JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف البروتوكول نظام نضح القلب خارج الجسم الحي حيث قد يكون التحميل المباشر للبطين الأيسر بمثابة تقنية تقييم لصحة الكسب غير المشروع مع توفير تقييم شامل لوظيفة الكسب غير المشروع في نفس الوقت. كما يتم تقديم مناقشة لتصميم النظام ومقاييس التقييم الممكنة.

Abstract

نضح آلة خارج الجسم الحي أو نضح آلة الحرارة العادية هي طريقة حفظ اكتسبت أهمية كبيرة في مجال الزرع. على الرغم من الفرصة الهائلة للتقييم بسبب حالة نبض القلب ، فإن الممارسة السريرية الحالية تعتمد على اتجاهات التمثيل الغذائي المحدودة لتقييم الكسب غير المشروع. حظيت القياسات الديناميكية الدموية التي تم الحصول عليها من تحميل البطين الأيسر باهتمام كبير في هذا المجال نظرا لإمكاناتها كمعايير تقييم موضوعية. في الواقع ، يوفر هذا البروتوكول طريقة سهلة وفعالة لدمج قدرات التحميل لأنظمة التروية Langendorff القائمة من خلال إضافة خزان إضافي بسيط. علاوة على ذلك ، فإنه يوضح جدوى استخدام الضغط الأذيني الأيسر السلبي للتحميل ، وهو نهج لم يتم إثباته من قبل على حد علمنا. يتم استكمال هذا النهج من خلال التحميل اللاحق لقاعدة Windkessel السلبية ، والتي تعمل كغرفة امتثال لزيادة نضح عضلة القلب أثناء الانبساط. أخيرا ، يسلط الضوء على القدرة على التقاط المقاييس الوظيفية أثناء تحميل القلب ، بما في ذلك ضغط نبض البطين الأيسر ، والانقباض ، والاسترخاء ، للكشف عن أوجه القصور في وظيفة الطعم القلبي بعد فترات طويلة من أوقات الحفظ (˃6 ساعات).

Introduction

زراعة القلب التقويمي هي المعيار الذهبي الحالي للرعاية لفشل القلب في المرحلةالنهائية 1. لسوء الحظ ، فإن هذا المجال محدود بشكل كبير بسبب أزمة النقص الحاد في المتبرعين ، مما أدى إلى إجراء 2,000 عملية زرع قلب فقط كل عام عندما يستفيد أكثر من 20,000 شخص من الإجراء المنقذللحياة 2. من المتوقع أن يتفاقم هذا النقص في الأعضاء حيث من المتوقع أن يتجاوز انتشار قصور القلب في الولايات المتحدة وحدها 8 ملايين شخص بحلول عام 20303. أدت الزيادات المطردة في أوقات البقاء على قيد الحياة في قائمة الانتظار - نتيجة لتحسين الإدارة الطبية ، والتقدم في دعم الدورة الدموية الميكانيكية ، والتعديلات على سياسة تخصيص UNOS - إلى زيادة أخرى في عدد المرضى الذين يحتاجون إلى الزرع في أي لحظة4،5.

نضح آلة خارج الجسم الحي أو نضح آلة الحرارة المعيارية (NMP) هي طريقة حفظ سهلت توسيع تجمع الإمداد من خلال السماح باستخدام الأعضاء المتبرع بها بعد موت الدورة الدموية (DCD) مع تحقيق بعض التمديد لأوقات الحفظ5،6،7،8. على عكس التخزين البارد الثابت ، المعيار الذهبي الحالي للحفظ ، يحافظ NMP على الأعضاء في حالة نشطة من الناحية الأيضية ، مما يخلق فرصة للمراقبة في الوقت الفعلي وتقييم الكسب غير المشروع ، ليصبح طريقة الحفظ القياسية لطعوم DCD8،9. ومع ذلك ، فإن أجهزة NMP المستخدمة حاليا سريريا تقتصر على وضع نضح Langendorff ، الذي يفتقر إلى المقاييس الكمية للتنبؤ بنتائج الزرع وغير قادر على التقاط المعلماتالوظيفية 6. على سبيل المثال ، يشار إلى تراكم اللاكتات أثناء نضح Langendorff على أنه أفضل مؤشر أيضي لنتائج ما بعد الزرع ويستخدم حاليا في البيئة السريرية كبديل لصحة الطعمالقلبي 10. ومع ذلك ، حتى باعتباره أفضل مؤشر حيوي للتقييم ، فإنه يفشل في توقع الحاجة إلى دعم الدورة الدموية الميكانيكي بعد الزرع11،12. وبالمثل ، فإن القدرات التنبؤية لمعلمات ديناميكية الدم شائعة الاستخدام (أي ضغط الأبهر وتدفق الدم التاجي) محدودة إلى حد كبير بسبب الطبيعة الرجعية للتكوينات الحالية المستخدمة سريريا لتروية آلةالقلب 9.

سيكون لتطوير بروتوكولات التقييم لتحديد دقيق ودقيق لصحة الطعم القلبي خلال NMP تأثير هائل في هذا المجال يتجاوز تحسين نتائج ما بعد الزرع. ستمكن الأدوات التنبؤية الموضوعية من التقييم الموثوق به والاستخدام المحتمل للأعضاء ذات المعايير الهامشية أو الموسعة (أي أوقات نقص التروية الدافئة (> 30 دقيقة) وأوقات نقص التروية الباردة (> 6 ساعات) ، وزيادة عمر المتبرع (> 55) ، والأمراض المصاحبة الأخرى ، وما إلى ذلك) من كل من DCD والمتبرعين بالموت الدماغي (DBD) المرفوض حاليا للزرع بسبب معايير الاختيار الصارمة13. من خلال تمكين استخدام القلوب الهامشية ، يمكن أن يسهل NMP زيادة في إمدادات الأعضاء حيث تشير التقديرات إلى أن الزرع الناجح لنصف القلوب التي لا تستخدم حاليا سيكون كافيا للتخلص من قائمة انتظار القلب في غضون 2-3 سنوات14. حظيت القياسات الديناميكية الدموية التي تم الحصول عليها من تحميل البطين الأيسر أثناء NMP باهتمام كبير في هذا المجال نظرا لإمكاناتها كمعايير تقييم موضوعية. أظهرت الدراسات السابقة أن هذه المعلمات ، مثل ضغط نبض البطين الأيسر ، والانقباض ، والاسترخاء ، تدل على وظيفة الطعم القلبي أكثر من اتجاهات التمثيل الغذائي15،16،17.

في الواقع ، تم تكريس الجهود لتطوير وتحديد طرق التحميل المثلى لزيادة دقة التقييم إلى أقصى حد. من خلال هذه الجهود ، حددت مجموعات أخرى الطريقة الأكثر صلة بالتروية الأبهرية أثناء التحميل ، حيث لوحظ ارتباط أقوى بين المعلمات الديناميكية الدموية ووظيفة ما بعد الزرع عند تنفيذ الحمل اللاحق السلبي (أي عدم وجود تروية رجعية للشريان الأورطي أثناء التحميل) عند مقارنتها بالحمل اللاحق المدعوم بالمضخة (أي التروية الرجعية إلى الشريان الأورطي أثناء التحميل)18. يشير هذا إلى أن التروية التاجية المساعدة تخفي على الأرجح أوجه القصور الوظيفية. نجحت الدراسات السابقة في دمج الأحمال اللاحقة السلبية في إعدادات التروية من خلال تنفيذ أنظمة تحاكي تأثير Windkessel18،19،20. يساعد تأثير Windkessel في تخفيف تذبذب ضغط الدم ، والحفاظ على تدفق الدم المستمر إلى الأنسجة وتحسين نضح الشريان التاجي. يحقق هذا البروتوكول الحمل اللاحق السلبي القائم على Windkessel باستخدام كيس وريدي معدل (IV) محاط بصفيحتين محملتين بنابض ، حيث يعتمد التروية التاجية حصريا على طرد القلب (براءة الاختراع معلقة).

نادرا ما يستخدم استخدام ضغط الأذين الأيسر السلبي (LA) (أي الضغط المعتمد على الجاذبية) أثناء التحميل ، على الرغم من الممارسة الشائعة في تروية قلب الصغيرة ، إلا أنه نادرا ما يستخدم في تحميل القلوب الكبيرة21،22،23. بدلا من ذلك ، تعتمد الغالبية العظمى من الطرق المذكورة في الأدبيات على المضخات الثانوية لضغط LA18،24،25،26،27،28. إن ضغط LA من خلال خزان يعتمد على الجاذبية ، بدلا من المضخة ، يبسط بشكل كبير تنفيذ بروتوكولات التحميل. يوفر استخدام الجاذبية مصدر ضغط ثابتا وثابتا ، مما يقلل بشكل كبير من الحاجة إلى أنظمة تحكم معقدة لتحقيق ضغط LA المناسب والحفاظ عليه. علاوة على ذلك ، من خلال نهج الضغط هذا ، يتم التخلص من متطلبات المضخة الثانوية ، مما يسهل دمج قدرات التحميل في إعدادات Langerdoff الحالية ، حيث لا يلزم سوى خزان إضافي. سيؤدي دمج قدرات التحميل في أنظمة التروية الآلية المستخدمة سريريا إلى تضخيم تطبيق أجهزة NMP للقلب من خلال تسهيل التقييم التفصيلي للطعوم القلبية خلال فترة الحفظ. في الواقع ، تعظيم فائدة النظام الذي يشكل التزاما ماليا كبيرا لرعاية المرضى بسبب النقل واستخدام الجهاز29.

يوضح هذا البروتوكول جدوى استخدام كل من التحميل اللاحق السلبي وضغط LA السلبي أثناء تحميل البطين الأيسر. من خلال التحقق من صحة التحميل اللاحق السلبي / ضغط LA كطريقة تحميل ، يوفر هذا البروتوكول أيضا طريقة سهلة وفعالة لدمج قدرات التحميل في أنظمة التروية Langendorff الراسخة. الأهم من ذلك ، أنه يسلط الضوء على قدرة التقييم الوظيفي على الكشف عن الاختلافات في القلوب القابلة للحياة مقابل القلوب الفاشلة بعد فترات طويلة من الحفظ (˃6 ساعات).

Protocol

أجريت هذه الدراسة وفقا للجنة رعاية المؤسسي واستخدامه (IACUC) ، ومستشفى ماساتشوستس العام ، وإرشادات جوف للحيوانات. تم حصاد القلوب (170 - 250 جم) من خنازير يوركشاير (30-35 كجم ، 3-4 أشهر ، الجنس المختلط) باستخدام نموذج التبرع بعد موت الدماغ ونقعها إلى الوراء (Langendorff) لمدة 6 ساعات قبل التحميل. تعرضت جميع الطعوم لوقت نقص تروية بارد يبلغ حوالي 1 ساعة أثناء الأجهزة.

1. تصميم النظام

  1. تأكد من أن النظام يتكون من حجرة عضو (11.046 بوصة × 7.595 بوصة × 3.095 بوصة) ، وخزانين (4 لتر و 1 لتر) ، وجهاز أكسجين مزدوج الغلاف ، وحقيبة Windkessel (WB). تأكد من احتواء كلا الخزانين على مزيل رغوة مدمج ، مما يزيل الرغوة.
  2. تأكد من أن المكونات متصلة بإحكام بأنابيب السيليكون ، مع وجود الخزان الأصغر ، WB ، وغرفة العضو في تكوينين مختلفين (الشكل 1 أ) اعتمادا على طريقة التروية (أي Langendorff مقابل التحميل).
    1. قم بتوصيل قاعدة حجرة العضو بالجزء العلوي من الخزان الكبير (الوريدي) باستخدام أنبوب 3/8 بوصة. ضع الخزان الكبير أسفل حجرة العضو للسماح للجاذبية بتدوير التعفير من الغرفة إلى الخزان.
    2. قم بتوصيل الجزء السفلي من الخزان الكبير بمنفذ التدفق لرأس المضخة باستخدام أنبوب 3/8 بوصة.
    3. قم بتوصيل منفذ التدفق الخارجي لرأس المضخة بأنبوب 3/8 بوصة مزود بمخفض 3/8 بوصة إلى 1/4 بوصة وأنبوب 1/4 بوصة على الطرف الآخر. قم بتوصيل 1/4 بوصة بمنفذ التدفق الخاص بالأكسجين.
    4. قم بتركيب منفذ التدفق الخارجي لجهاز الأكسجين بأنبوب 1/4 بوصة مع موصل Y في النهاية. تناسب طرفي الموصل Y بأنبوب 1/4 بوصة.
    5. التسلسل 1 - نمط تدفق الانحيم أثناء نضح لانجندورف (الخط الأزرق المتقطع في الشكل 1 أ)
      1. قم بتركيب الطرف الأول من الموصل Y بموسع من 1/4 بوصة إلى 3/8 بوصة مع وصلة luer مضمنة. قم بتوصيل الأنبوب مقاس 3/8 بوصة بالمنفذ الأول في الجزء السفلي من WB. قم بتوصيل صمام لور ثلاثي الاتجاهات بوصلة اللور الموجودة على الموسع واستخدمه لتوصيل التنقيط الأدينوزيني.
    6. التسلسل 2 - نمط تدفق الانحيم أثناء التروية المحملة (خط برتقالي متقطع في الشكل 1 أ)
      1. قم بتوصيل الطرف الثاني من الموصل Y بالجزء العلوي من الخزان الأصغر (التحميل). قم بتوصيل مشبك هوفمان بالأنبوب واستخدمه للتحكم في ملء الخزان.
      2. ضع خط فائض من أعلى خزان التحميل إلى الخزان الأكبر.
      3. قم بتركيب الجزء السفلي من خزان التحميل بأنبوب 1/4 بوصة وقم بتوصيله بمنفذ في قاعدة حجرة الأعضاء. أضف صمام لور ثلاثي الاتجاهات في منتصف الطريق من خلال طول الأنبوب لتوصيل الأدينوزين وصمام أحادي الاتجاه قبل الوصول إلى حجرة العضو مباشرة.
      4. قم بتوصيل الطرف الآخر من منفذ حجرة الأعضاء بقنية بزاوية قائمة.
    7. ضع كيس Windkessel (WB) فوق حجرة الأعضاء مباشرة. قم بتركيب منفذ الفائض الثاني في الجزء السفلي من WB بأنبوب 3/8 بوصة وقم بتوصيله بأي منفذ تدفق للخزان الوريدي. قم بتوصيل مشبك هوفمان وإغلاقه تماما لإيقاف السوائل من خلال هذا المنفذ أثناء Langendorff وضبطه أثناء وضع التحميل لتعديل الضغوط الأبهري.
    8. قم بتوصيل صمام لور ثلاثي الاتجاهات بمنفذ الفائض في الجزء العلوي من WB واستخدم 1/4 بوصة من الأنابيب لتوصيل WB بأي منفذ تدفق في الخزان الوريدي. قم بتوصيل مشبك هوفمان بالأنبوب 1/4 بوصة. حافظ على المشبك مغلقا تماما أثناء نضح Langendorff واضبطه أثناء وضع التحميل لتعديل الضغوط الأبهري.
    9. قم بتوصيل منفذ التدفق الثالث على WB بمنفذ الأبهر في حجرة الأعضاء من خلال الأنبوب 3/8 بوصة ، مع انقطاع في الجزء السفلي 3/4 من الطول لمسبار درجة الحرارة.

2. إعداد نظام الانحيم

  1. تحضير كريهة أساسية تتكون من 0.96٪ Krebs-Henseleit Buffer ، و 9.915 ملي مولار ديكستران ، و 25 ملي مولار بيكربونات الصوديوم ، و 1.054 ملي مولار ألبومين مصل بقري ، و 1٪ بكتيريا القلم ، و 0.13٪ أنسولين ، و 0.02٪ هيدروكورتيزون ، و 0.5٪ هيبارين ، و 2.75 ملي كلوريد الكالسيوم. ارفع الحجم إلى 4 لتر باستخدام الماء المقطر.
  2. إعداد نظام التروية
    1. اشطف جميع الأنابيب ومكونات النظام والخزانات بالماء المقطر وأعد توصيلها بالتسلسل الصحيح (الشكل 1 أ).
    2. ضع كيس Windkessel بين لوحين من الأكريليك وقم بإحكام ربطه بإعداد الزنبرك اللولبي (الشكل التكميلي 1).
    3. قم بتوصيل صمام لور ثلاثي الاتجاهات بوصلة اللور لمنفذ الأبهر والمنفذ الأذيني لغرفة العضو (الشكل 1 ب). قم بتوصيل مستشعري ضغط بصندوق الأعضاء، أحدهما في الصمام المتصل بمنفذ الأبهر في الجزء العلوي من حجرة الأعضاء، والآخر في الصمام المتصل بالمنفذ الأذيني في الجزء السفلي من حجرة الأعضاء.
    4. قم بمعايرة مستشعرات الضغط عن طريق فتحها على الهواء (ضغط 0 مم زئبق) وضبط هذه القراءة على 0 في جهاز التسجيل.
    5. قم بتوصيل مستشعرين للتدفق بأنبوب النظام. قم بتوصيل المستشعر الذي يقيس تدفق الأبهر بالأنبوب 3/8 بوصة الذي يربط WB بمنفذ الأبهر. قم بتوصيل المستشعر الذي يقيس التدفق الأذيني بالأنبوب الذي يربط خزان التحميل بالمنفذ الأذيني.
    6. قم بتوصيل مسبار درجة الحرارة بأنبوب 3/8 بوصة الذي يربط WB بمنفذ الأبهر. قم بتوصيل أنبوب إزالة التهوية بالمنفذ الثالث للصمام المتصل بمنفذ الأبهر واحتفظ به مفتوحا في جميع الأوقات. قم بتوصيل الطرف الآخر من الخط بأي تدفق للخزان الوريدي.
    7. قم بتوصيل المبادل الحراري بالأكسجين واضبطه على 38 درجة مئوية. قم بتوصيل خط الأكسجين بنسبة 100٪ بمنفذ تدفق الغاز الموجود على جهاز الأكسجين. قم بتشغيل الأكسجين إلى 0.5 لتر / دقيقة.
  3. فتيلة النظام
    1. أضف 2 لتر من الريشات إلى النظام باستخدام حجرة العضو. قم بتشغيل المضخة النابضة واسمح للتعقيد بالدوران (تخطي خزان التحميل) حتى يتم أكسجة التعجيج إلى درجة حرارة2 كحد أدنى من 400 مم زئبق وتصل درجة الحرارة إلى ~ 35 درجة مئوية.
    2. اسمح للتعفير بالدوران وملء جميع مكونات النظام لإزالة الهواء. قم بتدليك الأنابيب التي تحتوي على أي فقاعات هواء متبقية لإزالتها. بعد ذلك ، قم بإزالة أي هواء محاصر في منفذ الأبهر عن طريق زيادة الضغط عن طريق سد تدفق السائل الخارج جزئيا وزيادة معدل تدفق المضخة. ستؤدي هذه الزيادة في الضغط إلى إجبار أي هواء عبر أنبوب التطهير / إلغاء التهوية.
    3. اسمح للنفوز بالدوران حتى يصل إلى درجة الحرارة المطلوبة (37 درجة مئوية ، يتم مراقبته باستمرار عبر مسبار درجة الحرارة) ، وإجراء تقييم أولي للمعلمات البيوكيميائية لضمان تركيز الأيونات الصحيح (الجدول 1) والأكسجين الكافي.
      ملاحظة: اقرأ مستويات الأيونات والأس الهيدروجيني بعد رفع درجة حرارة المحلول (37 درجة مئوية) وأكسجة بشكل صحيح.

3. شراء طعم القلب

  1. الهادئة بحقن عضلي من الأتروبين (0.04 مجم / كغ) ، تيلازول (4.4 مجم / كغ) ، والزيلازين (2.2 مجم / كغ).
  2. بمجرد التخدير ، انقل إلى غرفة العمليات واحصل على الوصول الوريدي باستخدام خط وريدي يوضع في أي من الأذنين.
  3. يتم تطبيق بلعة من البروبوفول (0.16-0.33 ملغم/كغ) من خلال الخط الوريدي واختبار المحفزات الضارة بعد 3 دقائق من الحقن. في حالة عدم وجود ردود أفعال، قم بتنبيب والحفاظ على التخدير من خلال استنشاق الأيزوفلوران المستمر (3٪ -5٪) والفنتانيل الوريدي (5-20 ميكروغرام / كجم / ساعة) حسب الحاجة.
  4. بمجرد التنبيب ، ضع سوار ضغط في أي من الأطراف الأمامية وقم بتوصيل مستشعر مخطط كهربية القلب على قمة الشفة السفلية لمراقبة تشبع الأكسجين.
  5. بدء التنقيط الملحي وتطبيقه من خلال خط الأذن الوريدي. ضع ستارة جراحية على الجانب البطني للحيوان.
  6. يتم تطبيق بلعة من سترات الفنتانيل (5 ميكروغرام/كغ) عن طريق الوريد استعدادا لبضع القص.
  7. قم بعمل شق عمودي بين الشق القصي والخنجري بمشرط 10 شفرات (~ 25 سم). بعد الشق ، استخدم الكي الكهربائي لتقسيم الدهون تحت الجلد واللفافة حتى تصل إلى عظم القص.
  8. بمجرد تعريضه ، افصل التامور الملتصق عن القص باستخدام تشريح الإصبع غير الحاد في الجانب الذيلي من القص. للقيام بذلك ، ضع إصبعك على الجانب الظهري من القص وافصل أي نسيج ملتصق بين القص والأحشاء.
  9. أدخل إزميل في الجانب الذيلي من القص. أثناء تطبيق القوة الموجهة نحو السماء على الإزميل ، استخدم مطرقة لدفع الإزميل عبر العظم القصي.
  10. بعد اكتمال بضع القص المتوسط ، الذي يتم تحديده من خلال الفصل الكامل لعظم القص (من الخنجري إلى الشق القصي) ، ضع ضام قصي وافتحه حتى التعرض الكامل.
  11. قم بشق التامور في الجمجمة باستخدام مقص Metzenbaum حتى يظهر الشريان الأورطي والشريان الرئوي.
  12. ضع خيوطا خيوط محفظة (4-0 Prolene) على الشريان الأورطي وثبتها بفخ عاصبة. احرص على أن تمر الغرز عبر الطبقة الإعلامية للشريان الأورطي ولكن ليس من خلال التجويف. ستفشل الغرز السطحية في الحفاظ على قنية جذر الأبهر في مكانها ، وستؤدي الغرز العميقة إلى نزيف الشريان الأورطي.
  13. تطبيق بلعة من الهيبارين (100 وحدة / كغ) من خلال الأذن الوريدية واتركها تنتشر لمدة 3 دقائق.
  14. أدخل قنية جذر الأبهر 9F بشكل عمودي على الشريان الأورطي بين خيوط خيوط المحفظة وثبتها عن طريق شد فخ العاصبة برفق. تأكد من عدم وجود تسرب حول موقع القنة. اسمح لخط شلل القلب في قنية جذر الأبهر بإزالة التهوية عن طريق السماح للدم بالتدفق من الشريان الأورطي.
  15. قم بتوصيل كيس من محلول الشلل النصفي القلبي بوصلة قفل لور. اضغط على كيس شلل القلب باستخدام كيس ضغط للحصول على 80 مم زئبق أثناء التنظيف. قم بتوصيل مضخة تمعجية بالخط الثاني من قنية جذر الأبهر واستخدمها لاستخراج 1 لتر من الدم مباشرة من الشريان الأورطي.
  16. افصل خلايا الدم الحمراء باستخدام جهاز إنقاذ الدم (يتم طرد خلايا الدم الحمراء وغسلها بالمحلول الملحي). أضف خلايا الدم الحمراء إلى نظام التروية بعد أن تصل إلى درجة الحرارة المطلوبة.
  17. بمجرد جمع ما يكفي من الدم ، استخدم صليبا عبر الصدر لتثبيت الشريان الأورطي وفتح خط شلل القلب لطرد العضو.
  18. مباشرة بعد بدء المشبك المتقاطع والتدفق ، قم بتنفيس القلب عن طريق شق 5 سم على الزائدة الأذينية اليسرى وعن طريق قطع الوريد الأجوف السفلي تماما. أضف الثلج إلى التجويف الصدري في هذا الوقت للمساعدة في تقليل درجة حرارة العضو.
  19. بعد التنفيس الناجح ، قم بشد أو ربط الوريد الأجوف العلوي لمنع الدم الدافئ من الرأس من الوصول إلى القلب المبرد.
  20. بمجرد أن يتم مسح القلب ب 1 لتر من محلول شلل القلب ، قسم الأوعية الكبيرة ، بما في ذلك الشريان الأورطي والشريان الرئوي الرئيسي والوريد الأجوف العلوي والسفلي والأوردة الرئوية الثنائية. هذا يكمل النبات القلبي. قم بإزالة القلب من التجويف.
    ملاحظة: حافظ على أكبر قدر ممكن من طول الأوعية الكبيرة المتصلة بالكسب غير المشروع. قطع الأوردة الرئوية بالقرب من الرئتين قدر الإمكان.
  21. لف العضو في إسفنجة شق البطن وضعها على الثلج.

4. تحضير الكسب غير المشروع

  1. قطع فروع قوس الأبهر لإنشاء مسار تدفق واحد. أدخل قنية الأبهر من خلال هذا المسالك وثبتها بربطة عنق بسحاب وخياطة حريرية 4-0 (الشكل 2).
  2. ضع سلكا ثنائي القطب على الجدار الخلفي للبطين الأيمن. قطع الأوردة الرئوية لتشكيل مسار تدفق واحد في الأذين الأيسر.
  3. قم بإنشاء خيوط برولين 4-0 من خلال محيط الأذين الأيسر. قم بتأمين الغرز بأفخاخ عاصبة واتركها غير مقيدة حتى التحميل.
  4. أغلق زائدة الأذين الأيسر باستخدام خياطة مستمرة بسيطة (4-0 Prolene). سجل وزن القلب الأولي.

5. إحياء الطعم القلبي

  1. قم بتثبيت الأنبوب مقاس 3/8 بوصة مباشرة قبل منفذ الأبهر لإيقاف تدفق التعهير. ضع القلب بحيث يكون الجدار الخلفي مواجها للمشغل. زاوية حجرة العضو عند 20 درجة تقريبا.
    ملاحظة: يتم اختيار هذا الموضع من نضح الكسب غير المشروع لزيادة التصريف السلبي ويتوافق مع البيانات المنشورة سابقا والتي تظهر تحسنا كبيرا في الوظيفة مقارنة بتعليق26.
  2. ضع قنية الأبهر بزاوية 90 درجة من منفذ الأبهر وفك خط الأبهر ببطء. قم بإزالة الهواء من قنية الأبهر عن طريق التدفق التدريجي للتعجيد فيها.
  3. قلل ببطء الزاوية في قنية الأبهر حتى تتماشى مع منفذ الأبهر ، وتتصل بالكامل بخط الأبهر.
  4. بمجرد توصيله بالكامل ، قم بتدليك القلب برفق بشكل متقطع لمنع الانتفاخ الناتج عن حشو البطين الأيسر. خلال هذه الفترة ، قم بتنفيس البطين الأيسر من خلال الأذين الأيسر المفتوح.
  5. في الوقت نفسه ، راقب الضغوط الأبهرية وحافظ على النطاق المقبول (30 - 40 مم زئبق).
  6. ابدأ الحصول على البيانات وابدأ بالتنقيط الأدينوزين بمعدل 333 لتر / دقيقة
    ملاحظة: يضاف الأدينوزين (2 مجم / مل) إلى بروتوكول التروية لتقليد الظروف الحالية للتروية السريرية. ومع ذلك ، من المهم الإشارة إلى أن توسع الأوعية المرتبط قد يؤدي إلى تفاقم وذمة الأعضاء غير المرغوب فيها30،31،32.
  7. قم بتوصيل أسلاك السرعة بصندوق السرعة واضبطه على 60 نبضة في الدقيقة كسرعة احتياطية.
  8. في حالة وجود الرجفان ، قم بإزالة الرجفان من القلب باستخدام المجاذيف ب 30 J. قم بتوصيل أكبر عدد ممكن من الصدمات حسب الحاجة حتى تحقيق الانقباضات الإيقاعية.
  9. بمجرد وجود إيقاع منظم (سريع أو جوهري) ، توقف عن التنفيس اليدوي وضع خيوط مخطط كهربية القلب مباشرة على القلب باستخدام إبر الخطاف.
  10. اربط البراغي الموجودة على كيس Windkessel حتى يحاكي شكل الموجة المعروض من مستشعر ضغط الأبهر موجة جيبية. قلب Perfuse في تكوين Langendorff لمدة 6 ساعات كما هو موضح سابقا33.

6. تحميل الطعم القلبي

  1. قم بتوصيل القنية ذات الزاوية اليمنى بالمنفذ الأذيني لحجرة الأعضاء. بمجرد التوصيل ، قم بتثبيت القنية والسماح للسائل بالدخول إلى خزان التحميل عن طريق تحرير مشبك هوفمان في الخط الفاصل بين الأكسجين وخزان التحميل.
  2. املأ خزان التحميل حتى يصل الضغط إلى 15-20 مم زئبق. قم بزيادة الإنتاج على المضخة للحفاظ على كل من الضغط الأبهري والأذيني.
  3. أدخل نصف الطرف المعدني ذو الزاوية اليمنى في الأذين الأيسر مع توجيه الطرف نحو الزائدة. يعزز هذا التنسيب باستمرار كفاءة الصمام التاجي.
  4. أدخل مستشعر الضغط داخل البطين الأيسر لتسجيل ضغط البطين الأيسر. حرر المشبك الموجود على القنية واترك الأذين الأيسر يمتلئ.
  5. بمجرد إلغاء البث ، استخدم الغرز الموضوعة مسبقا وأفخاخ العاصبة لإغلاق فتحة الأذين الأيسر تماما. اضبط القنية والأفخاخ حسب الحاجة لتقليل تسرب السوائل.
  6. بعد تثبيت القنية في الأذين الأيسر ، أوقف التروية الرجعية إلى الشريان الأورطي تماما عن طريق تثبيت الخط من الأكسجين إلى WB.
  7. انقل التنقيط الأدينوزين من الخط المؤدي إلى WB ، إلى الخط الفاصل بين خزان التحميل والمنفذ الأذيني.

7. نهاية التروية

  1. سجل القراءات الكيميائية الحيوية ومعدل ضربات القلب وتدفق الأبهر / الأذيني والضغوط كل 30 دقيقة طوال مدة التجربة (10 ساعات). الحصول على قراءات كيميائية حيوية من الخط الأذيني لقياس التدفق الداخلي ومباشرة من الشريان الرئوي لقراءات التدفق.
  2. في نهاية التروية ، أوقف الحصول على البيانات ، وقم بإزالة القلب ، وتخلص منه.
  3. قم بتعبئة الأجزاء غير الثابتة من النظام في حوض كبير ، وتفكيكها ، وشطفها ، وتنظيفها بكميات وفيرة من الماء.
  4. بمجرد عدم ظهور بقايا الدم في المكونات ، أعد تجميع النظام. أضف كميات كبيرة من الماء إلى النظام من خلال حجرة الأعضاء وحوالي 100 مل من المنظفات القلوية السائلة لتدويرها بالماء.
  5. بمجرد خلط المنظف جيدا بالماء ، قم بتثبيت خطوط النظام للحفاظ على جميع الخزانات المملوءة بمحلول المنظف.
  6. افصل الأكسجين عن باقي النظام واشطفه مرة أخرى بالماء لإزالة كل الصابون.
  7. بمجرد إزالة الصابون تماما ، قم بتجفيف جهاز الأكسجين عن طريق تفجير الهواء عبر مدخلات السائل بأعلى معدل ممكن.

النتائج

تم حصاد قلوب 4 خنازير يوركشاير (30-35 كجم) وحفظها عبر Langendorff NMP لمدة 6 ساعات قبل 4 ساعات من التحميل المستمر. تم اختيار هذه الحالة التجريبية منذ 6 ساعات هو متوسط مدة الحفظ السريري (5.1 ± 0.7 ساعة)34. من خلال إضافة 4 ساعات إضافية من التحميل المستمر (إجمالي 10 ساعات من وقت خ?...

Discussion

يعتبر التروية الآلية الطبيعية طريقة قوية للحفاظ على الأعضاء وتقييمها والتي أثرت بشكل كبير على مجال زراعة القلب من خلال توسيع مجموعة المتبرعين لقلوب البالغين36. هذا التوسع هو نتيجة القدرة على استخدام مجموعة صغيرة من القلوب التي كانت تعتبر في السابق غير مناس?...

Disclosures

DV هو موظف ومؤسس شركة VentriFlo، Inc. ، Pelham ، NH ، ولديه طلبات براءات اختراع ذات صلة بهذه الدراسة. لمزيد من المعلومات راجع https://ventriflo.com/patents/. لدى SNT طلبات براءات اختراع ذات صلة بهذه الدراسة وتعمل في المجلس الاستشاري العلمي لشركة Sylvatica Biotech Inc. ، وهي شركة تركز على تطوير تكنولوجيا الحفاظ على الأعضاء. تتم إدارة جميع المصالح المتنافسة من قبل MGH و Partners HealthCare وفقا لسياسات تضارب المصالح الخاصة بهم. تتلقى AR و AAO تمويلا بحثيا من Paragonix Technologies Inc.

Acknowledgements

نعرب عن امتناننا لتمويل SNT من المعهد الوطني الأمريكي للصحة (K99 / R00 HL1431149; R01HL157803. R01DK134590. R24OD034189) ، المؤسسة الوطنية للعلوم بموجب المنحة رقم. 1941543 EEC ، وجائزة كلافلين للباحث المتميز نيابة عن اللجنة التنفيذية للأبحاث في MGH ، وجائزة عائلة بولسكي للقادة في الجراحة. نحن نقر بتمويل الأبحاث ل AAO من مؤسسة Hassenfeld Family Foundation ، واللجنة التنفيذية ل MGH للأبحاث ، ومركز MGH للتنوع والشمول. نحن نقر بتمويل البحث ل GO من مؤسسة Sarnoff لأبحاث القلب والأوعية الدموية.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
4- way Stopcock Smiths Medical MX9341L
4-0 Prolene sutures Ethicon 8711
5-0 SutureFine Scientific Tools18020-50
Aortic Connector VentriFLO Inc Custom Made
Aortic root cannulaMedtronic Inc 10012
Bovine Serum AlbuminSigmaA7906
Calcium ChlorideSigmaC7902
Cell Saver Medtronic Inc ATLG
Cell Saver cartridges Medtronic Inc ATLS00
DextranSigma31389
EKG epicardial leads VentriFLO Inc Custom Made
Equipment stand and brackets VentriFLO Inc Custom Made
External Pace maker Medtronic Inc 5392
Falcon High Clarity 50mL conical tubesFisher Scientific14-432-22
Flow Probes TranSonic Sytems inc 1828
Heparin sodium InjectionMedplusG-0409-2720-0409-2721
Hollow fiber oxygenator and Venous  ReseviorMedtronic Inc BBP241Affinity Pixie, 1L
HTP 1500  Heat Therapy PumpHTP6826619
InsulinHumulin RMGH Pharmacy
Iworx Data Acquisition SystemIworxIX-RA-834
Krebs-Henseleit BufferSigmaK3753
Leukocyte FilterHaemoneticsSB1E
Organ ChamberVentriFLO Inc Custom Made
Pacing Wires BiopolarMedtronic Inc 6495
Penicillin-StreptomycinThermoFisher Scientific15140122
Pressure Trasnducers IworxBP100
Pulsatile PumpVentriFLO Inc 2100-0270
PVC Tubing Medtronic Inc HY10Z49R9
Right Angle Metal Tip Cannula 20FMedtronic Inc 67318
Sodium BicarobonateSigma5761
Standard PHD ULTRA CP Syringe PumpHarvard Aparatus88-3015
Tourniquet kit 7in Medtronic Inc 79006
Transonic Flow boxTranSonic Sytems Inc T402
Venous Resevior Medtronic Inc CB841Affinity Fusion, 4L
WIndKessel BagVentriFLO Inc Custom Made
Y adapterMedtronic Inc 10005

References

  1. Khush, K. K., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult heart transplantation report-2018; Focus Theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1155-1168 (2018).
  2. Colvin, M., et al. OPTN/SRTR 2018 Annual Data Report: Heart. Am J Transplant. 20, 340-426 (2020).
  3. Truby, L. K., Rogers, J. G. Advanced heart failure: Epidemiology, diagnosis, and therapeutic approaches. JACC Heart Fail. 8 (7), 523-536 (2020).
  4. Bakhtiyar, S. S., et al. Survival on the heart transplant waiting list. JAMA Cardiol. 5 (11), 1227-1235 (2020).
  5. Jou, S., et al. Heart transplantation: advances in expanding the donor pool and xenotransplantation. Nat Rev Cardiol. 21 (1), 25-36 (2023).
  6. Higuita, M. L., et al. Novel imaging technologies for accurate assessment of cardiac allograft performance. Curr Transplantat Rep. 10 (3), 100-109 (2023).
  7. Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics((R)) Organ Care System. Future Cardiol. 18 (1), 5-15 (2022).
  8. Bryner, B. S., Schroder, J. N., Milano, C. A. Heart transplant advances: Ex vivo organ-preservation systems. JTCVS Open. 8, 123-127 (2021).
  9. Pahuja, M., et al. Overview of the FDA's Circulatory System Devices Panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart-portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system. Am Heart J. 247, 90-99 (2022).
  10. Hamed, A., et al. 19: serum lactate is a highly sensitive and specific predictor of post cardiac transplant outcomes using the organ care system. J Heart Lung Transplant. 28 (2), 71 (2009).
  11. Cernic, S., et al. Lactate during ex-situ heart perfusion does not predict the requirement for mechanical circulatory support following donation after circulatory death (DCD) heart transplants. J Heart Lung Transplant. 41 (9), 1294-1302 (2022).
  12. Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. J Heart Lung Transplant. 35 (12), 1443-1452 (2016).
  13. Sommer, W., et al. Hemodynamic and functional analysis of human DCD hearts undergoing Normothermic ex vivo perfusion. Thoracic Cardiovascular Surg. 66 (01), 268 (2018).
  14. Lewis, J. K., et al. The Grand Challenges of Organ Banking: Proceedings from the first global summit on complex tissue cryopreservation. Cryobiology. 72 (2), 169-182 (2016).
  15. Ribeiro, R. V. P., et al. A pre-clinical porcine model of orthotopic heart transplantation. J Vis Exp. (146), e59197 (2019).
  16. Ribeiro, R., et al. Contractility versus metabolic cardiac assessment during ex situ heart perfusion: a pre-clinical transplant study. J Heart Lung Transplant. 38 (4), S240 (2019).
  17. Ribeiro, R. V. P., et al. Comparing donor heart assessment strategies during ex situ heart perfusion to better estimate posttransplant cardiac function. Transplantation. 104 (9), 1890-1898 (2020).
  18. Gellner, B., et al. The implementation of physiological afterload during ex situ heart perfusion augments prediction of posttransplant function. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 318 (1), H25-H33 (2020).
  19. Kung, E. O., Taylor, C. A. Development of a physical Windkessel module to re-create in vivo vascular flow impedance for in vitro experiments. Cardiovasc Eng Technol. 2 (1), 2-14 (2011).
  20. Pigot, H., et al. A novel nonlinear afterload for ex vivo heart evaluation: Porcine experimental results. Artif Organs. 46 (9), 1794-1803 (2022).
  21. Hill, A. J., et al. In vitro studies of human hearts. Ann Thorac Surg. 79 (1), 168-177 (2005).
  22. Saito, S., et al. Mitral valve motion assessed by high-speed video camera in isolated swine heart. Eur J Cardiothorac Surg. 30 (4), 584-591 (2006).
  23. Rosenstrauch, D., et al. Ex vivo resuscitation of adult pig hearts. Tex Heart Inst J. 30 (2), 121-127 (2003).
  24. Hatami, S., et al. Normothermic ex situ heart perfusion in working mode: Assessment of cardiac function and metabolism. J Vis Exp. (143), e58430 (2019).
  25. Xin, L., et al. A new multi-mode perfusion system for ex vivo heart perfusion study. J Med Syst. 42 (2), 25 (2017).
  26. Hatami, S., et al. The position of the heart during normothermic ex situ heart perfusion is an important factor in preservation and recovery of myocardial function. ASAIO J. 67 (11), 1222-1231 (2021).
  27. Abicht, J. M., et al. Large-animal biventricular working heart perfusion system with low priming volume-comparison between in vivo and ex vivo cardiac function. Thorac Cardiovasc Surg. 66 (1), 71-82 (2018).
  28. Schechter, M. A., et al. An isolated working heart system for large animal models. J Vis Exp. (88), e51671 (2014).
  29. Alamouti-Fard, E., et al. Normothermic regional perfusion is an emerging cost-effective alternative in donation after circulatory death (DCD) in heart transplantation. Cureus. 14 (6), e26437 (2022).
  30. TransMedics, Inc. . TransMedics Organ Care System OCS Heart User Guide. , (2021).
  31. Messerli, F. H. Vasodilatory edema: a common side effect of antihypertensive therapy. Curr Cardiol Rep. 4 (6), 479-482 (2002).
  32. Headrick, J. P., et al. Adenosine and its receptors in the heart: regulation, retaliation and adaptation. Biochim Biophys Acta. 1808 (5), 1413-1428 (2011).
  33. Watanabe, M., Okada, T. Langendorff perfusion method as an ex vivo model to evaluate heart function in rats. Methods Mol Biol. 1816, 107-116 (2018).
  34. Isath, A., et al. Ex vivo heart perfusion for cardiac transplantation allowing for prolonged perfusion time and extension of distance traveled for procurement of donor hearts: An initial experience in the United States. Transplant Direct. 9 (3), e1455 (2023).
  35. Hatami, S., et al. Myocardial functional decline during prolonged ex situ heart perfusion. Ann Thorac Surg. 108 (2), 499-507 (2019).
  36. Villanueva, J. E., et al. Expanding donor heart utilization through machine perfusion technologies. Curr Transplantat Rep. 9 (4), 219-226 (2022).
  37. Niederberger, P., et al. Heart transplantation with donation after circulatory death: what have we learned from preclinical studies. Circulation: Heart Failure. 12 (4), e005517 (2019).
  38. Hassan, O. K. A., Higgins, A. R. The role of multimodality imaging in patients with heart failure with reduced and preserved ejection fraction. Curr Opin Cardiol. 37 (3), 285-293 (2022).
  39. Sandefur, C. C., Jialal, I. Atrial Natriuretic Peptide. StatPearls Publishing. , (2024).
  40. Buttner, P., et al. Role of NT-proANP and NT-proBNP in patients with atrial fibrillation: Association with atrial fibrillation progression phenotypes. Heart Rhythm. 15 (8), 1132-1137 (2018).
  41. Kohl, P., Hunter, P., Noble, D. Stretch-induced changes in heart rate and rhythm: clinical observations, experiments and mathematical models. Prog Biophys Mol Biol. 71 (1), 91-138 (1999).
  42. Safar, M. E., Lévy, B. I. Resistance vessels in hypertension. Comp Hypertension. , 145-150 (2007).
  43. Belz, G. G. Elastic properties and Windkessel function of the human aorta. Cardiovasc Drugs Ther. 9 (1), 73-83 (1995).
  44. Heward, S. J., Widrich, J. Coronary perfusion pressure. StatPearls Publishing. , (2019).
  45. Conway, J. Clinical assessment of cardiac output. Eur Heart J. 11, 148-150 (1990).
  46. Stonko, D. P., et al. A technical and data analytic approach to pressure-volume loops over numerous cardiac cycles. JVS-Vascular Science. 3, 73-84 (2022).
  47. D'Alessandro, D. A., et al. Hemodynamic and clinical performance of hearts donated after circulatory death. J Am Coll Cardiol. 80 (14), 1314-1326 (2022).
  48. Joseph, S. M., et al. Acute decompensated heart failure: contemporary medical management. Tex Heart Inst J. 36 (6), 510-520 (2009).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

210 Ex Vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved