließen Sie die Mittellinienfaszie und dann den Hautschnitt mit resorbierbaren 5-0 PGA-Nähten in laufender Manier.
15. Befolgen Sie bei Scheinoperationen alle wichtigen Schritte des Verfahrens mit Ausnahme der AVF-Bildung. Legen Sie einen einzelnen Knoten der 4-0-Seidenligatur am proximalen Ende des linken arteriovenösen Beckenbündels an und passen Sie die Klemmzeiten an AVF-Operationen an (z. B. ~20 Minuten, abhängig von den Kenntnissen des Mikrochirurgen).

6. Nachsorge und Messung

1. Nach dem Verschluss der Laparotomie wird die Blutdurchblutung der beidseitigen vorderen Muskulatur des Tibialis und der ventralen Pfoten mittels Laser-Doppler-Bildgebung gemessen.
   HINWEIS: Einseitige Perfusionsdefizite bestätigen die Fistelumleitung des arteriellen Flusses ("Steal").
2. Verabreichen Sie 0,1 mg/kg Buprenorphin subkutan und bringen Sie die Maus in einen vorgewärmten Mäusekäfig mit hoch resorbierbarer, weicher Einstreu mit Nest zurück.
3. Lassen Sie die Maus sich im vorgewärmten Mauskäfig erholen, bis die Anästhesie nachlässt, was offensichtlich ist, wenn die Maus gehfähig und interaktiv ist (~2 h). Geben Sie der Maus während der Genesung einfachen Zugang zu einer feuchtigkeitsspendenden, weichen Ernährung.
4. Verabreichen Sie Buprenorphin und/oder subkutane Kochsalzlösung alle 12 h bis zu 48 h und führen Sie eine tägliche Überwachung für 5 Tage postoperativ durch. Euthanasieren Sie Tiere mit einem sich verschlechternden Zustand oder einer übermäßigen Gewebenekrose, die als modifizierter Ischämie-Score klassifiziert wird ≥2²⁹.
5. Verwenden Sie serielle Duplex-Ultraschalluntersuchungen, um die Durchgängigkeit der Fistel postoperativ zu beurteilen. Mäuse mit Fistelthrombose werden von nachfolgenden Analysen ausgeschlossen, es sei denn, der Zweck der Experimente besteht darin, das Versagen der AVF-Reifung zu charakterisieren.
6. Bestimmen Sie andere postoperative Ergebnismessungen wie lokale Hämodynamik, Griffkraft und Gangleistung während der Genesungszeit. Sammeln Sie Fisteln und Muskelgewebe, um die Histomorphologie am Ende des Experiments während des Opfers zu beurteilen^25,27.

Ergebnisse

Tiere, die einer Adenin-Diät ausgesetzt waren, wiesen im Vergleich zu den Tieren, die eine Adenin-Diät erhielten, reduzierte glomeruläre Filtrationsraten (Kontrolle: 441,3 ± 54,2 μl/min vs. CKD: 165,1 ± 118,3 μl/min, p < 0,05) und erhöhte Harnstoffstickstoffspiegel im Serumblut (Kontrolle: 20,39 ± 4,2 μl/min vs. CKD: 38,20 ± 10,65 μl/min, p < 0,05) auf, was das Vorliegen einer Niereninsuffizienz vor einer arteriovenösen Fisteloperation bestätigt.

Validi...

Diskussion

Die Prävalenz von Hämodialysepatienten mit ARHD nach AVF-Bildung ist weiter gestiegen^30,31. In der Tat können sich ungelöste symptomatische Komplikationen 4,32,33 wie Schmerzen, Schwäche, Parästhesien und/oder eingeschränkter Bewegungsumfang negativ auf das Wohlbefinden der Patienten^{auswirken 4,32,33,34,35,36} und ihre Fähigkeit bedrohen, eine qualitativ hochwerti...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.15% Adenine diet	ENVIGO	TD.130899	20% casein, 0.15% adenine, 0.9% P
0.2% Adenine diet	ENVIGO	TD.130900	20% casein, 0.2% adenine, 0.9% P
10-0 Nylon suture	AD surgical	XXS-N1005T4
29 G needle syringes	Exel International	14-841-32
31 G needle syringes	Advocate	U-100 insulin syringe
4-0 silk suture	AD surgical	S-S41813
45-degree angled dumont forceps	Fine Science Tools	11253-25
5-0 PGA suture	AD surgical	PSGU-518R13
6-0 silk suture	AD surgical	S-S618R13
Absorbable gelatin sponge	ETHICON	1975
Alcohol preps	Covidien	5110-cs4000	70% isopropyl alcohol
Buprenorphine	NA	NA	0.01 g/mL
C57BL6/J mice	Jaxon Laboratory
Casein diet	ENVIGO	TD.130898	20% casein, 0.9% P
Cotton swabs	CONSTIX	SC-9	Medium single-ended round cotton swab
Cotton swabs	CONSTIX	SC-4	Small double-ended hard, sharp, pointed cotton swab
Curity non-woven sponges (2x2)	Covidien	9022
Curved Vannas spring scissors	Fine Science Tools	15001-08
Doppler ultrasound	VisualSonics	Vevo 2100
Extra fine graefe forceps	Fine Science Tools	11150-10	2 pairs
Eye lubricant	CLCMEDICA	Optixcare eye lube
Heparin (5000 U/mL)	National Drug Codes List	63739-953-25	100 IU/mL
Hot bead sterilizer	Fine Science Tools	18000-50
Low-temperature cautery	Bovie	AA04
Pen trimmer	Wahl	5640-600
Powder-free surgical gloves	Ansell	7824PF
Round handled needle holders	Fine Science Tools	12076-12
Sterile towel drape	Dynarex	DY440-MI
Sterilized 0.9% saline	National Drug Codes List	46066-807-25
Straight dumont forceps	Fine Science Tools	11253-20
Straight needle holder	Fine Science Tools	FST 12001-13
Straight vannas spring scissors	Fine Science Tools	25001-08
TrizChLOR4	National Drug Codes List	17033-279-50