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Resumen

El pez cebra ha sido explotado recientemente como modelo para validar posibles modificadores de radiación. El presente protocolo describe los pasos detallados para utilizar embriones de pez cebra para experimentos de detección basados en radiación y algunos enfoques observacionales para evaluar el efecto de diferentes tratamientos y radiación.

Resumen

El pez cebra se utiliza ampliamente en varios tipos de investigación porque es uno de los modelos de vertebrados de fácil mantenimiento y exhibe varias características de un sistema de modelos único y conveniente. Dado que las células altamente proliferativas son más susceptibles al daño del ADN inducido por la radiación, los embriones de pez cebra son un modelo in vivo de primera línea en la investigación de la radiación. Además, este modelo proyecta el efecto de la radiación y de diferentes fármacos en poco tiempo, junto con los principales eventos biológicos y las respuestas asociadas. En varios estudios oncológicos se ha utilizado el pez cebra, y este protocolo se basa en el uso de modificadores de radiación en el contexto de la radioterapia y el cáncer. Este método se puede utilizar fácilmente para validar los efectos de diferentes fármacos en embriones irradiados y de control (no irradiados), identificando así los fármacos como fármacos radiosensibilizantes o protectores. Aunque esta metodología se utiliza en la mayoría de los experimentos de detección de fármacos, los detalles del experimento y la evaluación de la toxicidad con el trasfondo de la exposición a la radiación de rayos X son limitados o sólo se abordan brevemente, lo que dificulta su realización. Este protocolo aborda este problema y analiza el procedimiento y la evaluación de la toxicidad con una ilustración detallada. El procedimiento describe un enfoque simple para el uso de embriones de pez cebra para estudios de radiación y detección de fármacos basados en radiación con mucha confiabilidad y reproducibilidad.

Introducción

El pez cebra (Danio rerio) es un modelo animal muy conocido que ha sido ampliamente utilizado en la investigación durante las últimas 3 décadas. Es un pequeño pez de agua dulce que es fácil de criar y criar en condiciones de laboratorio. El pez cebra ha sido ampliamente utilizado para diversos estudios toxicológicos y de desarrollo 1,2,3,4,5,6,7,8. El pez cebra tiene alta fecundidad y corta generación embrionaria; Los embriones son adecuados para el seguimiento de diferentes etapas de desarrollo, son visualmente transparentes y son susceptibles a variedades de manipulación genética y plataformas de cribado de alto rendimiento 9,10,11,12,13,14. Además, el pez cebra proporciona imágenes in toto y en vivo para las cuales su proceso de desarrollo y diferentes deformidades en presencia de diversas sustancias o factores tóxicos pueden ser fácilmente estudiados utilizando microscopía estereoscópica o fluorescente 7,15,16.

La radioterapia es uno de los principales modos terapéuticos utilizados en el tratamiento del cáncer 17,18,19,20,21,22,23,24. Sin embargo, la radioterapia contra el cáncer requiere radioprotectores potenciales para proteger a las células sanas normales de la muerte mientras matan las células malignas o salvaguardar la salud humana durante la terapia que involucra radiaciones de alta energía 25,26,27,28,29. Por el contrario, también se están investigando radiosensibilizadores potentes para aumentar la eficiencia de la radiación para matar células malignas, especialmente en terapias dirigidas y de precisión30,31,32,33. Por lo tanto, para validar radioprotectores y sensibilizadores potentes, se solicita encarecidamente un modelo adecuado para el cribado de fármacos de semi-alto rendimiento y que exhiba efectos de radiación de forma mensurable. Varios modelos disponibles se utilizan en estudios de radiación y participan en experimentos de detección de fármacos. Sin embargo, los vertebrados superiores e incluso el modelo in vivo más utilizado, los ratones, no son adecuados para el cribado de fármacos a gran escala porque requiere mucho tiempo, es costoso y difícil diseñar dichos experimentos de cribado con estos modelos. Del mismo modo, los modelos de cultivo celular son ideales para variedades de experimentos de cribado de fármacos de alto rendimiento34,35. Sin embargo, los experimentos que involucran cultivos celulares no siempre son pragmáticos, altamente reproducibles o confiables, ya que las células en cultivo pueden cambiar notablemente su comportamiento de acuerdo con las condiciones de crecimiento y la cinética. Además, las variedades de tipos celulares muestran sensibilización diferencial a la radiación. Cabe destacar que los sistemas de cultivo celular 2D y 3D no representan el escenario de todo el organismo y, por lo tanto, los resultados obtenidos pueden no recapitular el nivel real de radiotoxicidad36,37. En este sentido, el pez cebra ofrece varias ventajas en la detección de nuevos radiosensibilizadores y radioprotectores. La facilidad de manejo, el gran tamaño de la nidada, la corta vida útil, el rápido desarrollo embrionario, la transparencia del embrión y el pequeño tamaño corporal hacen del pez cebra un modelo adecuado para la detección de drogas a gran escala. Debido a las ventajas anteriores, los experimentos se pueden repetir fácilmente en poco tiempo y el efecto se puede observar fácilmente bajo un microscopio de disección en placas de pocillos múltiples. Por lo tanto, el pez cebra está ganando popularidad en la investigación de detección de drogas que involucra estudios de radiación38,39.

El potencial del pez cebra como modelo de buena fe para detectar modificadores de radiación ha sido demostrado en diversos estudios 40,41,42,43,44,45. Se ha descrito el efecto radioprotector de potenciales modificadores de radio, como la nanopartícula DF1, la amifostina (WR-2721), las proteínas de reparación del ADN KU80 y ATM, y las células madre hematopoyéticas trasplantadas, y los efectos de los radiosensibilizadores, como el flavopiridol y AG1478, en el modelo de pez cebra 19,41,42,43,44,45,46 . Utilizando el mismo sistema, se evaluó el efecto radioprotector de DF-1 (nanopartícula de fullereno) tanto a nivel sistémico como a nivel específico de órganos, y también se exploró más a fondo el uso de embriones de pez cebra para el cribado radioprotector47. Recientemente, se informó que la miel de Kelulut es un radioprotector en embriones de pez cebra y se descubrió que aumenta la supervivencia del embrión y previene el daño específico de los órganos, el daño del ADN celular y la apoptosis48.

Del mismo modo, los efectos radioprotectores de los polímeros generados a través de la reacción de Hantzsch se comprobaron en embriones de pez cebra en un cribado de alto rendimiento, y la protección se confirió principalmente protegiendo a las células del daño en el ADN49. En uno de los estudios previos, se encontró la estatina lipofílica fluvastatina como potencial radiosensibilizante utilizando el modelo de pez cebra con este abordaje50. Del mismo modo, las nanopartículas de oro se consideran un radiosensibilizador ideal y se han utilizado en muchos estudios51,52.

El desarrollo embrionario en el pez cebra implica la escisión en las 3 h iniciales en las que un cigoto unicelular se divide para formar 2 células, 4 células, 8 células, 16 células, 32 células y 64 células que se identifican fácilmente con un microscopio estereoscópico. Luego, alcanza la etapa de blástula con 128 células (2.25 h después de la fertilización, hpf), donde las células se duplican cada 15 min y pasan por las siguientes etapas: 256 células (2.5 hpf), 512 células (2.75 hpf) y alcanzando 1,000+ células en solo 3 h (Figura 1). A las 4 h, el huevo alcanza la etapa de esfera, seguida de la formación de una cúpula en la masa embrionaria 7,53,54. La gastrulación en el pez cebra comienza a partir de 5,25 hpf54, donde alcanza la etapa de escudo. El escudo indica claramente el rápido movimiento de convergencia de las células hacia un lado del anillo germinal (Figura 1) y es una fase prominente y distinta de los embriones gastrulados que se puede identificar fácilmente53,54. Aunque la exposición a la radiación de los embriones podría realizarse en cualquier etapa de su desarrollo, la exposición a la radiación durante la gastrulación podría tener cambios morfológicos más marcados, lo que facilitaría una mejor lectura de las toxicidades inducidas por la radiación55; Del mismo modo, la administración de fármacos a embriones puede iniciarse a partir de las 2 HPF54.

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Protocolo

El presente estudio se llevó a cabo con la aprobación previa del Comité Institucional de Ética Animal del Instituto de Ciencias de la Vida de Bhubaneswar y siguiendo las directrices. Todo el mantenimiento y la cría del pez cebra se llevaron a cabo en una instalación de cultivo de peces a temperatura ambiente a 28,5 °C, y los embriones se mantuvieron en una incubadora de demanda biológica de oxígeno (DBO) a una temperatura de 28,5 °C. En este caso, se utilizó la cepa AB de pez cebra y la estadificación se llevó a cabo de acuerdo con Kimmel et al.54. Se administró radiación de rayos X a 6 hpf (estadio de escudo) y se observaron diferentes fenotipos hasta 120 hpf.

1. Instalación de la cría y recogida de embriones

  1. Colocar los tanques de cría (compuestos por policarbonato, capacidad 1 L, ver Tabla de Materiales). Verter el agua del sistema (pH, 6,8-7,5; conductividad, 500 μS; y temperatura, 28,5 °C) en los tanques de cría cubriendo casi el 40% de su volumen. Coloque el divisor en el tanque para crear dos cámaras, una para las mujeres y la otra para los hombres.
  2. De los tanques originales, recoja cuidadosamente dos hembras sanas y un macho sano con la ayuda de una red, colóquelos en sus respectivas mitades y manténgalos en la oscuridad durante la noche (mínimo 10 h) a 28,5 ° C.
  3. A la mañana siguiente, retire el divisor y permita que los peces se apareen sin perturbar los tanques de reproducción.
    NOTA: Las hembras comenzarán a desovar y los huevos se verán en el fondo del tanque dentro de los 10-15 minutos después de que se permita que los peces se apareen56,57,58.
  4. Devolver los peces a sus tanques después del desove, recoger los embriones del tanque de cría con un colador, lavarlos adecuadamente con el agua del sistema y mantener los huevos recolectados en una placa de Petri con medios E-3 (4,94 mM de NaCl, 0,17 mM de KCl, 0,43 mM de CaCl 2, 0,85 mM de sales de MgCl2, 1% p/v de azul de metileno, ver Tabla de Materiales).
  5. Observar los huevos bajo un microscopio de disección, extraer los embriones no fertilizados o muertos con una pipeta Pasteur y mantener las placas de Petri que contienen los huevos fertilizados en el medio E-3 a 28,5 °C en una incubadora para su correcto crecimiento y mantenimiento.
    NOTA: Los huevos no fertilizados se pueden identificar con una apariencia blanca lechosa con un corion coagulado o con células rotas dentro del corion. Junto con los óvulos no fertilizados, los óvulos que no experimentan escisión y los huevos con deformidades como irregularidades durante la escisión, por ejemplo, asimetría, formación de vesículas o lesiones del corion, o que no se desarrollan activamente, deben desecharse para mantener los embriones recolectados sanos y mantener limpios los medios 7,56.

2. Seguimiento de embriones y selección para experimentos de radiación

  1. Monitoree los embriones en crecimiento bajo el microscopio de disección, identifique la etapa adecuada 7,54 y elimine los embriones muertos o enfermos. Asegurar una estadificación adecuada de los embriones, ya que la radiación y las dosis de fármacos se administrarán en una etapa particular de gastrulación.
    NOTA: Todos los días, verifique el nivel y la calidad de los medios en las placas de cultivo. Cambiar el medio cada 24 h, junto con la extracción de embriones muertos. Las pipetas Pasteur se prefieren para recoger embriones o cambiar de medio.
  2. Antes de comenzar el experimento, distribuya cuidadosamente los embriones sanos en las placas experimentales con la ayuda de una pipeta Pasteur. Para cada grupo experimental, tome de 15 a 20 embriones.
    NOTA: Coloque solo embriones sanos de las etapas de desarrollo deseadas en la placa experimental. Supongamos que el tratamiento farmacológico tiene que hacerse con embriones a 6 hpf, y luego comenzar a sembrarlos en placas experimentales al menos 30-60 min antes.

3. Tratamiento farmacológico

  1. Agregue medicamentos de la concentración deseada a los embriones de pez cebra. Prepare el medio E-3 que contiene el fármaco con mucha antelación. Asegúrese de que la solución madre del fármaco no tenga ningún fármaco sin disolver antes de preparar los medios de trabajo para el tratamiento de embriones de pez cebra.
  2. Antes de agregar cualquier fármaco a un medio para la detección de radiación, verifique el efecto citotóxico del fármaco con los grados de concentración del fármaco. Seguir las guías de la OCDE para evaluar la CL 50 de los fármacos evaluados 59,60,61.
    NOTA: Tenga cuidado al mover las placas y platos durante el tiempo de irradiación u observación. Hay muchas posibilidades de que las placas se alteren durante esta manipulación, lo que hará que los medios se filtren fuera de los pocillos o que los embriones se derramen fuera de sus respectivos pocillos, contaminando potencialmente los pozos cercanos y arruinando el experimento.

4. Irradiación de rayos X

  1. Al organizar un experimento de radiación, incluya un grupo de control/no irradiado y un grupo de solo radiación. Del mismo modo, al realizar un cribado de drogas, incluya otro grupo en el que los fármacos se administrarán con la misma concentración que los administrados en el experimento de cribado junto con la radiación.
    NOTA: Etiquete tanto la tapa como la base de los platos de pocillos o platos de cultivo para que las tapas no se extravíen.
  2. Distribuir los embriones en una placa de pocillos si los escudos de radiación pueden cubrir y proteger los pocillos adicionales de la radiación mientras los otros pocillos están expuestos a una dosis de radiación particular; De lo contrario, use placas o discos individuales para sembrar los embriones por dosis de radiación.
  3. Encienda la máquina del irradiador de rayos X (consulte la Tabla de materiales) e inicie la inicialización y el calentamiento de la máquina.
    NOTA: El valor de la distancia entre la fuente y el sujeto (SSD) debe ser de 50 cm; se pueden usar diferentes SSD una vez más, lo que requiere estandarización.
  4. Coloque la placa experimental debajo del irradiador dentro de la máquina en el centro, asegurándose de que la placa esté directamente debajo de la fuente de rayos X, y luego ajuste la dosis (por ejemplo, 5 GY) e inicie la radiografía.
    NOTA: Selle las placas con una película de parafina para evitar derrames o contaminación no deseados durante el transporte de las placas desde la incubadora hasta el irradiador y viceversa.
  5. Después de completar la irradiación, saque las placas, apague el programa de la máquina, apague la máquina y revise las placas bajo el microscopio inmediatamente después de la radiación. Retire los embriones muertos y devuelva las placas a la incubadora a 28,5 °C. Registre el número de embriones muertos después de evaluarlos bajo el microscopio de disección.
    NOTA: Irradie los diferentes grupos de embriones con las dosis de radiación designadas sin mucha demora entre los grupos individuales, ya que el efecto de la radiación puede verse afectado significativamente por la diferencia en la etapa de desarrollo.
    PRECAUCIÓN: Mientras opera la máquina de rayos X, tome las medidas de protección adecuadas.

5. Recopilación, obtención de imágenes y análisis de datos

  1. Recopile datos a intervalos de tiempo predeterminados, como cada 24 horas después de la administración de la radiación. Registre todas las observaciones posibles, como la supervivencia, la eficiencia de eclosión, la etapa de desarrollo, el recuento de latidos cardíacos, la curvatura del cuerpo y la cola, el edema pericárdico, la extensión del saco vitelino, la microcefalia, el desarrollo de la vejiga natatoria, la motilidad o actividad general, etc.62,63,64.
  2. Para capturar imágenes, elija embriones representativos en un portaobjetos limpio, revise los embriones bajo el microscopio, oriéntelos en una dirección particular y haga clic en las imágenes. Cambie el nombre de los archivos de imagen según el grupo y la hora.
    NOTA: Se debe utilizar el mismo aumento e iluminación al capturar imágenes en diferentes intervalos de tiempo.

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Resultados

El diseño general del protocolo se muestra en la Figura 2. El efecto de la radiación y la caracterización de manera dosis-dependiente se evaluó con los siguientes análisis.

Evaluación de las toxicidades inducidas por rayos X
Utilizando un microscopio estereoscópico, se evaluaron y caracterizaron las siguientes anomalías después del tratamiento farmacológico y/o la radiación. De acuerdo con las directrices 61 de la O...

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Discusión

El pez cebra se utiliza como modelos valiosos en muchos estudios, incluidos varios tipos de investigación sobre el cáncer. Este modelo proporciona una plataforma útil para el cribado de drogas a gran escala67,68. Al igual que cualquier otro método de evaluación de la toxicidad, la evaluación cuantitativa de los principales cambios biológicos tras el tratamiento con radiación y/o fármacos es la parte más crucial de este protocolo. En este tipo de estudio...

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Divulgaciones

Los autores han declarado que no hay intereses contrapuestos.

Agradecimientos

El laboratorio de SS y el laboratorio de RKS están financiados por subvenciones de DBT y SERB, India. APM es beneficiaria de la beca ICMR del Gobierno de la India. El PD ha recibido la beca CSIR del Gobierno de la India. La ONU ha recibido la beca DST-Inspire del Gobierno de la India. La Figura 2 se generó utilizando Biorender (https://biorender.com).

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Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
6 Well platesCorningCLS3335Polystyrene
B.O.D IncubatorOswaldJRIC-10
Calcium ChlorideFisher Scientific10101-41-4
Dissecting MicroscopeZeissStemi 2000
External Tank for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTEPolycarbonate
Glass petriplatesBorosil3165A75Glass
GraphpadPrismGraphPad Software, Inc.Version 5.01
Kline concavity slidesHimediaGW092-1PKGlass
Magnesium ChlorideSigma-AldrichM8266
Methylene blue hydrateSigma-Aldrich66720-100G
ParafilmTarsons380020Paraffin film
Pasteur pipettesHimediaPW1212-1X500NOPolyethylene plastic
Perforated Internal Tank for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTIPolycarbonate
Polycarbonate Divider for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTDPolycarbonate
Polycarbonate Lid for the 1.0 L Breeding TankTecniplastZB10BTLPolycarbonate
Potassium ChlorideSigma-AldrichP5655
Sodium ChlorideSigma-AldrichS7653-5KG
Sodium hydroxide pelletSRL1949181
Stereo Microscope Leica M205FALeicaModel/PN MDG35/10 450 125
X-Rad 225 Precision X-RayPrecision X-RayX-RAD 225XL

Referencias

  1. Teame, T., et al. The use of zebrafish (Danio rerio) as biomedical models. Animal Frontiers. 9 (3), 68-77 (2019).
  2. Ye, M., Chen, Y. Zebrafish as an emerging model to study gonad development. Computational and Structural Biotechnology Journal. 18, 2373-2380 (2020).
  3. Bambino, K., Chu, J. Zebrafish in Toxicology and Environmental Health. Current Topics in Developmental Biology. 124, 331-367 (2017).
  4. Zhang, C., Willett, C., Fremgen, T. Zebrafish: An animal model for toxicological studies. Current Protocols in Toxicology. , Chapter 1, Unit 1.7 (2003).
  5. Dai, Y. J., et al. Zebrafish as a model system to study toxicology. Environmental Toxicology and Chemistry. 33 (1), 11-17 (2014).
  6. Gamse, J. T., Gorelick, D. A. Mixtures, metabolites, and mechanisms: Understanding toxicology using zebrafish. Zebrafish. 13 (5), 377-378 (2016).
  7. Yesudhason, B. V., et al. Developmental stages of zebrafish (Danio rerio) embryos and toxicological studies using foldscope microscope. Cell Biology International. 44 (10), 1968-1980 (2020).
  8. Cassar, S., et al. Use of zebrafish in drug discovery toxicology. Chemical Research in Toxicology. 33 (1), 95-118 (2020).
  9. Hill, A. J., Teraoka, H., Heideman, W., Peterson, R. E. Zebrafish as a model vertebrate for investigating chemical toxicity. Toxicological Sciences. 86 (1), 6-19 (2005).
  10. McGrath, P., Li, C. Q. Zebrafish: A predictive model for assessing drug-induced toxicity. Drug Discovery Today. 13 (9-10), 394-401 (2008).
  11. Haque, E., Ward, A. C. Zebrafish as a model to evaluate nanoparticle toxicity. Nanomaterials. 8 (7), 561(2018).
  12. Xia, Q., et al. Psoralen induces developmental toxicity in zebrafish embryos/larvae through oxidative stress, apoptosis, and energy metabolism disorder. Frontiers in Pharmacology. 9, 1457(2018).
  13. Al-Samadi, A., et al. PCR-based zebrafish model for personalised medicine in head and neck cancer. Journal of Translational Medicine. 17 (1), 235(2019).
  14. Van Sebille, Y. Z., Gibson, R. J., Wardill, H. R., Carney, T. J., Bowen, J. M. Use of zebrafish to model chemotherapy and targeted therapy gastrointestinal toxicity. Experimental Biology and Medicine. 244 (14), 1178-1185 (2019).
  15. Heideman, W., Antkiewicz, D. S., Carney, S. A., Peterson, R. E. Zebrafish and cardiac toxicology. Cardiovascular Toxicology. 5 (2), 203-214 (2005).
  16. Sieber, S., et al. Zebrafish as a preclinical in vivo screening model for nanomedicines. Advanced Drug Delivery Reviews. 151-152, 152-168 (2019).
  17. Farrelly, J., McEntee, M. C. Principles and applications of radiation therapy. Clinical Techniques in Small Animal Practice. 18 (2), 82-87 (2003).
  18. Seegenschmiedt, M., Micke, O., Muecke, R. German Cooperative Group on Radiotherapy for Non-malignant Diseases (GCG-BD). Radiotherapy for non-malignant disorders: State of the art and update of the evidence-based practice guidelines. The British Journal of Radiology. 88 (1051), (2015).
  19. Mohan, G., et al. Recent advances in radiotherapy and its associated side effects in cancer-A review. The Journal of Basic and Applied Zoology. 80 (1), 14(2019).
  20. Jarosz-Biej, M., Smolarczyk, R., Cichoń, T., Kułach, N. Tumor microenvironment as a "game changer" in cancer radiotherapy. International Journal of Molecular Sciences. 20 (13), 3212(2019).
  21. Chen, H. H. W., Kuo, M. T. Improving radiotherapy in cancer treatment: Promises and challenges. Oncotarget. 8 (37), 62742-62758 (2017).
  22. Garibaldi, C., et al. Recent advances in radiation oncology. Ecancermedicalscience. 11, 785(2017).
  23. Koka, K., Verma, A., Dwarakanath, B. S., Papineni, R. V. L. Technological advancements in external beam radiation therapy (EBRT): An indispensable tool for cancer treatment. Cancer Management and Research. 14, 1421-1429 (2022).
  24. Citrin, D. E. Recent developments in radiotherapy. The New England Journal of Medicine. 377 (11), 1065-1075 (2017).
  25. Ghani, S., et al. Recent developments in antibody derivatives against colorectal cancer; A review. Life Sciences. 265, 118791(2021).
  26. Lu, L., Shan, F., Li, W., Lu, H. Short-term side effects after radioiodine treatment in patients with differentiated thyroid cancer. BioMed Research International. 2016, 4376720(2016).
  27. Szejk, M., Kołodziejczyk-Czepas, J., Żbikowska, H. M. Radioprotectors in radiotherapy - Advances in the potential application of phytochemicals. Postepy Higieny i Medycyny Doswiadczalnej. 70 (0), 722-734 (2016).
  28. Citrin, D., et al. Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury. The Oncologist. 15 (4), 360-371 (2010).
  29. Jairam, V., et al. Treatment-related complications of systemic therapy and radiotherapy. JAMA Oncology. 5 (7), 1028-1035 (2019).
  30. Gong, L., Zhang, Y., Liu, C., Zhang, M., Han, S. Application of radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 16, 1083-1102 (2021).
  31. Wardman, P. Chemical radiosensitizers for use in radiotherapy. Clinical Oncology. 19 (6), 397-417 (2007).
  32. Citrin, D. E. Radiation modifiers. Hematology/Oncology Clinics of North America. 33 (6), 1041-1055 (2019).
  33. Citrin, D. E., Mitchell, J. B. Altering the response to radiation: sensitizers and protectors. Seminars in Oncology. 41 (6), 848-859 (2014).
  34. Caragher, S., Chalmers, A. J., Gomez-Roman, N. Glioblastoma's next top model: Novel culture systems for brain cancer radiotherapy research. Cancers. 11 (1), 44(2019).
  35. Wang, J. S., Wang, H. J., Qian, H. L. Biological effects of radiation on cancer cells. Military Medical Research. 5 (1), 20(2018).
  36. Serrano Martinez, P., et al. Mouse parotid salivary gland organoids for the in vitro study of stem cell radiation response. Oral Diseases. 27 (1), 52-63 (2021).
  37. Martin, M. L., et al. Organoids reveal that inherent radiosensitivity of small and large intestinal stem cells determines organ sensitivity. Cancer Research. 80 (5), 1219-1227 (2020).
  38. Szabó, E. R., et al. Radiobiological effects and proton RBE determined by wildtype zebrafish embryos. PLoS One. 13 (11), 0206879(2018).
  39. Hurem, S., et al. Dose-dependent effects of gamma radiation on the early zebrafish development and gene expression. PLoS One. 12 (6), 0179259(2017).
  40. Lu, B., Hwang, M., Yong, C., Moretti, L. Zebrafish as a model system to screen radiation modifiers. Current Genomics. 8 (6), 360-369 (2007).
  41. Curran, W. Seminars in radiation oncology. 12 (1), 2-4 (2002).
  42. McAleer, M. F., et al. Novel use of zebrafish as a vertebrate model to screen radiation protectors and sensitizers. International Journal of Radiation Oncology - Biology - Physics. 61 (1), 10-13 (2005).
  43. Bladen, C. L., Lam, W. K., Dynan, W. S., Kozlowski, D. J. DNA damage response and Ku80 function in the vertebrate embryo. Nucleic Acids Research. 33 (9), 3002-3010 (2005).
  44. Geiger, G. A., et al. Zebrafish as a "biosensor"? Effects of ionizing radiation and amifostine on embryonic viability and development. Cancer Research. 66 (16), 8172-8181 (2006).
  45. Kelland, L. R. Flavopiridol, the first cyclin-dependent kinase inhibitor to enter the clinic: Current status. Expert Opinion on Investigational Drugs. 9 (12), 2903-2911 (2000).
  46. Prasanna, P. G., et al. Radioprotectors and radiomitigators for improving radiation therapy: The Small Business Innovation Research (SBIR) gateway for accelerating clinical translation. Radiation Research. 184 (3), 235-248 (2015).
  47. Daroczi, B., et al. In vivo radioprotection by the fullerene nanoparticle DF-1as assessed in a zebrafish model. Clinical Cancer Research. 12 (23), 7086-7091 (2006).
  48. Adenan, M. N. H., et al. Radioprotective effects of Kelulut honey in zebrafish model. Molecules. 26 (6), 1557(2021).
  49. Liu, G., et al. High-throughput preparation of radioprotective polymers via Hantzsch's reaction for in vivo X-ray damage determination. Nature Communications. 11 (1), 1-11 (2020).
  50. Mohapatra, D., et al. Fluvastatin sensitizes pancreatic cancer cells toward radiation therapy and suppresses radiation- and/or TGF-β-induced tumor-associated fibrosis. Laboratory Investigation. 102 (3), 298-311 (2022).
  51. Chen, Y., Yang, J., Fu, S., Wu, J. Gold nanoparticles as radiosensitizers in cancer radiotherapy. International Journal of Nanomedicine. 15, 9407-9430 (2020).
  52. Ma, N., et al. Enhanced radiosensitization of gold nanospikes via hyperthermia in combined cancer radiation and photothermal therapy. ACS Applied Materials & Interfaces. 8 (42), 28480-28494 (2016).
  53. Hosen, M. J., et al. Zebrafish models for ectopic mineralization disorders: Practical issues from morpholino design to post-injection observations. Frontiers in Genetics. 4, 74(2013).
  54. Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Developmental Dynamics. 203 (3), 253-310 (1995).
  55. Zhou, R., et al. The effects of x-ray radiation on the eye development of zebrafish. Human & Experimental Toxicology. 33 (10), 1040-1050 (2014).
  56. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: An introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196(2012).
  57. Braunbeck, T., et al. Towards an alternative for the acute fish LC(50) test in chemical assessment: The fish embryo toxicity test goes multi-species -- An update. ALTEX. 22 (2), 87-102 (2005).
  58. Nagel, R. DarT: The embryo test with the zebrafish Danio rerio--A general model in ecotoxicology and toxicology. ALTEX. 19, Suppl 1 38-48 (2002).
  59. Aspatwar, A., Hammaren, M. M., Parikka, M., Parkkila, S. Rapid evaluation of toxicity of chemical compounds using zebrafish embryos. Journal of Visualized Experiments. (150), e59315(2019).
  60. Gence, L., et al. Hypericum lanceolatum Lam. Medicinal plant: Potential toxicity and therapeutic effects based on a zebrafish model. Frontiers in Pharmacology. 13, 832928(2022).
  61. OECD. Test No. 203: Fish, Acute Toxicity Test. OECD Guidelines for the Testing of Chemicals., Section 2. , OECD Publishing. Paris, France. (2019).
  62. Li, X., et al. Toxic effects and foundation of proton radiation on the early-life stage of zebrafish development. Chemosphere. 200, 302-312 (2018).
  63. Si, J., et al. Effects of ionizing radiation and HLY78 on the zebrafish embryonic developmental toxicity. Toxicology. 411, 143-153 (2019).
  64. Si, J., et al. Toxic effects of (56)Fe ion radiation on the zebrafish (Danio rerio) embryonic development. Aquatic Toxicology. 186, 87-95 (2017).
  65. Pucci, G., Forte, G. I., Cavalieri, V. Evaluation of epigenetic and radiomodifying effects during radiotherapy treatments in zebrafish. International Journal of Molecular Sciences. 22 (16), 9053(2021).
  66. Song, Z., et al. Isoliquiritigenin triggers developmental toxicity and oxidative stress-mediated apoptosis in zebrafish embryos/larvae via Nrf2-HO1/JNK-ERK/mitochondrion pathway. Chemosphere. 246, 125727(2020).
  67. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: From preclinical modelling to clinical trials. Nature Reviews Drug Discovery. 20 (8), 611-628 (2021).
  68. Rosa, J. G. S., Lima, C., Lopes-Ferreira, M. Zebrafish larvae behavior models as a tool for drug screenings and pre-clinical trials: A review. International Journal of Molecular Sciences. 23 (12), 6647(2022).
  69. Kong, E. Y., Cheng, S. H., Yu, K. N. Biphasic and triphasic dose responses in zebrafish embryos to low-dose 150 kV X-rays with different levels of hardness. Journal of Radiation Research. 57 (4), 363-369 (2016).

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