Mise en charge cardiaque à l’aide de la pressurisation auriculaire gauche passive et de la postcharge passive pour l’évaluation du greffon

Résumé

Le protocole décrit un système de perfusion cardiaque porcine ex vivo dans lequel la charge directe du ventricule gauche peut servir de technique d’évaluation de la santé du greffon tout en fournissant simultanément une évaluation holistique de la fonction du greffon. Une discussion sur la conception du système et les mesures d’évaluation possibles est également fournie.

Résumé

La perfusion machine ex vivo ou perfusion machine normothermique est une méthode de conservation qui a acquis une grande importance dans le domaine de la transplantation. Malgré l’immense opportunité d’évaluation due à l’état de battement du cœur, la pratique clinique actuelle dépend de tendances métaboliques limitées pour l’évaluation du greffon. Les mesures hémodynamiques obtenues à partir de la charge ventriculaire gauche ont suscité beaucoup d’attention dans le domaine en raison de leur potentiel en tant que paramètres d’évaluation objectifs. En effet, ce protocole offre un moyen facile et efficace d’incorporer des capacités de charge aux systèmes de perfusion de Langendorff établis par le simple ajout d’un réservoir supplémentaire. De plus, il démontre la faisabilité d’utiliser la pressurisation auriculaire gauche passive pour le chargement, une approche qui, à notre connaissance, n’a pas été démontrée auparavant. Cette approche est complétée par une postcharge passive de base Windkessel, qui agit comme une chambre de conformité pour maximiser la perfusion myocardique pendant la diastole. Enfin, il met en évidence la capacité de capturer des paramètres fonctionnels pendant la charge cardiaque, y compris la pression du pouls ventriculaire gauche, la contractilité et la relaxation, pour découvrir les déficiences de la fonction du greffon cardiaque après de longues périodes de conservation (˃6 h).

Introduction

La transplantation cardiaque orthotopique est la référence actuelle en matière de soins pour l’insuffisance cardiaque en phase terminale¹. Malheureusement, le domaine est considérablement limité par une grave crise de pénurie de donneurs, ce qui fait que seulement 2 000 transplantations cardiaques sont effectuées chaque année alors que plus de 20 000 personnes bénéficieraient de la procédure vitale². Cette pénurie d’organes devrait s’aggraver car la prévalence de l’insuffisance cardiaque aux États-Unis seulement devrait dépasser les 8 millions d’individus d’ici 2030³. L’augmentation constante du temps de survie sur les listes d’attente - en raison de l’amélioration de la prise en charge médicale, des progrès de l’assistance circulatoire mécanique et des modifications apportées à la politique d’attribution de l’UNOS - a entraîné une nouvelle augmentation du nombre de patients nécessitant une transplantation à un moment donné ^4,5.

La perfusion machine ex vivo ou perfusion machine normothermique (NMP) est une modalité de préservation qui a facilité l’expansion du pool d’approvisionnement en permettant l’utilisation d’organes donnés après la mort circulatoire (DCD) tout en réalisant une certaine extension des temps de conservation ^5,6,7,8. Contrairement à l’entreposage frigorifique statique, l’étalon-or actuel en matière de préservation, la NMP maintient les organes dans un état métaboliquement actif, ce qui crée la possibilité d’une surveillance en temps réel et d’une évaluation des greffons, devenant ainsi la méthode de conservation standard pour les greffons DCD ^8,9. Cependant, les dispositifs NMP actuellement utilisés en clinique sont limités au mode de perfusion de Langendorff, qui ne dispose pas de mesures quantitatives pour prédire les résultats de la transplantation et est incapable de capturer les paramètres fonctionnels⁶. Par exemple, l’accumulation de lactate pendant la perfusion de Langendorff a été désignée comme le meilleur prédicteur métabolique des résultats post-transplantation et est actuellement utilisée en milieu clinique comme indicateur de la santé du greffon cardiaque¹⁰. Cependant, même en tant que meilleur biomarqueur d’évaluation, il ne parvient pas à anticiper de manière fiable le besoin d’assistance circulatoire mécanique après la transplantation^11,12. De même, les capacités prédictives des paramètres hémodynamiques couramment utilisés (c’est-à-dire la pression aortique et le débit sanguin coronaire) sont largement limitées par la nature rétrograde des configurations cliniques actuelles pour la perfusion de machines^{cardiaques 9}.

L’élaboration de protocoles d’évaluation pour une détermination précise de la santé des greffons cardiaques pendant la PMN aurait un impact immense sur le terrain, au-delà de l’amélioration des résultats post-transplantation. Des outils prédictifs objectifs permettraient d’évaluer de manière fiable et d’utiliser probablement des organes critères marginaux ou étendus (c’est-à-dire des temps d’ischémie prolongés chauds (> 30 minutes) et froides (> 6 heures), une augmentation de l’âge du donneur (> 55 ans), d’autres comorbidités, etc.) chez les donneurs de TDC et de mort cérébrale (DBD) qui sont actuellement rejetés pour la transplantation en raison de critères de sélection stricts¹³. En permettant l’utilisation de cœurs marginaux, la NMP pourrait faciliter une augmentation de l’approvisionnement en organes, car on estime qu’une transplantation réussie de la moitié des cœurs actuellement inutilisés serait suffisante pour éliminer la liste d’attente cardiaque d’ici 2 à 3 ans¹⁴. Les mesures hémodynamiques obtenues à partir de la charge ventriculaire gauche au cours de la NMP ont suscité une attention considérable dans le domaine en raison de leur potentiel en tant que paramètres d’évaluation objectifs. Des études antérieures ont démontré que ces paramètres, tels que la pression du pouls ventriculaire gauche, la contractilité et la relaxation, sont plus révélateurs de la fonction du greffon cardiaque que des tendances métaboliques 15,16,17.

En effet, des efforts ont été consacrés à l’élaboration et à l’identification de méthodes de chargement optimales afin de maximiser la précision de l’évaluation. Grâce à ces efforts, d’autres groupes ont identifié le mode de perfusion aortique le plus pertinent pendant la charge, où une corrélation plus forte entre les paramètres hémodynamiques et la fonction post-transplantation a été observée lors de la mise en œuvre d’une postcharge passive (c’est-à-dire pas de perfusion rétrograde à l’aorte pendant la charge) par rapport à la postcharge assistée par pompe (c’est-à-dire une perfusion rétrograde à l’aorte pendant la charge)¹⁸. Cela indique que la perfusion coronaire assistée masque probablement des déficiences fonctionnelles. Des études antérieures ont réussi à incorporer des postcharges passives dans des configurations de perfusion en mettant en œuvre des systèmes qui imitent l’effet Windkessel 18,19,20. L’effet Windkessel aide à atténuer la fluctuation de la pression artérielle, à maintenir un flux sanguin continu vers les tissus et à améliorer la perfusion coronaire. Ce protocole permet d’obtenir la postcharge passive basée sur Windkessel à l’aide d’un sac intraveineux (IV) modifié enfermé dans deux plaques à ressort, où la perfusion coronaire dépend exclusivement de l’éjection cardiaque (brevet en instance).

L’utilisation de la pressurisation passive de l’oreillette gauche (c’est-à-dire la pressurisation dépendante de la gravité) pendant le chargement, bien qu’elle soit courante dans les perfusions cardiaques chez les petits animaux, est rarement utilisée dans le chargement des grands cœurs 21,22,23. Au lieu de cela, la grande majorité des méthodes rapportées dans la littérature reposent sur des pompes secondaires pour la pressurisation de l’AL 18,24,25,26,27,28. La pressurisation de l’AL à travers un réservoir dépendant de la gravité, plutôt que par pompe, simplifie considérablement la mise en œuvre des protocoles de chargement. L’utilisation de la gravité fournit une source de pression fixe et constante, ce qui réduit considérablement le besoin de systèmes de contrôle complexes pour obtenir et maintenir une pressurisation adéquate de l’AL. De plus, grâce à cette approche de pressurisation, la nécessité d’une pompe secondaire est éliminée, ce qui facilite l’incorporation des capacités de charge dans les configurations Langerdoff actuelles, car seul un réservoir supplémentaire est nécessaire. L’intégration des capacités de charge dans les systèmes de perfusion mécanique utilisés en clinique amplifierait l’application des dispositifs de NMP cardiaque en facilitant l’évaluation détaillée des greffons cardiaques pendant la période de conservation. En effet, il s’agit de maximiser l’utilité d’un système qui représente un engagement financier important pour les soins aux patients en raison du transport et de l’utilisation des appareils²⁹.

Ce protocole démontre la faisabilité d’utiliser à la fois la postcharge passive et la pressurisation passive de l’AL pendant la charge ventriculaire gauche. Grâce à la validation de la postcharge passive/pressurisation de l’AL en tant que méthode de chargement, ce protocole fournit également un moyen facile et efficace d’incorporer les capacités de charge dans les systèmes de perfusion de Langendorff établis. Il est important de noter qu’il met en évidence la capacité de l’évaluation fonctionnelle à découvrir des différences entre les cœurs viables et les cœurs défaillants après de longues périodes de conservation (˃6 h).

Protocole

Cette étude a été menée conformément aux directives de l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), du Massachusetts General Hospital et de Jove. Des cœurs (170 à 250 g) ont été récoltés sur des porcs Yorkshire (30 à 35 kg, âgés de 3 à 4 mois, mixtes) à l’aide d’un modèle de don après mort cérébrale et perfusés rétrogradement (Langendorff) pendant 6 heures avant le chargement. Tous les greffons ont été exposés à un temps d’ischémie à froid d’environ 1h pendant l’instrumentation.

1. Conception du système

1. Vérifiez que le système est composé d’une chambre d’orgue (11,046 pouces x 7,595 pouces x 3,095 pouces), de deux réservoirs (4 L et 1 L), d’un oxygénateur à double enveloppe et d’un sac Windkessel (WB). Vérifiez que les deux réservoirs contiennent un antimousse intégré, qui élimine la mousse.
2. Vérifiez que les composants sont solidement reliés à l’aide d’un tube en silicone, le réservoir plus petit, le WB et la chambre de l’organe étant dans deux configurations différentes (Figure 1A) en fonction de la modalité de perfusion (c’est-à-dire Langendorff par rapport à la charge).
   1. Connectez la base de la chambre de l’orgue au sommet du grand réservoir (veineux) à l’aide d’un tube de 3/8 de pouce. Placez le grand réservoir sous la chambre de l’orgue pour permettre à la gravité de faire circuler le perfusat de la chambre au réservoir.
   2. Connectez le fond du grand réservoir à l’orifice d’entrée de la tête de pompe à l’aide d’un tube de 3/8 de pouce.
   3. Connectez l’orifice de sortie de la tête de pompe à un tube de 3/8 de pouce équipé d’un réducteur de 3/8 de pouce à 1/4 de pouce et d’un tube de 1/4 de pouce à l’autre extrémité. Connectez le 1/4 de pouce à l’orifice d’entrée de l’oxygénateur.
   4. Installez l’orifice de sortie de l’oxygénateur avec un tube de 1/4 de pouce avec un connecteur en Y à l’extrémité. Montez les deux extrémités du connecteur en Y avec un tube de 1/4 de pouce.
   5. Séquence 1 - Schéma d’écoulement des perfusats pendant la perfusion de Langendorff (ligne pointillée bleue sur la figure 1A)
      1. Installez la première extrémité du connecteur en Y avec un expanseur de 1/4 pouce à 3/8 de pouce avec une connexion Luer intégrée. Connectez le tube de 3/8 de pouce au premier port au bas du WB. Fixez une valve Luer à trois voies à la connexion Luer de l’expanseur et utilisez-la pour l’administration d’adénosine goutte à goutte.
   6. Séquence 2 - Schéma d’écoulement du perfusat pendant la perfusion chargée (ligne pointillée orange sur la figure 1A)
      1. Fixez la deuxième extrémité du connecteur en Y au sommet du plus petit réservoir (de chargement). Fixez une pince Hoffman au tube et utilisez-la pour contrôler le remplissage du réservoir.
      2. Placez une conduite de trop-plein du haut du réservoir de chargement vers le réservoir plus grand.
      3. Montez le fond du réservoir de chargement avec un tube de 1/4 de pouce et connectez-vous à un orifice à la base de la chambre de l’orgue. Ajoutez une valve Luer à trois voies à mi-chemin de la longueur du tube pour l’administration de l’adénosine et une valve unidirectionnelle juste avant d’atteindre la chambre de l’organe.
      4. Fixez l’autre extrémité de l’orifice de la chambre de l’organe à une canule à angle droit.
   7. Placez le sac Windkessel (WB) directement au-dessus de la chambre de l’orgue. Installez le deuxième orifice de trop-plein au bas du WB avec un tube de 3/8 de pouce et connectez-vous à n’importe quel orifice d’entrée du réservoir veineux. Fixez une pince Hoffman et fermez-la complètement pour arrêter le fluide à travers cet orifice pendant Langendorff et ajustez-la en mode chargé pour moduler les pressions aortiques.
   8. Connectez une valve Luer à trois voies à l’orifice de trop-plein en haut du WB et utilisez un tube de 1/4 de pouce pour connecter le WB à n’importe quel orifice d’entrée dans le réservoir veineux. Fixez une pince Hoffman au tube de 1/4 de pouce. Gardez la pince complètement fermée pendant la perfusion de Langendorff et ajustez-la pendant le mode de chargement pour moduler les pressions aortiques.
   9. Connectez le troisième orifice de sortie sur le WB au port aortique sur la chambre de l’organe à travers le tube de 3/8 de pouce, avec une interruption dans les 3/4 inférieurs de la longueur pour une sonde de température.

2. Préparation du système de perfusat

1. Préparez un perfusat de base composé de 0,96 % de tampon Krebs-Henseleit, de 9,915 mM de Dextran, de 25 mM de bicarbonate de sodium, de 1,054 mM d’albumine sérique bovine, de 1 % de Pen Strep, de 0,13 % d’insuline, de 0,02 % d’hydrocortisone, de 0,5 % d’héparine et de 2,75 mM de chlorure de calcium. Porter le volume à 4 L avec de l’eau distillée.
2. Configuration du système de perfusion
   1. Rincez tous les tubes, composants du système et réservoirs avec de l’eau distillée et rebranchez-les dans le bon ordre (Figure 1A).
   2. Placez le sac Windkessel entre deux plaques acryliques et serrez-le avec la configuration à vis et ressort (Figure supplémentaire 1).
   3. Fixez une valve Luer à trois voies à la connexion Luer de l’orifice aortique et de l’orifice auriculaire de la chambre de l’organe (Figure 1B). Connectez deux capteurs de pression à la boîte de l’organe, l’un au niveau de la valve reliée au port aortique en haut de la chambre de l’organe, et l’autre au niveau de la valve connectée au port auriculaire au bas de la chambre de l’organe.
   4. Calibrez les capteurs de pression en les ouvrant à l’air (pression de 0 mmHg) et en réglant cette lecture sur 0 dans l’appareil d’enregistrement.
   5. Connectez deux capteurs de débit à la tubulure du système. Connectez le capteur mesurant le débit aortique au tube de 3/8 de pouce reliant le WB au port aortique. Connectez le capteur de mesure du débit auriculaire au tube reliant le réservoir de chargement à l’orifice auriculaire.
   6. Connectez une sonde de température au tube de 3/8 de pouce reliant le WB au port aortique. Connectez un tube de désaération au troisième orifice de la valve fixé à l’orifice aortique et maintenez-le ouvert en tout temps. Connectez l’autre extrémité de la conduite à tout afflux du réservoir veineux.
   7. Connectez l’échangeur de chaleur à l’oxygénateur et réglez-le à 38 °C. Connectez la conduite d’oxygène à 100 % à l’orifice d’entrée de gaz de l’oxygénateur. Allumez l’oxygène à 0,5 L/min.
3. Amorçage du système
   1. Ajoutez 2 L de perfusate dans le système à l’aide de la chambre de l’organe. Allumez la pompe pulsatile et laissez le perfusat circuler (en sautant le réservoir de chargement) jusqu’à ce que le perfusat soit oxygéné à un pO₂ minimum de 400 mmHg et que la température ait atteint ~35 °C.
   2. Laissez le perfusat circuler et remplissez tous les composants du système pour éliminer l’air. Massez les tubes contenant les bulles d’air restantes pour les éliminer. Ensuite, éliminez tout air emprisonné dans l’orifice aortique en augmentant la pression en obstruant partiellement l’écoulement du fluide et en augmentant le débit de la pompe. Cette augmentation de la pression forcera l’air à travers le tube de purge/désaération.
   3. Laissez le perfusat circuler jusqu’à ce qu’il atteigne la température souhaitée (37 °C, surveillée en permanence par une sonde de température), effectuez une première évaluation des paramètres biochimiques pour garantir une concentration correcte en ions (tableau 1) et une oxygénation adéquate.
      REMARQUE : Lisez les niveaux d’ions et de pH après que la solution a été portée à température (37 °C) et a été correctement oxygénée.

3. Obtention d’un greffon cardiaque

1. Animaux sédatifs avec une injection intramusculaire d’atropine (0,04 mg/kg), de télazol (4,4 mg/kg) et de xylazine (2,2 mg/kg).
2. Une fois sous sédation, transférez les animaux dans la salle d’opération et obtenez un accès veineux à l’aide d’une ligne IV placée dans l’une ou l’autre oreille.
3. Administrer un bolus de propofol (0,16-0,33 mg/kg) par voie intraveineuse et tester les stimuli nocifs 3 minutes après l’injection. S’il n’y a pas de réflexes, intuber l’animal et maintenir l’anesthésie par inhalation continue d’isoflurane (3 % à 5 %) et de fentanyl par voie intraveineuse (5 à 20 μg/kg/h) au besoin.
4. Une fois intubé, placez un brassard de pression dans l’un des membres avant et connectez un capteur ECG à l’apex de la lèvre inférieure pour surveiller la saturation en oxygène.
5. Initiez une perfusion saline et administrez-la par la voie intraveineuse de l’oreille. Placez un champ chirurgical sur la face ventrale de l’animal.
6. Administrer un bolus de citrate de fentanyl (5 μg/kg) par voie intraveineuse en préparation de la sternotomie.
7. Faites une incision verticale entre l’encoche sternale et le xiphoïde à l’aide d’un scalpel à 10 lames (~25 cm). Après l’incision, utilisez une électrocautérisation pour diviser la graisse sous-cutanée et le fascia jusqu’à ce qu’ils atteignent le sternum.
8. Une fois exposé, séparez le péricarde adhérent du sternum à l’aide d’une dissection émoussée au doigt au niveau de la face caudale du sternum. Pour ce faire, placez votre doigt sur la face dorsale du sternum et séparez tout tissu adhérent entre le sternum et les viscères.
9. Insérez un ciseau à la face caudale du sternum. Tout en appliquant une force vers le ciel au ciseau, utilisez un maillet pour faire avancer le ciseau à travers l’os sternal.
10. Une fois la sternotomie médiane terminée, déterminée par la séparation complète du sternum (de la xiphoïde à l’encoche sternale), placez un écarteur sternal et ouvrez-le jusqu’à l’exposition complète.
11. Inciser le péricarde crânien avec des ciseaux de Metzenbaum jusqu’à ce que l’aorte et l’artère pulmonaire soient visibles.
12. Placez deux sutures de cordon de bourse (4-0 Prolene) sur l’aorte et fixez-les à l’aide d’un garrot. Veillez à ce que les sutures traversent la couche médiane de l’aorte mais pas la lumière. Les sutures superficielles ne parviendront pas à maintenir la canule de la racine aortique en place, et les sutures profondes feront saigner l’aorte.
13. Administrer un bolus d’héparine (100 U/kg) par l’oreille IV et laisser circuler pendant 3 min.
14. Insérez une canule de racine aortique 9F perpendiculaire à l’aorte entre les sutures du cordon de la bourse et fixez-la en serrant doucement le collet du garrot. Assurez-vous qu’il n’y a pas de fuite autour du site de canulation. Laissez la ligne de cardioplégie de la canule de la racine aortique être désaérée en laissant le sang s’écouler de l’aorte.
15. Connectez un sachet de solution cardioplégique à la connexion Luer Lock. Pressurisez le sac de cardioplégie à l’aide d’un sac de pression pour obtenir une concentration de 80 mmHg pendant le rinçage. Connectez une pompe péristaltique à la deuxième ligne de la canule de la racine aortique et utilisez-la pour extraire 1 L de sang directement de l’aorte.
16. Séparez les globules rouges à l’aide d’un dispositif de récupération du sang (les globules rouges sont centrifugés et lavés avec une solution saline). Ajoutez des globules rouges dans le système de perfusion une fois qu’il a atteint la température souhaitée.
17. Une fois qu’une quantité suffisante de sang est prélevée, utilisez une croix transthoracique pour clamper l’aorte et ouvrir la ligne de cardioplégie pour rincer l’organe.
18. Immédiatement après l’initiation de la clampage croisée et de la chasse d’eau, ventilez le cœur par une incision de 5 cm sur l’appendice auriculaire gauche et en sectionnant complètement la veine cave inférieure. Ajoutez de la glace dans la cavité thoracique à ce moment pour aider à réduire la température de l’organe.
19. Après une ventilation réussie, sévère ou attachez la veine cave supérieure pour empêcher le sang chaud de la tête d’atteindre le cœur refroidi.
20. Une fois que le cœur a été rincé avec 1 L de solution de cardioplégie, divisez les gros vaisseaux, y compris l’aorte, l’artère pulmonaire principale, la veine cave supérieure et inférieure et les veines pulmonaires bilatérales. Celle-ci complète l’explant cardiaque. Retirez le cœur de la cavité.
    REMARQUE : Maintenez autant de longueur que possible des gros vaisseaux attachés à la greffe. Coupez les veines pulmonaires aussi près que possible des poumons.
21. Enveloppez l’organe dans une éponge de laparotomie et placez-le sur de la glace.

4. Préparation du greffon

1. Coupez les branches de l’arc aortique pour créer une voie d’évacuation. Insérez la canule aortique à travers ce faisceau et fixez-la à l’aide d’une attache zippée et d’une suture en soie 4-0 (Figure 2).
2. Placez un fil de stimulation bipolaire sur la paroi postérieure du ventricule droit. Coupez les veines pulmonaires pour former une seule voie d’entrée dans l’oreillette gauche.
3. Créez deux sutures proline 4-0 à cordon de bourse dans le périmètre de l’oreillette gauche. Fixez les sutures avec des collets à garrot et laissez-les détachées jusqu’au chargement.
4. Fermez l’appendice de l’oreillette gauche à l’aide d’une simple suture continue (4-0 Prolene). Notez le poids cardiaque initial.

5. Renaissance de la greffe cardiaque

1. Clampez le tube de 3/8 de pouce juste avant l’orifice aortique pour arrêter l’écoulement du perfusat. Positionnez le cœur avec la paroi postérieure face à l’opérateur. Inclinez la chambre de l’orgue à environ 20°.
   REMARQUE : Cette position de la perfusion du greffon est choisie pour augmenter le drainage passif et est cohérente avec les données publiées précédemment démontrant une amélioration significative de la fonction par rapport à la suspension²⁶.
2. Placez la canule aortique à un angle de 90° par rapport à l’orifice aortique et dégrafez lentement la ligne aortique. Désaérer la canule aortique par l’écoulement progressif de perfusate dans celle-ci.
3. Diminuez lentement l’angle de la canule aortique jusqu’à ce qu’elle soit alignée avec le port aortique et complètement connectée à la ligne aortique.
4. Une fois complètement connecté, massez doucement le cœur par intermittence pour éviter la distension due au remplissage ventriculaire gauche. Pendant cette période, ventilez le ventricule gauche par l’oreillette gauche ouverte.
5. En même temps, surveiller les pressions aortiques et les maintenir dans la plage acceptable (30 à 40 mmHg).
6. Lancez l’acquisition des données et démarrez l’écoulement de l’adénosine à un débit de 333 uL/min
   REMARQUE : L’adénosine (2 mg/mL) est ajoutée au protocole de perfusion pour imiter les conditions actuelles de perfusion clinique. Cependant, il est important de souligner que la vasodilatation associée peut exacerber l’œdème organique indésirable 30,31,32.
7. Connectez les fils de stimulation au boîtier de stimulation et réglez-le sur 60 bpm comme stimulation de secours.
8. En cas de fibrillation, défibrillez le cœur à l’aide de palettes de 30 J. Délivrez autant de chocs que nécessaire jusqu’à l’obtention de contractions rythmées.
9. Une fois qu’un rythme organisé est présent (rythmé ou intrinsèque), arrêtez la ventilation manuelle et placez les électrodes ECG directement sur le cœur à l’aide d’aiguilles à crochet.
10. Serrez les vis du sac Windkessel jusqu’à ce que la forme d’onde affichée par le capteur de pression aortique imite une onde sinusoïdale. Perfuser le cœur en configuration Langendorff pendant 6 h comme décrit précédemment³³.

6. Chargement du greffon cardiaque

1. Connectez la canule à angle droit à l’orifice auriculaire de la chambre de l’organe. Une fois connecté, clampez la canule et laissez le fluide entrer dans le réservoir de chargement en relâchant la pince Hoffman dans la ligne entre l’oxygénateur et le réservoir de chargement.
2. Remplissez le réservoir de chargement jusqu’à ce que la pression atteigne 15 - 20 mmHg. Augmentez le débit de la pompe pour maintenir la pression aortique et auriculaire.
3. Insérez la moitié de l’embout métallique à angle droit dans l’oreillette gauche avec l’embout pointant vers l’appendice. Ce placement favorise le plus systématiquement la compétence de la valve mitrale.
4. Insérez le capteur de pression à l’intérieur du ventricule gauche pour l’enregistrement de la pression ventriculaire gauche. Relâchez la pince de la canule et laissez l’oreillette gauche se remplir.
5. Une fois désaéré, utilisez les sutures et les collets à garrot précédemment placés pour fermer complètement l’ouverture de l’oreillette gauche. Ajustez la canule et les collets au besoin pour minimiser les fuites de liquide.
6. Après avoir fixé la canule dans l’oreillette gauche, arrêtez complètement la perfusion rétrograde vers l’aorte en serrant la ligne de l’oxygénateur à la WB.
7. Déplacez la goutte d’adénosine de la ligne menant au WB vers la ligne entre le réservoir de chargement et l’orifice auriculaire.

7. Fin de la perfusion

1. Enregistrez les lectures biochimiques, la fréquence cardiaque, le débit aortique/auriculaire et les pressions toutes les 30 minutes pendant la durée de l’expérience (10 h). Obtenez des lectures biochimiques de la ligne auriculaire pour la mesure de l’écoulement entrant et directement de l’artère pulmonaire pour les lectures de l’écoulement sortant.
2. À la fin de la perfusion, arrêtez l’acquisition de données, retirez le cœur et jetez-le.
3. Mobilisez les parties non fixes du système dans un grand évier, démontez, rincez et nettoyez avec de grandes quantités d’eau.
4. Une fois qu’aucun reste de sang n’est visible dans les composants, réassemblez le système. Ajoutez de grandes quantités d’eau au système à travers la chambre de l’orgue et environ 100 ml de détergent alcalin liquide pour faire circuler avec de l’eau.
5. Une fois que le détergent a été bien mélangé avec l’eau, clampez les conduites du système pour maintenir tous les réservoirs remplis de la solution détergente.
6. Débranchez l’oxygénateur du reste du système et rincez à nouveau à l’eau pour éliminer tout savon.
7. Une fois le savon complètement éliminé, séchez l’oxygénateur en soufflant de l’air à travers le fluide entrant au taux le plus élevé possible.

Résultats

Les cœurs de 4 porcs Yorkshire (30 à 35 kg) ont été récoltés et conservés via Langendorff NMP pendant 6 heures avant 4 heures de chargement continu. Cette condition expérimentale a été choisie puisque 6 h est la durée moyenne de conservation clinique (5,1 ± 0,7 h)³⁴. Grâce à l’ajout de 4 heures supplémentaires de charge continue (total de 10 h de temps ex vivo ), un certain degré d’insuffisance cardiaque était attendu, car une corrél...

Discussion

La perfusion mécanique normomère est une modalité puissante de préservation et d’évaluation des organes qui a eu un impact considérable sur le domaine de la transplantation cardiaque en élargissant le bassin de donneurs de cœurs adultes³⁶. Cette expansion est le résultat de la capacité actuelle d’utiliser un petit nombre de cœurs auparavant considérés comme inaptes à la transplantation. La perfusion mécanique normamère préserve les greffons ca...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
4- way Stopcock	Smiths Medical	MX9341L
4-0 Prolene sutures	Ethicon	8711
5-0 Suture	Fine Scientific Tools	18020-50
Aortic Connector	VentriFLO Inc		Custom Made
Aortic root cannula	Medtronic Inc	10012
Bovine Serum Albumin	Sigma	A7906
Calcium Chloride	Sigma	C7902
Cell Saver	Medtronic Inc	ATLG
Cell Saver cartridges	Medtronic Inc	ATLS00
Dextran	Sigma	31389
EKG epicardial leads	VentriFLO Inc		Custom Made
Equipment stand and brackets	VentriFLO Inc		Custom Made
External Pace maker	Medtronic Inc	5392
Falcon High Clarity 50mL conical tubes	Fisher Scientific	14-432-22
Flow Probes	TranSonic Sytems inc	1828
Heparin sodium Injection	Medplus	G-0409-2720-0409-2721
Hollow fiber oxygenator and Venous  Resevior	Medtronic Inc	BBP241	Affinity Pixie, 1L
HTP 1500  Heat Therapy Pump	HTP	6826619
Insulin	Humulin R		MGH Pharmacy
Iworx Data Acquisition System	Iworx	IX-RA-834
Krebs-Henseleit Buffer	Sigma	K3753
Leukocyte Filter	Haemonetics	SB1E
Organ Chamber	VentriFLO Inc		Custom Made
Pacing Wires Biopolar	Medtronic Inc	6495
Penicillin-Streptomycin	ThermoFisher Scientific	15140122
Pressure Trasnducers	Iworx	BP100
Pulsatile Pump	VentriFLO Inc	2100-0270
PVC Tubing	Medtronic Inc	HY10Z49R9
Right Angle Metal Tip Cannula 20F	Medtronic Inc	67318
Sodium Bicarobonate	Sigma	5761
Standard PHD ULTRA CP Syringe Pump	Harvard Aparatus	88-3015
Tourniquet kit 7in	Medtronic Inc	79006
Transonic Flow box	TranSonic Sytems Inc	T402
Venous Resevior	Medtronic Inc	CB841	Affinity Fusion, 4L
WIndKessel Bag	VentriFLO Inc		Custom Made
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