JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يحدد هذا البروتوكول طرق إجراء فحص محور الجاذبية على نطاق واسع باستخدام يرقات Caenorhabditis dauer. يسمح هذا البروتوكول بالكشف بشكل أفضل عن سلوك محور الجاذبية مقارنة بالفحص القائم على اللوحة.

Abstract

الإحساس بالجاذبية هو عملية مهمة وغير مدروسة نسبيا. استشعار الجاذبية يمكن الحيوانات من التنقل في محيطها ويسهل الحركة. بالإضافة إلى ذلك ، يرتبط الإحساس بالجاذبية ، الذي يحدث في الأذن الداخلية للثدييات ، ارتباطا وثيقا بالسمع - وبالتالي ، فإن فهم هذه العملية له آثار على الأبحاث السمعية والدهليزية. توجد اختبارات Gravitaxis لبعض الكائنات الحية النموذجية ، بما في ذلك ذبابة الفاكهة. تم فحص الديدان المفردة سابقا لتفضيل اتجاهها أثناء استقرارها في المحلول. ومع ذلك ، لم يتم وصف فحص موثوق وقوي لمحور الجاذبية Caenorhabditis . يحدد هذا البروتوكول إجراء لإجراء مقايسات محور الجاذبية التي يمكن استخدامها لاختبار المئات من كاورات Caenorhabditis في وقت واحد. يسمح هذا الفحص الواسع النطاق لمسافات طويلة بجمع بيانات مفصلة ، والكشف عن الأنماط الظاهرية التي قد يتم تفويتها في الفحص القياسي القائم على اللوحة. تتم مقارنة حركة داور على طول المحور الرأسي مع عناصر التحكم الأفقية لضمان أن التحيز الاتجاهي يرجع إلى الجاذبية. يمكن بعد ذلك مقارنة تفضيل الجاذبية بين السلالات أو الظروف التجريبية. يمكن لهذه الطريقة تحديد المتطلبات الجزيئية والخلوية والبيئية لمحور الجاذبية في الديدان.

Introduction

يعد استشعار جاذبية الأرض أمرا بالغ الأهمية لتوجيه العديد من الكائنات الحية وحركتها وتنسيقها وتوازنها. ومع ذلك ، فإن الآليات الجزيئية والدوائر العصبية للإحساس بالجاذبية غير مفهومة بشكل جيد مقارنة بالحواس الأخرى. في الحيوانات ، يتفاعل الإحساس بالجاذبية مع المحفزات الأخرى ويمكن التغلب عليها للتأثير على السلوك. يمكن دمج الإشارات البصرية وردود الفعل الحسية والمعلومات الدهليزية لتوليد شعور بالوعي بالجسم بالنسبة إلى محيط الحيوان 1,2. على العكس من ذلك ، يمكن تغيير تفضيل الجاذبية في وجود محفزات أخرى 3,4,5. لذلك ، يعد السلوك الثقالي مثاليا لدراسة الإحساس بالجاذبية وفهم التكامل الحسي المعقد للجهاز العصبي واتخاذ القرارات.

C. elegans هو كائن حي نموذجي مفيد بشكل خاص لدراسة محور الجاذبية بسبب دورة حياته متعددة الفينات. عند التعرض للضغوطات أثناء التطور ، بما في ذلك الحرارة أو الاكتظاظ أو نقص الطعام ، تتطور يرقات C. elegans إلى dauers ، وهي مقاومة للإجهاد للغاية6. تؤدي الديدان سلوكيات مميزة ، مثل النيكتيشن ، حيث "تقف" الديدان على ذيولها وتلوح برؤوسها ، والتي قد تسهل الانتشار إلى موائل أفضل7. تشير فحوصات Gravitaxis ل C. elegans و C. japonica إلى أن يرقات dauer تجاذب بشكل سلبي ، وأن هذا السلوك يتم ملاحظته بسهولة أكبر في dauers منه في البالغين 8,9. قد يكشف اختبار محور الجاذبية في سلالات التهاب Caenorhabditis الأخرى عن تباين طبيعي في السلوك الثقالي.

تم تمييز آليات الإحساس بالجاذبية في Euglena و Drosophila و Ciona وأنواع أخرى مختلفة باستخدام مقايسات الجاذبية3،10،11. وفي الوقت نفسه ، قدمت دراسات محور الجاذبية في Caenorhabditis في البداية نتائج مختلطة. وجدت دراسة للتفضيل التوجيهي C. elegans أن الديدان تتجه مع رؤوسها لأسفل في المحلول ، مما يشير إلى تفضيل إيجابي للجاذبية12. وفي الوقت نفسه ، على الرغم من أن C. japonica dauers تم تحديده في وقت مبكر على أنه سلبيالجاذبية 8 ، إلا أن هذا السلوك لم يتم وصفه إلا مؤخرا في C. elegans9. تنشأ العديد من التحديات في تطوير اختبار محور الجاذبية التمثيلي في الديدان. يتم الحفاظ على سلالات Caenorhabditis على لوحات أجار. لهذا السبب ، تستخدم الفحوصات السلوكية عادة لوحات أجار كجزء من تصميمها التجريبي13،14،15. تم إجراء أول فحص لمحور الجاذبية المبلغ عنه في Caenorhabditis عن طريق وضع لوحة على جانبها بزاوية 90 درجة إلى لوحة التحكم الأفقية8. ومع ذلك ، فإن سلوك محور الجاذبية ليس دائما قويا في ظل هذه الظروف. في حين يمكن فحص الديدان البالغة للتفضيل التوجيهي في الحل12 ، قد يكون هذا التفضيل الاتجاهي معتمدا أيضا على السياق ، مما يؤدي إلى سلوكيات مختلفة إذا كانت الديدان تزحف بدلا من السباحة. بالإضافة إلى ذلك ، فإن C. elegans حساسة للمحفزات الأخرى ، بما في ذلك الضوء والمجالات الكهرومغناطيسية 16,17 ، والتي تتداخل مع استجاباتها للجاذبية9. لذلك ، فإن فحص محور الجاذبية المحدث الذي يحمي من المتغيرات البيئية الأخرى مهم لتشريح آليات هذه العملية الحسية.

في هذا البروتوكول ، يتم وصف فحص لمراقبة Caenorhabditis gravitaxis. يعتمد الإعداد لهذه الدراسة جزئيا على طريقة تم تطويرها لدراسة السلامة العصبية العضلية18,19. يتم استزراع يرقات داور وعزلها باستخدام الإجراءات القياسية20. ثم يتم حقنها في غرف مصنوعة من ماصتين مصليتين سعة 5 مل مملوءتين بالأجار. يمكن توجيه هذه الغرف عموديا أو أفقيا ووضعها داخل قفص فاراداي مظلم لمدة 12-24 ساعة للحماية من الضوء والمجالات الكهرومغناطيسية. يتم تسجيل موقع كل دودة في الغرف ومقارنتها بسيارات الأجرة الرأسية لسلالة مرجعية مثل C. elegans N2.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

السلالات المستخدمة في هذه الدراسة هي C. elegans (N2) و C. briggsae (AF16) (انظر جدول المواد). تم استخدام مجموعة مختلطة من الجنسين من dauers لكل فحص.

1. إعداد الغرفة

  1. العمل في غطاء الدخان. قم بإعداد مساحة العمل باستخدام موقد بنسن و 1-2 شفرات حلاقة وكماشة وملاقط وسطح قطع بلاستيكي (انظر جدول المواد).
  2. لكل غرفة ، اجمع ماصتين مصليتين بسعة 5 مل. قم بإزالة قابس القطن من ماصة واحدة باستخدام ملاقط. امسك شفرة حلاقة فوق موقد بنسن حتى يسخن باستخدام كماشة. استخدم الشفرة المسخنة لتقطيع الطرف المدبب للماصة الثانية بحيث يكون للماصة بأكملها قطر موحد (الشكل 1A).
  3. العمل بسرعة ، وجلب اثنين من نهايات ماصة معدلة قريبة من اللهب ، وإذابتها قليلا. انضم إلى هذه النهايات عن طريق الضغط عليها بقوة معا ، مما يضمن استمرار جدران كلا الماصتين. إذا كانت هناك أي فجوات مرئية بعد الانضمام ، فقم بتقسيمها وكرر هذه الخطوة (الشكل 1A ، B).

2. ملء الغرف مع أجار

  1. تحضير NGM مع 4٪ أجار وفقا لإجراءات الدودة القياسية21. في حين أن الأجار لا يزال منصهرا ، املأ كل غرفة عن طريق توصيلها بماصة مصلية ووضع المحلول ببطء. ختم الطرف مع فيلم البارافين قبل إزالة الغرفة من ماصة. ضع الغرفة مسطحة (بالتوازي مع سطح الطاولة) لتبرد.
    ملاحظة: يساعد تغطية القارورة بلف التشبث (انظر جدول المواد) بعد التعقيم على منع تكوين الفقاعات في المحلول18.
    1. لتقليل أي اختلافات في اتساق الأجار بسبب التبريد غير المتساوي ، أمسك الماصة (انظر جدول المواد) بالتوازي مع سطح الطاولة أثناء إعداد الأجار. ضع الغرف بشكل مسطح على سطح الطاولة واسمح للأجار بالتصلب قبل التحرك.
      ملاحظة: يمكن تخصيص النسبة المئوية للأجار ومحتوى الوسائط وفقا للتجربة. 4٪ أجار أكثر صلابة من تركيز 2٪ تقريبا المستخدم في صب الألواح ويمنع الديدان من الاختباء عبر الوسط الموجود في أيدينا. ومع ذلك ، لاحظ مجربون آخرون سلوك الحفر من قبل الديدان البالغة في ما يصل إلى 9٪ من أجار18,19.
  2. بمجرد تبريده، قم بتسخين مفتاح سداسي عشري 3 مم (أو أداة معدنية أخرى من نفس الحجم، انظر جدول المواد) فوق موقد بنسن. اضغط عليه بقوة في جدار كل غرفة حوالي 5 مم إلى جانب واحد من خط الوسط ، مما يخلق فتحة صغيرة في البلاستيك (الشكل 1C). استخدم شفرة ساخنة لإزالة القطن والأطراف المدببة للغرفة وختم هذه النهايات بفيلم البارافين.
    ملاحظة: بمجرد إعدادها ، يجب استخدام كل غرفة في غضون 1 يوم أو الاحتفاظ بها عند 4 درجات مئوية لعدة أيام. قم بتغطية أي فتحات مكشوفة بفيلم بارافين لمنع الأجار من الجفاف.

3. عزل يرقات داور

  1. قبل 10-15 يوما من التجربة ، قم بتقطيع كل سلالة على 2-3 ألواح NGM كبيرة مع بكتيريا OP50 ولفها بفيلم البارافين. بعد 10-15 يوما ، يجب تجويع كل صفيحة بالكامل مع وجود الآلاف من يرقة داوير الموجودة على الأجار والجدران والأغطية.
    ملاحظة: اصنع الأطباق في وقت مبكر باستخدام وصفة OP50 سميكة لتحقيق أقصى قدر من الازدحام (انظر جدول المواد). يمكن أيضا تحفيز تكوين داور من خلال طرق أخرى ، بما في ذلك إضافة الفيرومونات أو عن طريق النمو في درجات حرارة أعلى22.
  2. جمع الديدان عن طريق شطف الأغطية والألواح باستخدام المخزن المؤقت M9 وسحب المحلول إلى أنابيب طرد مركزي 15 مل. تدور بسرعة 1600 × جم لمدة 30-60 ثانية في درجة حرارة الغرفة وتستنشق معظم المخزن المؤقت M9 باستخدام ماصة أو شفاط فراغ.
  3. عزل الداورات عن طريق المعالجة بنسبة 1٪ SDS متبوعة بتدرج تعويم السكروز بنسبة 30٪ بعد التقريرالمنشور سابقا 20.
    1. أضف محلول SDS سعة 7 مل 1٪ إلى كل حبيبة دودة. اترك الديدان في SDS لمدة 30 دقيقة ؛ قم بتدوير الأنابيب باستمرار خلال هذا الوقت للسماح بالتهوية. شطف 3-5x مع M9 لإزالة المنظفات.
    2. بعد ذلك ، أضف 5 مل M9 متبوعا ب 5 مل من محلول السكروز البارد المصفى بنسبة 60٪. اخلطي جيدا، ثم ارفعي جهاز الطرد المركزي بسرعة 1600 × جم لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة لإنشاء تدرج فصل.
  4. املأ أنابيب الطرد المركزي الجديدة سعة 15 مل ب 2 مل من المخزن المؤقت M9. سحق نهايات ماصات باستور الزجاجية لتوسيع التجويف واستخدام هذه الماصات لنقل الطبقة العليا من المحلول (التي تحتوي على dauers معزولة) من تدرج السكروز إلى الأنابيب الجديدة. شطف dauers 3-5x مع M9.
    ملاحظة: سيكون هناك الآلاف من dauers المعزولة في الحل في هذه المرحلة. يمكن استخدامها على الفور أو الاحتفاظ بها تهوية عن طريق الدوران في 5-7 مل M9 بين عشية وضحاها.

4. إضافة dauers إلى الغرفة

  1. أجهزة الطرد المركزي عند 1600 × g لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة وتستنشق معظم محلول M9 باستخدام ماصة أو شفاط فراغ. لتقدير كثافة الدودة ، قم بحساب عدد الديدان يدويا في ثلاث قطرات منفصلة سعة 1 ميكرولتر تحت مجهر تشريح. استخدم متوسط هذه الأعداد لتقريب عدد الديدان لكل ميكرولتر.
    ملاحظة: قد لا تتمكن بعض الماصات صغيرة الحجم من الوصول إلى قاع أنبوب طرد مركزي سعة 15 مل؛ في هذه الحالة ، يمكن نقل قطرة مركزة من الديدان أولا إلى قطعة من فيلم البارافين.
  2. اقطع نهاية طرف ماصة 10 أو 20 أو 200 ميكرولتر لتوسيع التجويف. اضبط الماصة الدقيقة على حجم أكبر قليلا من حجم الطموح المقصود. استنشق ما يقرب من 1-2 ميكرولتر من محلول الدودة المركزة (من الناحية المثالية بين 100-300 ديدان) واسمح لكمية صغيرة من الهواء بدخول الطرف.
    ملاحظة: قد تزيد الأعداد الكبيرة من الديدان (1000+) في غرفة واحدة من نطاق المسافات المقطوعة بسبب الاكتظاظ9.
  3. ادفع طرف الماصة برفق إلى الآجار مع تثبيط الماصة الدقيقة. سيؤدي ذلك إلى إنشاء موقع حقن في الأجار دون انسداد الطرف. الافراج عن الديدان في أجار. استخدم فيلم البارافين لإغلاق الفتحة.

5. تشغيل وتسجيل الفحص

ملاحظة: يمكن اختبار Gravitaxis في ظل ظروف مختلفة قد تؤثر على السلوك9.

  1. للقضاء على أكبر عدد ممكن من المتغيرات ، ضع الغرف داخل قفص فاراداي مظلم (انظر جدول المواد) في درجة حرارة الغرفة.
  2. قم بتسمية كل غرفة وتعليقها عموديا داخل قفص فاراداي (قم بذلك باستخدام شريط وضع العلامات). اختبر الضوابط الأفقية في وقت واحد عن طريق وضع بعض الغرف مسطحة داخل نفس الظروف البيئية. اختبر السلالات التجريبية ضد ديدان N2 الموجهة رأسيا كعنصر تحكم إيجابي. استخدم الغرف الموجهة أفقيا التي تحتوي على Dauers N2 كعنصر تحكم سلبي إضافي.
    ملاحظة: يجب إجراء الفحوصات الأفقية والرأسية في نفس الإعداد داخل المختبر لتقليل التباين البيئي بين الشرطين. يمكن استخدام حاضنة كبيرة لإيواء كل من أقفاص فاراداي .
  3. تبدأ Dauers في التفرق من موقع البداية بعد بضع ساعات وتستغرق عدة ساعات للوصول إلى طرفي الغرفة. اترك الغرف دون إزعاج خلال هذا الوقت وسجل في غضون 12-24 ساعة بعد الحقن.
    ملاحظة: لا تستخدم مشلولا (مثل أزيد الصوديوم) لشل حركة الديدان التي وصلت إلى نهايات الغرف. نظرا لأن التوزيع الكلي للديدان يتم قياسه بدلا من مؤشر التفضيل (كما هو الحال في فحص الاختيار من اثنين) ، فإن أزيد الصوديوم غير ضروري وقد يغير النتائج.
  4. قم بإزالة وتسجيل غرف محور الجاذبية واحدة تلو الأخرى. ابحث عن الداورز الحية تحت مجهر تشريح وحدد مواقعها بالحبر (الشكل 1C ، D). لا تسجل الديدان في حدود 2.5 سم على جانبي موقع الحقن ، حيث من غير المحتمل أن تظهر هذه الديدان تفضيلا اتجاهيا.
    1. أيضا ، تجنب تسجيل الديدان التي تبدو ميتة أو محاصرة في السائل. تخلص من أي غرف تحتوي على >50٪ من الديدان الميتة أو السباحة.
      ملاحظة: بمجرد إزالة الغرفة من منطقة الاختبار ، يجب تسجيلها على الفور للتأكد من دقتها. يجب أن تكون الداورز مرئية فقط بين سطح الأجار وجدار الماصة. إذا لوحظ سلوك الحفر ، ففكر في زيادة تركيز الأجار في الفحوصات المستقبلية.
  5. لتحديد النتائج ، استخدم علامة لتقسيم كل نصف من الغرفة إلى سبعة أقسام 3.5 سم تبدأ من 2.5 سم بعيدا عن موقع الحقن (في بعض الماصات ، 3.5 سم = 1 مل حجم). استخدم عداد إحصاء يدوي (انظر جدول المواد) لإحصاء عدد الديدان التي لوحظت في كل قسم.
    ملاحظة: يجب أن يكون هناك سبعة أقسام على كل جانب من جوانب الأصل ، والتي يمكن ترقيمها من -7 (أسفل) إلى +7 (أعلى). ويجب أن تتوافق هذه الأرقام مع نفس المواقع النسبية استنادا إلى كيفية بناء الغرف؛ يتم رسم agar من نهاية -7 إلى نهاية +7 في الخطوة 2.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

النتائج

مقارنة محور الجاذبية عبر الأنواع
باتباع الإجراء الموضح أعلاه ، يمكن مقارنة محور الجاذبية C. briggsae dauer مع محور الجاذبية C. elegans والضوابط الأفقية. يميل التوزيع الرأسي (المارون) ل C. briggsae dauers نحو قمم الغرف ، مع وصول نسبة كبيرة من الديدان إلى +7 (الشكل 2A). على ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

مقارنة مع الطرق السابقة
على عكس التاكسي الكيميائي ، لا يمكن ملاحظة محور الجاذبية في Caenorhabditis بشكل موثوق باستخدام تصميم تجريبي تقليدي للوحة أجار. يبلغ قطر طبق بتري القياسي 150 مم ، مما يؤدي إلى توفر 75 مم فقط في أي من الاتجاهين ل dauers لإظهار تفضيل محور الجاذبية. على الرغم من أنه ي?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

ويعلن صاحبا البلاغ عدم وجود مصالح متنافسة.

Acknowledgements

تم دعم هذا البحث من خلال منح بحثية من المعاهد الوطنية للصحة إلى JHR (#R01 5R01HD081266 و #R01GM141493). تم توفير بعض السلالات من قبل CGC ، الذي يموله مكتب المعاهد الوطنية للصحة لبرامج البنية التحتية البحثية (P40 OD010440). نود أن نعرب عن تقديرنا لبراديب جوشي (UCSB) على مدخلاته التحريرية. استشارة إحصائية مقدمة من مختبر بيانات UCSB.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
1% Sodium Dodecyl Sulfate solutionFrom stock 10% (w/v) SDS in DI water
15 mL Centrifuge tubesFalcon14-959-53A
3 mm Hex keyOther similar sized metal tools may be used
4% Agar in Normal Growth Medium (NGM) - 1 LPrior to autoclaving: 3 g NaCl, 40 g Agar, 2.5 g Peptone, 2 g Dextrose, 10 mL Uracil (2 mg/mL), 500 μL Cholesterol (10 mg/mL), 1 mL CaCl2, 962 mL DI water; After autoclaving: 24.5 mL Phosphate Buffer, 1 mL 1 MgSO4 (1 M), 1 mL Streptomycin (200 mg/mL)
5 mL Serological pipettesFisherbrandS68228CPolystyrene, not borosilicate glass
60% Cold sucrose solution60% sucrose (w/v) in DI water; sterilize by filtration (0.45 μm filter). Keep at 4 °C
AF16 C. briggsae or other experimental strainAvailable from the CGC (Caenorhabditis Genetics Center)
Bunsen burner
Cling-wrapFisherbrand22-305654
Clinical centrifuge
Disposable razor bladesFisherbrand12-640
Faraday cageCan be constructed using cardboard and aluminum foil; 30" L x 6" W x 26" H or larger
Ink markersSharpie or other brand for marking on plastic
Labeling tapeCarolina215620
M9 buffer22 mM KH2PO4, 42 mM Na2HPO4, 86 mM NaCl
N2 C. elegans strainAvailable from the CGC (Caenorhabditis Genetics Center)
NGM plates with OP501.7% (w/v) agar in NGM (see description: 4% agar in NGM). Seed with OP50
Paraffin filmBemis13-374-10
Plastic cutting board
Pliers
Rotating vertical mixerBTLab SYSTEMSBT913With 22 x 15 mL tube bar
Serological pipettorCorning357469
Stereo MicroscopeLaxcoS2103LS100
Tally counterULINEH-7350
Thick NGM/agar plate media - 1 LSee 4% Agar in NGM recipe; replace 40 g Agar with 20 g Agar
Tweezers

References

  1. Peterka, R. J. Sensory integration for human balance control. Handbook of Clinical Neurology. 159, 27-42 (2018).
  2. Lacquaniti, F., et al. Multisensory Integration and Internal Models for Sensing Gravity Effects in Primates. BioMed Research International. 2014, 61584(2014).
  3. Bostwick, M., et al. Antagonistic inhibitory circuits integrate visual and gravitactic behaviors. Current Biology. 30 (4), 600-609 (2020).
  4. Ntefidou, M., Richter, P., Streb, C., Lebert, M., Hader, D. -P. High light exposure leads to a sign change in gravitaxis of the flagellate Euglena gracilis. Journal of Gravitational Physiology. 9 (1), 277-278 (2002).
  5. Fedele, G., Green, E. W., Rosato, E., Kyriacou, C. P. An electromagnetic field disrupts negative geotaxis in Drosophila via a CRY-dependent pathway. Nature Communications. 5, 4391(2014).
  6. Frézal, L., Félix, M. -A. C. elegans outside the Petri dish. eLife. 4, 05849(2015).
  7. Lee, H., et al. a dispersal behavior of the nematode Caenorhabditis elegans, is regulated by IL2 neurons. Nature Neuroscience. 15 (1), 107-112 (2012).
  8. Okumura, E., Tanaka, R., Yoshiga, T. Negative gravitactic behavior of Caenorhabditis japonica dauer larvae. The Journal of Experimental Biology. 216, 1470-1474 (2013).
  9. Ackley, C., et al. Parallel mechanosensory systems are required for negative gravitaxis in C. elegans. bioRxiv. , (2022).
  10. Häder, D. -P., Hemmersbach, R. Gravitaxis in Euglena. Euglena: Biochemistry, Cell and Molecular Biology. Schwartzbach, S. D., Shigeoka, S. , Springer International Publishing. 237-266 (2017).
  11. Sun, Y., et al. TRPA channels distinguish gravity sensing from hearing in Johnston's organ. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (32), 13606-13611 (2009).
  12. Chen, W. -L., Ko, H., Chuang, H. -S., Raizen, D. M., Bau, H. H. Caenorhabditis elegans exhibits positive gravitaxis. BMC Biology. 19 (1), 186(2021).
  13. Ward, S. Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: Identification of attractants and analysis of the response by use of mutants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70 (3), 817-821 (1973).
  14. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74 (3), 515-527 (1993).
  15. Margie, O., Palmer, C., Chin-Sang, I. C. elegans chemotaxis assay. Journal of Visualized Experiments. (74), e50069(2013).
  16. Ward, A., Liu, J., Feng, Z., Xu, X. Z. S. Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans. Nature Neuroscience. 11 (8), 916-922 (2008).
  17. Vidal-Gadea, A., et al. Magnetosensitive neurons mediate geomagnetic orientation in Caenorhabditis elegans. eLife. 4, 07493(2015).
  18. Bainbridge, C., Schuler, A., Vidal-Gadea, A. G. Method for the assessment of neuromuscular integrity and burrowing choice in vermiform animals. Journal of Neuroscience Methods. 264, 40-46 (2016).
  19. Beron, C., et al. The burrowing behavior of the nematode Caenorhabditis elegans: a new assay for the study of neuromuscular disorders. Genes, Brain and Behavior. 14 (4), 357-368 (2015).
  20. Ow, M. C., Hall, S. E. A Method for obtaining large populations of synchronized Caenorhabditis elegans dauer larvae. Methods in Molecular Biology. , 209-219 (2015).
  21. Chaudhuri, J., Parihar, M., Pires-daSilva, A. An introduction to worm lab: from culturing worms to mutagenesis. Journal of Visualized Experiments. (47), e2293(2011).
  22. Karp, X. Working with dauer larvae. WormBook. , 1-19 (2018).
  23. Dinno, A. Nonparametric pairwise multiple comparisons in independent groups using Dunn's test. The Stata Journal. 15 (1), 292-300 (2015).
  24. Gray, J. M., et al. Oxygen sensation and social feeding mediated by a C. elegans guanylate cyclase homologue. Nature. 430 (6997), 317-322 (2004).
  25. Goodman, M. B., Sengupta, P. How Caenorhabditis elegans senses mechanical stress, temperature, and other physical stimuli. Genetics. 212 (1), 25-51 (2019).
  26. Iliff, A. J., Xu, X. Z. S. C. elegans: a sensible model for sensory biology. Journal of Neurogenetics. 34 (3-4), 347-350 (2020).
  27. Russell, J., Vidal-Gadea, A. G., Makay, A., Lanam, C., Pierce-Shimomura, J. T. Humidity sensation requires both mechanosensory and thermosensory pathways in Caenorhabditis elegans. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (22), 8269-8274 (2014).
  28. Iliff, A. J., et al. The nematode C. elegans senses airborne sound. Neuron. 109 (22), 3633-3646 (2021).
  29. Metaxakis, A., Petratou, D., Tavernarakis, N. Multimodal sensory processing in Caenorhabditis elegans. Open Biology. 8 (6), 180049(2018).
  30. Wicks, S., Rankin, C. Integration of mechanosensory stimuli in Caenorhabditis elegans. The Journal of Neuroscience. 15, 3 Pt 2 2434-2444 (1995).
  31. Chen, X., Chalfie, M. Modulation of C. elegans touch sensitivity is integrated at multiple levels. The Journal of Neuroscience. 34 (19), 6522-6536 (2014).
  32. Stockand, J. D., Eaton, B. A. Stimulus discrimination by the polymodal sensory neuron. Commun. Integrative Biology. 6 (2), 23469(2013).
  33. Mackowetzky, K., Yoon, K. H., Mackowetzky, E. J., Waskiewicz, A. J. Development and evolution of the vestibular apparatuses of the inner ear. Journal of Anatomy. 239 (4), 801-828 (2021).
  34. Eppsteiner, R. W., Smith, R. J. H. Genetic disorders of the vestibular system. Current Opinion in Otolaryngology & Head and Neck Surgery. 19 (5), 397-402 (2011).
  35. Roman-Naranjo, P., Gallego-Martinez, A., Lopez Escamez, J. A. Genetics of vestibular syndromes. Current Opinion in Neurology. 31 (1), 105-110 (2018).
  36. Mei, C., et al. Genetics and the individualized therapy of vestibular disorders. Frontiers in Neurology. 12, 633207(2021).
  37. Weghorst, F. P., Cramer, K. S. The evolution of hearing and balance. eLife. 8, 44567(2019).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

183

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved