JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • תוצאות
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

מחקר זה חקר את הפעילות האנטי-פאולינג של סיבים חלולים של ריאות מלאכותיות המצופים על ידי תחול מכשיר הריאה. בעוד שגישת שינוי פני השטח של הסיבים היא מעשית, יעילות תהליך הציפוי תלויה בכיסוי השתל על פני שכבות מחצלת סיבים בתוך הצרור.

Abstract

למרות שהיחס הגבוה בין שטח הפנים לנפח של צרור סיבי הריאה המלאכותיים משפר את חילופי הגזים, שטח הפנים הגדול, הסידור הצפוף והכימיה של פני השטח של הסיבים הם התורמים העיקריים לפקקת. כדי להפחית זאת, חיוני לשנות באופן אחיד את הכימיה של פני השטח כדי להפחית ביעילות עכירות חלבון לא ספציפית, מה שיכול לעזור להגביל פקקת ולהפחית את הסיכון לפקקת או דימום הנגרמים על ידי נוגדי קרישה מערכתיים.

במחקר זה, חקרנו את תכונות היישום והאנטי-פאולינג של שתלי פולימר zwitterionic על צרורות סיבי פוליפרופילן. תהליך ההשתלה כלל הכנה של מכשיר הריאה המלאכותי עם מולקולות פוליסולפובטאין זוויטריוניות ומקשרי פולידופמין לציפוי באתר . ביצועי האנטי-פאולינג הוערכו באמצעות בדיקת אימונוסורבנט סטנדרטית מקושרת לאנזים פיברינוגן (ELISA) ומבחני עכירות טסיות לקטט דהידרוגנאז. ספקטרוסקופיה פוטו-אלקטרונית של קרני רנטגן אישרה את ציפוי פני השטח, והפחתות משמעותיות בעכירות נצפו על סיבים מצופים בהשוואה לסיבים לא מצופים, מה שמדגים את התועלת של תהליך ההשתלה ואת ההבטחה להשפעות האנטי-פאולינג שלו.

עם זאת, הבדלים במראה הציפוי על סיבים בתוך הצרור נרשמו עם הציפוי בתהליך תחול, מה שעלול להשפיע על ביצועי האנטי-פאולינג הכוללים. טיפול בנושא זה יכול לשפר עוד יותר את יעילות האנטי-פאולינג של צרורות סיבי ריאה ששונו באמצעות השתלה באתר .

Introduction

סיבי ריאה מלאכותיים, הידועים גם כממברנות סיבים חלולים, הם חומרים חיוניים לייצור מכשירי חמצון ממברנה חוץ-גופית (ECMO) המספקים תמיכה נשימתית לחולים קשים. שכבות מרובות של סיבים אלה מהוות צרור צפוף המשמש כיחידת חילופי הגז. משטח הסיבים הפולימריים, לעומת זאת, מפעיל את מפל קרישת הדם - מה שמוביל להיווצרות קרישים (פקקת). פקקת על משטחים מלאכותיים מונעת בעיקר על ידי הפעלת מפל הקרישה, סדרה מורכבת של תגובות אנזימטיות המובילות להיווצרות קריש דם. כאשר דם בא במגע עם חומרים זרים, כגון אלה שבמכשירים רפואיים (למשל, ריאות מלאכותיות, סטנטים, קטטרים), מפל הקרישה מופעל 1,2. תהליך זה מתחיל בחשיפת דם למשטחי החומר המלאכותי, המפעיל את המסלול הפנימי של המפל. הפעלה זו מובילה ליצירת תרומבין, אנזים מפתח הממיר פיברינוגן לפיברין, ויוצר את הבסיס המבני של קריש דם. במקביל, טסיות הדם מופעלות ומצטברות באתר, מה שמחזק עוד יותר את הקריש. התוצאה היא פקקת, שעלולה לחסום את זרימת הדם ולהוביל לסיבוכים חמורים כמו שבץ מוחי או אוטם שריר הלב.

כדי למנוע פקקת על משטחים מלאכותיים, נוגדי קרישה מסורתיים, כגון הפרין, וורפרין ונוגדי קרישה ישירים חדשים יותר דרך הפה (DOACs), נמצאים בשימוש נפוץ 3,4. תרופות אלו פועלות על ידי הפרעה לשלבים שונים של מפל הקרישה. לדוגמה, הפרין משפר את הפעילות של אנטיתרומבין III, מעכב טבעי של תרומבין, בעוד וורפרין מעכב את הסינתזה של גורמי קרישה תלויי ויטמין K. עם זאת, השימוש בנוגדי קרישה מציב מספר אתגרים. ראשית, הם מגבירים את הסיכון לדימום, שעלול להיות מסכן חיים במצבים מסוימים. שנית, היעילות של נוגדי קרישה יכולה להיות משתנה, ודורשת ניטור קבוע והתאמת מינון, במיוחד עם וורפרין. בנוסף, שימוש ארוך טווח בנוגדי קרישה קשור לתופעות לוואי כגון אוסטאופורוזיס ונמק בעור. הצורך בנוגדי קרישה מערכתיים מגביל גם את השימוש במכשירים רפואיים בחולים הנמצאים בסיכון גבוה לדימום.

מכיוון שפקקת עלולה לעכב את חילופי הגזים על פני קרום הסיבים החלולים, ציפויים נגד עכירות הוחלו על סיבי הריאה בשיטות שונות, כגון ציפוי טבילה ואלקטרו-ספינינג, כדי למנוע זיהום ביולוגי 5,6. יצרני ריאות מלאכותיות מעבדים בדרך כלל סיבים חלולים המתקבלים באופן מסחרי מיצרני סיבים ומרכיבים אותם לריאות באמצעות שלבים הכוללים צרור הסיבים סביב ליבה מוצקה, קצוות צרורות עציצים (הדבקה), שילוב צרורות עציצים בקפסולת בית הכוללת תעלות גז וזרימת דם וניקוי לאחר ההרכבה. בעוד שציפוי הסיבים שלא הושתלו בריאה יכול להיות גמיש יותר, שינוי פני השטח בשלב טרום הצרור יהיה נתון למספר שלבי ייצור המחייבים אינטראקציות מכניות וכימיות בין ציפוי פני השטח לסביבות התהליך במורד הזרם, מה שעלול להוביל לסיבים נטולי ציפוי במכשיר שבו כיסוי ציפוי גבוה חיוני להגבלת פקקת. לחלופין, ניתן למרוח את הציפוי על צרור העציץ. יתרון היכולת לצפות ריאות מוגמרות הוא שמדובר בגישת שינוי מעשית וקלה להנדסת פני השטח, מכשיר הריאה המלאכותית ומכשירים רבים אחרים. אך באופן כללי, שיטת מריחת הציפויים, בין אם באמצעות ציפוי ריסוס או טבילה, פחות קריטית למניעת פקקת מאשר יעילות הציפוי עצמו. לדוגמה, סיבים חלולים המשמשים במכשירים רפואיים יכולים להיות מצופים בטבילה במהלך האקסטרוזיה, ואז לסרוג אותם למחצלות, לפצוע אותם לצרורות ולשלב אותם במכשיר ריאה מלאכותי מוגמר. לחלופין, ניתן ליישם ציפויים לאחר ייצור המכשיר. עם זאת, גורמי המפתח הם היישום היעיל, העמידות והיעילות של הציפוי האנטי-טרומבוטי5. הסיבה לכך היא שבהיעדר נוגדי קרישה מערכתיים, תפקודם של ציפויים אלה הוא חלק חיוני בפאזל למניעת היווצרות קרישים, מה שמחייב את הצורך בתכונה יעילה ביותר ועמידה, כדי להבטיח מניעת פקקת יעילה.

למרות היישום של ציפויים אנטי-טרומבוגניים ומתן בו זמנית במינון נמוך של נוגדי קרישה עד כה, יש להחליף את מודול הריאה המלאכותית רק לאחר תקופת שימוש קצרה יחסית, הנעה בין ימים ל-3 שבועות 7,8, בגלל פקקת. יעילות חילופי הגזים של ממברנות הסיבים שלהם מתדרדרת לאחר זמן קצר יחסית בגלל עכירות על ידי מבנה קריש דם קרומי (המורכב מפיברין, תאים בודדים ואשכולות תאים) המכסה שטחים נרחבים של הסיבים, ומגדיל את מחסום דיפוזיה הגז שלהם9. באופן כללי, סוג הציפוי ושיטת היישום 10,11,12,13,14,15,16,17,18 בשימוש תלוי בתכונות הרצויות, כגון תאימות ביולוגית ועמידות. מספר דוגמאות לציפויים נגד עכירות שימשו על סיבי ריאה מלאכותיים. הם כוללים סיליקון שנמצא בשימוש נרחב בשל התאימות הביולוגית שלו19, עמידותו ועמידותו בפני זיהום ביולוגי; פוליאוריטן (PU) בשל התאימות הביולוגית שלו ועמידותו בפני זיהום ביולוגי20; צ'יטוזן בשל תכונותיו התואמות ביולוגית והאנטי-מיקרוביאליות21,22, הפרין המשבית תרומבין23,8, וציפויים הידרופיליים24 מבוססי פולימר כולל פולי (אתילן גליקול)25,26, פולי (2-מתוקסיאתיל אקרילט)27 ופוספוריל-כולין28,29.

ציפויים זוויטריונים מייצגים אסטרטגיה מבטיחה להפחתת פקקת על משטחים מלאכותיים ללא צורך בנוגדי קרישה מערכתיים 5,6. ציפויים אלה מורכבים ממולקולות בעלות מטענים חיוביים ושליליים כאחד, המאזנות זו את זו ומביאות למשטח הידרופילי מאוד שאינו מעכיר. האופי ה-zwitterionic של ציפויים אלה מפחית את ספיחת החלבון ואת הידבקות טסיות הדם, שניהם שלבים קריטיים בהתחלת מפל הקרישה. על ידי מניעת האינטראקציה הראשונית בין חלבוני הדם למשטח המלאכותי, ציפויים זוויטריונים מעכבים ביעילות את הפעלת מפל הקרישה ומפחיתים את הסיכון לפקקת. גישה זו לא רק ממזערת את הצורך בנוגדי קרישה מערכתיים, אלא גם מציעה פתרון תואם ביולוגית יותר לשימוש ארוך טווח במכשירים רפואיים.

במחקר זה, הערכנו את היעילות של תחול הריאה המלאכותית עם ציפוי פולי זוויטריוני (סולפובטאין מתקרילט) (pSBMA) בעל עכירות נמוכה במיוחד בשילוב עם שכבת פולידופמין דביקה על פני השטח (pDOPA). לאחר תחול המכשיר, הוא הוצב מצד לצד כל 10 דקות למשך שעתיים במהלך תהליך הציפוי. כדי להעריך שינויים פוטנציאליים בציפוי על פני צרור הסיבים, מדדנו עכירות פיברינוגן וטסיות דם על סיבים הממוקמים על פני השטח ובתוך הצרור. בנוסף, ניתחנו את השפעת הזרימה על ביצועי האנטי-פאולינג על ידי השוואת נתוני עכירות מהריאות לפני ואחרי החשיפה לזרימה. עבור יישומים ארוכי טווח של אנטי-ביו-פאולינג הכוללים זרימת מדיה מורכבת, ציפויים זוויטריונים חייבים לא רק לעכב עכירות מדם מלא - משימה מאתגרת - אלא גם לשמור על יעילותם תחת לחץ המודינמי לאורך כל תקופת היישום. ציפויים אלה צריכים לספק דחייה סטרית חזקה כנגד ספיחת חלבון לא ספציפית ולהשיג צפיפות אריזה מתאימה על פני השטח כדי ליצור מחסום סרט הידרציה בין המצע למדיה המורכבת. יתר על כן, עליהם להישאר מחוברים היטב למשטח ללא ניתוק המקשרים המעגנים את הציפוי למצע30. הפרוטוקול המתואר כאן נועד להבטיח יישום של ציפויים העומדים בדרישות קריטיות אלו להגנה יעילה ועמידה.

Protocol

הפרוטוקול עוקב אחר ההנחיות של ועדת האתיקה למחקר בבני אדם של אוניברסיטת ניו הייבן.

1. ציפוי מעגל הריאות המלאכותי

הערה: מעגל הריאה המלאכותי צופה בגישת השתלת DOPA-SBMA דו-שלבית. פרטי צרור הסיבים/מחמצן הם מידע קנייני. בניסויים שבהם השפעות הזרימה על הפעילות האנטי-עכירות של הריאה המצופה היו המוקד, המחמצן ומעגל הצינורות (צינורות טיגון בגודל 5/16 אינץ' עם מחברי פוליקרבונט מצומדים) היו נתונים לזרימה של 24 שעות עם חוצץ פוספט (PBS; pH 7.34, טמפ' ~37 מעלות צלזיוס) המוגבלת על ידי קצב הזרימה המרבי של המשאבה שלנו של 1.22 ליטר לדקה. לצורך ההקשר, קצבי הזרימה המדויקים במחמצנים תלויים בצרכי המטופל ובמצב הקליני הספציפי, אך הם נעים בדרך כלל בין 2-7 ליטר לדקה בחולים מבוגרים. PBS שימש במקרה זה כדי לאפשר כימות קל של סמן קרישת דם מרכזי על סיבים מצופים לאחר הזרימה. כל השפעות מבלבלות של זיהום דם מלא, אם נעשה שימוש בזרימת דם מלאה כדי להעריך את ההשפעות של קצב הגזירה על הפעילות האנטי-עכירות של סיבים מצופים, תבוטל על ידי שימוש ב-PBS. השלבים הבאים שימשו לציפוי הריאה המלאכותית:

  1. נקה את מעגל הריאות על ידי מחזור 30% מתנול במים נטולי יונים (DI) למשך 20 דקות, ולאחר מכן מחזור 10% מתנול במי DI ומי DI למשך 20 דקות.
  2. יבש את המעגל באוויר ביתי מסונן בזרימה נמוכה למשך שעתיים לפני חשיפה לפלזמה אולטרה סגולה (UVO).
  3. הכנס את מעגל הריאות הנקי למחולל פלזמה UVO (UVO-Cleaner), סגור אותו והפעל את מכשיר מחולל הפלזמה UVO לאינטראקציה של פלזמה עם המכשיר למשך 20 דקות.
  4. לאחר חשיפה לפלזמה, המכשיר צריך להמשיך לשלב הציפוי ללא דיחוי כדי להגביל את הסידור מחדש של שרשרת פני השטח והסתרה של אתרים תגובתיים הנוצרים מאינטראקציה של פלזמה.
  5. בזמן שינוי משטחי המכשיר, הכינו תמיסת ציפוי טרייה. ב-600 מ"ל של מאגר TRIS (pH 8.5), יש להמיס 1.2 גרם של דופמין-HCl ואחריו להמיס מונומר סולפובטאין מתאקרילט (SBMA) ביחס של 1:15 DOPA:SMBA.
  6. הוסף 5 מ"מ של טיפות נתרן פריודאט (20 מיקרוליטר) לתמיסת הציפוי וערבב. השתמש בכוס זכוכית, מוט ערבוב מגנטי וצלחת ערבוב ב-150 סל"ד כדי לסייע בערבוב.
    הערה: הוסף את תמיסת הציפוי למכשיר לא יותר מ-20 דקות לאחר ההכנה. לכן, אם מספר ריאות מצופות, דרך קלה להקמת המכשירים - למשל, שימוש במשאבות לתחול - יכולה להועיל.
  7. יש להניח את מכשיר הריאה בתמיסת הציפוי באמצעות מזרק בנפח גדול (60 סמ"ק) כדי לצייר ולמלא את המעגל. כאשר קצה אחד של המעגל מהודק, הפעילו אותו מהצד השני, וודא שניתן להנחות בועות אוויר החוצה מהמעגל דרך מחבר גישה למעגל.
  8. כאשר הוא מוכן במלואו, הנח את המכשיר מתחת למקור אור UV למשך שעתיים וערבב את התמיסה על ידי כיוון מחדש של קצות המכשיר הדרוך למעלה ולמטה כל 10 דקות.
  9. לאחר הטיפול באור UV, רוקנו את המעגל ושטפו בעדינות את כל הדגימות במים נטולי יונים (DI) על ידי תחול עם מזרק 60 סמ"ק וניקוז שוב ושוב. כאשר השפכים של שטיפת ה-DI צלולים, אחסן את המכשיר המצויד במי DI במקרר של 4 מעלות צלזיוס לצורך נתיחה שלאחר המוות וניתוחי פני השטח.

2. נתיחת ריאות

  1. ניקוז וייבש מעגל ריאות עם זרימת אוויר מסוננת ועדינה במכסה מנוע כימי.
  2. בצע נתיחה שלאחר המוות של המכשיר על ידי קיבועם במגן ספסל עם בסיס מסתובב. השתמש במסור פס כדי לחתוך את חיבורי הכניסה/יציאה לבית המכשיר וללוחות הפנים הקדמיים והאחוריים של המארז, תוך חיתוך זהיר לאורך ההיקפים שלהם באמצעות סכין X-acto בדרגה תעשייתית ופטיש.
  3. לאחר הסרת לוחות הפנים, שכבות מחצלת סיבים נגישות. חתכו בזהירות על פני סיבים כדי לגשת לדגימות מט סיבים בכל מקום בתוך הצרור (למשל, פני השטח ובתוכו). טפל בדגימות עם פינצטה בקצותיהן והעביר אותן לצינורות של 60 מ"ל מלאים במים נטולי יונים כדי להגביל את זיהום הדגימה.

3. הערכת עכירות חלבון על חומרי מעגל ריאות מצופים

  1. מבחן ספיחה פיברינוגן.
    1. דגימות מט סיבים מתוקננות בגודל דגירה (~1 ס"מ x 1 ס"מ) ב-1 מ"ל של 3 מ"ג/מ"ל פיברינוגן בצלחות באר למשך למעלה מ-90 דקות ב-37 מעלות צלזיוס עם תסיסה ב-60 סל"ד.
    2. שטפו (פי 3) דגימות עם מאגר PBS, העבירו אותן לבארות חדשות והוסיפו 1 מ"ל של 1 מ"ג/מ"ל של אלבומין בסרום בקר (BSA) לכל באר. יש לדגור למשך 90 דקות נוספות, ואז לשטוף שוב עם מאגר PBS (פי 3) ולהעביר דגימות לבארות חדשות.
    3. בבארות החדשות, הוסף 1 מ"ל של דילול 1:1000 של נוגדן פיברינוגן מצומד צנון סוסים (HRP) ב-PBS לכל באר ודגירה למשך 30 דקות. לאחר מכן, שטפו (פי 3) דגימות עם מאגר PBS והעבירו אותן לבארות חדשות.
    4. בבארות החדשות, הוסף 500 מיקרוליטר של 1 מ"ג/מ"ל o-פנילאנדיאמין (OPD) במאגר ציטראט-פוספט של 0.1 M עם 0.03% מי חמצן, pH של 5.0 במרווחים של 30 שניות ודגירה הרחק מהאור למשך 30 דקות.
    5. עצור את תגובת הפרוקסידאז וה-OPD על ידי הוספת 500 מיקרוליטר של 1 N HCL לכל באר.
    6. מוציאים ומעבירים את הסופרנטנט מכל באר לקובטה. מדוד את הספיגה של סופרנטנט באמצעות ספקטרופוטומטר הנראה ל-UV ב-492 ננומטר.
  2. בדיקת הידבקות טסיות דם.
    1. הפשירו את ערכת בדיקת הלקטט דהידרוגנאז (LDH) למשך 20 דקות.
    2. בזמן שההפשרה בעיצומה, הכינו פלזמה אנושית בוגרת מאוגדת לקבלת פלזמה עשירה בפלטות (PRP).
    3. כדי להכין PRP, צנטריפוגה הפשירה צינורות דגימת פלזמה אנושית בסיבוב קשה ב-483 x g כדי להפריד את הפלזמה לשני אזורים, שבהם השליש התחתון הוא PRP ושני השלישים העליונים של הצינור יכילו את הפלזמה הענייה של טסיות הדם (PPP).
    4. הסר את כדורי הטסיות שנוצרו בתחתית הצינור כמו גם את שני השלישים העליונים בפלסמת הדם הצנטריפוגה ופזר את הגלולה לשני השלישים העליונים של הפלזמה על ידי ניעור עדין של הצינורות.
    5. הוסף סידן כלורי (0.2 M) ל-PRP (1:1 v/v) כדי להפוך את ההשפעות של ציטראטים לפני הבדיקה.
    6. דגרו את הדגימות (~1 ס"מ על 1 ס"מ) ב-500 מיקרוליטר של PRP למשך 90 דקות ב-37 מעלות צלזיוס, ולאחר מכן שטפו שלוש פעמים עם מאגר PBS והעבירו אותן לבארות חדשות.
    7. הוסף 300 מיקרוליטר של PBS ו-10 מיקרוליטר של מאגר ליזה פי 10 ודגירה למשך 45 דקות.
    8. מוסיפים 50 מיקרוליטר מתערובת התגובה ודוגרים למשך 30 דקות הרחק מהאור.
    9. הוסף 50 מיקרוליטר של HCL כדי לעצור תגובות באר.
    10. כדי לזהות את פעילות ה-LDH של ליזטים מטסיות דם נספגות, מדוד את ספיגת האור על ידי תמיסות הבאר המפותחות באורכי גל של 490 ננומטר ו-680 ננומטר והחסר את קריאת ה-680 ננומטר מ-490 ננומטר כדי לנתח את הידבקות טסיות הדם.

4. השפעות זרימה על פעילות אנטי-פאולינג

  1. יש להפעיל את מעגל הריאות המלאכותי עם PBS ולהבטיח שאין דליפה. לאחר מכן, הצמד את המעגל למשאבת הגלילה ומחזור מחדש את ה-PBS למשך 24 שעות.
    הערה: קצב זרימה של 1.22 ליטר לדקה היה הגבוה ביותר שניתן להשיג.
  2. כדי לדמות את הטמפרטורה הנורמותרמית של הדם שתזרום דרך מכשיר הריאה, דגרו את הריאה המלאכותית באמבט מים של 37 מעלות צלזיוס במהלך המחזור.
  3. לאחר מכן, בצע מחקרי אתגר נתיחה שלאחר המוות של הריאות ואתגר עכירות חלבונים כמתואר לעיל.
    הערה: נעשה שימוש בניתוח חד-כיווני של שונות כדי לקבוע אם היו הבדלים מובהקים סטטיסטית בין הממוצעים של הקבוצות הבלתי תלויות, ונעשה שימוש ב-HSD של טוקי כדי לקבוע אילו קבוצות ספציפיות שונות.

תוצאות

מוצג פרוטוקול להשתלת פולימר zwitterionic של מעגל ריאות מלאכותי על ידי תחול, פירוק המכשיר לאיסוף דגימות סיבים מצופים והערכה נגד עכירות של סיבים חתוכים. באיור 1, שינוי פני השטח של גישת מעגל הריאה המלאכותי מודגם. הריאות נחשפו לפלזמת UVO לאינטראקציה של סינגל חמצן רד?...

Discussion

סיבי הפוליפרופילן המצופים PDMS (PP) בריאה המלאכותית הדגימו קשר בין חשיפה לאוזון למבנה הסיבים, וקבעו מגבלת רגישות לפלזמת אוזון אולטרה סגולה. מגבלה זו מנחה את זמני החשיפה הדרושים ליצירת רדיקלים על פני השטח להשתלת חומרי ציפוי, במיוחד פולידופמין ופוליסולפובטאין מתאקרילט. כאשר...

Disclosures

המחברים מצהירים שאין אינטרסים פיננסיים מתחרים. ד"ר קית' קוק וד"ר דיוויד סקוג מחזיקים במניות בעלות ב-ART LLC.

Acknowledgements

עבודה זו מומנה בחלקה באמצעות הסכם שירותים תחת NIH 1R01HL140231-01A1.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
BeakersThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/search/browse/category/us/en/90094065Used in experiments
Beckman Coulter Allegra X-30R centrifugeBeckman Coulterhttps://www.mybeckman.in/centrifuges/general-purpose/allegra-x-30For centrifugations
Biochemguard BSL2 safety hoodBiochemguardhttps://bakerco.com/images/uploads/assets/BiochemGARD_220v_Web_0.pdfUsed for UV light source in graft coating
Bovine albumin serum (BSA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/bovineserumalbumin123459048468Fibrinogen assay materials
Citrated pooled male blood plasmaZenBiohttps://www.zen-bio.com/products/serum/human-blood-products.phpUsed for experiments
Citrate-phosphate bufferSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/citrate-phosphate-buffer?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=citrate-phosphate%20buffer&type=productFibrinogen assay materials
Dopamine-hydrochlorideSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/h60255For coating
Dopamine-hydrochlorideSigma-AldrichN/AFibrinogen assay materials
Fluorescein conjugated Goat Immunoglobulin G (IGG)Sigma Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/mm/aq303fFor Fluorescence Light Intensity measurements
Horseradish peroxidase-conjugated anti-fibrinogen antibodySigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/horseradish-peroxidase-conjugated-anti-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=horseradish%20peroxidase%20conjugated%20anti-fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Hot PlateThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/in/en/home/life-science/lab-equipment/hot-plates-stirrers/lab-hot-plates.htmlUsed in experiments
Human fibrinogen powderSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/human-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=human%20fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Jelight UVO-Cleaner model 144AXJelighthttps://www.jelight.com/uvo-cleaner/Used for plasma treatment of medical device materials
LDH assay kitABCAMhttps://www.abcam.com/en-us/products/assay-kits/ldh-assay-kit-lactate-dehydrogenase-assay-kit-colorimetric-ab102526For LDH assay
O-phenylenediamine (OPD)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p9029Fibrinogen assay materials
PDMS coated polypropylene fibersART LLCN/APart of artificial lung materials
Phosphate buffered saline (PBS)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p4417Fibrinogen assay materials
Plate Reader (BioTek)BioTekhttps://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/plate-reader-metabolic-assaysFor reading Fluorescence Light Intensity
Polydimethylsiloxane (PDMS)ART LLCN/APart of artificial lung materials
Sodium periodate (NaIO4)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/sodiummetaperiodate213897790285For coating
Stockert Shiley multiflow roller pumpSorin BiomedicalN/AFor flow experiments
Sulfobetaine methacrylate (SBMA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/sulfobetaine-methacrylate-(sbma)For coating
TRIS-buffered saline (pH 8.5)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8793Prepared in the lab from TRIS sachets
Tygon tubingART LLCN/APart of artificial lung materials

References

  1. Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Robbins, S. L. . Robbins and Cotran Pathologic Basis of Disease. 9th. , (2015).
  2. Davie, E. W., Kulman, J. D. An overview of the structure and function of thrombin. Semin Thromb Hemost. 32 (S 1), 003-015 (2006).
  3. Hirsh, J., O'Donnell, M., Weitz, J. I. New anticoagulants. Blood. 105 (2), 453-463 (2005).
  4. Mekaj, Y. H., Daci, F. T., Mekaj, A. Y. New insights into the mechanisms of action of aspirin and its use in the prevention and treatment of arterial and venous thromboembolism. Ther Clin Risk Manag. 11, 1449-1456 (2015).
  5. Li, Q., et al. Zwitterionic biomaterials. Chem Rev. 122 (23), 17073-17154 (2022).
  6. Shao, Q., Jiang, S. Molecular understanding and design of zwitterionic materials. Adv Mater. 27 (1), 15-26 (2015).
  7. Demarest, C. T., et al. The time course of clinical oxygenator failure due to clot formation. medRxiv. , (2020).
  8. Maul, T. M. ECMO anticoagulation: it's still the biggest challenge. , (2015).
  9. Camboni, D., Philipp, A., Arlt, M., Pfeiffer, M., Hilker, M., Schmid, C. First experience with a paracorporeal artificial lung in humans. Asaio J. 55 (3), 304-306 (2009).
  10. Gaylor, J. D., Mockros, L. F. Novel method for fabricating capillary membrane oxygenators. Med Biol Eng Comput. 16, 369-378 (1978).
  11. Naito, N., et al. Combination of polycarboxybetaine coating and factor XII inhibitor reduces clot formation while preserving normal tissue coagulation during extracorporeal life support. Biomaterials. 272, 120778 (2021).
  12. Amoako, K. A., Sundaram, H. S., Suhaib, A., Jiang, S., Cook, K. E. Multimodal, biomaterial-focused anticoagulation via superlow fouling zwitterionic functional groups coupled with anti-platelet nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 3 (6), 1500646 (2016).
  13. Hong, D., et al. Achieving ultralow fouling under ambient conditions via surface-initiated ARGET ATRP of carboxybetaine. ACS Appl Mater Interfaces. 9 (11), 9255-9259 (2017).
  14. Sundaram, H. S., et al. Achieving one-step surface coating of highly hydrophilic poly (carboxybetaine methacrylate) polymers on hydrophobic and hydrophilic surfaces. Adv Mater Interfaces. 1 (6), 1400071 (2014).
  15. Srinivasan, S., Chhatre, S. S., Mabry, J. M., Cohen, R. E., McKinley, G. H. Solution spraying of poly (methyl methacrylate) blends to fabricate microtextured, superoleophobic surfaces. Polymer. 52 (14), 3209-3218 (2011).
  16. Steele, A., Bayer, I., Loth, E. Inherently superoleophobic nanocomposite coatings by spray atomization. Nano Lett. 9 (1), 501-505 (2009).
  17. Wang, Y. B., Shi, K. H., Jiang, H. L., Gong, Y. K. Significantly reduced adsorption and activation of blood components in a membrane oxygenator system coated with crosslinkable zwitterionic copolymer. Acta Biomater. 40, 153-161 (2016).
  18. El-Ferzli, G. T., et al. A nitric oxide-releasing self-assembled peptide amphiphile nanomatrix for improving the biocompatibility of microporous hollow fibers. Asaio J. 61 (5), 589-595 (2015).
  19. Belanger, A., Decarmine, A., Jiang, S., Cook, K., Amoako, K. A. Evaluating the effect of shear stress on graft-to zwitterionic polycarboxybetaine coating stability using a flow cell. Langmuir. 35 (5), 1984-1988 (2018).
  20. Kim, S., et al. A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices. J Mater Chem B. 8 (36), 8305-8314 (2020).
  21. Kimmel, J. D., Arazawa, D. T., Ye, S. H., Shankarraman, V., Wagner, W. R., Federspiel, W. J. Carbonic anhydrase immobilized on hollow fiber membranes using glutaraldehyde activated chitosan for artificial lung applications. J Mater Sci Mater Med. 24, 2611-2621 (2013).
  22. Fischer, S., et al. Bridge to lung transplantation with the novel pumpless interventional lung assist device NovaLung. J Thorac Cardiovasc Surg. 131 (3), 719-723 (2006).
  23. Ukita, R., et al. Zwitterionic poly-carboxybetaine coating reduces artificial lung thrombosis in sheep and rabbits. Acta Biomater. 92, 71-81 (2019).
  24. Gupta, S., Amoako, K. A., Suhaib, A., Cook, K. E. Multi-modal, surface-focused anticoagulation using poly-2-methoxyethylacrylate polymer grafts and surface nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 1 (8), 1400012 (2014).
  25. Wang, W., et al. Hemocompatibility and oxygenation performance of polysulfone membranes grafted with polyethylene glycol and heparin by plasma-induced surface modification. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 105 (7), 1737-1746 (2017).
  26. Abednejad, A. S., Amoabediny, G., Ghaee, A. Surface modification of polypropylene blood oxygenator membrane by poly ethylene glycol grafting. Adv Mater Res. 816, 459-463 (2013).
  27. Kocakulak, M., Özgürtaş, T., Ayhan, H. Effect of poly (2-methoxyethyl acrylate)-coated oxygenators on haemolysis. J Biomater Sci Polym Ed. 17 (4), 449-460 (2006).
  28. Pieri, M., et al. A new phosphorylcholine-coated polymethylpentene oxygenator for extracorporeal membrane oxygenation: a preliminary experience. Perfusion. 28 (2), 132-137 (2013).
  29. De Somer, F., et al. Phosphorylcholine coating of extracorporeal circuits provides natural protection against blood activation by the material surface. Eur J Cardiothorac Surg. 18 (5), 602-606 (2000).
  30. Zhang, Y., et al. Anti-fouling surfaces for extracorporeal membrane oxygenation by surface grafting of hydrophilic sulfoxide polymers. Biomacromolecules. 23 (10), 4318-4326 (2022).
  31. Melchior, R. W., Sutton, S. W., Harris, W., Dalton, H. J. Evolution of membrane oxygenator technology for utilization during pediatric cardiopulmonary bypass. Pediatr Health Med Ther. 7, 45-56 (2016).
  32. Amoako, K., et al. Zwitterionic polysulfobetaine coating and antiplatelet liposomes reduce fouling in artificial lung circuits. Macromol Biosci. 23 (4), 2200479 (2023).
  33. Amoako, K., et al. PULM3: The effects of a two-step coating process and flow on artificial lung fiber fouling. Asaio J. 69 (Supplement 2), 88 (2023).
  34. Lee, H., Scherer, N. F., Messersmith, P. B. Single-molecule mechanics of mussel adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (35), 12999-13003 (2006).
  35. Krogsgaard, M., Behrens, M. A., Pedersen, J. S., Birkedal, H. Self-healing mussel-inspired multi-pH-responsive hydrogels. Biomacromolecules. 14 (2), 297-301 (2013).
  36. Ryu, J. H., Lee, Y., Kong, W. H., Kim, T. G., Park, T. G., Lee, H. Catechol-functionalized chitosan/pluronic hydrogels for tissue adhesives and hemostatic materials. Biomacromolecules. 12 (7), 2653-2659 (2011).
  37. Ou, X., et al. Structure and sequence features of mussel adhesive protein lead to its salt-tolerant adhesion ability. Sci Adv. 6 (39), eabb7620 (2020).
  38. Nobili, M., Sheriff, J., Morbiducci, U., Redaelli, A., Bluestein, D. Platelet activation due to hemodynamic shear stresses: damage accumulation model and comparison to in vitro measurements. Asaio J. 54 (1), 64-72 (2008).
  39. Toomasian, J. M., Bartlett, R. H. Hemolysis and ECMO pumps in the 21st century. Perfusion. 26 (1), 5 (2011).
  40. Jiang, S., Cao, Z. Ultralow-fouling, functionalizable, and hydrolysable zwitterionic materials and their derivatives for biological applications. Adv Mater. 22 (9), 920-932 (2010).
  41. Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
  42. Ding, Y. H., Floren, M., Tan, W. Mussel-inspired polydopamine for bio-surface functionalization. Biosurface Biotribology. 2 (4), 121-136 (2016).
  43. Lynge, M. E., van der Westen, R., Postma, A., Städler, B. Polydopamine-a nature-inspired polymer coating for biomedical science. Nanoscale. 3 (12), 4916-4928 (2011).
  44. Khan, N. U., Al-Aloul, M., Shah, R., Yonan, N. Early experience with the Levitronix Centrimag® device for extra-corporeal membrane oxygenation following lung transplantation. Eur J Cardiothorac Surg. 34 (6), 1262-1264 (2008).
  45. Werkkala, K., et al. Clinical durability of the CARMEDA bioactive surface in EXCOR ventricular assist device pumps. Asaio J. 62 (2), 139-142 (2016).
  46. Mahoney, C. B. Heparin-bonded circuits: clinical outcomes and costs. Perfusion. 13 (3), 192-204 (1998).
  47. Koster, A., et al. Heparin antibodies and thromboembolism in heparin-coated and noncoated ventricular assist devices. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 331-335 (2001).
  48. Wendel, H. P., Scheule, A. M., Eckstein, F. S., Ziemer, G. Haemocompatibility of paediatric membrane oxygenators with heparin-coated surfaces. Perfusion. 14 (1), 21-28 (1999).
  49. Stenach, N., Korn, R. L., Fisher, C. A., Jeevanandam, V., Addonizio, V. P., et al. The effects of heparin bound surface modification (Carmeda® Bioactive Surface) on human platelet alterations during simulated extracorporeal circulation. J Extracorporeal Technol. 24 (3), 97-102 (1992).
  50. Korn, R. L., et al. The effects of Carmeda Bioactive Surface on human blood components during simulated extracorporeal circulation. J Thorac Cardiovasc Surg. 111 (5), 1073-1084 (1996).
  51. Wendel, H. P., Heller, W., Gallimore, M. J., Hoffmeister, H. E. Heparin-coated oxygenators significantly reduce contact system activation in an in vitro cardiopulmonary bypass model. Blood Coagul Fibrinolysis. 5 (5), 673-678 (1994).
  52. Ueda, T., Oshida, H., Kurita, K., Ishihara, K., Nakabayashi, N. Preparation of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine copolymers with alkyl methacrylates and their blood compatibility. Polym J. 24 (11), 1259-1269 (1992).
  53. Preston, T. J., et al. Modified surface coatings and their effect on drug adsorption within the extracorporeal life support circuit. J Extracorporeal Technol. 42 (3), 199-202 (2010).
  54. Reser, D., et al. Retrospective analysis of outcome data with regards to the use of Phisio®-, Bioline®-or Softline®-coated cardiopulmonary bypass circuits in cardiac surgery. Perfusion. 27 (6), 530-534 (2012).
  55. Ask, A., Holt, D., Smith, L. In vivo comparison study of FDA-approved surface-modifying additives and poly-2-methoxyethylacrylate circuit surfaces coatings during cardiopulmonary bypass. J Extracorporeal Technol. 38 (1), 27-32 (2006).
  56. Montoya, J. P., Shanley, C. J., Merz, S. I., Bartlett, R. H. Plasma leakage through microporous membranes: Role of phospholipids. Asaio J. 38 (3), M399-M405 (1992).
  57. Musch, G., et al. Small pore size microporous membrane oxygenator reduces plasma leakage during prolonged extracorporeal circulation: a case report. Int J Artif Organs. 19 (3), 177-180 (1996).
  58. Mottaghy, K., et al. Technical aspects of plasma leakage prevention in microporous capillary membrane oxygenators. Asaio J. 35 (3), 640-643 (1989).
  59. Bragard, I., et al. Breaking bad news in the emergency department: a randomized controlled study of a training using role-play simulation. Crit Care. 22 (Suppl. 1), (2018).
  60. Bertini, P., et al. ECMO in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Cardiothorac Vasc Anesth. 36 (8), 2700-2706 (2022).
  61. Alessandri, F., Di Nardo, M., Ramanathan, K., Brodie, D., MacLaren, G. Extracorporeal membrane oxygenation for COVID-19-related acute respiratory distress syndrome: a narrative review. J Intensive Care. 11 (1), 5 (2023).
  62. Doolittle, R. F. Fibrinogen and fibrin. Annu Rev Biochem. 53 (1), 195-229 (1984).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

217

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved