Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تم استغلال الزرد مؤخرا كنموذج للتحقق من صحة معدلات الإشعاع المحتملة. يصف هذا البروتوكول الخطوات التفصيلية لاستخدام أجنة الزرد في تجارب الفحص القائمة على الإشعاع وبعض النهج القائمة على الملاحظة لتقييم تأثير العلاجات والإشعاع المختلفة.

Abstract

تستخدم أسماك الزرد على نطاق واسع في عدة أنواع من الأبحاث لأنها واحدة من نماذج الفقاريات التي يسهل صيانتها وتظهر العديد من ميزات نظام النماذج الفريد والمريح. نظرا لأن الخلايا شديدة التكاثر أكثر عرضة لتلف الحمض النووي الناجم عن الإشعاع ، فإن أجنة الزرد هي نموذج الخط الأمامي في الجسم الحي في أبحاث الإشعاع. بالإضافة إلى ذلك ، يعرض هذا النموذج تأثير الإشعاع والأدوية المختلفة في غضون فترة زمنية قصيرة ، إلى جانب الأحداث البيولوجية الرئيسية والاستجابات المرتبطة بها. استخدمت العديد من دراسات السرطان الزرد ، ويستند هذا البروتوكول إلى استخدام معدلات الإشعاع في سياق العلاج الإشعاعي والسرطان. يمكن استخدام هذه الطريقة بسهولة للتحقق من آثار الأدوية المختلفة على الأجنة المشععة والضابطة (غير المشععة) ، وبالتالي تحديد الأدوية على أنها أدوية تحسس لاسلكي أو عقاقير وقائية. على الرغم من استخدام هذه المنهجية في معظم تجارب فحص الأدوية ، إلا أن تفاصيل التجربة وتقييم السمية مع خلفية التعرض للإشعاع بالأشعة السينية محدودة أو يتم تناولها لفترة وجيزة فقط ، مما يجعل من الصعب تنفيذها. يعالج هذا البروتوكول هذه المشكلة ويناقش الإجراء وتقييم السمية مع توضيح مفصل. يصف الإجراء نهجا بسيطا لاستخدام أجنة الزرد للدراسات الإشعاعية وفحص الأدوية القائم على الإشعاع مع قدر كبير من الموثوقية وقابلية التكاثر.

Introduction

الزرد (Danio rerio) هو نموذج حيواني معروف تم استخدامه على نطاق واسع في الأبحاث على مدى العقود ال 3 الماضية. إنها سمكة مياه عذبة صغيرة يسهل تربيتها وتكاثرها في ظل ظروف المختبر. تم استخدام الزرد على نطاق واسع في العديد من الدراسات التنموية والسمية1،2،3،4،5،6،7،8. الزرد لديه خصوبة عالية وجيل جنيني قصير. الأجنة مناسبة لتتبع مراحل النمو المختلفة ، وهي شفافة بصريا ، وقابلة لأنواع مختلفة من التلاعب الجيني ومنصات الفحص عالية الإنتاجية9،10،11،12،13،14. إلى جانب ذلك ، يوفر الزرد تصويرا كاملا وحيا يمكن من خلاله دراسة عملية نموه وتشوهاته المختلفة في وجود مواد أو عوامل سامة مختلفة بسهولة باستخدام المجهر الاستريو أو الفلورسنت7،15،16.

العلاج الإشعاعي هو أحد الأساليب العلاجية الرئيسية المستخدمة في علاج السرطان17،18،19،20،21،22،23،24. ومع ذلك ، يتطلب العلاج الإشعاعي للسرطان واقيات إشعاعية محتملة لحماية الخلايا السليمة الطبيعية من الموت أثناء قتل الخلايا الخبيثة أو حماية صحة الإنسان أثناء العلاج الذي يتضمن إشعاعات عالية الطاقة25،26،27،28،29. على العكس من ذلك ، يتم أيضا التحقيق في المحسسات الإشعاعية القوية لزيادة كفاءة الإشعاع لقتل الخلايا الخبيثة ، خاصة في العلاجات المستهدفة والدقيقة30،31،32،33. لذلك ، للتحقق من صحة الواقيات الإشعاعية القوية والمحسسات ، يطلب بشدة نموذج مناسب لفحص الأدوية شبه عالية الإنتاجية وإظهار تأثيرات إشعاعية قابلة للقياس. تستخدم العديد من النماذج المتاحة في الدراسات الإشعاعية وتشارك في تجارب فحص الأدوية. ومع ذلك ، فإن الفقاريات الأعلى وحتى الأكثر استخداما في نموذج الجسم الحي ، الفئران ، غير مناسبة لفحص الأدوية على نطاق واسع لأنها تستغرق وقتا طويلا ومكلفة وصعبة لتصميم تجارب الفحص هذه باستخدام هذه النماذج. وبالمثل ، تعد نماذج زراعة الخلايا مثالية لأنواع مختلفة من تجارب فحص الأدوية عالية الإنتاجية34,35. ومع ذلك ، فإن التجارب التي تنطوي على زراعة الخلايا ليست دائما عملية أو قابلة للتكرار بدرجة كبيرة أو موثوقة لأن الخلايا في المزرعة قد تغير سلوكها بشكل ملحوظ وفقا لظروف النمو والحركية. أيضا ، تظهر أنواع مختلفة من أنواع الخلايا حساسية الإشعاع التفاضلي. والجدير بالذكر أن أنظمة زراعة الخلايا 2D و 3D لا تمثل سيناريو الكائن الحي بأكمله ، وبالتالي ، فإن النتائج التي تم الحصول عليها قد لا تلخص المستوى الفعلي للسمية الإشعاعية36,37. وفي هذا الصدد، يوفر الزرد العديد من المزايا في الكشف عن المحسسات الإشعاعية الجديدة وأجهزة الحماية الإشعاعية. إن سهولة التعامل ، وحجم القابض الكبير ، والعمر الافتراضي القصير ، والتطور الجنيني السريع ، وشفافية الجنين ، وحجم الجسم الصغير يجعل الزرد نموذجا مناسبا لفحص الأدوية على نطاق واسع. نظرا للمزايا المذكورة أعلاه ، يمكن تكرار التجارب بسهولة في وقت قصير ، ويمكن ملاحظة التأثير بسهولة تحت مجهر تشريح في لوحات متعددة الآبار. وبالتالي ، يكتسب الزرد شعبية في أبحاث فحص الأدوية التي تتضمن دراسات الإشعاع38,39.

تم إثبات إمكانات الزرد كنموذج جيد لفحص معدلات الإشعاع في دراسات مختلفة 40،41،42،43،44،45. تم الإبلاغ عن التأثير الوقائي الإشعاعي للمعدلات الراديوية المحتملة ، مثل الجسيمات النانوية DF1 ، أميفوستين (WR-2721) ، بروتينات إصلاح الحمض النووي KU80 و ATM ، والخلايا الجذعية المكونة للدم المزروعة ، وتأثيرات المحسسات الإشعاعية ، مثل فلافوبيريدول و AG1478 ، في نموذج الزرد19،41،42،43،44،45،46. باستخدام نفس النظام ، تم تقييم التأثير الوقائي الإشعاعي ل DF-1 (جسيمات الفوليرين النانوية) على المستويين النظامي والخاص بالأعضاء ، كما تم استكشاف استخدام أجنة الزرد لفحص الحماية الإشعاعية47. في الآونة الأخيرة ، تم الإبلاغ عن عسل Kelulut كواقي إشعاعي في أجنة الزرد ووجد أنه يزيد من بقاء الجنين ويمنع الضرر الخاص بالأعضاء ، وتلف الحمض النووي الخلوي ، وموت الخلاياالمبرمج 48.

وبالمثل ، تم فحص التأثيرات الوقائية الإشعاعية للبوليمرات المتولدة عن تفاعل هانتزش على أجنة الزرد في فحص عالي الإنتاجية ، وتم منح الحماية بشكل أساسي من خلال حماية الخلايا من تلف الحمض النووي49. في إحدى الدراسات السابقة ، تم العثور على فلوفاستاتين الستاتين المحب للدهون كمحسس إشعاعي محتمل باستخدام نموذج الزرد مع هذا النهج50. وبالمثل ، تعتبر جسيمات الذهب النانوية محسسا إشعاعيا مثاليا وقد استخدمت في العديد من الدراسات51,52.

يتضمن التطور الجنيني في الزرد انشقاقا في 3 ساعات أولية ينقسم فيها زيجوت وحيد الخلية ليشكل خليتين و 4 خلايا و 8 خلايا و 16 خلية و 32 خلية و 64 خلية يمكن التعرف عليها بسهولة باستخدام مجهر مجسم. بعد ذلك ، تصل إلى مرحلة البلاستولا مع 128 خلية (2.25 ساعة بعد الإخصاب ، hpf) ، حيث تتضاعف الخلايا كل 15 دقيقة وتستمر خلال هذه المراحل التالية: 256 خلية (2.5 hpf) ، 512 خلية (2.75 hpf) ، وتصل إلى 1,000+ خلية في 3 ساعات فقط (الشكل 1). في 4 ساعات ، تصل البويضة إلى مرحلة الكرة ، تليها تشكيل شكل قبة في الكتلة الجنينية7،53،54. يبدأ الجهاز الهضمي في الزرد من 5.25 hpf54 ، حيث يصل إلى مرحلة الدرع. يشير الدرع بوضوح إلى حركة التقارب السريع للخلايا إلى جانب واحد من الحلقة الجرثومية (الشكل 1) وهو مرحلة بارزة ومميزة من أجنة المعدة التي يمكن التعرف عليها بسهولة53,54. وعلى الرغم من أن التعرض للإشعاع للأجنة يمكن أن يحدث في أي مرحلة من مراحل نموها، فإن التعرض للإشعاع أثناء عملية المعدة قد يكون له تغيرات مورفولوجية أكثر وضوحا تيسر قراءات أفضل للسمية الناجمة عن الإشعاع55؛ وبالمثل ، يمكن البدء في إعطاء الأدوية للأجنة في وقت مبكر من 2 HPF54.

Protocol

أجريت هذه الدراسة بموافقة مسبقة من واتباع المبادئ التوجيهية للجنة الأخلاقية الحيوانية المؤسسية ، معهد علوم الحياة ، بوبانسوار. وقد أجريت جميع عمليات صيانة وتربية أسماك الزرد في منشأة استزراع الأسماك المحيطة عند 28.5 درجة مئوية، وتم الحفاظ على الأجنة في حاضنة الطلب البيولوجي على الأكسجين (BOD) عند درجة حرارة 28.5 درجة مئوية. هنا ، تم استخدام سلالة الزرد AB ، وتم تنفيذ التدريج وفقا ل Kimmel et al.54. تم إعطاء إشعاع الأشعة السينية عند 6 hpf (مرحلة الدرع) ، ولوحظت أنماط ظاهرية مختلفة حتى 120 hpf.

1. إعداد التربية وجمع الأجنة

  1. اضبط خزانات التربية (المكونة من البولي كربونات ، سعة 1 لتر ، انظر جدول المواد). صب ماء النظام (درجة الحموضة، 6.8-7.5؛ الموصلية، 500 ميكرو ثانية؛ ودرجة الحرارة، 28.5 درجة مئوية) في خزانات التربية التي تغطي ما يقرب من 40٪ من حجمها. ضع الحاجز في الخزان لإنشاء غرفتين ، واحدة للإناث والأخرى للذكور.
  2. من الخزانات الأم ، اجمع بعناية إناث سليمتين وذكرا سليما بمساعدة شبكة ، وضعها في نصفيها ، واحتفظ بها في الظلام طوال الليل (10 ساعات على الأقل) عند 28.5 درجة مئوية.
  3. في صباح اليوم التالي ، قم بإزالة الحاجز واترك الأسماك تتزاوج دون إزعاج خزانات التكاثر.
    ملاحظة: ستبدأ الإناث في التفريخ ، وسيظهر البيض ملقى على قاع الحوض في غضون 10-15 دقيقة بعد السماح للأسماك بالتزاوج56،57،58.
  4. إعادة الأسماك إلى حوضاتها بعد التفريخ ، وجمع الأجنة من حوض التكاثر باستخدام مصفاة ، وغسلها بشكل صحيح بماء النظام ، والاحتفاظ بالبيض الذي تم جمعه في صفيحة بتري مع وسائط E-3 (4.94 mM من كلوريد الصوديوم ، 0.17 mM من KCl ، 0.43 mM CaCl 2 ، 0.85 mM من أملاح MgCl2 ، 1٪ وزن / وزن من الميثيلين الأزرق ، انظر جدول المواد).
  5. راقب البويضات تحت مجهر التشريح ، وقم بإزالة الأجنة غير المخصبة أو الميتة باستخدام ماصة باستور ، واحتفظ بألواح بتري التي تحتوي على بيض مخصب في وسط E-3 عند 28.5 درجة مئوية في حاضنة لنموها وصيانتها بشكل صحيح.
    ملاحظة: يمكن التعرف على البويضات غير المخصبة بمظهر أبيض حليبي مع مشيمية متخثرة أو بخلايا ممزقة داخل المشيمية. جنبا إلى جنب مع البيض غير المخصب ، يجب التخلص من البيض الذي لا يخضع للانقسام والبيض الذي يعاني من تشوهات مثل المخالفات أثناء الانقسام ، على سبيل المثال ، عدم التماثل أو تكوين الحويصلة أو إصابات المشيم ، أو عدم التطور بنشاط ، للحفاظ على صحة الأجنة التي تم جمعها والحفاظ على نظافة الوسائط 7,56.

2. مراقبة الأجنة واختيارها للتجارب الإشعاعية

  1. مراقبة الأجنة النامية تحت مجهر التشريح ، وتحديد المرحلة المناسبة7،54 ، وإزالة أي أجنة ميتة أو غير صحية. ضمان التدريج الكافي للجنين حيث سيتم إعطاء جرعات الإشعاع والدواء في مرحلة معينة من المعدة.
    ملاحظة: كل يوم ، تحقق من مستوى وجودة الوسائط في أطباق الثقافة. قم بتغيير الوسائط كل 24 ساعة ، جنبا إلى جنب مع إزالة الأجنة الميتة. يفضل استخدام ماصات باستور لقطف الأجنة أو تغيير الوسائط.
  2. قبل البدء في التجربة ، قم بتوزيع الأجنة السليمة بعناية في اللوحات التجريبية بمساعدة ماصة باستور. لكل مجموعة تجريبية ، خذ 15-20 جنينا.
    ملاحظة: ضع فقط الأجنة السليمة لمراحل النمو المرغوبة في اللوحة التجريبية. لنفترض أن العلاج الدوائي يجب أن يتم مع الأجنة عند 6 hpf ، ثم ابدأ في زرعها في لوحات تجريبية قبل 30-60 دقيقة على الأقل.

3. العلاج من تعاطي المخدرات

  1. أضف أدوية ذات تركيز مرغوب إلى أجنة الزرد. تحضير وسائط E-3 المحتوية على الدواء في وقت مبكر. تأكد من أن محلول مخزون الدواء لا يحتوي على دواء غير مذاب قبل إعداد وسائط العمل لعلاج أجنة الزرد.
  2. قبل إضافة أي دواء إلى وسيط للفحص الإشعاعي ، تحقق من التأثير السام للخلايا للدواء مع درجات تركيزات الدواء. اتبع إرشادات منظمة التعاون الاقتصادي والتنمية لتقييم LC 50 للأدوية قيد التقييم59،60،61.
    ملاحظة: كن حذرا أثناء تحريك الأطباق والأطباق أثناء وقت التشعيع أو المراقبة. هناك العديد من الفرص لإزعاج الصفائح أثناء هذه المناولة ، مما يتسبب في تسرب الوسائط من الآبار أو تسرب الأجنة من آبارها ، مما قد يؤدي إلى تلويث الآبار القريبة وتدمير التجربة.

4. تشعيع الأشعة السينية

  1. أثناء إعداد تجربة إشعاعية ، قم بتضمين مجموعة تحكم / غير مشععة ومجموعة إشعاعية فقط. وبالمثل ، أثناء إجراء فحص المخدرات ، قم بتضمين مجموعة أخرى حيث سيتم إعطاء الأدوية بنفس تركيز تلك التي يتم إعطاؤها في تجربة الفحص جنبا إلى جنب مع الإشعاع.
    ملاحظة: قم بتسمية كل من غطاء وقاعدة أطباق البئر أو أطباق الاستزراع حتى لا تضيع الأغطية.
  2. توزيع الأجنة في صفيحة بئر إذا كانت الدروع الإشعاعية يمكن أن تغطي وتحمي الآبار الإضافية من الإشعاع بينما تتعرض الآبار الأخرى لجرعة إشعاعية معينة ؛ خلاف ذلك ، استخدم لوحات أو أقراص فردية لزرع الأجنة لكل جرعة إشعاعية.
  3. قم بتشغيل جهاز التشعيع بالأشعة السينية (انظر جدول المواد) ، وابدأ تهيئة الجهاز وتسخينه.
    ملاحظة: يجب أن تكون قيمة المسافة من المصدر إلى الموضوع (SSD) 50 سم ؛ يمكن للمرء استخدام محركات أقراص SSD مختلفة مرة أخرى ، الأمر الذي يتطلب التوحيد القياسي.
  4. ضع اللوحة التجريبية تحت جهاز التشعيع داخل الجهاز في المنتصف ، مع التأكد من أن اللوحة أسفل مصدر الأشعة السينية مباشرة ، ثم اضبط الجرعة (على سبيل المثال ، 5 GY) وابدأ الأشعة السينية.
    ملاحظة: أغلق الألواح بغشاء البارافين لتجنب أي انسكاب أو تلوث غير مرغوب فيه أثناء نقل الألواح من الحاضنة إلى جهاز التشعيع والظهر.
  5. بعد الانتهاء من التشعيع ، أخرج الألواح ، وأغلق برنامج الماكينة ، وأوقف تشغيل الجهاز ، وافحص الألواح الموجودة تحت المجهر مباشرة بعد الإشعاع. إزالة الأجنة الميتة وإعادة الألواح إلى الحاضنة عند 28.5 درجة مئوية. تسجيل عدد الأجنة الميتة بعد تقييمها تحت المجهر التشريحي.
    ملاحظة: تشعيع مجموعات مختلفة من الأجنة بجرعات إشعاعية محددة دون تأخير كبير بين المجموعات الفردية حيث قد يتأثر تأثير الإشعاع بشكل كبير بالاختلاف في مرحلة النمو.
    تنبيه: أثناء تشغيل جهاز الأشعة السينية ، اتخذ تدابير الحماية المناسبة.

5. جمع البيانات وتصويرها وتحليلها

  1. اجمع البيانات على فترات زمنية محددة مسبقا ، مثل كل 24 ساعة بعد إعطاء الإشعاع. سجل جميع الملاحظات الممكنة مثل البقاء على قيد الحياة ، وكفاءة الفقس ، ومرحلة التطور ، وعدد ضربات القلب ، وانحناء الجسم والذيل ، وذمة التامور ، وتمديد كيس الصفار ، وصغر الرأس ، وتطور المثانة في السباحة ، والحركة العامة أو النشاط ، إلخ.62،63،64.
  2. لالتقاط الصور ، اختر أجنة تمثيلية على شريحة نظيفة ، وتحقق من الأجنة تحت المجهر ، وقم بتوجيهها في اتجاه معين ، وانقر على الصور. أعد تسمية ملفات الصور وفقا للمجموعة والوقت.
    ملاحظة: يجب استخدام نفس التكبير والإضاءة أثناء التقاط الصور على فترات زمنية مختلفة.

النتائج

يوضح الشكل 2 التخطيط العام للبروتوكول. تم تقييم تأثير الإشعاع والتوصيف بطريقة تعتمد على الجرعة من خلال التحليلات التالية.

تقييم السمية المستحثة بالأشعة السينية
باستخدام المجهر المجسم ، تم تقييم التشوهات التالية وتوصيفها بعد العلاج الد?...

Discussion

تستخدم أسماك الزرد كنماذج قيمة في العديد من الدراسات ، بما في ذلك عدة أنواع من أبحاث السرطان. يوفر هذا النموذج منصة مفيدة لفحص المخدرات على نطاق واسع67,68. مثل أي طريقة أخرى لتقييم السمية ، فإن التقييم الكمي للتغيرات البيولوجية الرئيسية عند العلاج الإشعاعي و /...

Disclosures

ولم يعلن أصحاب البلاغ عن أي مصالح متنافسة.

Acknowledgements

يتم تمويل مختبر SS ومختبر RKS من خلال منح من DBT و SERB ، الهند. APM حاصلة على زمالة ICMR ، حكومة الهند. حاصل على زمالة CSIR ، حكومة الهند. حصلت الأمم المتحدة على زمالة DST-Inspire ، حكومة الهند. تم إنشاء الشكل 2 باستخدام Biorender (https://biorender.com).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
6 Well platesCorningCLS3335Polystyrene
B.O.D IncubatorOswaldJRIC-10
Calcium ChlorideFisher Scientific10101-41-4
Dissecting MicroscopeZeissStemi 2000
External Tank for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTEPolycarbonate
Glass petriplatesBorosil3165A75Glass
GraphpadPrismGraphPad Software, Inc.Version 5.01
Kline concavity slidesHimediaGW092-1PKGlass
Magnesium ChlorideSigma-AldrichM8266
Methylene blue hydrateSigma-Aldrich66720-100G
ParafilmTarsons380020Paraffin film
Pasteur pipettesHimediaPW1212-1X500NOPolyethylene plastic
Perforated Internal Tank for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTIPolycarbonate
Polycarbonate Divider for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTDPolycarbonate
Polycarbonate Lid for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTLPolycarbonate
Potassium ChlorideSigma-AldrichP5655
Sodium ChlorideSigma-AldrichS7653-5KG
Sodium hydroxide pelletSRL1949181
Stereo Microscope Leica M205FALeicaModel/PN MDG35/10 450 125
X-Rad 225 Precision X-RayPrecision X-RayX-RAD 225XL

References

  1. Teame, T., et al. The use of zebrafish (Danio rerio) as biomedical models. Animal Frontiers. 9 (3), 68-77 (2019).
  2. Ye, M., Chen, Y. Zebrafish as an emerging model to study gonad development. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2373-2380 (2020).
  3. Bambino, K., Chu, J. Zebrafish in Toxicology and Environmental Health. Current Topics in Developmental Biology. 124, 331-367 (2017).
  4. Zhang, C., Willett, C., Fremgen, T. Zebrafish: An animal model for toxicological studies. Current Protocols in Toxicology. , (2003).
  5. Dai, Y. J., et al. Zebrafish as a model system to study toxicology. Environmental Toxicology and Chemistry. 33 (1), 11-17 (2014).
  6. Gamse, J. T., Gorelick, D. A. Mixtures, metabolites, and mechanisms: Understanding toxicology using zebrafish. Zebrafish. 13 (5), 377-378 (2016).
  7. Yesudhason, B. V., et al. Developmental stages of zebrafish (Danio rerio) embryos and toxicological studies using foldscope microscope. Cell Biology International. 44 (10), 1968-1980 (2020).
  8. Cassar, S., et al. Use of zebrafish in drug discovery toxicology. Chemical Research in Toxicology. 33 (1), 95-118 (2020).
  9. Hill, A. J., Teraoka, H., Heideman, W., Peterson, R. E. Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological Sciences. 86 (1), 6-19 (2005).
  10. McGrath, P., Li, C. Q. Zebrafish: A predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today. 13 (9-10), 394-401 (2008).
  11. Haque, E., Ward, A. C. Zebrafish as a model to evaluate nanoparticle toxicity. Nanomaterials. 8 (7), 561 (2018).
  12. Xia, Q., et al. Psoralen induces developmental toxicity in zebrafish embryos/larvae through oxidative stress, apoptosis, and energy metabolism disorder. Frontiers in Pharmacology. 9, 1457 (2018).
  13. Al-Samadi, A., et al. PCR-based zebrafish model for personalised medicine in head and neck cancer. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 235 (2019).
  14. Van Sebille, Y. Z., Gibson, R. J., Wardill, H. R., Carney, T. J., Bowen, J. M. Use of zebrafish to model chemotherapy and targeted therapy gastrointestinal toxicity. Experimental Biology and Medicine. 244 (14), 1178-1185 (2019).
  15. Heideman, W., Antkiewicz, D. S., Carney, S. A., Peterson, R. E. Zebrafish and cardiac toxicology. Cardiovascular Toxicology. 5 (2), 203-214 (2005).
  16. Sieber, S., et al. Zebrafish as a preclinical in vivo screening model for nanomedicines. Advanced Drug Delivery Reviews. 151-152, 152-168 (2019).
  17. Farrelly, J., McEntee, M. C. Principles and applications of radiation therapy. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 18 (2), 82-87 (2003).
  18. Seegenschmiedt, M., Micke, O., Muecke, R. German Cooperative Group on Radiotherapy for Non-malignant Diseases (GCG-BD). Radiotherapy for non-malignant disorders: State of the art and update of the evidence-based practice guidelines. The British Journal of Radiology. 88 (1051), (2015).
  19. Mohan, G., et al. Recent advances in radiotherapy and its associated side effects in cancer-A review. The Journal of Basic and Applied Zoology. 80 (1), 14 (2019).
  20. Jarosz-Biej, M., Smolarczyk, R., Cichoń, T., Kułach, N. Tumor microenvironment as a "game changer" in cancer radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3212 (2019).
  21. Chen, H. H. W., Kuo, M. T. Improving radiotherapy in cancer treatment: Promises and challenges. Oncotarget. 8 (37), 62742-62758 (2017).
  22. Garibaldi, C., et al. Recent advances in radiation oncology. Ecancermedicalscience. 11, 785 (2017).
  23. Koka, K., Verma, A., Dwarakanath, B. S., Papineni, R. V. L. Technological advancements in external beam radiation therapy (EBRT): An indispensable tool for cancer treatment. Cancer Management and Research. 14, 1421-1429 (2022).
  24. Citrin, D. E. Recent developments in radiotherapy. The New England Journal of Medicine. 377 (11), 1065-1075 (2017).
  25. Ghani, S., et al. Recent developments in antibody derivatives against colorectal cancer; A review. Life Sciences. 265, 118791 (2021).
  26. Lu, L., Shan, F., Li, W., Lu, H. Short-term side effects after radioiodine treatment in patients with differentiated thyroid cancer. BioMed Research International. 2016, 4376720 (2016).
  27. Szejk, M., Kołodziejczyk-Czepas, J., Żbikowska, H. M. Radioprotectors in radiotherapy - Advances in the potential application of phytochemicals. Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej. 70, 722-734 (2016).
  28. Citrin, D., et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. The Oncologist. 15 (4), 360-371 (2010).
  29. Jairam, V., et al. Treatment-related complications of systemic therapy and radiotherapy. JAMA Oncology. 5 (7), 1028-1035 (2019).
  30. Gong, L., Zhang, Y., Liu, C., Zhang, M., Han, S. Application of radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 16, 1083-1102 (2021).
  31. Wardman, P. Chemical radiosensitizers for use in radiotherapy. Clinical Oncology. 19 (6), 397-417 (2007).
  32. Citrin, D. E. Radiation modifiers. Hematology/Oncology Clinics of North America. 33 (6), 1041-1055 (2019).
  33. Citrin, D. E., Mitchell, J. B. Altering the response to radiation: sensitizers and protectors. Seminars in Oncology. 41 (6), 848-859 (2014).
  34. Caragher, S., Chalmers, A. J., Gomez-Roman, N. Glioblastoma's next top model: Novel culture systems for brain cancer radiotherapy research. Cancers. 11 (1), 44 (2019).
  35. Wang, J. S., Wang, H. J., Qian, H. L. Biological effects of radiation on cancer cells. Military Medical Research. 5 (1), 20 (2018).
  36. Serrano Martinez, P., et al. Mouse parotid salivary gland organoids for the in vitro study of stem cell radiation response. Oral Diseases. 27 (1), 52-63 (2021).
  37. Martin, M. L., et al. Organoids reveal that inherent radiosensitivity of small and large intestinal stem cells determines organ sensitivity. Cancer Research. 80 (5), 1219-1227 (2020).
  38. Szabó, E. R., et al. Radiobiological effects and proton RBE determined by wildtype zebrafish embryos. PLoS One. 13 (11), 0206879 (2018).
  39. Hurem, S., et al. Dose-dependent effects of gamma radiation on the early zebrafish development and gene expression. PLoS One. 12 (6), 0179259 (2017).
  40. Lu, B., Hwang, M., Yong, C., Moretti, L. Zebrafish as a model system to screen radiation modifiers. Current Genomics. 8 (6), 360-369 (2007).
  41. Curran, W. . Seminars in radiation oncology. 12 (1), 2-4 (2002).
  42. McAleer, M. F., et al. Novel use of zebrafish as a vertebrate model to screen radiation protectors and sensitizers. International Journal of Radiation Oncology - Biology - Physics. 61 (1), 10-13 (2005).
  43. Bladen, C. L., Lam, W. K., Dynan, W. S., Kozlowski, D. J. DNA damage response and Ku80 function in the vertebrate embryo. Nucleic Acids Research. 33 (9), 3002-3010 (2005).
  44. Geiger, G. A., et al. Zebrafish as a "biosensor"? Effects of ionizing radiation and amifostine on embryonic viability and development. Cancer Research. 66 (16), 8172-8181 (2006).
  45. Kelland, L. R. Flavopiridol, the first cyclin-dependent kinase inhibitor to enter the clinic: Current status. Expert Opinion on Investigational Drugs. 9 (12), 2903-2911 (2000).
  46. Prasanna, P. G., et al. Radioprotectors and radiomitigators for improving radiation therapy: The Small Business Innovation Research (SBIR) gateway for accelerating clinical translation. Radiation Research. 184 (3), 235-248 (2015).
  47. Daroczi, B., et al. In vivo radioprotection by the fullerene nanoparticle DF-1as assessed in a zebrafish model. Clinical Cancer Research. 12 (23), 7086-7091 (2006).
  48. Adenan, M. N. H., et al. Radioprotective effects of Kelulut honey in zebrafish model. Molecules. 26 (6), 1557 (2021).
  49. Liu, G., et al. High-throughput preparation of radioprotective polymers via Hantzsch's reaction for in vivo X-ray damage determination. Nature Communications. 11 (1), 1-11 (2020).
  50. Mohapatra, D., et al. Fluvastatin sensitizes pancreatic cancer cells toward radiation therapy and suppresses radiation- and/or TGF-β-induced tumor-associated fibrosis. Laboratory Investigation. 102 (3), 298-311 (2022).
  51. Chen, Y., Yang, J., Fu, S., Wu, J. Gold nanoparticles as radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 15, 9407-9430 (2020).
  52. Ma, N., et al. Enhanced radiosensitization of gold nanospikes via hyperthermia in combined cancer radiation and photothermal therapy. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (42), 28480-28494 (2016).
  53. Hosen, M. J., et al. Zebrafish models for ectopic mineralization disorders: Practical issues from morpholino design to post-injection observations. Frontiers in Genetics. 4, 74 (2013).
  54. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental Dynamics. 203 (3), 253-310 (1995).
  55. Zhou, R., et al. The effects of x-ray radiation on the eye development of zebrafish. Human & Experimental Toxicology. 33 (10), 1040-1050 (2014).
  56. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196 (2012).
  57. Braunbeck, T., et al. Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: The fish embryo toxicity test goes multi-species -- An update. ALTEX. 22 (2), 87-102 (2005).
  58. Nagel, R. DarT: The embryo test with the zebrafish Danio rerio--A general model in ecotoxicology and toxicology. ALTEX. 19, 38-48 (2002).
  59. Aspatwar, A., Hammaren, M. M., Parikka, M., Parkkila, S. Rapid evaluation of toxicity of chemical compounds using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (150), e59315 (2019).
  60. Gence, L., et al. Hypericum lanceolatum Lam. Medicinal plant: Potential toxicity and therapeutic effects based on a zebrafish model. Frontiers in Pharmacology. 13, 832928 (2022).
  61. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals., Section 2. , (2019).
  62. Li, X., et al. Toxic effects and foundation of proton radiation on the early-life stage of zebrafish development. Chemosphere. 200, 302-312 (2018).
  63. Si, J., et al. Effects of ionizing radiation and HLY78 on the zebrafish embryonic developmental toxicity. Toxicology. 411, 143-153 (2019).
  64. Si, J., et al. Toxic effects of (56)Fe ion radiation on the zebrafish (Danio rerio) embryonic development. Aquatic Toxicology. 186, 87-95 (2017).
  65. Pucci, G., Forte, G. I., Cavalieri, V. Evaluation of epigenetic and radiomodifying effects during radiotherapy treatments in zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9053 (2021).
  66. Song, Z., et al. Isoliquiritigenin triggers developmental toxicity and oxidative stress-mediated apoptosis in zebrafish embryos/larvae via Nrf2-HO1/JNK-ERK/mitochondrion pathway. Chemosphere. 246, 125727 (2020).
  67. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: From preclinical modelling to clinical trials. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (8), 611-628 (2021).
  68. Rosa, J. G. S., Lima, C., Lopes-Ferreira, M. Zebrafish larvae behavior models as a tool for drug screenings and pre-clinical trials: A review. International Journal of Molecular Sciences. 23 (12), 6647 (2022).
  69. Kong, E. Y., Cheng, S. H., Yu, K. N. Biphasic and triphasic dose responses in zebrafish embryos to low-dose 150 kV X-rays with different levels of hardness. Journal of Radiation Research. 57 (4), 363-369 (2016).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved