Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu çalışma, akciğer cihazının astarlanmasıyla kaplanmış yapay akciğer içi boş liflerin zehirli boya aktivitesini araştırdı. Liflerin bu yüzey modifikasyonu yaklaşımı pratik olsa da, kaplama işleminin etkinliği, demet içindeki lif mat katmanları boyunca greft kapsamına bağlıdır.

Özet

Yapay akciğer lifi demetinin yüksek yüzey alanı-hacim oranı gaz değişimini arttırsa da, liflerin geniş yüzey alanı, yoğun düzenlemesi ve yüzey kimyaları tromboza önemli katkıda bulunur. Bunu hafifletmek için, trombozu sınırlamaya ve sistemik antikoagülanların neden olduğu tromboemboli veya kanama riskini azaltmaya yardımcı olabilecek spesifik olmayan protein kirlenmesini etkili bir şekilde azaltmak için yüzey kimyasını düzgün bir şekilde değiştirmek önemlidir.

Bu çalışmada, zwitteriyonik polimer greftlerin polipropilen elyaf demetleri üzerindeki uygulama ve zehirli boya özelliklerini araştırdık. Aşılama işlemi, yapay akciğer cihazının yerinde kaplama için zwitteriyonik polisülfobetain molekülleri ve polidopamin bağlayıcıları ile astarlanmasını içeriyordu. Antifouling performansı, standart fibrinojen enzimine bağlı immünosorbent testi (ELISA) ve trombosit laktat dehidrojenaz kirlenme testleri kullanılarak değerlendirildi. X-ışını Fotoelektron Spektroskopisi, yüzey kaplamasını doğruladı ve kaplanmış elyaflarda, kaplanmamış olanlara kıyasla kirlenmede önemli azalmalar gözlendi, bu da aşılama işleminin faydasını ve zehirli boya etkilerinin vaadini gösterdi.

Bununla birlikte, demet içindeki lifler üzerindeki kaplamanın görünümünde, genel zehirli boya performansını etkileyebilecek astarlama işlemi ile kaplama ile farklılıklar kaydedildi. Bu sorunun ele alınması, yerinde aşılama yoluyla modifiye edilmiş akciğer lifi demetlerinin zehirli boya etkinliğini daha da artırabilir.

Giriş

İçi boş fiber membranlar olarak da bilinen yapay akciğer lifleri, kritik hastalara solunum desteği sağlayan ekstrakorporeal membran oksijenasyon (ECMO) cihazlarının imalatı için gerekli malzemelerdir. Bu liflerin birden fazla katmanı, gaz değişim ünitesi olarak hizmet eden yoğun bir demet oluşturur. Bununla birlikte, polimerik lif yüzeyi, kan pıhtılaşma kaskadını aktive ederek pıhtı oluşumuna (tromboz) yol açar. Yapay yüzeylerdeki tromboz, esas olarak, bir kan pıhtısı oluşumuna yol açan karmaşık bir enzimatik reaksiyon dizisi olan pıhtılaşma kaskadının aktivasyonu ile yönlendirilir. Kan, tıbbi cihazlardakiler (örn. yapay akciğerler, stentler, kateterler) gibi yabancı maddelerle temas ettiğinde, pıhtılaşma kaskadıtetiklenir 1,2. Bu işlem, kanın yapay materyalin yüzeylerine maruz kalmasıyla başlar ve bu da kaskadının içsel yolunu aktive eder. Bu aktivasyon, fibrinojeni fibrine dönüştüren ve bir pıhtının yapısal temelini oluşturan anahtar bir enzim olan trombinin oluşumuna yol açar. Eşzamanlı olarak, trombositler aktive edilir ve bölgede toplanır, bu da pıhtıyı daha da güçlendirir. Sonuç, kan akışını engelleyebilen ve felç veya miyokard enfarktüsü gibi ciddi komplikasyonlara yol açabilen trombozdur.

Yapay yüzeylerde trombozu önlemek için, heparin, warfarin gibi geleneksel antikoagülanlar ve daha yeni doğrudan oral antikoagülanlar (DOAC'ler) yaygın olarak kullanılmaktadır 3,4. Bu ilaçlar, pıhtılaşma kademesinin çeşitli adımlarına müdahale ederek çalışır. Örneğin, heparin, doğal bir trombin inhibitörü olan antitrombin III'ün aktivitesini arttırırken, warfarin, K vitaminine bağlı pıhtılaşma faktörlerinin sentezini inhibe eder. Bununla birlikte, antikoagülanların kullanımı çeşitli zorluklar ortaya çıkarmaktadır. İlk olarak, bazı durumlarda yaşamı tehdit edebilen kanama riskini artırırlar. İkincisi, antikoagülanların etkinliği değişken olabilir ve özellikle warfarin ile düzenli izleme ve doz ayarlamaları gerektirir. Ek olarak, uzun süreli antikoagülan kullanımı osteoporoz ve cilt nekrozu gibi yan etkilerle ilişkilidir. Sistemik antikoagülasyon gereksinimi, kanama riski yüksek olan hastalarda tıbbi cihazların kullanımını da sınırlamaktadır.

Tromboz, içi boş elyaf zarı boyunca gaz değişimini engelleyebildiğinden, biyolojik kirlenmeyi önlemek için daldırma kaplama ve elektroeğirme gibi çeşitli yöntemler kullanılarak akciğer liflerine zehirli boyalar uygulanmıştır 5,6. Yapay akciğer üreticileri tipik olarak elyaf üreticilerinden ticari olarak elde edilen içi boş elyafları işler ve liflerin katı bir çekirdek etrafında demetlenmesi, demet uçlarının çömlekçileştirilmesi (yapıştırılması), saksı demetlerinin gaz ve kan akış kanalları içeren bir muhafaza kapsülüne dahil edilmesi ve montaj sonrası temizlik gibi adımlarla akciğerlere monte edilir. Akciğere implante edilmemiş liflerin kaplanması daha esnek olabilirken, ön demetleme aşamasındaki bir yüzey modifikasyonu, yüzey kaplaması ile sonraki proses ortamları arasında mekanik ve kimyasal etkileşimler gerektiren birkaç üretim adımına tabi tutulacaktır, bu da trombozu sınırlamak için yüksek kaplama kapsamının gerekli olduğu bir cihazda liflerin bozulmasına yol açabilir. Alternatif olarak, kaplama saksı demetine uygulanabilir. Bitmiş akciğerleri kaplama yeteneğinin bir avantajı, yapay akciğer cihazının ve diğer birçok cihazın yüzey mühendisliğine pratik ve kolay bir modifikasyon yaklaşımı olmasıdır. Ancak genel olarak, ister sprey ister daldırma kaplama yoluyla olsun, kaplamaların uygulanma yöntemi, trombozun önlenmesi için kaplamanın kendisinin etkinliğinden daha az kritiktir. Örneğin, tıbbi cihazlarda kullanılan içi boş lifler, ekstrüzyon sırasında daldırma ile kaplanabilir, daha sonra paspaslar halinde örülebilir, demetler halinde sarılabilir ve bitmiş bir yapay akciğer cihazına dahil edilebilir. Alternatif olarak, cihaz üretildikten sonra kaplamalar uygulanabilir. Bununla birlikte, temel faktörler, anti-trombotik kaplamanın etkili uygulaması, dayanıklılığı ve etkinliğidir5. Bunun nedeni, sistemik antikoagülasyonun yokluğunda, bu kaplamaların işlevinin pıhtı oluşumunu önlemek için yapbozun önemli bir parçası olması ve etkili trombozun önlenmesini sağlamak için yüksek verimli ve uzun ömürlü bir zehirli boya özelliğine ihtiyaç duyulmasını gerektirmesidir.

Bugüne kadar antitrombojenik kaplamaların uygulanmasına ve antikoagülanların eşzamanlı düşük dozda uygulanmasına rağmen, yapay akciğer modülü, tromboz nedeniyle günler ila 3 hafta arasında değişen nispeten kısa bir kullanım süresinden sonradeğiştirilmelidir 7,8. Fiber zarlarının gaz değişim verimliliği, liflerin geniş alanlarını kaplayan ve gaz difüzyon bariyerleriniartıran zarlı bir kan pıhtısı yapısı (fibrin, tek hücreler ve hücre kümelerinden oluşan) tarafından kirlenme nedeniyle nispeten kısa bir süre sonra bozulur 9. Genel olarak kullanılan kaplama türü ve uygulama yöntemi 10,11,12,13,14,15,16,17,18 biyouyumluluk ve dayanıklılık gibi istenen özelliklere bağlıdır. Yapay akciğer lifleri üzerinde çeşitli zehirli boya örnekleri kullanılmıştır. Bunlar arasında biyouyumluluğu19, dayanıklılığı ve biyolojik kirlenmeye karşı direnci nedeniyle yaygın olarak kullanılan silikon; biyouyumluluğu ve biyolojik kirlenmeye karşı direnci nedeniyle poliüretan (PU)20; Biyouyumlu ve antimikrobiyal özellikleri nedeniyle kitosan21,22, trombin 23,8'i inaktive eden heparin ve poli(etilen glikol)25,26, poli (2-metoksietil akrilat)27 ve fosforilkolin28,29 dahil olmak üzere hidrofilik24 polimer bazlı kaplamalar.

Zwitteriyonik kaplamalar, sistemik antikoagülasyona ihtiyaç duymadan yapay yüzeylerde trombozu azaltmak için umut verici bir stratejiyi temsil etmektedir 5,6. Bu kaplamalar, birbirini dengeleyen ve oldukça hidrofilik, kirlenmeyen bir yüzey ile sonuçlanan hem pozitif hem de negatif yüklü moleküllerden oluşur. Bu kaplamaların zwitteriyonik yapısı, her ikisi de pıhtılaşma kaskadının başlatılmasında kritik adımlar olan protein adsorpsiyonunu ve trombosit yapışmasını azaltır. Kan proteinleri ve yapay yüzey arasındaki ilk etkileşimi önleyerek, zwitteriyonik kaplamalar pıhtılaşma kaskadının aktivasyonunu etkili bir şekilde inhibe eder ve tromboz riskini azaltır. Bu yaklaşım sadece sistemik antikoagülanlara olan ihtiyacı en aza indirmekle kalmaz, aynı zamanda tıbbi cihazların uzun süreli kullanımı için daha biyouyumlu bir çözüm sunar.

Bu çalışmada, yapay akciğerin bir yüzey yapıştırıcı polidopamin (pDOPA) tabakası ile birleştirilmiş ultra düşük kirletici zwitteriyonik poli (sülfobetain metakrilat) (pSBMA) kaplama ile astarlanmasının etkinliğini değerlendirdik. Cihaz astarlandıktan sonra, kaplama işlemi sırasında 2 saat boyunca her 10 dakikada bir yan yana konumlandırıldı. Elyaf demeti boyunca kaplamadaki potansiyel varyasyonları değerlendirmek için, yüzeyde ve demet içinde bulunan elyaflar üzerindeki fibrinojen ve trombosit kirlenmesini ölçtük. Ek olarak, akışa maruz kalmadan önce ve sonra akciğerlerden gelen kirlenme verilerini karşılaştırarak akışın zehirli boya performansı üzerindeki etkisini analiz ettik. Karmaşık ortam akışını içeren uzun süreli antibiyofouling uygulamaları için, zwitteriyonik kaplamalar sadece zorlu bir görev olan tam kandan kirlenmeyi engellemekle kalmamalı, aynı zamanda uygulama süresi boyunca hemodinamik stres altında etkinliklerini de korumalıdır. Bu kaplamaların, spesifik olmayan protein adsorpsiyonuna karşı güçlü sterik itme sağlaması ve substrat ile karmaşık ortam arasında bir hidrasyon filmi bariyeri oluşturmak için uygun bir yüzey paketleme yoğunluğu elde etmesi gerekir. Ayrıca, kaplamayı alt tabakaya30 sabitleyen bağlayıcılar ayrılmadan yüzeye güvenli bir şekilde bağlı kalmalıdırlar. Burada açıklanan protokol, etkili ve dayanıklı yüzey koruması için bu kritik gereksinimleri karşılayan kaplamaların uygulanmasını sağlamak üzere tasarlanmıştır.

Protokol

Protokol, New Haven Üniversitesi insan araştırmaları etik komitesinin yönergelerini takip eder.

1. Yapay akciğer devresinin kaplanması

NOT: Yapay akciğer devresi, iki aşamalı zwitteriyonik DOPA-SBMA greftleme yaklaşımı izlenerek kaplandı. Fiber demeti/oksijenatör detayları tescilli bilgilerdir. Akışın kaplanmış akciğerin zehirli boya aktivitesi üzerindeki etkilerinin odak noktası olduğu deneylerde, oksijenatör ve boru devresi (konjuge polikarbonat konektörlere sahip 5/16" Tygon hortumu), pompamızın maksimum 1,22 L/dk akış hızı ile sınırlı 24 saat fosfat tamponlu tuzlu su (PBS; pH 7.34, sıcaklık ~ 37 °C) akışına tabi tutulmuştur. Bağlam açısından, oksijenatörlerdeki kesin akış hızları hastanın ihtiyaçlarına ve spesifik klinik duruma bağlıdır, ancak yetişkin hastalarda genellikle 2-7 L/dk arasında değişir. Bu durumda, akıştan sonra kaplanmış lifler üzerindeki temel kan pıhtılaşma markörü kirlenmesinin kolay bir şekilde ölçülmesine izin vermek için PBS kullanıldı. Kesme hızının kaplanmış liflerin zehirli boya aktivitesi üzerindeki etkilerini değerlendirmek için tam kan akışı kullanılıyorsa, tam kan kirlenmesinden kaynaklanan herhangi bir kafa karıştırıcı etki, PBS kullanılarak ortadan kaldırılacaktır. Yapay akciğeri kaplamak için aşağıdaki adımlar kullanıldı:

  1. %30 metanolü deiyonize (DI) suda 20 dakika boyunca yeniden dolaştırarak, ardından %10 metanolü DI suda ve DI suda 20 dakika yeniden dolaştırarak akciğer devresini temizleyin.
  2. Ultraviyole ozonoliz (UVO) plazmasına maruz kalmadan önce devreyi filtrelenmiş ev havası ile düşük akışta 2 saat kurutun.
  3. Temizlenmiş akciğer devresini bir UVO plazma jeneratörüne (UVO-Temizleyici) yerleştirin, kapatın ve cihazla plazma etkileşimi için UVO plazma jeneratörü cihazını 20 dakika boyunca açın.
  4. Plazmaya maruz kaldıktan sonra, cihaz, yüzey zincirinin yeniden düzenlenmesini ve plazma etkileşiminden kaynaklanan reaktif bölgelerin gizlenmesini sınırlamak için gecikmeden kaplama adımına geçmelidir.
  5. Cihazın yüzeyleri değiştirilirken yeni bir kaplama solüsyonu hazırlayın. 600 mL TRIS tamponunda (pH 8.5), 1.2 g Dopamin-HCl'yi çözün ve ardından sülfobetain metakrilat (SBMA) monomerini 1:15 DOPA: SMBA oranında çözün.
  6. Kaplama çözeltisine 5 mM sodyum periodat (20 μL) damlacıkları ekleyin ve karıştırın. Karıştırmaya yardımcı olması için bir cam beher, manyetik bir karıştırma çubuğu ve 150 rpm'de bir karıştırma plakası kullanın.
    NOT: Kaplama solüsyonunu, hazırlandıktan sonra en fazla 20 dakika içinde cihaza ekleyin. Bu nedenle, birden fazla akciğer kaplanmışsa, cihazları doldurmanın kolay bir yolu - örneğin, doldurma için pompaların kullanılması - yardımcı olabilir.
  7. Devreyi çizmek ve doldurmak için büyük hacimli bir şırınga (60 cc) kullanarak akciğer cihazını kaplama solüsyonu ile astarlayın. Devrenin bir ucu kenetlenmişken, diğer ucundan astarlayın ve hava kabarcıklarının bir devre erişim konektörü aracılığıyla devreden dışarı yönlendirilebilmesini sağlayın.
  8. Tamamen hazır olduğunda, cihazı 2 saat boyunca bir UV ışık kaynağının altına yerleştirin ve astarlanmış cihazın uçlarını her 10 dakikada bir yukarı ve aşağı yeniden yönlendirerek çözeltiyi çalkalayın.
  9. UV ışığı işleminden sonra devreyi boşaltın ve tüm numuneleri 60 cc'lik bir şırınga ile astarlayarak ve tekrar tekrar boşaltarak deiyonize (DI) su ile nazikçe durulayın. DI durulamasının çıkış suyu berrak olduğunda, cihazı otopsi ve yüzey analizleri için DI su ile doldurulmuş olarak 4 °C'lik bir buzdolabında saklayın.

2. Akciğer otopsisi

  1. Kimyasal bir başlıkta filtrelenmiş ve yumuşak hava akışı ile akciğer devresini boşaltın ve kurutun.
  2. Cihaz otopsisini, Döner Tabanlı bir Tezgah Mengenesine sabitleyerek gerçekleştirin. Cihaz muhafazasına ve muhafazanın ön ve arka yüz plakalarına giriş/çıkış bağlantılarını ayırmak için bir şerit testere kullanın, endüstriyel sınıf bir X-acto bıçak ve bir çekiç kullanarak çevrelerini dikkatlice kesin.
  3. Yüz plakalarını çıkardıktan sonra, fiber mat katmanlarına erişilebilir. Demet içindeki herhangi bir yerdeki (örn. yüzey ve iç) elyaf mat numunelerine erişmek için lifler arasında dikkatlice bölümlere ayırın. Numuneleri kenarlarında cımbızla tutun ve numune kontaminasyonunu sınırlamak için deiyonize suyla dolu 60 mL'lik tüplere aktarın.

3. Kaplanmış akciğer devre malzemeleri üzerindeki protein kirlenmesinin değerlendirilmesi

  1. Fibrinojen adsorpsiyon testi.
    1. Boyut (~ 1 cm x 1 cm) standardize edilmiş fiber mat numuneleri, 60 rpm'de çalkalama ile 37 ° C'de 90 dakikadan fazla bir süre boyunca kuyu plakalarında 1 mL 3 mg / mL fibrinojen içinde inkübe edin.
    2. (3x) numuneleri PBS tamponu ile yıkayın, yeni oyuklara aktarın ve her oyuğa 1 mL 1 mg / mL sığır serum albümini (BSA) ekleyin. 90 dakika daha inkübe edin, ardından PBS tamponu (3x) ile tekrar yıkayın ve numuneleri yeni kuyucuklara aktarın.
    3. Yeni kuyucuklarda, her bir oyuğa PBS'de 1 mL 1:1000 seyreltme At turpu peroksidaz (HRP) konjuge fibrinojen antikoru ekleyin ve 30 dakika inkübe edin. Daha sonra (3x) numuneleri PBS tamponu ile yıkayın ve yeni kuyucuklara aktarın.
    4. Yeni kuyucuklarda, 0.1 M sitrat-fosfat tamponuna %0.03 hidrojen peroksit, pH 5.0 pH 30 s aralıklarla 500 μL 1 mg/mL o-Fenilendiamin (OPD) ekleyin ve 30 dakika ışıktan uzakta inkübe edin.
    5. Her kuyucuğa 500 μL 1 N HCL ekleyerek peroksidaz ve OPD reaksiyonunu durdurun.
    6. Süpernatanı her kuyudan çıkarın ve bir küvete aktarın. 492 nm'de UV görünür bir spektrofotometre kullanarak süpernatantın emilimini ölçün.
  2. Trombosit yapışma testi.
    1. Laktat dehidrojenaz (LDH) test kitini 20 dakika boyunca çözdürün.
    2. Çözülme devam ederken, platletten zengin plazma (PRP) elde etmek için havuzlanmış yetişkin insan plazmasını hazırlayın.
    3. PRP'yi hazırlamak için, santrifüj çözülmüş insan plazma numune tüplerini 483 x g'da sert bir dönüşte çözdürerek plazmayı iki bölgeye ayırır, burada alt üçte biri PRP'dir ve tüpün üst üçte ikisi trombositten fakir plazmayı (PPP) içerecektir.
    4. Tüpün dibinde oluşan trombosit peletlerini ve santrifüjlenmiş kan plazmasındaki üst üçte ikisini çıkarın ve tüpleri hafifçe sallayarak peleti plazmanın üst üçte ikisine dağıtın.
    5. Testten önce sitratların etkilerini tersine çevirmek için PRP'ye (1:1 v/v) kalsiyum klorür (0,2 M) ekleyin.
    6. Numuneleri (~ 1 cm x 1 cm) 500 μL PRP'de 37 ° C'de 90 dakika inkübe edin, daha sonra PBS tamponu ile üç kez durulayın ve yeni kuyucuklara aktarın.
    7. 300 μL PBS ve 10 μL 10x lizis tamponu ekleyin ve 45 dakika inkübe edin.
    8. 50 μL reaksiyon karışımı ekleyin ve ışıktan uzakta 30 dakika inkübe edin.
    9. Kuyu reaksiyonlarını durdurmak için 50 μL HCL ekleyin.
    10. Adsorbe edilmiş trombositlerden lizatların LDH aktivitesini tespit etmek için, 490 nm ve 680 nm dalga boylarında geliştirilen kuyu çözeltileri ile ışık emilimini ölçün ve trombosit yapışmasını analiz etmek için 680 nm okumasını 490 nm'den çıkarın.

4. Antifouling aktivitesi üzerindeki akış etkileri

  1. Yapay akciğer devresini PBS ile doldurun ve sızıntı olmadığından emin olun. Ardından, devreyi silindir pompasına takın ve PBS'yi 24 saat boyunca yeniden dolaştırın.
    NOT: 1.22 L/dk'lık bir akış hızı elde edilebilecek en yüksek hızdı.
  2. Akciğer cihazından akacak kanın normotermik sıcaklığını simüle etmek için, devridaim sırasında yapay akciğeri 37 ° C'lik bir su banyosunda inkübe edin.
  3. Ardından, yukarıda açıklandığı gibi akciğer otopsisi ve protein kirlenmesi meydan okuma çalışmaları yapın.
    NOT: Bağımsız grupların ortalamaları arasında istatistiksel olarak anlamlı farklılıklar olup olmadığını belirlemek için tek yönlü varyans analizi kullanıldı ve hangi spesifik grupların farklılaştığını belirlemek için Tukey'in HSD'si kullanıldı.

Sonuçlar

Astarlama ile yapay akciğer devresinin zwitteriyonik polimer greftlemesi, kaplanmış elyaf numunesi toplama için cihazın sökülmesi ve kesitli elyafların zehirli boya değerlendirmesi için bir protokol sunulmaktadır. Şekil 1'de, yapay akciğer devresi yaklaşımının yüzey modifikasyonu gösterilmektedir. Akciğerler, radikal oksijen singletinin liflerle etkileşimi için UVO plazmasına maruz bırakıldı, ardından kaplama çözeltisi ile astarl...

Tartışmalar

Yapay akciğerdeki PDMS kaplı polipropilen (PP) lifleri, ozon maruziyeti ile lif yapısı arasında bir ilişki gösterdi ve ultraviyole ozon plazması için bir duyarlılık sınırı oluşturdu. Bu sınır, özellikle polidopamin ve polisülfobetain metakrilat olmak üzere aşılama kaplama malzemeleri için yüzey radikalleri oluşturmak için gereken maruz kalma sürelerine kılavuzluk eder. Lifler 20 dakikadan daha kısa bir süre ultraviyole ozon plazmasına maruz kaldığında, ?...

Açıklamalar

Yazarlar rekabet eden hiçbir mali çıkar beyan etmemektedir. Dr. Keith Cook ve Dr. David Skoog, ART LLC'de mülkiyet hissesine sahiptir.

Teşekkürler

Bu çalışma kısmen NIH 1R01HL140231-01A1 kapsamındaki bir hizmet sözleşmesi yoluyla finanse edilmiştir.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
BeakersThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/search/browse/category/us/en/90094065Used in experiments
Beckman Coulter Allegra X-30R centrifugeBeckman Coulterhttps://www.mybeckman.in/centrifuges/general-purpose/allegra-x-30For centrifugations
Biochemguard BSL2 safety hoodBiochemguardhttps://bakerco.com/images/uploads/assets/BiochemGARD_220v_Web_0.pdfUsed for UV light source in graft coating
Bovine albumin serum (BSA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/bovineserumalbumin123459048468Fibrinogen assay materials
Citrated pooled male blood plasmaZenBiohttps://www.zen-bio.com/products/serum/human-blood-products.phpUsed for experiments
Citrate-phosphate bufferSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/citrate-phosphate-buffer?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=citrate-phosphate%20buffer&type=productFibrinogen assay materials
Dopamine-hydrochlorideSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/h60255For coating
Dopamine-hydrochlorideSigma-AldrichN/AFibrinogen assay materials
Fluorescein conjugated Goat Immunoglobulin G (IGG)Sigma Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/mm/aq303fFor Fluorescence Light Intensity measurements
Horseradish peroxidase-conjugated anti-fibrinogen antibodySigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/horseradish-peroxidase-conjugated-anti-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=horseradish%20peroxidase%20conjugated%20anti-fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Hot PlateThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/in/en/home/life-science/lab-equipment/hot-plates-stirrers/lab-hot-plates.htmlUsed in experiments
Human fibrinogen powderSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/human-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=human%20fibrinogen&type=productFibrinogen assay materials
Jelight UVO-Cleaner model 144AXJelighthttps://www.jelight.com/uvo-cleaner/Used for plasma treatment of medical device materials
LDH assay kitABCAMhttps://www.abcam.com/en-us/products/assay-kits/ldh-assay-kit-lactate-dehydrogenase-assay-kit-colorimetric-ab102526For LDH assay
O-phenylenediamine (OPD)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p9029Fibrinogen assay materials
PDMS coated polypropylene fibersART LLCN/APart of artificial lung materials
Phosphate buffered saline (PBS)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p4417Fibrinogen assay materials
Plate Reader (BioTek)BioTekhttps://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/plate-reader-metabolic-assaysFor reading Fluorescence Light Intensity
Polydimethylsiloxane (PDMS)ART LLCN/APart of artificial lung materials
Sodium periodate (NaIO4)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/sodiummetaperiodate213897790285For coating
Stockert Shiley multiflow roller pumpSorin BiomedicalN/AFor flow experiments
Sulfobetaine methacrylate (SBMA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/sulfobetaine-methacrylate-(sbma)For coating
TRIS-buffered saline (pH 8.5)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8793Prepared in the lab from TRIS sachets
Tygon tubingART LLCN/APart of artificial lung materials

Referanslar

  1. Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Robbins, S. L. . Robbins and Cotran Pathologic Basis of Disease. 9th. , (2015).
  2. Davie, E. W., Kulman, J. D. An overview of the structure and function of thrombin. Semin Thromb Hemost. 32 (S 1), 003-015 (2006).
  3. Hirsh, J., O'Donnell, M., Weitz, J. I. New anticoagulants. Blood. 105 (2), 453-463 (2005).
  4. Mekaj, Y. H., Daci, F. T., Mekaj, A. Y. New insights into the mechanisms of action of aspirin and its use in the prevention and treatment of arterial and venous thromboembolism. Ther Clin Risk Manag. 11, 1449-1456 (2015).
  5. Li, Q., et al. Zwitterionic biomaterials. Chem Rev. 122 (23), 17073-17154 (2022).
  6. Shao, Q., Jiang, S. Molecular understanding and design of zwitterionic materials. Adv Mater. 27 (1), 15-26 (2015).
  7. Demarest, C. T., et al. The time course of clinical oxygenator failure due to clot formation. medRxiv. , (2020).
  8. Maul, T. M. ECMO anticoagulation: it's still the biggest challenge. , (2015).
  9. Camboni, D., Philipp, A., Arlt, M., Pfeiffer, M., Hilker, M., Schmid, C. First experience with a paracorporeal artificial lung in humans. Asaio J. 55 (3), 304-306 (2009).
  10. Gaylor, J. D., Mockros, L. F. Novel method for fabricating capillary membrane oxygenators. Med Biol Eng Comput. 16, 369-378 (1978).
  11. Naito, N., et al. Combination of polycarboxybetaine coating and factor XII inhibitor reduces clot formation while preserving normal tissue coagulation during extracorporeal life support. Biomaterials. 272, 120778 (2021).
  12. Amoako, K. A., Sundaram, H. S., Suhaib, A., Jiang, S., Cook, K. E. Multimodal, biomaterial-focused anticoagulation via superlow fouling zwitterionic functional groups coupled with anti-platelet nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 3 (6), 1500646 (2016).
  13. Hong, D., et al. Achieving ultralow fouling under ambient conditions via surface-initiated ARGET ATRP of carboxybetaine. ACS Appl Mater Interfaces. 9 (11), 9255-9259 (2017).
  14. Sundaram, H. S., et al. Achieving one-step surface coating of highly hydrophilic poly (carboxybetaine methacrylate) polymers on hydrophobic and hydrophilic surfaces. Adv Mater Interfaces. 1 (6), 1400071 (2014).
  15. Srinivasan, S., Chhatre, S. S., Mabry, J. M., Cohen, R. E., McKinley, G. H. Solution spraying of poly (methyl methacrylate) blends to fabricate microtextured, superoleophobic surfaces. Polymer. 52 (14), 3209-3218 (2011).
  16. Steele, A., Bayer, I., Loth, E. Inherently superoleophobic nanocomposite coatings by spray atomization. Nano Lett. 9 (1), 501-505 (2009).
  17. Wang, Y. B., Shi, K. H., Jiang, H. L., Gong, Y. K. Significantly reduced adsorption and activation of blood components in a membrane oxygenator system coated with crosslinkable zwitterionic copolymer. Acta Biomater. 40, 153-161 (2016).
  18. El-Ferzli, G. T., et al. A nitric oxide-releasing self-assembled peptide amphiphile nanomatrix for improving the biocompatibility of microporous hollow fibers. Asaio J. 61 (5), 589-595 (2015).
  19. Belanger, A., Decarmine, A., Jiang, S., Cook, K., Amoako, K. A. Evaluating the effect of shear stress on graft-to zwitterionic polycarboxybetaine coating stability using a flow cell. Langmuir. 35 (5), 1984-1988 (2018).
  20. Kim, S., et al. A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices. J Mater Chem B. 8 (36), 8305-8314 (2020).
  21. Kimmel, J. D., Arazawa, D. T., Ye, S. H., Shankarraman, V., Wagner, W. R., Federspiel, W. J. Carbonic anhydrase immobilized on hollow fiber membranes using glutaraldehyde activated chitosan for artificial lung applications. J Mater Sci Mater Med. 24, 2611-2621 (2013).
  22. Fischer, S., et al. Bridge to lung transplantation with the novel pumpless interventional lung assist device NovaLung. J Thorac Cardiovasc Surg. 131 (3), 719-723 (2006).
  23. Ukita, R., et al. Zwitterionic poly-carboxybetaine coating reduces artificial lung thrombosis in sheep and rabbits. Acta Biomater. 92, 71-81 (2019).
  24. Gupta, S., Amoako, K. A., Suhaib, A., Cook, K. E. Multi-modal, surface-focused anticoagulation using poly-2-methoxyethylacrylate polymer grafts and surface nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 1 (8), 1400012 (2014).
  25. Wang, W., et al. Hemocompatibility and oxygenation performance of polysulfone membranes grafted with polyethylene glycol and heparin by plasma-induced surface modification. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 105 (7), 1737-1746 (2017).
  26. Abednejad, A. S., Amoabediny, G., Ghaee, A. Surface modification of polypropylene blood oxygenator membrane by poly ethylene glycol grafting. Adv Mater Res. 816, 459-463 (2013).
  27. Kocakulak, M., Özgürtaş, T., Ayhan, H. Effect of poly (2-methoxyethyl acrylate)-coated oxygenators on haemolysis. J Biomater Sci Polym Ed. 17 (4), 449-460 (2006).
  28. Pieri, M., et al. A new phosphorylcholine-coated polymethylpentene oxygenator for extracorporeal membrane oxygenation: a preliminary experience. Perfusion. 28 (2), 132-137 (2013).
  29. De Somer, F., et al. Phosphorylcholine coating of extracorporeal circuits provides natural protection against blood activation by the material surface. Eur J Cardiothorac Surg. 18 (5), 602-606 (2000).
  30. Zhang, Y., et al. Anti-fouling surfaces for extracorporeal membrane oxygenation by surface grafting of hydrophilic sulfoxide polymers. Biomacromolecules. 23 (10), 4318-4326 (2022).
  31. Melchior, R. W., Sutton, S. W., Harris, W., Dalton, H. J. Evolution of membrane oxygenator technology for utilization during pediatric cardiopulmonary bypass. Pediatr Health Med Ther. 7, 45-56 (2016).
  32. Amoako, K., et al. Zwitterionic polysulfobetaine coating and antiplatelet liposomes reduce fouling in artificial lung circuits. Macromol Biosci. 23 (4), 2200479 (2023).
  33. Amoako, K., et al. PULM3: The effects of a two-step coating process and flow on artificial lung fiber fouling. Asaio J. 69 (Supplement 2), 88 (2023).
  34. Lee, H., Scherer, N. F., Messersmith, P. B. Single-molecule mechanics of mussel adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (35), 12999-13003 (2006).
  35. Krogsgaard, M., Behrens, M. A., Pedersen, J. S., Birkedal, H. Self-healing mussel-inspired multi-pH-responsive hydrogels. Biomacromolecules. 14 (2), 297-301 (2013).
  36. Ryu, J. H., Lee, Y., Kong, W. H., Kim, T. G., Park, T. G., Lee, H. Catechol-functionalized chitosan/pluronic hydrogels for tissue adhesives and hemostatic materials. Biomacromolecules. 12 (7), 2653-2659 (2011).
  37. Ou, X., et al. Structure and sequence features of mussel adhesive protein lead to its salt-tolerant adhesion ability. Sci Adv. 6 (39), eabb7620 (2020).
  38. Nobili, M., Sheriff, J., Morbiducci, U., Redaelli, A., Bluestein, D. Platelet activation due to hemodynamic shear stresses: damage accumulation model and comparison to in vitro measurements. Asaio J. 54 (1), 64-72 (2008).
  39. Toomasian, J. M., Bartlett, R. H. Hemolysis and ECMO pumps in the 21st century. Perfusion. 26 (1), 5 (2011).
  40. Jiang, S., Cao, Z. Ultralow-fouling, functionalizable, and hydrolysable zwitterionic materials and their derivatives for biological applications. Adv Mater. 22 (9), 920-932 (2010).
  41. Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
  42. Ding, Y. H., Floren, M., Tan, W. Mussel-inspired polydopamine for bio-surface functionalization. Biosurface Biotribology. 2 (4), 121-136 (2016).
  43. Lynge, M. E., van der Westen, R., Postma, A., Städler, B. Polydopamine-a nature-inspired polymer coating for biomedical science. Nanoscale. 3 (12), 4916-4928 (2011).
  44. Khan, N. U., Al-Aloul, M., Shah, R., Yonan, N. Early experience with the Levitronix Centrimag® device for extra-corporeal membrane oxygenation following lung transplantation. Eur J Cardiothorac Surg. 34 (6), 1262-1264 (2008).
  45. Werkkala, K., et al. Clinical durability of the CARMEDA bioactive surface in EXCOR ventricular assist device pumps. Asaio J. 62 (2), 139-142 (2016).
  46. Mahoney, C. B. Heparin-bonded circuits: clinical outcomes and costs. Perfusion. 13 (3), 192-204 (1998).
  47. Koster, A., et al. Heparin antibodies and thromboembolism in heparin-coated and noncoated ventricular assist devices. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 331-335 (2001).
  48. Wendel, H. P., Scheule, A. M., Eckstein, F. S., Ziemer, G. Haemocompatibility of paediatric membrane oxygenators with heparin-coated surfaces. Perfusion. 14 (1), 21-28 (1999).
  49. Stenach, N., Korn, R. L., Fisher, C. A., Jeevanandam, V., Addonizio, V. P., et al. The effects of heparin bound surface modification (Carmeda® Bioactive Surface) on human platelet alterations during simulated extracorporeal circulation. J Extracorporeal Technol. 24 (3), 97-102 (1992).
  50. Korn, R. L., et al. The effects of Carmeda Bioactive Surface on human blood components during simulated extracorporeal circulation. J Thorac Cardiovasc Surg. 111 (5), 1073-1084 (1996).
  51. Wendel, H. P., Heller, W., Gallimore, M. J., Hoffmeister, H. E. Heparin-coated oxygenators significantly reduce contact system activation in an in vitro cardiopulmonary bypass model. Blood Coagul Fibrinolysis. 5 (5), 673-678 (1994).
  52. Ueda, T., Oshida, H., Kurita, K., Ishihara, K., Nakabayashi, N. Preparation of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine copolymers with alkyl methacrylates and their blood compatibility. Polym J. 24 (11), 1259-1269 (1992).
  53. Preston, T. J., et al. Modified surface coatings and their effect on drug adsorption within the extracorporeal life support circuit. J Extracorporeal Technol. 42 (3), 199-202 (2010).
  54. Reser, D., et al. Retrospective analysis of outcome data with regards to the use of Phisio®-, Bioline®-or Softline®-coated cardiopulmonary bypass circuits in cardiac surgery. Perfusion. 27 (6), 530-534 (2012).
  55. Ask, A., Holt, D., Smith, L. In vivo comparison study of FDA-approved surface-modifying additives and poly-2-methoxyethylacrylate circuit surfaces coatings during cardiopulmonary bypass. J Extracorporeal Technol. 38 (1), 27-32 (2006).
  56. Montoya, J. P., Shanley, C. J., Merz, S. I., Bartlett, R. H. Plasma leakage through microporous membranes: Role of phospholipids. Asaio J. 38 (3), M399-M405 (1992).
  57. Musch, G., et al. Small pore size microporous membrane oxygenator reduces plasma leakage during prolonged extracorporeal circulation: a case report. Int J Artif Organs. 19 (3), 177-180 (1996).
  58. Mottaghy, K., et al. Technical aspects of plasma leakage prevention in microporous capillary membrane oxygenators. Asaio J. 35 (3), 640-643 (1989).
  59. Bragard, I., et al. Breaking bad news in the emergency department: a randomized controlled study of a training using role-play simulation. Crit Care. 22 (Suppl. 1), (2018).
  60. Bertini, P., et al. ECMO in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Cardiothorac Vasc Anesth. 36 (8), 2700-2706 (2022).
  61. Alessandri, F., Di Nardo, M., Ramanathan, K., Brodie, D., MacLaren, G. Extracorporeal membrane oxygenation for COVID-19-related acute respiratory distress syndrome: a narrative review. J Intensive Care. 11 (1), 5 (2023).
  62. Doolittle, R. F. Fibrinogen and fibrin. Annu Rev Biochem. 53 (1), 195-229 (1984).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Biyom hendislikSay 217yapay akci ergaz de i tirici elyaf demetiyerinde kaplamazehirli boyazwitteriyonik polimertromboz

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır