JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

بحثت هذه الدراسة في النشاط المضاد للحشف للألياف المجوفة للرئة الاصطناعية المغلفة بتجهيز جهاز الرئة. في حين أن نهج تعديل السطح للألياف هذا عملي ، فإن فعالية عملية الطلاء تعتمد على تغطية الكسب غير المشروع عبر طبقات حصيرة الألياف داخل الحزمة.

Abstract

على الرغم من أن نسبة المساحة إلى الحجم العالية لحزمة ألياف الرئة الاصطناعية تعزز تبادل الغازات ، إلا أن مساحة السطح الكبيرة والترتيب الكثيف والكيمياء السطحية للألياف هي من العوامل الرئيسية المساهمة في تجلط الدم. للتخفيف من ذلك ، من الضروري تعديل الكيمياء السطحية بشكل موحد لتقليل قاذورات البروتين غير المحددة بشكل فعال ، والتي يمكن أن تساعد في الحد من تجلط الدم وتقليل خطر الجلطات الدموية أو النزيف الناجم عن مضادات التخثر الجهازية.

في هذه الدراسة ، استكشفنا التطبيق والخصائص المضادة للحشف لترقيع البوليمر zwitterionic على حزم ألياف البولي بروبلين. تضمنت عملية التطعيم تحضير جهاز الرئة الاصطناعي بجزيئات بولي سلفوبيتين zwitterionic وروابط البوليدوبامين للطلاء في الموقع . تم تقييم الأداء المضاد للحشف باستخدام مقايسة الممتز المناعي القياسي المرتبط بإنزيم الفيبرينوجين (ELISA) وفحوصات قاذورات نازعة هيدروجين الصفائح الدموية. أكد التحليل الطيفي للإلكترون الضوئي بالأشعة السينية طلاء السطح ، ولوحظت انخفاضات كبيرة في القاذورات على الألياف المطلية مقارنة بالألياف غير المطلية ، مما يدل على فائدة عملية التطعيم والوعد بآثارها المضادة للقاذورات.

ومع ذلك ، لوحظت اختلافات في مظهر الطلاء على الألياف داخل الحزمة مع عملية الطلاء عن طريق التحضير ، مما قد يؤثر على الأداء العام المضاد للحشف يمكن أن تؤدي معالجة هذه المشكلة إلى زيادة تعزيز كفاءة مقاومة الحشف لحزم ألياف الرئة المعدلة من خلال التطعيم في الموقع .

Introduction

ألياف الرئة الاصطناعية ، والمعروفة أيضا باسم أغشية الألياف المجوفة ، هي مواد أساسية لتصنيع أجهزة الأكسجين الغشائي خارج الجسم (ECMO) التي توفر الدعم التنفسي للمرضى المصابين بأمراض خطيرة. تشكل طبقات متعددة من هذه الألياف حزمة كثيفة تعمل كوحدة تبادل غازات. ومع ذلك ، فإن سطح الألياف البوليمرية ينشط سلسلة تخثر الدم - مما يؤدي إلى تكوين جلطة (تجلط الدم). يتم التخثر على الأسطح الاصطناعية بشكل أساسي عن طريق تنشيط سلسلة التخثر ، وهي سلسلة معقدة من التفاعلات الأنزيمية التي تؤدي إلى تكوين جلطة دموية. عندما يتلامس الدم مع المواد الغريبة ، مثل تلك الموجودة في الأجهزة الطبية (على سبيل المثال ، الرئتين الاصطناعية ، والدعامات ، والقسطرة) ، يتم تشغيل سلسلة التخثر1،2. تبدأ هذه العملية بتعرض الدم لأسطح المادة الاصطناعية ، مما ينشط المسار الجوهري للشلال. يؤدي هذا التنشيط إلى توليد الثرومبين ، وهو إنزيم رئيسي يحول الفيبرينوجين إلى الفيبرين ، ويشكل الأساس الهيكلي للجلطة. في الوقت نفسه ، يتم تنشيط الصفائح الدموية وتجميعها في الموقع ، مما يزيد من تعزيز الجلطة. والنتيجة هي تجلط الدم ، والذي يمكن أن يعيق تدفق الدم ويؤدي إلى مضاعفات خطيرة مثل السكتة الدماغية أو احتشاء عضلة القلب.

لمنع تجلط الدم على الأسطح الاصطناعية ، يتم استخدام مضادات التخثر التقليدية ، مثل الهيبارين والوارفارين ومضادات التخثر الفموية المباشرة الأحدث (DOACs) ، بشكل شائع3،4. تعمل هذه الأدوية عن طريق التدخل في الخطوات المختلفة لسلسلة التخثر. على سبيل المثال ، يعزز الهيبارين نشاط مضاد الثرومبين الثالث ، وهو مثبط طبيعي للثرومبين ، بينما يمنع الوارفارين تخليق عوامل التخثر المعتمدة على فيتامين K. ومع ذلك ، فإن استخدام مضادات التخثر يمثل العديد من التحديات. أولا ، تزيد من خطر النزيف ، والذي يمكن أن يكون مهددا للحياة في مواقف معينة. ثانيا، يمكن أن تكون فعالية مضادات التخثر متغيرة، وتتطلب رصدا منتظما وتعديلات الجرعة، لا سيما مع الوارفارين. بالإضافة إلى ذلك ، يرتبط الاستخدام المضاد للتخثر على المدى الطويل بآثار ضارة مثل هشاشة العظام ونخر الجلد. كما أن الحاجة إلى مضادات التخثر الجهازية تحد من استخدام الأجهزة الطبية في المرضى المعرضين لخطر النزيف.

نظرا لأن التخثر يمكن أن يعيق تبادل الغازات عبر غشاء الألياف المجوف ، فقد تم تطبيق الطلاءات المضادة للحشف على ألياف الرئة باستخدام طرق مختلفة ، مثل الطلاء بالغمس والغزل الكهربائي ، لمنع الحشف الحيوي5،6. عادة ما يعالج مصنعو الرئة الاصطناعية الألياف المجوفة التي يتم الحصول عليها تجاريا من مصنعي الألياف وتجميعها في الرئتين من خلال خطوات بما في ذلك تجميع الألياف حول نواة صلبة ، ونهايات حزمة القدر (الإلتصاق) ، ودمج حزم محفوظة بوعاء في كبسولة سكنية تتميز بقنوات تدفق الغاز والدم ، وتنظيف ما بعد التجميع. في حين أن طلاء الألياف التي لم يتم زرعها في الرئة يمكن أن يكون أكثر مرونة ، فإن تعديل السطح في مرحلة ما قبل التجميع سيخضع للعديد من خطوات التصنيع التي تتطلب تفاعلات ميكانيكية وكيميائية بين طلاء السطح وبيئات العملية النهائية ، مما قد يؤدي إلى ألياف مجردة من الهواء في جهاز حيث تكون تغطية الطلاء العالية ضرورية للحد من تجلط الدم. بدلا من ذلك ، يمكن تطبيق الطلاء على الحزمة المحفوظة بوعاء. تتمثل إحدى مزايا القدرة على تغطية الرئتين الجاهزتين في أنها نهج تعديل عملي وسهل لهندسة السطح وجهاز الرئة الاصطناعي والعديد من الأجهزة الأخرى. ولكن بشكل عام ، فإن طريقة تطبيق الطلاء ، سواء من خلال الطلاء بالرش أو الغمس ، أقل أهمية للوقاية من تجلط الدم من فعالية الطلاء نفسه. على سبيل المثال ، يمكن طلاء الألياف المجوفة المستخدمة في الأجهزة الطبية بالغمس أثناء البثق ، ثم حياكتها في حصائر ، ولفها في حزم ، ودمجها في جهاز رئة اصطناعي نهائي. بدلا من ذلك ، يمكن تطبيق الطلاء بعد تصنيع الجهاز. ومع ذلك ، فإن العوامل الرئيسية هي التطبيق الفعال والمتانة والفعالية للطلاء المضاد للتخثر5. هذا لأنه في حالة عدم وجود مضاد للتخثر الجهازي ، فإن وظيفة هذه الطلاءات هي جزء أساسي من اللغز لمنع تكوين الجلطات ، مما يستلزم الحاجة إلى خاصية مضادة للحشف عالية الكفاءة وطويلة الأمد لضمان الوقاية الفعالة من تجلط الدم.

على الرغم من تطبيق الطلاءات المضادة للتخثر وإعطاء مضادات التخثر بجرعة منخفضة متزامنة حتى الآن ، يجب استبدال وحدة الرئة الاصطناعية فقط بعد فترة استخدام قصيرة نسبيا ، تتراوح من أيام إلى 3 أسابيع7،8 ، بسبب تجلط الدم. تتدهور كفاءة تبادل الغازات لأغشية الألياف الخاصة بها بعد وقت قصير نسبيا بسبب التلوث بسبب بنية جلطة دموية غشائية (تتكون من الفيبرين والخلايا المفردة ومجموعات الخلايا) التي تغطي مساحات كبيرة من الألياف ، مما يزيد من حاجز انتشار الغاز9. بشكل عام ، يعتمد نوع الطلاء وطريقة التطبيق10،11،12،13،14،15،16،17،18 المستخدمة على الخصائص المطلوبة ، مثل التوافق الحيوي والمتانة. تم استخدام عدة أمثلة على الطلاءات المضادة للحشف على ألياف الرئة الاصطناعية. وهي تشمل السيليكون الذي يستخدم على نطاق واسع بسبب توافقه الحيوي19 ، والمتانة ، ومقاومته للحشف الحيوي ؛ البولي يوريثين (PU) بسبب توافقه الحيوي ومقاومته للحشف الحيوي20 ؛ الشيتوزان نظرا لخصائصه المتوافقة حيويا والمضادة للميكروبات21،22 ، والهيبارين الذي يعطل الثرومبين23،8 ، و24 طلاءا قائما على البوليمر المحبة للماء بما في ذلك بولي (إيثيلين جلايكول) 25،26 ، بولي (2-ميثوكسي إيثيل أكريلات) 27 ، وفوسفوريل كولين28،29.

تمثل الطلاءات Zwitterionic استراتيجية واعدة لتقليل تجلط الدم على الأسطح الاصطناعية دون الحاجة إلى مضادات التخثر الجهازية5،6. تتكون هذه الطلاءات من جزيئات ذات شحنات موجبة وسالبة ، والتي توازن بعضها البعض وتؤدي إلى سطح شديد الماء وغير قاذورات. تقلل الطبيعة الزويتيريونية لهذه الطلاءات من امتصاص البروتين والتصاق الصفائح الدموية ، وكلاهما خطوتان حاسمان في بدء سلسلة التخثر. من خلال منع التفاعل الأولي بين بروتينات الدم والسطح الاصطناعي ، تمنع الطلاءات zwitterionic بشكل فعال تنشيط سلسلة التخثر وتقلل من خطر تجلط الدم. لا يقلل هذا النهج من الحاجة إلى مضادات التخثر الجهازية فحسب ، بل يوفر أيضا حلا أكثر توافقا حيويا للاستخدام طويل الأمد للأجهزة الطبية.

في هذه الدراسة ، قمنا بتقييم فعالية تحضير الرئة الاصطناعية بطلاء بولي (سلفوبيتين ميثاكريلات) (pSBMA) منخفض القاذورات (pSBMA) جنبا إلى جنب مع طبقة بولي دوبامين لاصقة سطحية (pDOPA). بعد تجهيز الجهاز ، تم وضعه جنبا إلى جنب كل 10 دقائق لمدة ساعتين أثناء عملية الطلاء. لتقييم الاختلافات المحتملة في الطلاء عبر حزمة الألياف ، قمنا بقياس قاذورات الفيبرينوجين والصفائح الدموية على الألياف الموجودة على السطح وداخل الحزمة. بالإضافة إلى ذلك ، قمنا بتحليل تأثير التدفق على الأداء المضاد للحشف من خلال مقارنة بيانات القاذورات من الرئتين قبل وبعد التعرض للتدفق. بالنسبة لتطبيقات المضادات الحيوية طويلة المدى التي تنطوي على تدفق وسائط معقدة ، يجب ألا تمنع الطلاءات zwitterionic قاذورات الدم الكامل - وهي مهمة صعبة - فحسب ، بل يجب أن تحافظ أيضا على فعاليتها تحت الإجهاد الديناميكي الدموي طوال فترة التطبيق. تحتاج هذه الطلاءات إلى توفير تنافر فراغي قوي ضد امتصاص البروتين غير المحدد وتحقيق كثافة تعبئة سطحية مناسبة لتشكيل حاجز غشاء ترطيب بين الركيزة والوسائط المعقدة. علاوة على ذلك ، يجب أن تظل متصلة بإحكام بالسطح دون انفصال الروابط التي تثبت الطلاء بالركيزة30. تم تصميم البروتوكول الموصوف هنا لضمان تطبيق الطلاءات التي تلبي هذه المتطلبات الهامة لحماية الأسطح بشكل فعال ودائم.

Protocol

يتبع البروتوكول إرشادات لجنة أخلاقيات البحث البشري بجامعة نيو هافن.

1. طلاء دائرة الرئة الاصطناعية

ملاحظة: تم طلاء دائرة الرئة الاصطناعية باتباع نهج تطعيم ZWITTERIONIC DOPA-SBMA المكون من خطوتين. تفاصيل حزمة الألياف / الأكسجين هي معلومات خاصة. في التجارب التي كانت فيها تأثيرات التدفق على النشاط المضاد للحشف للرئة المطلية هي التركيز ، تعرضت دائرة الأكسجين والأنابيب (أنابيب Tygon مقاس 5/16 بوصة مع موصلات البولي كربونات القابلة للاقتران) لتدفق محلول ملحي مخزن بالفوسفات لمدة 24 ساعة (PBS ؛ درجة الحموضة 7.34 ، درجة الحرارة. ~ 37 درجة مئوية) محدودة بأقصى معدل تدفق لمضختنا يبلغ 1.22 لتر / دقيقة. بالنسبة للسياق ، تعتمد معدلات التدفق الدقيقة في أجهزة الأكسجين على احتياجات المريض والحالة السريرية المحددة ، ولكنها تتراوح بشكل عام من 2-7 لتر / دقيقة في المرضى البالغين. تم استخدام PBS في هذه الحالة للسماح بقياس كمية سهل لقاذورات علامة تخثر الدم الرئيسية على الألياف المطلية بعد التدفق. سيتم التخلص من أي تأثيرات مربكة من قاذورات الدم الكامل ، إذا تم استخدام تدفق الدم الكامل لتقييم تأثيرات معدل القص على النشاط المضاد للحشف للألياف المطلية ، باستخدام PBS. تم استخدام الخطوات التالية لتغطية الرئة الاصطناعية:

  1. قم بتنظيف دائرة الرئة عن طريق إعادة تدوير 30٪ من الميثانول في الماء منزوع الأيونات (DI) لمدة 20 دقيقة ، متبوعا بإعادة تدوير 10٪ من الميثانول في ماء DI وماء DI لمدة 20 دقيقة.
  2. جفف الدائرة بهواء المنزل المصفى عند تدفق منخفض لمدة ساعتين قبل التعرض للبلازما لتحلل الأوزون بالأشعة فوق البنفسجية (UVO).
  3. ضع دائرة الرئة التي تم تنظيفها في مولد بلازما UVO (UVO-Cleaner) ، وأغلقه ، وقم بتشغيل أداة مولد البلازما UVO لتفاعل البلازما مع الجهاز لمدة 20 دقيقة.
  4. بعد التعرض للبلازما ، يجب أن ينتقل الجهاز إلى خطوة الطلاء دون تأخير للحد من إعادة ترتيب سلسلة السطح وإخفاء المواقع التفاعلية الناتجة عن تفاعل البلازما.
  5. أثناء تعديل أسطح الجهاز ، قم بإعداد محلول طلاء جديد. في 600 مل من المخزن المؤقت TRIS (الرقم الهيدروجيني 8.5) ، قم بإذابة 1.2 جم من الدوبامين حمض الهيدروكلوريك متبوعا بإذابة مونومر السلفوبيتين ميثاكريلات (SBMA) بنسبة 1:15 DOPA: SMBA.
  6. أضف 5 ملي مولار من قطرات بريدات الصوديوم (20 ميكرولتر) إلى محلول الطلاء واخلطها. استخدم دورق زجاجي وقضيب تقليب مغناطيسي ولوحة تقليب بسرعة 150 دورة في الدقيقة للمساعدة في الخلط.
    ملاحظة: أضف محلول الطلاء إلى الجهاز بعد 20 دقيقة من التحضير. لذلك ، إذا كانت الرئتان المتعددة مغطاة ، فإن طريقة سهلة لتجهيز الأجهزة - على سبيل المثال ، استخدام المضخات للتحضير - يمكن أن تكون مفيدة.
  7. قم بتجهيز جهاز الرئة بمحلول الطلاء باستخدام حقنة كبيرة الحجم (60 سم مكعب) لسحب الدائرة وتعبئتها. مع تثبيت أحد طرفي الدائرة ، قم بتجهيزها من الطرف الآخر ، مما يضمن إمكانية توجيه فقاعات الهواء خارج الدائرة من خلال موصل الوصول إلى الدائرة.
  8. عند التحضير الكامل ، ضع الجهاز تحت مصدر ضوء الأشعة فوق البنفسجية لمدة ساعتين وقم بتحريك المحلول عن طريق إعادة توجيه نهايات الجهاز المعبأ لأعلى ولأسفل كل 10 دقائق.
  9. بعد المعالجة بالأشعة فوق البنفسجية ، قم بتصريف الدائرة واشطف جميع العينات برفق بالماء منزوع الأيونات (DI) عن طريق التحضير بحقنة 60 سم مكعب وتصريفها بشكل متكرر. عندما تكون النفايات السائلة لشطف DI صافية ، قم بتخزين الجهاز المجهز بماء DI في ثلاجة 4 درجات مئوية لتشريح الجثة وتحليل السطح.

2. تشريح جثة الرئة

  1. استنزاف وتجفيف دائرة الرئة مع تدفق هواء مفلتر ولطيف في غطاء كيميائي.
  2. قم بإجراء تشريح جثة الجهاز عن طريق تثبيتها في ملزمة مقاعد البدلاء مع قاعدة دوارة. استخدم منشارا حزاميا لتقسيم توصيلات المدخل / المخرج إلى مبيت الجهاز وألواح الوجه الأمامية والخلفية للمبيت ، مع القطع بعناية على طول أطرافها باستخدام سكين X-acto من الدرجة الصناعية ومطرقة.
  3. بعد إزالة ألواح الوجه ، يمكن الوصول إلى طبقات حصيرة الألياف. قم بتقسيم الألياف بعناية للوصول إلى عينات الألياف غير اللامعة في أي مكان داخل الحزمة (على سبيل المثال ، السطح وداخله). تعامل مع العينات مع ملاقط عند حوافها وانقلها إلى أنابيب سعة 60 مل مملوءة بالماء منزوع الأيونات للحد من تلوث العينة.

3. تقييم تلوث البروتين على مواد دائرة الرئة المطلية

  1. اختبار امتصاص الفيبرينوجين.
    1. احتضان حجم (~ 1 سم × 1 سم) عينات ألياف غير لامعة قياسية في 1 مل من 3 مجم / مل من الفيبرينوجين في ألواح الآبار لأكثر من 90 دقيقة عند 37 درجة مئوية مع التحريك عند 60 دورة في الدقيقة.
    2. اغسل (3x) عينات باستخدام PBS Buffer ، وانقلها إلى آبار جديدة ، وأضف 1 مل من 1 مجم / مل من ألبومين مصل الأبقار (BSA) إلى كل بئر. احتضن لمدة 90 دقيقة أخرى ، ثم اغسلها مرة أخرى باستخدام المخزن المؤقت PBS (3x) وانقل العينات إلى آبار جديدة.
    3. في الآبار الجديدة ، أضف 1 مل من 1: 1000 تخفيف من الجسم المضاد الفيبرينوجين المترافق لفجل الحصان (HRP) في PBS إلى كل بئر واحتضانه لمدة 30 دقيقة. ثم اغسل (3x) عينات باستخدام المخزن المؤقت PBS وانقلها إلى آبار جديدة.
    4. في الآبار الجديدة ، أضف 500 ميكرولتر من 1 مجم / مل o-Phenylenediamine (OPD) في 0.1 M citrate-phosphate buffer مع 0.03٪ بيروكسيد الهيدروجين ، ودرجة الحموضة 5.0 على فترات 30 ثانية واحتضانها بعيدا عن الضوء لمدة 30 دقيقة.
    5. أوقف تفاعل البيروكسيديز والعيادات الخارجية عن طريق إضافة 500 ميكرولتر من 1 N HCL إلى كل بئر.
    6. قم بإزالة ونقل المادة الطافية من كل بئر إلى كوفيت. قم بقياس امتصاص المادة الطافية باستخدام مقياس الطيف الضوئي المرئي للأشعة فوق البنفسجية عند 492 نانومتر.
  2. اختبار التصاق الصفائح الدموية.
    1. قم بإذابة مجموعة فحص نازعة هيدروجين اللاكتات (LDH) لمدة 20 دقيقة.
    2. أثناء الذوبان ، قم بإعداد بلازما بشرية بالغة مجمعة للحصول على بلازما غنية بشرائح (PRP).
    3. لتحضير البلازما الغنية بالصفائح الدموية ، قام جهاز الطرد المركزي بإذابة أنابيب عينات البلازما البشرية عند دوران صلب عند 483 × جم لفصل البلازما إلى منطقتين ، حيث يكون الثلث السفلي هو PRP والثلثين العلويين من الأنبوب سيحتويان على البلازما الفقيرة للصفائح الدموية (PPP).
    4. قم بإزالة كريات الصفائح الدموية المتكونة في الجزء السفلي من الأنبوب وكذلك الثلثين العلويين في بلازما الدم بالطرد المركزي وتفريق الحبيبات في الثلثين العلويين من البلازما عن طريق هز الأنابيب برفق.
    5. أضف كلوريد الكالسيوم (0.2 م) إلى البلازما الغنية بالصفائح الدموية (1: 1 فولت / حجم) لعكس تأثيرات السترات قبل الاختبار.
    6. احتضان العينات (~ 1 سم × 1 سم) في 500 ميكرولتر من البلازما الغنية بالصفائح الدموية لمدة 90 دقيقة عند 37 درجة مئوية ، ثم اشطفها ثلاث مرات باستخدام المخزن المؤقت PBS ، وانقلها إلى آبار جديدة.
    7. أضف 300 ميكرولتر من PBS و 10 ميكرولتر من المخزن المؤقت للتحلل 10x واحتضنه لمدة 45 دقيقة.
    8. أضف 50 ميكرولتر من مزيج التفاعل واحتضنه لمدة 30 دقيقة بعيدا عن الضوء.
    9. أضف 50 ميكرولتر من حمض الهيدروكلوريك لإيقاف تفاعلات البئر.
    10. للكشف عن نشاط LDH للمحللات من الصفائح الدموية الممتصة ، قم بقياس امتصاص الضوء بواسطة محاليل الآبار المطورة عند الأطوال الموجية 490 نانومتر و 680 نانومتر واطرح قراءة 680 نانومتر من 490 نانومتر لتحليل التصاق الصفائح الدموية.

4. تأثيرات التدفق على النشاط المضاد للحشف

  1. قم بتجهيز دائرة الرئة الاصطناعية باستخدام PBS وتأكد من عدم حدوث تسرب. ثم قم بتثبيت الدائرة على مضخة الأسطوانة وأعد تدوير PBS لمدة 24 ساعة.
    ملاحظة: كان معدل التدفق البالغ 1.22 لتر / دقيقة هو الأعلى الذي يمكن تحقيقه.
  2. لمحاكاة درجة الحرارة الحرارية العادية للدم التي تتدفق عبر جهاز الرئة ، احتضان الرئة الاصطناعية في حمام مائي 37 درجة مئوية أثناء إعادة التدوير.
  3. بعد ذلك ، قم بإجراء دراسات تشريح جثة الرئة وقاذورات البروتين كما هو موضح أعلاه.
    ملاحظة: تم استخدام تحليل التباين أحادي الاتجاه لتحديد ما إذا كانت هناك فروق ذات دلالة إحصائية بين وسائل المجموعات المستقلة ، وتم استخدام HSD الخاص ب Tukey لتحديد المجموعات المحددة التي تختلف.

النتائج

يتم تقديم بروتوكول لتطعيم البوليمر zwitterionic لدائرة الرئة الاصطناعية عن طريق التحضير وتفكيك الجهاز لجمع عينات الألياف المطلية وتقييم مضادات الحشف للألياف المقطعة. في الشكل 1 ، يتم توضيح تعديل سطح نهج دائرة الرئة الاصطناعية. تعرضت الرئتان لبلازما UVO لتفاعل ...

Discussion

أظهرت ألياف البولي بروبيلين المطلية ب PDMS (PP) في الرئة الاصطناعية علاقة بين التعرض للأوزون وبنية الألياف ، مما أدى إلى وضع حد للحساسية لبلازما الأوزون فوق البنفسجية. يوجه هذا الحد أوقات التعرض اللازمة لتوليد جذور سطحية لتطعيم مواد الطلاء ، وتحديدا بولي دوبامين وبولي سلفو...

Disclosures

ويعلن أصحاب البلاغ عدم وجود مصالح مالية متنافسة. يمتلك الدكتور كيث كوك والدكتور ديفيد سكوج أسهم ملكية في ART LLC.

Acknowledgements

تم تمويل هذا العمل جزئيا من خلال اتفاقية خدمات بموجب NIH 1R01HL140231-01A1.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
BeakersThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/search/browse/category/us/en/90094065Used in experiments
Beckman Coulter Allegra X-30R centrifugeBeckman Coulterhttps://www.mybeckman.in/centrifuges/general-purpose/allegra-x-30For centrifugations
Biochemguard BSL2 safety hoodBiochemguardhttps://bakerco.com/images/uploads/assets/BiochemGARD_220v_Web_0.pdfUsed for UV light source in graft coating
Bovine albumin serum (BSA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/bovineserumalbumin123459048468Fibrinogen assay materials
Citrated pooled male blood plasmaZenBiohttps://www.zen-bio.com/products/serum/human-blood-products.phpUsed for experiments
Citrate-phosphate bufferSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/citrate-phosphate-buffer?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=citrate-phosphate%20buffer&type=productFibrinogen assay materials
Dopamine-hydrochlorideSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/h60255For coating
Dopamine-hydrochlorideSigma-AldrichN/AFibrinogen assay materials
Fluorescein conjugated Goat Immunoglobulin G (IGG)Sigma Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/mm/aq303fFor Fluorescence Light Intensity measurements
Horseradish peroxidase-conjugated anti-fibrinogen antibodySigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/horseradish-peroxidase-conjugated-anti-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=horseradish%20peroxidase%20conjugated%20anti-fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Hot PlateThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/in/en/home/life-science/lab-equipment/hot-plates-stirrers/lab-hot-plates.htmlUsed in experiments
Human fibrinogen powderSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/human-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=human%20fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Jelight UVO-Cleaner model 144AXJelighthttps://www.jelight.com/uvo-cleaner/Used for plasma treatment of medical device materials
LDH assay kitABCAMhttps://www.abcam.com/en-us/products/assay-kits/ldh-assay-kit-lactate-dehydrogenase-assay-kit-colorimetric-ab102526For LDH assay
O-phenylenediamine (OPD)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p9029Fibrinogen assay materials
PDMS coated polypropylene fibersART LLCN/APart of artificial lung materials
Phosphate buffered saline (PBS)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p4417Fibrinogen assay materials
Plate Reader (BioTek)BioTekhttps://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/plate-reader-metabolic-assaysFor reading Fluorescence Light Intensity
Polydimethylsiloxane (PDMS)ART LLCN/APart of artificial lung materials
Sodium periodate (NaIO4)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/sodiummetaperiodate213897790285For coating
Stockert Shiley multiflow roller pumpSorin BiomedicalN/AFor flow experiments
Sulfobetaine methacrylate (SBMA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/sulfobetaine-methacrylate-(sbma)For coating
TRIS-buffered saline (pH 8.5)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8793Prepared in the lab from TRIS sachets
Tygon tubingART LLCN/APart of artificial lung materials

References

  1. Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Robbins, S. L. . Robbins and Cotran Pathologic Basis of Disease. 9th. , (2015).
  2. Davie, E. W., Kulman, J. D. An overview of the structure and function of thrombin. Semin Thromb Hemost. 32 (S 1), 003-015 (2006).
  3. Hirsh, J., O'Donnell, M., Weitz, J. I. New anticoagulants. Blood. 105 (2), 453-463 (2005).
  4. Mekaj, Y. H., Daci, F. T., Mekaj, A. Y. New insights into the mechanisms of action of aspirin and its use in the prevention and treatment of arterial and venous thromboembolism. Ther Clin Risk Manag. 11, 1449-1456 (2015).
  5. Li, Q., et al. Zwitterionic biomaterials. Chem Rev. 122 (23), 17073-17154 (2022).
  6. Shao, Q., Jiang, S. Molecular understanding and design of zwitterionic materials. Adv Mater. 27 (1), 15-26 (2015).
  7. Demarest, C. T., et al. The time course of clinical oxygenator failure due to clot formation. medRxiv. , (2020).
  8. Maul, T. M. ECMO anticoagulation: it's still the biggest challenge. , (2015).
  9. Camboni, D., Philipp, A., Arlt, M., Pfeiffer, M., Hilker, M., Schmid, C. First experience with a paracorporeal artificial lung in humans. Asaio J. 55 (3), 304-306 (2009).
  10. Gaylor, J. D., Mockros, L. F. Novel method for fabricating capillary membrane oxygenators. Med Biol Eng Comput. 16, 369-378 (1978).
  11. Naito, N., et al. Combination of polycarboxybetaine coating and factor XII inhibitor reduces clot formation while preserving normal tissue coagulation during extracorporeal life support. Biomaterials. 272, 120778 (2021).
  12. Amoako, K. A., Sundaram, H. S., Suhaib, A., Jiang, S., Cook, K. E. Multimodal, biomaterial-focused anticoagulation via superlow fouling zwitterionic functional groups coupled with anti-platelet nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 3 (6), 1500646 (2016).
  13. Hong, D., et al. Achieving ultralow fouling under ambient conditions via surface-initiated ARGET ATRP of carboxybetaine. ACS Appl Mater Interfaces. 9 (11), 9255-9259 (2017).
  14. Sundaram, H. S., et al. Achieving one-step surface coating of highly hydrophilic poly (carboxybetaine methacrylate) polymers on hydrophobic and hydrophilic surfaces. Adv Mater Interfaces. 1 (6), 1400071 (2014).
  15. Srinivasan, S., Chhatre, S. S., Mabry, J. M., Cohen, R. E., McKinley, G. H. Solution spraying of poly (methyl methacrylate) blends to fabricate microtextured, superoleophobic surfaces. Polymer. 52 (14), 3209-3218 (2011).
  16. Steele, A., Bayer, I., Loth, E. Inherently superoleophobic nanocomposite coatings by spray atomization. Nano Lett. 9 (1), 501-505 (2009).
  17. Wang, Y. B., Shi, K. H., Jiang, H. L., Gong, Y. K. Significantly reduced adsorption and activation of blood components in a membrane oxygenator system coated with crosslinkable zwitterionic copolymer. Acta Biomater. 40, 153-161 (2016).
  18. El-Ferzli, G. T., et al. A nitric oxide-releasing self-assembled peptide amphiphile nanomatrix for improving the biocompatibility of microporous hollow fibers. Asaio J. 61 (5), 589-595 (2015).
  19. Belanger, A., Decarmine, A., Jiang, S., Cook, K., Amoako, K. A. Evaluating the effect of shear stress on graft-to zwitterionic polycarboxybetaine coating stability using a flow cell. Langmuir. 35 (5), 1984-1988 (2018).
  20. Kim, S., et al. A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices. J Mater Chem B. 8 (36), 8305-8314 (2020).
  21. Kimmel, J. D., Arazawa, D. T., Ye, S. H., Shankarraman, V., Wagner, W. R., Federspiel, W. J. Carbonic anhydrase immobilized on hollow fiber membranes using glutaraldehyde activated chitosan for artificial lung applications. J Mater Sci Mater Med. 24, 2611-2621 (2013).
  22. Fischer, S., et al. Bridge to lung transplantation with the novel pumpless interventional lung assist device NovaLung. J Thorac Cardiovasc Surg. 131 (3), 719-723 (2006).
  23. Ukita, R., et al. Zwitterionic poly-carboxybetaine coating reduces artificial lung thrombosis in sheep and rabbits. Acta Biomater. 92, 71-81 (2019).
  24. Gupta, S., Amoako, K. A., Suhaib, A., Cook, K. E. Multi-modal, surface-focused anticoagulation using poly-2-methoxyethylacrylate polymer grafts and surface nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 1 (8), 1400012 (2014).
  25. Wang, W., et al. Hemocompatibility and oxygenation performance of polysulfone membranes grafted with polyethylene glycol and heparin by plasma-induced surface modification. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 105 (7), 1737-1746 (2017).
  26. Abednejad, A. S., Amoabediny, G., Ghaee, A. Surface modification of polypropylene blood oxygenator membrane by poly ethylene glycol grafting. Adv Mater Res. 816, 459-463 (2013).
  27. Kocakulak, M., Özgürtaş, T., Ayhan, H. Effect of poly (2-methoxyethyl acrylate)-coated oxygenators on haemolysis. J Biomater Sci Polym Ed. 17 (4), 449-460 (2006).
  28. Pieri, M., et al. A new phosphorylcholine-coated polymethylpentene oxygenator for extracorporeal membrane oxygenation: a preliminary experience. Perfusion. 28 (2), 132-137 (2013).
  29. De Somer, F., et al. Phosphorylcholine coating of extracorporeal circuits provides natural protection against blood activation by the material surface. Eur J Cardiothorac Surg. 18 (5), 602-606 (2000).
  30. Zhang, Y., et al. Anti-fouling surfaces for extracorporeal membrane oxygenation by surface grafting of hydrophilic sulfoxide polymers. Biomacromolecules. 23 (10), 4318-4326 (2022).
  31. Melchior, R. W., Sutton, S. W., Harris, W., Dalton, H. J. Evolution of membrane oxygenator technology for utilization during pediatric cardiopulmonary bypass. Pediatr Health Med Ther. 7, 45-56 (2016).
  32. Amoako, K., et al. Zwitterionic polysulfobetaine coating and antiplatelet liposomes reduce fouling in artificial lung circuits. Macromol Biosci. 23 (4), 2200479 (2023).
  33. Amoako, K., et al. PULM3: The effects of a two-step coating process and flow on artificial lung fiber fouling. Asaio J. 69 (Supplement 2), 88 (2023).
  34. Lee, H., Scherer, N. F., Messersmith, P. B. Single-molecule mechanics of mussel adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (35), 12999-13003 (2006).
  35. Krogsgaard, M., Behrens, M. A., Pedersen, J. S., Birkedal, H. Self-healing mussel-inspired multi-pH-responsive hydrogels. Biomacromolecules. 14 (2), 297-301 (2013).
  36. Ryu, J. H., Lee, Y., Kong, W. H., Kim, T. G., Park, T. G., Lee, H. Catechol-functionalized chitosan/pluronic hydrogels for tissue adhesives and hemostatic materials. Biomacromolecules. 12 (7), 2653-2659 (2011).
  37. Ou, X., et al. Structure and sequence features of mussel adhesive protein lead to its salt-tolerant adhesion ability. Sci Adv. 6 (39), eabb7620 (2020).
  38. Nobili, M., Sheriff, J., Morbiducci, U., Redaelli, A., Bluestein, D. Platelet activation due to hemodynamic shear stresses: damage accumulation model and comparison to in vitro measurements. Asaio J. 54 (1), 64-72 (2008).
  39. Toomasian, J. M., Bartlett, R. H. Hemolysis and ECMO pumps in the 21st century. Perfusion. 26 (1), 5 (2011).
  40. Jiang, S., Cao, Z. Ultralow-fouling, functionalizable, and hydrolysable zwitterionic materials and their derivatives for biological applications. Adv Mater. 22 (9), 920-932 (2010).
  41. Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
  42. Ding, Y. H., Floren, M., Tan, W. Mussel-inspired polydopamine for bio-surface functionalization. Biosurface Biotribology. 2 (4), 121-136 (2016).
  43. Lynge, M. E., van der Westen, R., Postma, A., Städler, B. Polydopamine-a nature-inspired polymer coating for biomedical science. Nanoscale. 3 (12), 4916-4928 (2011).
  44. Khan, N. U., Al-Aloul, M., Shah, R., Yonan, N. Early experience with the Levitronix Centrimag® device for extra-corporeal membrane oxygenation following lung transplantation. Eur J Cardiothorac Surg. 34 (6), 1262-1264 (2008).
  45. Werkkala, K., et al. Clinical durability of the CARMEDA bioactive surface in EXCOR ventricular assist device pumps. Asaio J. 62 (2), 139-142 (2016).
  46. Mahoney, C. B. Heparin-bonded circuits: clinical outcomes and costs. Perfusion. 13 (3), 192-204 (1998).
  47. Koster, A., et al. Heparin antibodies and thromboembolism in heparin-coated and noncoated ventricular assist devices. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 331-335 (2001).
  48. Wendel, H. P., Scheule, A. M., Eckstein, F. S., Ziemer, G. Haemocompatibility of paediatric membrane oxygenators with heparin-coated surfaces. Perfusion. 14 (1), 21-28 (1999).
  49. Stenach, N., Korn, R. L., Fisher, C. A., Jeevanandam, V., Addonizio, V. P., et al. The effects of heparin bound surface modification (Carmeda® Bioactive Surface) on human platelet alterations during simulated extracorporeal circulation. J Extracorporeal Technol. 24 (3), 97-102 (1992).
  50. Korn, R. L., et al. The effects of Carmeda Bioactive Surface on human blood components during simulated extracorporeal circulation. J Thorac Cardiovasc Surg. 111 (5), 1073-1084 (1996).
  51. Wendel, H. P., Heller, W., Gallimore, M. J., Hoffmeister, H. E. Heparin-coated oxygenators significantly reduce contact system activation in an in vitro cardiopulmonary bypass model. Blood Coagul Fibrinolysis. 5 (5), 673-678 (1994).
  52. Ueda, T., Oshida, H., Kurita, K., Ishihara, K., Nakabayashi, N. Preparation of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine copolymers with alkyl methacrylates and their blood compatibility. Polym J. 24 (11), 1259-1269 (1992).
  53. Preston, T. J., et al. Modified surface coatings and their effect on drug adsorption within the extracorporeal life support circuit. J Extracorporeal Technol. 42 (3), 199-202 (2010).
  54. Reser, D., et al. Retrospective analysis of outcome data with regards to the use of Phisio®-, Bioline®-or Softline®-coated cardiopulmonary bypass circuits in cardiac surgery. Perfusion. 27 (6), 530-534 (2012).
  55. Ask, A., Holt, D., Smith, L. In vivo comparison study of FDA-approved surface-modifying additives and poly-2-methoxyethylacrylate circuit surfaces coatings during cardiopulmonary bypass. J Extracorporeal Technol. 38 (1), 27-32 (2006).
  56. Montoya, J. P., Shanley, C. J., Merz, S. I., Bartlett, R. H. Plasma leakage through microporous membranes: Role of phospholipids. Asaio J. 38 (3), M399-M405 (1992).
  57. Musch, G., et al. Small pore size microporous membrane oxygenator reduces plasma leakage during prolonged extracorporeal circulation: a case report. Int J Artif Organs. 19 (3), 177-180 (1996).
  58. Mottaghy, K., et al. Technical aspects of plasma leakage prevention in microporous capillary membrane oxygenators. Asaio J. 35 (3), 640-643 (1989).
  59. Bragard, I., et al. Breaking bad news in the emergency department: a randomized controlled study of a training using role-play simulation. Crit Care. 22 (Suppl. 1), (2018).
  60. Bertini, P., et al. ECMO in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Cardiothorac Vasc Anesth. 36 (8), 2700-2706 (2022).
  61. Alessandri, F., Di Nardo, M., Ramanathan, K., Brodie, D., MacLaren, G. Extracorporeal membrane oxygenation for COVID-19-related acute respiratory distress syndrome: a narrative review. J Intensive Care. 11 (1), 5 (2023).
  62. Doolittle, R. F. Fibrinogen and fibrin. Annu Rev Biochem. 53 (1), 195-229 (1984).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

217 zwitterionic

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved