АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этом исследовании изучалась противообрастающая активность искусственных полых волокон легких, покрытых путем грунтовки легочного устройства. Несмотря на то, что такой подход к модификации поверхности волокон является практичным, эффективность процесса нанесения покрытия зависит от покрытия прививки по слоям волокнистого мата в пучке.

Аннотация

Несмотря на то, что высокое отношение площади поверхности к объему пучка искусственных легочных волокон улучшает газообмен, большая площадь поверхности, плотное расположение и химический состав поверхности волокон являются основными факторами тромбоза. Чтобы смягчить эту проблему, важно равномерно модифицировать поверхностные химические составы, чтобы эффективно уменьшить неспецифическое белковое загрязнение, что может помочь ограничить тромбоз и снизить риск тромбоэмболии или кровотечения, вызванных системными антикоагулянтами.

В этом исследовании мы изучили применение и противообрастающие свойства цвиттерионных полимерных трансплантатов на пучках полипропиленовых волокон. Процесс трансплантации включал в себя грунтовку устройства искусственного легкого молекулами цвиттерионного полисульфобетаина и полидофаминовыми линкерами для покрытия in situ . Противообрастающую эффективность оценивали с помощью стандартного иммуноферментного анализа фибриногена (ИФА) и анализов на загрязнение лактатдегидрогеназы тромбоцитов. Рентгеновская фотоэлектронная спектроскопия подтвердила наличие поверхностного покрытия, и значительное снижение загрязнения было отмечено на волокнах с покрытием по сравнению с волокнами без покрытия, что демонстрирует полезность процесса прививки и перспективность его противообрастающего эффекта.

Тем не менее, различия во внешнем виде покрытия на волокнах в пучке были отмечены при нанесении покрытия методом грунтования, что может повлиять на общие противообрастающие характеристики. Решение этой проблемы может еще больше повысить противообрастающую эффективность пучков легочных волокон, модифицированных с помощью трансплантации in situ .

Введение

Искусственные легочные волокна, также известные как мембраны из полых волокон, являются важными материалами для изготовления устройств экстракорпоральной мембранной оксигенации (ЭКМО), которые обеспечивают респираторную поддержку тяжелобольным пациентам. Несколько слоев этих волокон образуют плотный пучок, который служит узлом газообмена. Поверхность полимерного волокна, однако, активирует каскад свертывания крови, что приводит к образованию тромбов (тромбозу). Тромбоз на искусственных поверхностях в первую очередь обусловлен активацией коагуляционного каскада, сложной серии ферментативных реакций, которые приводят к образованию тромба. Когда кровь вступает в контакт с инородными материалами, такими как те, которые содержатся в медицинских устройствах (например, искусственных легких, стентах, катетерах), запускается каскад свертывания крови 1,2. Этот процесс начинается с воздействия крови на поверхности искусственного материала, что активизирует внутренний путь каскада. Эта активация приводит к образованию тромбина, ключевого фермента, который преобразует фибриноген в фибрин, формируя структурную основу сгустка. Одновременно тромбоциты активируются и агрегируются в месте, еще больше укрепляя сгусток. Результатом является тромбоз, который может препятствовать кровотоку и привести к серьезным осложнениям, таким как инсульт или инфаркт миокарда.

Для предотвращения тромбоза на искусственных поверхностях обычно используются традиционные антикоагулянты, такие как гепарин, варфарин и новые прямые пероральные антикоагулянты (ДОАК) 3,4. Эти лекарства работают, вмешиваясь в различные этапы каскада свертывания. Например, гепарин усиливает активность антитромбина III, природного ингибитора тромбина, в то время как варфарин подавляет синтез витамина К-зависимых факторов свертывания. Тем не менее, использование антикоагулянтов сопряжено с рядом проблем. Во-первых, они увеличивают риск кровотечения, которое в определенных ситуациях может быть опасным для жизни. Во-вторых, эффективность антикоагулянтов может быть вариабельной, что требует регулярного мониторинга и коррекции дозы, особенно варфарина. Кроме того, длительное применение антикоагулянтов связано с побочными эффектами, такими как остеопороз и некроз кожи. Потребность в системной антикоагуляции также ограничивает использование медицинских изделий у пациентов с высоким риском кровотечения.

Поскольку тромбоз может препятствовать газообмену через мембрану полых волокон, на волокна легких наносятся противообрастающие покрытия с использованием различных методов, таких как покрытие погружением и электроспиннинг, для предотвращения биообрастания 5,6. Производители искусственных легких обычно обрабатывают полые волокна, которые коммерчески приобретаются у производителей волокон, и собирают их в легкие с помощью нескольких этапов, включая связывание волокон вокруг твердого ядра, запечатывание (склеивание) концов пучков, включение пучков в капсулу с каналами для газового и кровотока, а также очистку после сборки. В то время как покрытие волокон, которые не были имплантированы в легкое, может быть более гибким, модификация поверхности на стадии предварительного связывания будет подвергаться нескольким производственным этапам, которые требуют механических и химических взаимодействий между поверхностным покрытием и последующими технологическими средами, что может привести к оголению волокон в устройстве, где высокое покрытие покрытия имеет важное значение для ограничения тромбоза. Как вариант, покрытие можно нанести на пучок в горшке. Преимущество возможности нанесения покрытия на готовые легкие заключается в том, что это практичный и легкий подход к модификации поверхности устройства искусственного легкого и многих других устройств. Но в целом, метод нанесения покрытий, будь то распыление или погружение, менее важен для предотвращения тромбоза, чем эффективность самого покрытия. Например, полые волокна, используемые в медицинских устройствах, могут быть покрыты погружением во время экструзии, затем связаны в коврики, свернуты в пучки и встроены в готовое устройство для искусственного дыхания. В качестве альтернативы покрытия могут быть нанесены после изготовления устройства. Ключевыми факторами, однако, являются эффективное нанесение, долговечность и эффективность антитромботического покрытия5. Это связано с тем, что в отсутствие системной антикоагуляции функция этих покрытий является важной частью головоломки для предотвращения образования тромбов, что обуславливает необходимость высокоэффективного и длительного противообрастающего свойства для обеспечения эффективной профилактики тромбоза.

Несмотря на нанесение антитромбогенных покрытий и одновременное введение низких доз антикоагулянтов на сегодняшний день, искусственный модуль легких необходимо заменять только после относительно короткого периода использования, составляющего от 3 дней до 7,8 недель, из-за тромбоза. Эффективность газообмена их волоконных мембран ухудшается через относительно короткое время из-за загрязнения мембранозной структурой сгустка крови (состоящей из фибрина, одиночных клеток и клеточных кластеров), которая покрывает большие площади волокон, увеличивая их газодиффузионный барьер. В целом, тип покрытия и используемый метод нанесения 10,11,12,13,14,15,16,17,18 зависит от желаемых свойств, таких как биосовместимость и долговечность. Несколько примеров противообрастающих покрытий были использованы на искусственных волокнах легких. К ним относятся силикон, который широко используется благодаря своейбиосовместимости19, долговечности и устойчивости к биообрастанию; полиуретан (ПУ) благодаря своей биосовместимости и устойчивости к биообрастанию20; хитозан благодаря своим биосовместимым и антимикробным свойствам21,22, гепарину, инактивирующему тромбин23,8, и гидрофильным24 покрытиям на основе полимеров, включая полиэтиленгликоль25,26, поли (2-метоксиэтилакрилат)27 и фосфорилхолин28,29.

Цвиттер-ионные покрытия представляют собой многообещающую стратегию для уменьшения тромбоза на искусственных поверхностях без необходимости системной антикоагуляции 5,6. Эти покрытия состоят из молекул как с положительным, так и с отрицательным зарядами, которые уравновешивают друг друга и приводят к образованию высокогидрофильной, незагрязняющей поверхности. Цвиттер-ионная природа этих покрытий снижает адсорбцию белка и адгезию тромбоцитов, которые являются критическими этапами в инициировании каскада коагуляции. Предотвращая первоначальное взаимодействие между белками крови и искусственной поверхностью, цвиттерионные покрытия эффективно подавляют активацию коагуляционного каскада и снижают риск тромбоза. Такой подход не только сводит к минимуму потребность в системных антикоагулянтах, но и предлагает более биосовместимое решение для долгосрочного использования медицинских устройств.

В этом исследовании мы оценивали эффективность грунтовки искусственного легкого покрытием из цвиттерионного поли(сульфобетаинметакрилата) (pSBMA) со сверхнизким уровнем загрязнения в сочетании с поверхностным слоем адгезивного полидофамина (pDOPA). После грунтовки устройство располагалось из стороны в сторону каждые 10 минут в течение 2 часов в процессе нанесения покрытия. Чтобы оценить потенциальные вариации покрытия на пучке волокон, мы измерили фибриноген и загрязнение тромбоцитов на волокнах, расположенных на поверхности и внутри пучка. Кроме того, мы проанализировали влияние потока на противообрастающие свойства, сравнив данные о загрязнении легких до и после воздействия потока. Для долгосрочного применения антибиообрастающих покрытий со сложным потоком сред цвиттерионные покрытия должны не только ингибировать загрязнение цельной кровью, что является сложной задачей, но и сохранять свою эффективность при гемодинамическом воздействии в течение всего периода применения. Эти покрытия должны обеспечивать сильное стерическое отталкивание от адсорбции неспецифических белков и достигать подходящей плотности поверхностной упаковки для формирования барьера из гидратационной пленки между подложкой и сложной средой. Кроме того, они должны оставаться надежно прикрепленными к поверхности без отсоединения линкеров, крепящих покрытие к подложке30. Описанный здесь протокол разработан для обеспечения нанесения покрытий, отвечающих этим критическим требованиям для эффективной и долговечной защиты поверхности.

протокол

Протокол соответствует руководящим принципам комитета по этике исследований человека Университета Нью-Хейвена.

1. Покрытие искусственного контура легких

ПРИМЕЧАНИЕ: Искусственный контур легкого был покрыт после двухэтапной цвиттерионной трансплантации DOPA-SBMA. Детали оптоволоконного пучка/оксигенатора являются конфиденциальной информацией. В экспериментах, в которых основное внимание уделялось влиянию потока на противообрастающую активность легкого с покрытием, контур оксигенатора и трубки (трубка Tygon 5/16" с сопряженными поликарбонатными соединителями) подвергался воздействию 24-часового потока фосфатно-солевого буфера (PBS; pH 7,34, температура ~37 °C), ограниченного максимальной скоростью потока нашего насоса 1,22 л/мин. Для контекста, точная скорость потока в оксигенаторах зависит от потребностей пациента и конкретной клинической ситуации, но обычно она колеблется от 2 до 7 л/мин у взрослых пациентов. В этом случае PBS был использован для легкой количественной оценки ключевых маркеров свертывания крови, загрязненных на покрытых волокнах после потока. Любые искажающие эффекты от загрязнения цельной кровью, если использовать поток цельной крови для оценки влияния скорости сдвига на противообрастающую активность покрытых волокон, будут устранены с помощью PBS. Для нанесения покрытия на искусственное легкое были использованы следующие этапы:

  1. Очистите легочный контур путем рециркуляции 30% метанола в деионизированной (DI) воде в течение 20 минут, а затем рециркуляции 10% метанола в деионизированной воде и деионизированной воде в течение 20 минут.
  2. Осушите контур отфильтрованным бытовым воздухом при низком расходе в течение 2 ч перед воздействием ультрафиолетового озонолиза (УВО) на плазму.
  3. Поместите очищенный контур легких в плазмогенератор UVO (UVO-Cleaner), закройте его и включите прибор для плазменного взаимодействия плазмы UVO с прибором на 20 минут.
  4. После воздействия на плазму устройство должно незамедлительно приступить к этапу нанесения покрытия, чтобы ограничить перестройку поверхностной цепи и сокрытие реакционноспособных центров, образующихся в результате взаимодействия с плазмой.
  5. Пока происходит модификация поверхностей устройства, приготовьте свежий раствор для покрытия. В 600 мл буфера TRIS (pH 8,5) растворите 1,2 г дофамина-HCl с последующим растворением мономера сульфобетаина метакрилата (SBMA) в соотношении 1:15 DOPA:SMBA.
  6. Добавьте 5 мМ капель периодата натрия (20 μл) в раствор для покрытия и перемешайте. Используйте стеклянный стакан, магнитную мешалку и пластину для перемешивания со скоростью 150 об/мин для смешивания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Добавьте раствор покрытия в прибор не более чем через 20 минут после приготовления. Таким образом, если покрыто несколько легких, может быть полезен простой способ заправки устройств, например, использование насосов для заправки.
  7. Загрунтуйте легочное устройство раствором покрытия с помощью шприца большого объема (60 куб. см) для забора и заполнения контура. Когда один конец цепи зажат, подготовьте его с другого, гарантируя, что пузырьки воздуха могут быть выведены из цепи через разъем доступа к цепи.
  8. После полного заполнения поместите устройство под источник ультрафиолетового света на 2 часа и перемешивайте раствор, переориентируя концы загрунтованного устройства вверх и вниз каждые 10 минут.
  9. После обработки ультрафиолетовым излучением слейте воду из контура и аккуратно промойте все образцы деионизированной (DI) водой, заполнив шприцем объемом 60 куб. см и повторно скачав воду. Когда стоки ополаскивателя DI станут прозрачными, храните устройство, заправленное деионизированной водой, в холодильнике с температурой 4 °C для вскрытия и анализа поверхности.

2. Вскрытие легких

  1. Дренаж и сушка контура легких с фильтрованным и мягким потоком воздуха в химическом колпаке.
  2. Проведите вскрытие устройства, закрепив его в тисках с поворотным основанием. С помощью ленточной пилы рассеките входные/выходные соединения с корпусом устройства, а также передней и задней лицевыми панелями корпуса, аккуратно разрезая по их периферии с помощью промышленного ножа X-acto и молотка.
  3. После снятия лицевых панелей становятся доступными слои волокнистого мата. Тщательно разрежьте волокна, чтобы получить доступ к образцам матового волокна в любом месте пучка (например, на поверхности и внутри). Обрабатывайте образцы пинцетом по краям и перекладывайте их в пробирки объемом 60 мл, заполненные деионизированной водой, чтобы ограничить загрязнение пробы.

3. Оценка белкового загрязнения материалов легочного контура с покрытием

  1. Адсорбционный тест на фибриноген.
    1. Размер инкубации (~1 см x 1 см) стандартизированных волоконно-матовых образцов в 1 мл фибриногена 3 мг/мл в луночных планшетах в течение более 90 мин при 37 °C с перемешиванием при 60 об/мин.
    2. Промойте (3x) образцы PBS-буфером, перенесите их в новые лунки и добавьте 1 мл 1 мг/мл бычьего сывороточного альбумина (BSA) в каждую лунку. Инкубируйте еще 90 минут, затем снова промойте буфером PBS (3x) и перенесите образцы в новые лунки.
    3. В новые лунки добавьте 1 мл растворенного в соотношении 1:1000 антитела к фибриногену пероксидазы хрена (HRP) в PBS в каждую лунку и инкубируйте в течение 30 минут. Затем промойте (3x) образцы буфером PBS и перенесите их в новые лунки.
    4. В новые лунки добавить 500 мкл 1 мг/мл о-фенилендиамина (ОПД) в 0,1 М цитрат-фосфатный буфер с 0,03% перекисью водорода, рН 5,0 с интервалом 30 с и инкубировать вдали от света в течение 30 мин.
    5. Остановите реакцию пероксидазы и ОПД, добавив 500 мкл 1 Н HCL в каждую лунку.
    6. Удалите и перенесите надосадочную жидкость из каждой лунки в кювету. Измерьте поглощение надосадочной жидкости с помощью УФ-видимого спектрофотометра с длиной волны 492 нм.
  2. Тест на адгезию тромбоцитов.
    1. Разморозьте набор для анализа лактатдегидрогеназы (ЛДГ) в течение 20 минут.
    2. Пока идет процесс оттаивания, подготовьте объединенную плазму взрослого человека для получения обогащенной платлетами плазмы (PRP).
    3. Для приготовления ОТР центрифугируют размораженные пробирки с образцами плазмы человека при жестком отжиме при давлении 483 x g , чтобы разделить плазму на две области, в которых нижняя треть составляет ОТР, а верхние две трети пробирки будут содержать бедную тромбоцитами плазму (ППС).
    4. Удалите тромбоцитарные гранулы, образовавшиеся на дне пробирки, а также на верхних двух третях центрифугированной плазмы крови и диспергируйте гранулу в верхние две трети плазмы, осторожно встряхивая пробирки.
    5. Добавьте хлорид кальция (0,2 М) в PRP (1:1 v/v) для устранения эффектов цитратов перед тестированием.
    6. Инкубируйте образцы (~1 см x 1 см) в 500 мкл PRP в течение 90 мин при 37 °C, затем трижды промойте буфером PBS и перенесите их в новые лунки.
    7. Добавьте 300 μL PBS и 10 μL 10-кратного буфера для лизиса и инкубируйте в течение 45 минут.
    8. Добавьте 50 μл реакционной смеси и инкубируйте в течение 30 минут вдали от света.
    9. Добавьте 50 мкл гидрохлорида для остановки хорошо протекающих реакций.
    10. Для определения активности ЛДГ лизатов из адсорбированных тромбоцитов измеряют поглощение света разработанными луночными растворами на длинах волн 490 нм и 680 нм и вычитают показания 680 нм из 490 нм для анализа адгезии тромбоцитов.

4. Влияние потока на противообрастающую активность

  1. Загрунтуйте контур искусственного дыхания PBS и убедитесь в отсутствии утечки. Затем прикрепите контур к роликовому насосу и рециркулируйте PBS в течение 24 часов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Расход 1,22 л/мин был максимально достижимым.
  2. Чтобы смоделировать нормотермическую температуру крови, которая будет протекать через легочное устройство, инкубируйте искусственное легкое в водяной бане при температуре 37 °C во время рециркуляции.
  3. Затем проведите аутопсию легких и провокационные исследования на содержание белка, как описано выше.
    Примечание: Односторонний дисперсионный анализ был использован для определения наличия статистически значимых различий между средними независимыми группами, а HSD Тьюки был использован для определения того, какие конкретные группы отличались.

Результаты

Представлен протокол цвиттер-ионной полимерной пластики искусственного контура легких методом грунтовки, демонтажа устройства для отбора образцов покрытых волокон и оценки антиобрастания секционных волокон. На рисунке 1 показана модификация повер?...

Обсуждение

Волокна полипропилена (ПП) с покрытием PDMS в искусственном легком продемонстрировали взаимосвязь между воздействием озона и структурой волокон, установив предел сенсибилизации для ультрафиолетовой озоновой плазмы. Этот предел определяет время воздействия, необходи...

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых интересов. Д-р Кит Кук и д-р Дэвид Скуг владеют долей собственности в ART LLC.

Благодарности

Эта работа частично финансировалась в рамках соглашения об оказании услуг в соответствии с NIH 1R01HL140231-01A1.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
BeakersThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/search/browse/category/us/en/90094065Used in experiments
Beckman Coulter Allegra X-30R centrifugeBeckman Coulterhttps://www.mybeckman.in/centrifuges/general-purpose/allegra-x-30For centrifugations
Biochemguard BSL2 safety hoodBiochemguardhttps://bakerco.com/images/uploads/assets/BiochemGARD_220v_Web_0.pdfUsed for UV light source in graft coating
Bovine albumin serum (BSA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/bovineserumalbumin123459048468Fibrinogen assay materials
Citrated pooled male blood plasmaZenBiohttps://www.zen-bio.com/products/serum/human-blood-products.phpUsed for experiments
Citrate-phosphate bufferSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/citrate-phosphate-buffer?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=citrate-phosphate%20buffer&type=productFibrinogen assay materials
Dopamine-hydrochlorideSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/h60255For coating
Dopamine-hydrochlorideSigma-AldrichN/AFibrinogen assay materials
Fluorescein conjugated Goat Immunoglobulin G (IGG)Sigma Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/mm/aq303fFor Fluorescence Light Intensity measurements
Horseradish peroxidase-conjugated anti-fibrinogen antibodySigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/horseradish-peroxidase-conjugated-anti-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=horseradish%20peroxidase%20conjugated%20anti-fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Hot PlateThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/in/en/home/life-science/lab-equipment/hot-plates-stirrers/lab-hot-plates.htmlUsed in experiments
Human fibrinogen powderSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/human-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=human%20fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Jelight UVO-Cleaner model 144AXJelighthttps://www.jelight.com/uvo-cleaner/Used for plasma treatment of medical device materials
LDH assay kitABCAMhttps://www.abcam.com/en-us/products/assay-kits/ldh-assay-kit-lactate-dehydrogenase-assay-kit-colorimetric-ab102526For LDH assay
O-phenylenediamine (OPD)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p9029Fibrinogen assay materials
PDMS coated polypropylene fibersART LLCN/APart of artificial lung materials
Phosphate buffered saline (PBS)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p4417Fibrinogen assay materials
Plate Reader (BioTek)BioTekhttps://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/plate-reader-metabolic-assaysFor reading Fluorescence Light Intensity
Polydimethylsiloxane (PDMS)ART LLCN/APart of artificial lung materials
Sodium periodate (NaIO4)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/sodiummetaperiodate213897790285For coating
Stockert Shiley multiflow roller pumpSorin BiomedicalN/AFor flow experiments
Sulfobetaine methacrylate (SBMA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/sulfobetaine-methacrylate-(sbma)For coating
TRIS-buffered saline (pH 8.5)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8793Prepared in the lab from TRIS sachets
Tygon tubingART LLCN/APart of artificial lung materials

Ссылки

  1. Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Robbins, S. L. . Robbins and Cotran Pathologic Basis of Disease. 9th. , (2015).
  2. Davie, E. W., Kulman, J. D. An overview of the structure and function of thrombin. Semin Thromb Hemost. 32 (S 1), 003-015 (2006).
  3. Hirsh, J., O'Donnell, M., Weitz, J. I. New anticoagulants. Blood. 105 (2), 453-463 (2005).
  4. Mekaj, Y. H., Daci, F. T., Mekaj, A. Y. New insights into the mechanisms of action of aspirin and its use in the prevention and treatment of arterial and venous thromboembolism. Ther Clin Risk Manag. 11, 1449-1456 (2015).
  5. Li, Q., et al. Zwitterionic biomaterials. Chem Rev. 122 (23), 17073-17154 (2022).
  6. Shao, Q., Jiang, S. Molecular understanding and design of zwitterionic materials. Adv Mater. 27 (1), 15-26 (2015).
  7. Demarest, C. T., et al. The time course of clinical oxygenator failure due to clot formation. medRxiv. , (2020).
  8. Maul, T. M. ECMO anticoagulation: it's still the biggest challenge. , (2015).
  9. Camboni, D., Philipp, A., Arlt, M., Pfeiffer, M., Hilker, M., Schmid, C. First experience with a paracorporeal artificial lung in humans. Asaio J. 55 (3), 304-306 (2009).
  10. Gaylor, J. D., Mockros, L. F. Novel method for fabricating capillary membrane oxygenators. Med Biol Eng Comput. 16, 369-378 (1978).
  11. Naito, N., et al. Combination of polycarboxybetaine coating and factor XII inhibitor reduces clot formation while preserving normal tissue coagulation during extracorporeal life support. Biomaterials. 272, 120778 (2021).
  12. Amoako, K. A., Sundaram, H. S., Suhaib, A., Jiang, S., Cook, K. E. Multimodal, biomaterial-focused anticoagulation via superlow fouling zwitterionic functional groups coupled with anti-platelet nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 3 (6), 1500646 (2016).
  13. Hong, D., et al. Achieving ultralow fouling under ambient conditions via surface-initiated ARGET ATRP of carboxybetaine. ACS Appl Mater Interfaces. 9 (11), 9255-9259 (2017).
  14. Sundaram, H. S., et al. Achieving one-step surface coating of highly hydrophilic poly (carboxybetaine methacrylate) polymers on hydrophobic and hydrophilic surfaces. Adv Mater Interfaces. 1 (6), 1400071 (2014).
  15. Srinivasan, S., Chhatre, S. S., Mabry, J. M., Cohen, R. E., McKinley, G. H. Solution spraying of poly (methyl methacrylate) blends to fabricate microtextured, superoleophobic surfaces. Polymer. 52 (14), 3209-3218 (2011).
  16. Steele, A., Bayer, I., Loth, E. Inherently superoleophobic nanocomposite coatings by spray atomization. Nano Lett. 9 (1), 501-505 (2009).
  17. Wang, Y. B., Shi, K. H., Jiang, H. L., Gong, Y. K. Significantly reduced adsorption and activation of blood components in a membrane oxygenator system coated with crosslinkable zwitterionic copolymer. Acta Biomater. 40, 153-161 (2016).
  18. El-Ferzli, G. T., et al. A nitric oxide-releasing self-assembled peptide amphiphile nanomatrix for improving the biocompatibility of microporous hollow fibers. Asaio J. 61 (5), 589-595 (2015).
  19. Belanger, A., Decarmine, A., Jiang, S., Cook, K., Amoako, K. A. Evaluating the effect of shear stress on graft-to zwitterionic polycarboxybetaine coating stability using a flow cell. Langmuir. 35 (5), 1984-1988 (2018).
  20. Kim, S., et al. A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices. J Mater Chem B. 8 (36), 8305-8314 (2020).
  21. Kimmel, J. D., Arazawa, D. T., Ye, S. H., Shankarraman, V., Wagner, W. R., Federspiel, W. J. Carbonic anhydrase immobilized on hollow fiber membranes using glutaraldehyde activated chitosan for artificial lung applications. J Mater Sci Mater Med. 24, 2611-2621 (2013).
  22. Fischer, S., et al. Bridge to lung transplantation with the novel pumpless interventional lung assist device NovaLung. J Thorac Cardiovasc Surg. 131 (3), 719-723 (2006).
  23. Ukita, R., et al. Zwitterionic poly-carboxybetaine coating reduces artificial lung thrombosis in sheep and rabbits. Acta Biomater. 92, 71-81 (2019).
  24. Gupta, S., Amoako, K. A., Suhaib, A., Cook, K. E. Multi-modal, surface-focused anticoagulation using poly-2-methoxyethylacrylate polymer grafts and surface nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 1 (8), 1400012 (2014).
  25. Wang, W., et al. Hemocompatibility and oxygenation performance of polysulfone membranes grafted with polyethylene glycol and heparin by plasma-induced surface modification. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 105 (7), 1737-1746 (2017).
  26. Abednejad, A. S., Amoabediny, G., Ghaee, A. Surface modification of polypropylene blood oxygenator membrane by poly ethylene glycol grafting. Adv Mater Res. 816, 459-463 (2013).
  27. Kocakulak, M., Özgürtaş, T., Ayhan, H. Effect of poly (2-methoxyethyl acrylate)-coated oxygenators on haemolysis. J Biomater Sci Polym Ed. 17 (4), 449-460 (2006).
  28. Pieri, M., et al. A new phosphorylcholine-coated polymethylpentene oxygenator for extracorporeal membrane oxygenation: a preliminary experience. Perfusion. 28 (2), 132-137 (2013).
  29. De Somer, F., et al. Phosphorylcholine coating of extracorporeal circuits provides natural protection against blood activation by the material surface. Eur J Cardiothorac Surg. 18 (5), 602-606 (2000).
  30. Zhang, Y., et al. Anti-fouling surfaces for extracorporeal membrane oxygenation by surface grafting of hydrophilic sulfoxide polymers. Biomacromolecules. 23 (10), 4318-4326 (2022).
  31. Melchior, R. W., Sutton, S. W., Harris, W., Dalton, H. J. Evolution of membrane oxygenator technology for utilization during pediatric cardiopulmonary bypass. Pediatr Health Med Ther. 7, 45-56 (2016).
  32. Amoako, K., et al. Zwitterionic polysulfobetaine coating and antiplatelet liposomes reduce fouling in artificial lung circuits. Macromol Biosci. 23 (4), 2200479 (2023).
  33. Amoako, K., et al. PULM3: The effects of a two-step coating process and flow on artificial lung fiber fouling. Asaio J. 69 (Supplement 2), 88 (2023).
  34. Lee, H., Scherer, N. F., Messersmith, P. B. Single-molecule mechanics of mussel adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (35), 12999-13003 (2006).
  35. Krogsgaard, M., Behrens, M. A., Pedersen, J. S., Birkedal, H. Self-healing mussel-inspired multi-pH-responsive hydrogels. Biomacromolecules. 14 (2), 297-301 (2013).
  36. Ryu, J. H., Lee, Y., Kong, W. H., Kim, T. G., Park, T. G., Lee, H. Catechol-functionalized chitosan/pluronic hydrogels for tissue adhesives and hemostatic materials. Biomacromolecules. 12 (7), 2653-2659 (2011).
  37. Ou, X., et al. Structure and sequence features of mussel adhesive protein lead to its salt-tolerant adhesion ability. Sci Adv. 6 (39), eabb7620 (2020).
  38. Nobili, M., Sheriff, J., Morbiducci, U., Redaelli, A., Bluestein, D. Platelet activation due to hemodynamic shear stresses: damage accumulation model and comparison to in vitro measurements. Asaio J. 54 (1), 64-72 (2008).
  39. Toomasian, J. M., Bartlett, R. H. Hemolysis and ECMO pumps in the 21st century. Perfusion. 26 (1), 5 (2011).
  40. Jiang, S., Cao, Z. Ultralow-fouling, functionalizable, and hydrolysable zwitterionic materials and their derivatives for biological applications. Adv Mater. 22 (9), 920-932 (2010).
  41. Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
  42. Ding, Y. H., Floren, M., Tan, W. Mussel-inspired polydopamine for bio-surface functionalization. Biosurface Biotribology. 2 (4), 121-136 (2016).
  43. Lynge, M. E., van der Westen, R., Postma, A., Städler, B. Polydopamine-a nature-inspired polymer coating for biomedical science. Nanoscale. 3 (12), 4916-4928 (2011).
  44. Khan, N. U., Al-Aloul, M., Shah, R., Yonan, N. Early experience with the Levitronix Centrimag® device for extra-corporeal membrane oxygenation following lung transplantation. Eur J Cardiothorac Surg. 34 (6), 1262-1264 (2008).
  45. Werkkala, K., et al. Clinical durability of the CARMEDA bioactive surface in EXCOR ventricular assist device pumps. Asaio J. 62 (2), 139-142 (2016).
  46. Mahoney, C. B. Heparin-bonded circuits: clinical outcomes and costs. Perfusion. 13 (3), 192-204 (1998).
  47. Koster, A., et al. Heparin antibodies and thromboembolism in heparin-coated and noncoated ventricular assist devices. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 331-335 (2001).
  48. Wendel, H. P., Scheule, A. M., Eckstein, F. S., Ziemer, G. Haemocompatibility of paediatric membrane oxygenators with heparin-coated surfaces. Perfusion. 14 (1), 21-28 (1999).
  49. Stenach, N., Korn, R. L., Fisher, C. A., Jeevanandam, V., Addonizio, V. P., et al. The effects of heparin bound surface modification (Carmeda® Bioactive Surface) on human platelet alterations during simulated extracorporeal circulation. J Extracorporeal Technol. 24 (3), 97-102 (1992).
  50. Korn, R. L., et al. The effects of Carmeda Bioactive Surface on human blood components during simulated extracorporeal circulation. J Thorac Cardiovasc Surg. 111 (5), 1073-1084 (1996).
  51. Wendel, H. P., Heller, W., Gallimore, M. J., Hoffmeister, H. E. Heparin-coated oxygenators significantly reduce contact system activation in an in vitro cardiopulmonary bypass model. Blood Coagul Fibrinolysis. 5 (5), 673-678 (1994).
  52. Ueda, T., Oshida, H., Kurita, K., Ishihara, K., Nakabayashi, N. Preparation of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine copolymers with alkyl methacrylates and their blood compatibility. Polym J. 24 (11), 1259-1269 (1992).
  53. Preston, T. J., et al. Modified surface coatings and their effect on drug adsorption within the extracorporeal life support circuit. J Extracorporeal Technol. 42 (3), 199-202 (2010).
  54. Reser, D., et al. Retrospective analysis of outcome data with regards to the use of Phisio®-, Bioline®-or Softline®-coated cardiopulmonary bypass circuits in cardiac surgery. Perfusion. 27 (6), 530-534 (2012).
  55. Ask, A., Holt, D., Smith, L. In vivo comparison study of FDA-approved surface-modifying additives and poly-2-methoxyethylacrylate circuit surfaces coatings during cardiopulmonary bypass. J Extracorporeal Technol. 38 (1), 27-32 (2006).
  56. Montoya, J. P., Shanley, C. J., Merz, S. I., Bartlett, R. H. Plasma leakage through microporous membranes: Role of phospholipids. Asaio J. 38 (3), M399-M405 (1992).
  57. Musch, G., et al. Small pore size microporous membrane oxygenator reduces plasma leakage during prolonged extracorporeal circulation: a case report. Int J Artif Organs. 19 (3), 177-180 (1996).
  58. Mottaghy, K., et al. Technical aspects of plasma leakage prevention in microporous capillary membrane oxygenators. Asaio J. 35 (3), 640-643 (1989).
  59. Bragard, I., et al. Breaking bad news in the emergency department: a randomized controlled study of a training using role-play simulation. Crit Care. 22 (Suppl. 1), (2018).
  60. Bertini, P., et al. ECMO in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Cardiothorac Vasc Anesth. 36 (8), 2700-2706 (2022).
  61. Alessandri, F., Di Nardo, M., Ramanathan, K., Brodie, D., MacLaren, G. Extracorporeal membrane oxygenation for COVID-19-related acute respiratory distress syndrome: a narrative review. J Intensive Care. 11 (1), 5 (2023).
  62. Doolittle, R. F. Fibrinogen and fibrin. Annu Rev Biochem. 53 (1), 195-229 (1984).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

217in situ

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены