JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يوضح البروتوكول المقدم هنا بالتفصيل إجراءات جمع البيانات وتحليل البيانات للتصوير المقطعي للتماسك البصري الموجه بالصور (OCT) ويوضح تطبيقه في نماذج القوارض المتعددة لأمراض العين.

Abstract

دائما ما تكون أمراض العين ، مثل الضمور البقعي المرتبط بالعمر ، والزرق ، والتهاب الشبكية الصباغي ، والتهاب القزحية ، دائما بتغيرات هيكلية في الشبكية. تظهر هذه الأمراض التي تصيب قاع العين دائما تشوهات نموذجية في أنواع معينة من الخلايا في شبكية العين ، بما في ذلك الخلايا المستقبلة للضوء والخلايا العقدية الشبكية والخلايا الموجودة في الأوعية الدموية في الشبكية والخلايا في خلايا الأوعية الدموية المشيمية. تقنيات التصوير غير الغازية والكفاءة العالية والقابلة للتكيف مطلوبة لكل من الممارسة السريرية والأبحاث الأساسية. يلبي التصوير المقطعي البصري الموجه بالصور (OCT) هذه المتطلبات لأنه يجمع بين تصوير قاع العين والتصوير المقطعي البصري عالي الدقة ، مما يوفر تشخيصا دقيقا للآفات الصغيرة بالإضافة إلى التغييرات المهمة في بنية الشبكية. توضح هذه الدراسة بالتفصيل إجراءات جمع البيانات وتحليل البيانات ل OCT الموجه بالصور وتوضح تطبيقه في نماذج القوارض للأوعية الدموية المشيمية الجديدة (CNV) ، وسحق العصب البصري (ONC) ، وتنكس الشبكية الناجم عن الضوء ، والتهاب القزحية المناعي الذاتي التجريبي (EAU). تساعد هذه التقنية الباحثين في مجال العين على تحديد التغيرات الهيكلية لشبكية القوارض بشكل ملائم وموثوق وقابل للتتبع.

Introduction

تظهر أمراض العين التي تصيب قاع العين دائما تشوهات نموذجية في أنواع معينة من الخلايا في شبكية العين ، مثل الخلايا المستقبلة للضوء ، وخلايا العقدة الشبكية ، والخلايا الموجودة في الأوعية الدموية للشبكية ، والخلايا في الأوعية الدموية المشيمية ، والتي قد تؤثر لاحقا على حدة البصر للمرضى1. لتجنب ضعف البصر الذي لا رجعة فيه ، يلزم التشخيص في الوقت المناسب والعلاجات المناسبة1. تم استخدام التصوير المقطعي البصري (OCT) على نطاق واسع في العيادة لتقييم مجموعة من أمراض العين ، بما في ذلك الضمور البقعي المرتبط بالعمر ، والتهاب الشبكية الصباغي ، والزرق ، والتهاب القزحية ، وانفصال الشبكية ، من بين أمور أخرى2،3،4. هذا النوع من تقنيات التصوير غير الغازية والكفاءة العالية والقابلة للتكيف ضروري أيضا لتقييم ظروف المرض في الوقت المناسب فيالتجارب 5،6،7،8،9،10.

يستخدم التصوير المقطعي للتماسك البصري الموجه بالصور (OCT) قياس التداخل لإنتاج صور مقطعية لشبكية العين الحيوانية بدقة طولية تبلغ 1.8 ميكرومتر ودقة محورية تبلغ 2 ميكرومتر. لها ثلاث مزايا على الأقل في التحقيق في التغيرات المعمارية للشبكية2،3،4،5،6،7،8،9،10. أولا ، إنها تقنية غير جراحية تسمح للباحثين بمتابعة موقع الاهتمام في نفس شبكية العينالحيوانية 5،6،7،8،9،10. ثانيا ، تقلل هذه السمة بشكل كبير من حجم العينة لكل تجربة3. وفي الوقت نفسه ، فإنه يوفر الكثير من الوقت والجهد في المشاريع البحثية2،3،4،5،6،7،8،9،10. ثالثا ، يكتسب OCT الموجه بالصور صورا لقاع العين الملونة أثناء التقاط صور OCT ، مما يوفر نتائج دقيقة وموثوقة للمستخدمين.

تصف هذه المخطوطة إجراءات جمع الصور وتحليل البيانات ل OCT الموجه بالصور وتشرح تطبيقها في نماذج الفئران والجرذان من الأوعية الدموية المشيمية الجديدة (CNV) 11،12 ، سحق العصب البصري (ONC) 13،14،15،16 ، تنكس الشبكية الناجم عن الضوء17،18،19،20،21، والتهاب القزحية المناعي الذاتي التجريبي (EAU) 22،23. باستخدام هذه التقنية متعددة الاستخدامات ، يمكن للباحثين التقاط صور OCT عالية الدقة بالإضافة إلى صور قاع العين بسهولة وكفاءة.

Protocol

تتوافق جميع الإجراءات الحيوانية مع بيان جمعية أبحاث الرؤية وطب العيون حول استخدام في أبحاث طب العيون والرؤية وتمت الموافقة عليها من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه في جامعة ونتشو الطبية (WMU). تم منح الفئران والفئران حرية الوصول إلى الماء والطعام بكثافة إضاءة بيئية تبلغ 18 لوكس في دورة ظلام / ضوء مدتها 12 ساعة.

1. تحضير نماذج العين

  1. نموذج الأوعية الدموية المشيمية الجديدة الناجم عن الليزر بالفأر (CNV)11،12
    1. تخدير إناث الفئران البالغة من العمر 4 أسابيع (خلفية C57BL / 6J) بالكيتامين والزيلازين ، وتوسيع حدقة العين باستخدام قطرات العين تروبيكاميد فينيليفرين بعد الخطوة 3.2. ضع في اعتبارك أن الفأر مخدر بشكل صحيح عند عدم اكتشاف أي حركة بعد الضغط على إصبع القدم.
    2. قم بتعطيم صندوق مصدر الضوء والبرنامج وصندوق الليزر (الطول الموجي: 532 نانومتر) ، مع ضبط طاقة الخرج إلى 100 ميجاوات والمدة إلى 100 مللي ثانية.
    3. ضع الماوس على المنصة التجريبية واضبط موضع الماوس والمنصة حتى يصبح عرض قاع الفأر واضحا.
    4. اضغط على زر تشغيل الليزر على شاشة صندوق الليزر واضبط تركيز البقعة المرجعية لليزر الأحمر. حرك البقعة المرجعية بالليزر واضبطها على قطر حليمي واحد إلى قطرين بعيدا عن القرص البصري. قم بتشغيل دواسة القدم لإحداث تلف الليزر.
    5. قم بإجراء فحص فوري لتحديد ما إذا كانت فقاعة التبخير قد حدثت مباشرة بعد الضربة ، وهي علامة على تلف الليزر الناجح. قم بإنشاء ثلاث إلى خمس بقع ليزر لكل عين.
  2. سحق العصب البصري للفأر (ONC) نموذج13،14،15،16
    1. تخدير إناث الفئران (خلفية C57BL / 6J) في يوم ما بعد الولادة (P) من 21 إلى P35 بعد الخطوة 3.2. ضع في اعتبارك أن الفأر مخدر بشكل صحيح عند عدم اكتشاف أي حركة بعد الضغط على إصبع القدم.
    2. ضع الفأر تحت المجهر الجراحي ، وقم بشق ملتحمة عين واحدة باستخدام مقص زنبركي ، مع التأكد من أن حجم شق الملتحمة حوالي 1 مم.
    3. كشف العصب البصري داخل الحجاج ، وسحقه بالملقط الدقيق لمدة 5 ثوان على بعد 0.5 مم من القرص البصري. أثناء القيام بذلك ، قم بتحويل عضلات الحجاج والأنسجة الأخرى برفق ، وضعها جانبا. تجنب تلف أي أوعية دموية في العين الجراحية.
      ملاحظة: كن حذرا ، لأن مقلة العين ستتأرجح عند لمس أو نتف العصب البصري الأبيض.
    4. ضعي مرهم العين بعد الجراحة لتجنب جفاف القرنية.
  3. تنكس الشبكية الناجم عن ضوء الفأر (LIRD)نموذج 17،18،19،20،21
    1. الاستعدادات قبل التجربة: قم بإحاطة أقفاص الفأر (30 سم × 18 سم × 13 سم) بورق الألمنيوم وغطاء شبكي حديدي. ضع كل قفص في صندوق ورقي (52 سم × 35 سم × 30 سم) مع ضوء أبيض في الأعلى.
    2. تكيف الفئران الذكور البالغة من العمر 6 أسابيع مع الظلام (BALB / c) بين عشية وضحاها في الغرفة المظلمة ، ثم قم بتوسيع العينين باستخدام قطرات العين تروبيكاميد فينيليفرين في كل عين. قم بتوسيع التلميذ بالكامل حتى لا يتم تغطية 3/4 من منطقة القرنية بواسطة القزحية. هذا غالبا لا يستغرق أكثر من 3 دقائق.
    3. تضيء الفئران بضوء أبيض 10,000 لوكس لمدة ساعتين. احتفظ بالفئران في الظلام طوال الليل بعد الجراحة ، ثم عد إلى البيئات العادية ذات الإضاءة المظلمة. لضمان حافز ضوئي فعال ، احتفظ بفأر واحد في القفص في جميع الأوقات.
  4. نموذج التهاب القزحية المناعي الذاتي التجريبي للفئران (EAU)
    1. الاستعدادات قبل التجربة: استحلب 2.5 مجم من hIRBP161-180 في مساعد فرويند الكامل (1: 1 الوزن / الحجم) مع 2.5 مجم / مل المتفطرة السلية H37Ra22،23.
    2. حقن 100 ميكرولتر من المستحلب تحت الجلد في وسادة القدم اليسرى لكل فأر لويس ذكر (حوالي 180 جم).

2. إعداد وحدة OCT

  1. قم بتوصيل الألياف الضوئية وكابل التحكم OCT بين رأس مسح OCT ومحرك OCT (الشكل 1 أ). قم بمحاذاة الشق الموجود على الألياف بفتحة على الموصل ، وأدخل الطرف برفق حتى يستقر (الشكل 1 ب).
    ملاحظة: قبل توصيل كابل التحكم ، قم بإيقاف تشغيل مفتاح الطاقة الخاص بمحرك OCT. الألياف الضوئية هشة للغاية ، لذا تجنب طرفي طرف الألياف (الشكل 1 ج). يجب تجنب تجميع وتفكيك رأس مسح OCT والألياف / الكابل إذا كانت هذه الوحدة قيد الاستخدام المتكرر.
  2. قم بربط عدسة OCT الموضوعية بالماوس أو الفئران في مقدمة جسم الماكينة (الشكل 1 أ). ضع رأس المسح الضوئي OCT على عدسة OCT، بحيث يكون مؤشر التركيز M-R متجها بعيدا عن جسم الماكينة (الشكل 1 أ).
  3. قم بتأمين رأس مسح OCT باستخدام اثنين من المسمار: أحدهما على العدسة والآخر على هيكل الكاميرا. إصلاح رأس المسح بإحكام.
  4. قم بتشغيل مفتاح الطاقة الرئيسي ، متبوعا بضوء الكاميرا ، ثم برنامج OCT.
    ملاحظة: تحتاج الكاميرا إلى بعض الوقت للتمهيد حتى يتمكن الكمبيوتر من العثور عليها.

3. تحضير لتجارب OCT

  1. قبل 10 دقائق من تجارب OCT ، قم بغرس قطرات العين تروبيكاميد فينيليفرين في عيون ، وامسح قطرات العين الزائدة باستخدام منشفة نظيفة.
  2. قبل 5 دقائق من التجربة ، قم بحقن 200 ميكرولتر من محلول التخدير في الفأر ، وحقن 2.0 مل في الفئران داخل الصفاق. ضع في اعتبارك أن الفأر / الجرذ مخدر بشكل صحيح عند عدم اكتشاف أي حركة بعد الضغط على إصبع القدم.
    ملاحظة: تتكون محاليل التخدير من الكيتامين (12 مجم / مل) والزيلازين (1 مجم / مل للفأر و 2 مجم / مل للفئران) في محلول ملحي. عادة ، يتم تطبيق 10 ميكرولتر من محلول التخدير لكل 1 غرام من كتلة جسم. تم تخزين المحاليل في درجة حرارة 4 درجات مئوية لمدة أقصاها أسبوعين.
  3. بمجرد إعطاء التخدير ، قم بتليين القرنية بمرهم جل لتجنب جفاف سطح العين.

4. تصوير OCT الموجه بالصور

ملاحظة: تم تقسيم واجهة البرنامج إلى ثلاثة أجزاء: صورة المجال الساطع ، وعلامات تبويب التحكم OCT ، وشاشة OCT (الشكل 2).

  1. عند النظر إلى صورة الحقل الساطع ، اكتب التعليق التوضيحي لمعلومات إذا لزم الأمر.
  2. قم بتبديل عناصر التحكم في موضع الشعاع على أو إيقاف تشغيل باستخدام خانة الاختيار لالتقاط صورة مجال ساطع مع أو بدون تراكب الخط على الصورة.
  3. لوضع شعاع المسح الضوئي بشكل أكثر دقة، استخدم أسهم تحريك الموضع للتحكم الدقيق لتوجيهه لأعلى أو لأسفل أو لليسار أو لليمين. اختر قيم السماكة واللون، واختر زاوية للحزمة التي تستهدف موقع الاهتمام (على سبيل المثال، سميكة وسوداء و0). اسحب قيمة الكسب إلى 14 ديسيبل.
  4. انتقل إلى علامات تبويب التحكم في OCT. من القائمة ، حدد ملف / File_Settings ، ثم قم بإنشاء مسار إلى المكان الذي سيتم فيه حفظ صور OCT و Fundus.
  5. تحديد نوع المسح والحجم (الجرذ أو الفأر)؛ اختر العين أو اليسار أو اليمين والتصوير Retina.
    ملاحظة: يمكن ل OCT التقاط أنواع مسح الصوت الخطي والدائري وثلاثي الأبعاد بأحجام كاملة ونصف وربع وثامنة.
  6. اضبط عناصر التحكم في الصورة. اضبط القيم: 60 للتباين ، و 100 لجاما ، و 0 للسطوع.
  7. ضع الماوس على المنصة التجريبية واضبط موضع الماوس والمنصة حتى يصبح عرض قاع الفأر واضحا. اضبط الموضع بدقة لتوطين القرص البصري في المركز.
  8. اضبط الذراع المرجعي على 850 للفئران و 830 للفئران في البداية ، ثم اضبط الموضع بدقة بالنقر فوق الزرين <-1 أو +1>. اضبط صورة OCT أفقيا ، ثم انقل صورة OCT إلى أعلى 1/3 من العرض الكامل.
  9. حرك شريط تمرير الاستقطاب لضبط سطوع الإشارة عبر شبكية العين، إذا لزم الأمر.
  10. بعد مراقبة صورة OCT واضحة ومستقرة بالإضافة إلى صورة قاع العين ، قم بتعيين عدد الإطارات (عادة 20 أو 50 أو 80 أو 100) ، ثم اضغط على متوسط.
    ملاحظة: يستغرق التقاط صور OCT عدة ثوان. يعني العدد الأكبر من الإطارات أن التقاط الصورة يستغرق وقتا أطول حتى ينتهي ولكنه ينتج صورة ملتقطة بجودة أعلى.
  11. اضغط على حفظ لحفظ صور OCT و قاع العين، ثم انقر فوق إعادة التشغيل لالتقاط عينة أخرى.
    ملاحظة: سمح للحيوانات بالتعافي على لوح تسخين 37 درجة مئوية قبل الاستيقاظ. لم تترك دون رقابة حتى استعادت وعيها الكافي للحفاظ على الاستلقاء القصي. لم تتم إعادة التي خضعت للعلاج إلى نظام تربية الأخرى حتى تتعافى تماما.

5. قياس السماكة والتحليل الكمي

ملاحظة: يحتوي OCT هذا على برنامج تحليل مدمج. يمكن تقسيم صور OCT وتحليلها باستخدام هذا البرنامج (الشكل 3).

  1. افتح برنامج التحليل وافتح صورة OCT التي تحتاج إلى تحليل.
  2. اختر عدد الطبقات، ثم اضغط على الحصول على الطبقات الأولية (الشكل 3 أ). سيقوم البرنامج برسم الطبقات تلقائيا.
  3. انقر فوق أيقونة Pencil ، ثم حرك النقاط على الطبقة المستهدفة لضبط الطبقة بدقة (الشكل 3 أ ، ب). قم بتعديل جميع الطبقات بعناية واحدة تلو الأخرى.
    ملاحظة: إضافة المزيد من الطبقات أمر ممكن. انقر فوق أيقونة Plus ، وارسم عدة نقاط فوق صورة OCT ، ثم اضغط على أيقونة Tick. سيتم إنشاء طبقة جديدة.
  4. بمجرد اكتمال التعديلات الدقيقة للطبقات ، قم بتصدير القيم التفصيلية (تنسيق CSV) وأنواع الصور المختلفة ل OCT المجزأ (الشكل 3 أ).
    ملاحظة: من الممكن تصدير أنواع مختلفة من الصور ، بما في ذلك الطبقات والسمك وخريطة السماكة والطبقات بدون OCT ولقطات الشاشة. يجب التخلي عن القيمة الموجودة في المنتصف التي تتداخل مع العصب البصري لكل صورة وتعيينها على أنها صفر نظرا لعدم وجود طبقة شبكية هناك.

النتائج

يمكن استخدام OCT الموجه بالصور لمراقبة تطور بقعة الليزر في الأوعية الدموية المشيمية الجديدة التي يسببها الليزر (CNV) في الفئران. كما هو موضح في الشكل 1 ، مرت الأوعية الدموية لحديثي الولادة عبر غشاء بروخ وكذلك طبقة ظهارة صبغة الشبكية (RPE) وشكلت ندبة ليفية بعد إ...

Discussion

يوفر هذا البروتوكول إرشادات لجمع الصور وقياس سمك OCT الموجه بالصور. من خلال إظهار نماذج القوارض الأربعة الأكثر شيوعا لأمراض العين ، وجد الباحثون أن OCT الموجه بالصور يوفر أداء ممتازا في فحص التغيرات الهيكلية الجذرية في الشبكية. في الواقع ، مع الصور عالية الدقة ، يمكن العثو?...

Disclosures

لا يوجد لدى أي من المؤلفين أي تضارب في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

يشكر المؤلفون أعضاء المختبر الرئيسي للدولة لطب العيون والبصريات وعلوم الرؤية على دعمهم الفني وتعليقاتهم المفيدة فيما يتعلق بالمخطوطة. تم دعم هذا العمل من خلال منح من المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82101169 ، 81800857 ، 81870690) ، ومؤسسة العلوم الطبيعية لمقاطعة تشجيانغ في الصين (LGD22H120001 ، LTGD23H120001 ، LTGC23H120001) ، وبرنامج مكتب ونتشو للعلوم والتكنولوجيا في الصين (Y20211159) ، ومشروع دعم العلوم والتكنولوجيا في قويتشو (Qiankehezhicheng [2020] 4Y146) ومشروع المختبر الرئيسي للدولة لطب العيون ، البصريات وعلوم الرؤية (رقم K03-20220205).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
BALB/c mouseBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdAnimal model preparations
C57BL/6JNifdc mouseBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdAnimal model preparations
Carbomer Eye GelFabrik GmbH Subsidiary of Bausch & LombMoisten the cornea 
Complete Freund’s adjuvantSigma F5881EAU experiment
Experimental platformPhoenix Technology GroupAnimal model preparations
hIRBP161-180Shanghai Sangon Biological Engineering Technology & Services Co., Ltd.EAU experiment
KetamineCeva Sante AnimaleGeneral anesthesia
Laser boxHaag-Streit GroupMerilas 532αAnimal model preparations
Lewis ratBeijing Vital River Laboratory Animal Technology Co., LtdAnimal model preparations
Mycobacterium Tuberculosis H37RASigma 344289EAU experiment
Phoneix Micron IV with image-guided OCT and image-guided laserPhoenix Technology GroupAnimal model preparations
Tissue forcepsSuzhou Mingren Medical Instrument Co., LtdMR-F101A-5Animal model preparations
Tropicamide Phenylephrine Eye DropsSANTEN OY, JapanEye dilatation
Vannas scissorsSuzhou Mingren Medical Instrument Co., LtdMR-S121AAnimal model preparations
XylazineCeva Sante AnimaleGeneral anesthesia

References

  1. Cen, L. -. P., et al. Automatic detection of 39 fundus diseases and conditions in retinal photographs using deep neural networks. Nature Communications. 12, 4828 (2021).
  2. Kashani, A. H., et al. Optical coherence tomography angiography: A comprehensive review of current methods and clinical applications. Progress in Retinal and Eye Research. 60, 66-100 (2017).
  3. Cheng, D., et al. Inner retinal microvasculature damage correlates with outer retinal disruption during remission in Behçet's posterior uveitis by optical coherence tomography angiography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 59 (3), 1295-1304 (2018).
  4. Lin, R., et al. Relationship between cone loss and microvasculature change in retinitis pigmentosa. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (14), 4520-4531 (2019).
  5. Dietrich, M., et al. Using optical coherence tomography and optokinetic response as structural and functional visual system readouts in mice and rats. Journal of Visualized Experiments. (143), e58571 (2019).
  6. Jagodzinska, J., et al. Optical coherence tomography: Imaging mouse retinal ganglion cells in vivo. Journal of Visualized Experiments. (127), e55865 (2017).
  7. Ye, Q., et al. In vivo methods to assess retinal ganglion cell and optic nerve function and structure in large animals. Journal of Visualized Experiments. (180), e62879 (2022).
  8. Mai, X., Huang, S., Chen, W., Ng, T. K., Chen, H. Application of optical coherence tomography to a mouse model of retinopathy. Journal of Visualized Experiments. (179), e63421 (2022).
  9. Allen, R. S., Bales, K., Feola, A., Pardue, M. T. In vivo structural assessments of ocular disease in rodent models using optical coherence tomography. Journal of Visualized Experiments. (161), e61588 (2020).
  10. Kokona, D., Jovanovic, J., Ebneter, A., Zinkernagel, M. S. In vivo imaging of Cx3cr1gfp/gfp reporter mice with spectral-domain optical coherence tomography and scanning laser ophthalmoscopy. Journal of Visualized Experiments. (129), e55984 (2017).
  11. Yan, M., Li, J., Yan, L., Li, X., Chen, J. -. G. Transcription factor Foxp1 is essential for the induction of choroidal neovascularization. Eye and Vision. 9 (1), 10 (2022).
  12. Wolf, A., Herb, M., Schramm, M., Langmann, T. The TSPO-NOX1 axis controls phagocyte-triggered pathological angiogenesis in the eye. Nature Communications. 11, 2709 (2020).
  13. Li, L., et al. Longitudinal morphological and functional assessment of RGC neurodegeneration after optic nerve crush in mouse. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, 109 (2020).
  14. Zhang, Y., et al. Elevating growth factor responsiveness and axon regeneration by modulating presynaptic inputs. Neuron. 103 (1), 39-51 (2019).
  15. Wang, J., et al. Robust myelination of regenerated axons induced by combined manipulations of GPR17 and microglia. Neuron. 108 (5), 876-886 (2020).
  16. Tian, F., et al. Core transcription programs controlling injury-induced neurodegeneration of retinal ganglion cells. Neuron. 110 (16), 2607-2624 (2022).
  17. Wu, K. -. C., et al. Deletion of miR-182 leads to retinal dysfunction in mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (4), 1265-1274 (2019).
  18. Rattner, A., Nathans, J. The genomic response to retinal disease and injury: Evidence for endothelin signaling from photoreceptors to glia. Journal of Neuroscience. 25 (18), 4540-4549 (2005).
  19. Rattner, A., Toulabi, L., Williams, J., Yu, H., Nathans, J. The genomic response of the retinal pigment epithelium to light damage and retinal detachment. Journal of Neuroscience. 28 (39), 9880-9889 (2008).
  20. Hahn, P., et al. Deficiency of Bax and Bak protects photoreceptors from light damage in vivo. Cell Death & Differentiation. 11 (11), 1192-1197 (2004).
  21. Fan, J., et al. Maturation arrest in early postnatal sensory receptors by deletion of the miR-183/96/182 cluster in mouse. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (21), 4271-4280 (2017).
  22. Zhou, J., et al. A combination of inhibiting microglia activity and remodeling gut microenvironment suppresses the development and progression of experimental autoimmune uveitis. Biochemical Pharmacology. 180, 114108 (2020).
  23. Okunuki, Y., et al. Retinal microglia initiate neuroinflammation in ocular autoimmunity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 116 (20), 9989-9998 (2019).
  24. Dai, X., et al. Rodent retinal microcirculation and visual electrophysiology following simulated microgravity. Experimental Eye Research. 194, 108023 (2020).
  25. Dai, X., et al. Photoreceptor degeneration in a new Cacna1f mutant mouse model. Experimental Eye Research. 179, 106-114 (2019).
  26. Liu, Y., et al. Mouse models of X-linked juvenile retinoschisis have an early onset phenotype, the severity of which varies with genotype. Human Molecular Genetics. 28 (18), 3072-3090 (2019).
  27. Ou, J., et al. Synaptic pathology and therapeutic repair in adult retinoschisis mouse by AAV-RS1 transfer. Journal of Clinic Investigation. 125 (7), 2891-2903 (2015).
  28. Xiang, L., et al. Depletion of miR-96 delays, but does not arrest, photoreceptor development in mice. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 63 (4), 24 (2022).
  29. Huang, X. -. F., et al. Functional characterization of CEP250 variant identified in nonsyndromic retinitis pigmentosa. Human Mutation. 40 (8), 1039-1045 (2019).
  30. Jonnal, R. S., et al. A review of adaptive optics optical coherence tomography: Technical advances, scientific applications, and the future. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 57 (9), 51 (2016).
  31. Dong, Z. M., Wollstein, G., Wang, B., Schuman, J. S. Adaptive optics optical coherence tomography in glaucoma. Progress in Retinal and Eye Research. 57, 76-88 (2017).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved