Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يصف البروتوكول تطوير نموذجين للقوارض يحاكيان العلاجات الهرمونية المؤكدة للجنس من خلال الإعطاء تحت الجلد لهرمون التستوستيرون أو الاستراديول بالإضافة إلى أسيتات سيبروتيرون (المستخدم في العلاجات البشرية للأشخاص المتحولين جنسيا): تحديد الجرعات ، وتحديد المؤشرات الحيوية ذات الصلة ، وتقييم التأثيرات.

Abstract

المتحولون جنسيا هم أفراد لا تتطابق هويتهم الجنسية وجنسهم المحدد عند الولادة. غالبا ما يخضعون للعلاج الهرموني المؤكد للجنس (GAHT) ، وهو تدخل طبي يسمح باكتساب خصائص جنسية ثانوية أكثر انسجاما مع هويتهم الجنسية الفردية ، مما يوفر نتائج متسقة في تحسين العديد من المتغيرات الاجتماعية والنفسية. ومع ذلك ، يستهدف GAHT أنظمة الجسم المختلفة ، ويتم تسجيل بعض الآثار الجانبية ، على الرغم من عدم تحديدها وتوصيفها بشكل كامل. لذلك ، يمكن اعتبار الأشخاص TG الذين يخضعون لGAHT مجموعة فرعية معرضة للإصابة بالسكان ويجب إيلاء اهتمام خاص في إطار تقييم المخاطر ، على سبيل المثال ، من خلال استخدام النماذج الحيوانية المستهدفة. يصف العمل الحالي الإجراءات الموضوعة لتنفيذ نموذجين من الفئران يحاكي GAHT: نموذج إزالة التأنيث (dMF) الذي يحاكي GAHT لنساء TG ونموذج التغوية الذكورية (dFM) الذي يحاكي GAHT لرجال TG. تم تنفيذ النماذج من خلال إعطاء نفس الهرمونات المستخدمة في GAHT البشري ، وهي β-استراديول بالإضافة إلى أسيتات سيبروتيرون ل dMF والتستوستيرون ل dFM ، بنفس طرق التعرض لمدة أسبوعين. يتم فحص الفئران يوميا أثناء العلاج لتقييم الحالة الصحية والسلوكيات العدوانية المحتملة. عند التضحية ، تم أخذ عينات من الدم والأنسجة المستهدفة وتخزينها للتحليل الكيميائي الحيوي والجزيئي والنسيجي. كما تم تقييم المعلمات الخاصة بالجنس ، وهي عدد المنوية وأبعاد البظر. بالإضافة إلى ذلك ، يتم تحديد الأشكال الإسوية CYP450 ، التي يتم التعبير عنها حصريا و / أو تفضيليا في كبد الفئران من الذكور والإناث ، ووصفها بأنها مؤشرات حيوية جديدة للتحقق من نجاح GAHT ووضع النموذج. كما تم استكشاف إصابة الغدة الدرقية كهدف رئيسي في نظام الغدد الصماء.

Introduction

يسمى التصور النفسي للفرد لكونه ذكرا أو أنثى أو لا أو كليهما أو في مكان ما بين1 بالهوية الجنسية. يمكن أن يتطابق مع الجنس البيولوجي (متوافق مع الجنس) أو يمكن أن يكون مختلفا (المتحولين جنسيا - TG). رجل TG هو فرد يولد كأنثى ولكنه يعرف نفسه على أنه رجل. تولد امرأة TG كذكر ولكنها تعرف نفسها على أنها امرأة2. تشير التقديرات إلى أن هناك في الوقت الحاضر 25 مليون شخص في جميع أنحاء العالم3 ، يعاني معظمهم من اضطراب الهوية الجنسية ، وهي حالة نفسية تتميز بعدم التوافق بين جنسهم والنوع الذي تم تعيينهم له عندالولادة 4 ، مما قد يؤدي إلى التمييز الاجتماعي والصعوبات في العمل والأسرة ، مما يؤدي في كثير من الأحيان إلى الاكتئاب ، القلق والتوتر5. لهذه الأسباب ، غالبا ما يخضع الأشخاص TG للعلاج الهرموني لتأكيد الجنس (GAHT) و / أو جراحة تأكيد الجنس. يتميز GAHT للرجال TG بإعطاء هرمون التستوستيرون (T) (الجدول 1) ، وبالنسبة للنساء TG ، هرمون الاستروجين (E2) بالإضافة إلى مضادات الأندروجينات (الجدول 2) 6.

عادة ما يستمر GAHT طوال حياة الفرد ، ويعمل بشكل مستمر على نظام الغدد الصماء7،8. لذلك ، من المهم تحليل تأثير GAHT على صحة الأشخاص TG وآثاره المحتملة طويلة الأمد. علاوة على ذلك ، يتعرض الأشخاص المصابون بالثقيل التيسوري ، مثل عامة السكان ، للملوثات الكيميائية - على وجه الخصوص ، اضطرابات الغدد الصماء (ED) - التي تستهدف نظام الغدد الصماء مثل GAHT ، مما يؤدي إلى الإفراط في التحفيز9.

الضعف الجنسي عبارة عن مجموعة من المواد الكيميائية التي تؤثر على الكائنات الحية و / أو ذريتها عن طريق تغيير العمليات الهرمونية والتمثيل الغذائي المختلفة ، مثل إفراز الهرمونات الطبيعية وتنشيطها وتوليفها وإطلاقها وارتباطها. نظرا لأن الضعف الجنسي منتشر على نطاق واسع في البيئة ، فإن الأغذية والمنتجات للاستخدام اليومي (على سبيل المثال ، الزجاجات والحاويات البلاستيكية ، وبطانات علب الطعام المعدنية ، والمنظفات ، ومثبطات اللهب ، والطعام ، والألعاب ، ومستحضرات التجميل ، والمبيدات الحشرية ، وما إلى ذلك) يتعرض عامة السكان باستمرار طوال الحياة10. بالإضافة إلى ذلك ، حتى التعرض لجرعات منخفضة من الضعف الجنسي يمكن أن يؤدي إلى تلف الأنسجة والأعضاء ، والظاهرة الشائعة المرتبطة بالتعرض للضعف الجنسي هي حدوث تأثيرات خاصة بالجنس في كل من المختبر والبشر11. على سبيل المثال ، يرتبط التعرض للمواد الملامسة للأغذية ، بيسفينول أ (BPA) ، بالمخاطر الصحية مثل الانتباذ البطاني الرحمي ومتلازمة المبيض المتعدد الكيسات لدى النساء ، فضلا عن انخفاض الخصوبة ، بسبب آثاره الاستروجين12. في الرجال ، يمكن أن يخفض BPA المستويات ويقلل من جودة المنوية13. بالإضافة إلى ذلك ، ترتبط المبيدات الحشرية بزيادة خطر الإصابة بسرطان الثدي لدى النساء ومشاكل الخصوبة الكبيرة لدى الرجال13. حتى الآن ، لا توجد أدوات محددة متاحة لدراسة الآثار السمية للملوثات البيئية ، بما في ذلك الضعف الجنسي ، في الأشخاص TG9.

تهدف الدراسة الحالية إلى وصف الأساليب والمعلمات المختارة لتطوير نموذجين حيوانيين من TG: نموذج إزالة التأنيث (dMF) ونموذج التقويض والذكورة (dFM). على وجه الخصوص ، يتم تقييم اختيار مستويات الجرعة المناسبة والوقت وطريقة إعطاء الهرمونات على أساس العلاجات البشرية الحالية14. علاوة على ذلك ، يتم تحديد وتوصيف الأنسجة والمؤشرات الحيوية الوظيفية التي تحدد النماذج بشكل فريد. بالإضافة إلى ذلك ، يتم وصف فعالية العلاج وتحمله في بالإضافة إلى اختيار أنسب العلامات للاستخدام في الدراسات طويلة الأجل ، بالتفصيل جنبا إلى جنب مع التقنيات المستخدمة لهذه الأغراض.

من أجل توصيف النماذج ، يتم تحليل نقاط النهاية التالية: مستوى مصل هرمون التستوستيرون (T) (أفضل مؤشر حيوي لتقييم نجاح GAHT في كلا النموذجين9،15) ؛ مستوى مصل الاستراديول (E2) (كلا النموذجين) ؛ هرمون تحفيز الغدة الدرقية (TSH) وهرمون الغدة الدرقية (T4) (نموذج dMF); عدد المنوية (نموذج dMF) ؛ البعد البظر (نموذج dFM) ؛ التحليل النسيجي المرضي للأعضاء التناسلية والكبد والغدة الدرقية (لكلا النموذجين). بالإضافة إلى ذلك ، يتم أيضا تحليل التعبير الجيني للأشكال الإسوية التالية لستوكروم الكبد P450 الخاص بالجنس (CYP450s ، لكلا النموذجين)16،17: CYP2C11 (يتم التعبير عنها على وجه التحديد في الكبد الذكري) ، CYP3A18 (يتم التعبير عنها 25 مرة في كبد الذكور أكثر من الأنثى) ، CYP2C12 (يتم التعبير عنها على وجه التحديد في الكبد الأنثوي) ، و CYP2C6 (يتم التعبير عنها في الغالب في الكبد الأنثوي ، ولكنها موجودة في مستويات أقل ، أيضا في الذكر).

Protocol

يتم إجراء الدراسات وفقا للتوجيه 2010/63 / EU ، والمرسوم التشريعي الإيطالي رقم 26 بتاريخ 4 مارس 2014 ، ومبادئ منظمة التعاون الاقتصادي والتنمية للممارسات المختبرية الجيدة (GLP). تمت الموافقة على بروتوكول الدراسة من قبل وزارة الصحة الإيطالية (التفويض رقم 806/2021-PR). هنا ، يتم شراء 16 فأرا شابا ناضجا جنسيا من Sprague-Dawley من كلا الجنسين (304 ± 13 جم من ذكور الفئران و 190 ± 7 جم من إناث الفئران ، تتراوح أعمارهن بين 8 و 9 أسابيع) ووضعها في قفصين في ظل ظروف معملية قياسية (22 ± 0.5 درجة مئوية ، 50٪ -60٪ رطوبة نسبية ، 12 ساعة من التناوب بين الضوء الداكن مع 12-14 تغيير هواء في الساعة) مع الماء والغذاء المتاح بشكل مجاني. في جميع الأقفاص ، من أجل الإثراء البيئي لكل ، أدخل كتل قضم الخشب واستبدلها أسبوعيا.

ملاحظة: تم اختيار التي تتراوح أعمارها بين 8-9 أسابيع منذ أن يبدأ GAHT خلال فترة المراهقة (مراحل Tanner من 2 إلى 3) ، أي ما يعادل 8-9 أسابيع في القوارض ، ويستمر لفترة طويلة ، وربما طوال حياة الأشخاص TG9.

1. تحجيم المجموعة ورعاية

  1. استخدم الذكور والإناث الشابة من ذكور وإناث فئران Sprague-Dawley (8-9 أسابيع) كنموذج لأن الفئران هي الأنواع المفضلة التي أشارت إليها منظمة التعاون الاقتصادي والتنمية (على سبيل المثال ، المبدأ التوجيهي 421 اختبار فحص السمية الإنجابية / التنموية) والأنواع الوحيدة من القوارض المقترحة والنظر فيها في المبدأ التوجيهي 407 لمنظمة التعاون الاقتصادي والتنمية (دراسة السمية الفموية لمدة 28 يوما بجرعة متكررة في القوارض ، محدثة بمعايير الكشف عن السمية المؤثرة في الحياء).
  2. استخدم برنامج G * Power لتحجيم المجموعة. لكل من نماذج dFM و dMF ، حدد أربع مجموعات اختبار: مجموعة تحكم واحدة (C) وثلاث مجموعات من المعالجة بجرعات مختلفة من GAHT. قم بإجراء التحجيم بالرجوع إلى المقارنة بين مجموعتين (جرعة العلاج مقابل C) مع اختبار Mann-Whitney ، مستوى دلالة ثنائي الذيل alpha = 0.0167 (المقابل لalpha = 0.05 مع تصحيح Bonferroni المطبق على 3 مقارنات بين كل جرعة علاج و C) ، و 1-beta power = 0.80.
    1. العدد المحسوب للجرذان / المجموعات هو كما يلي:
      بالنسبة لنموذج dFM ، / المجموعة n = 4 ، وفقا ل Kinnear et al.18 الذي يشير بعد أسبوعين من العلاج ، المستويات التالية: في المجموعة الضابطة: 0.2 ± 0.3 نانوغرام / مل ، في مجموعة العلاج الهرموني: 16 ± 5 نانوغرام / مل (متوسط ± الانحراف المعياري) ، المقابلة لبعد التأثير المقاس ب كوهين د = 4.46 (تأثير كبير جدا).
      بالنسبة لنموذج dMF: / المجموعة n = 3 ، وفقا ل Gómez et al.19 الذي يشير بعد أسبوعين من العلاج ، المستويات التالية: المجموعة الضابطة: 1.901 ± 0.413 نانوغرام / مل ومجموعة العلاج الهرموني: 0.043 ± 0.023 نانوغرام / مل (متوسط ± خطأ معياري) المقابلة لبعد التأثير المقاس بكوهين د = 6.35 (تأثير كبير جدا).
    2. لمحاذاة النموذجين، اختر n=4 لكل جنس/مجموعة، ليصبح المجموع N = 32.
  3. بعد أسبوع واحد من التأقلم ، قسم الفئران حسب الجنس إلى مجموعتين تجريبيتين (dMF و dFM ، 4 جرذان / مجموعة) ، تتكون كل منهما من C واحد (ذكر التحكم ، CM والتحكم في الإناث ، CF) وثلاث مجموعات علاجية من GAHT المختارة.
  4. راقب جميع الفئران مرتين في اليوم (الساعة 8:30 صباحا و 4:00 مساء) للتحقق من الظروف الصحية العامة والعدوانية المحتملة بسبب إدارة GAHT. سجل وزن الجسم (وزن الجسم) واستهلاك العلف مرتين في الأسبوع ، باستخدام ميزان تحليلي مع وظيفة الترجيح الديناميكي المثلى لوزن المختبر.
  5. في النموذج التجريبي dFM ، قم بقياس قطر البظر لجميع الفئران مباشرة قبل بدء العلاج (النقطة 0) وفي نهاية العلاج (النقطة 13) ، باستخدام مقياس رقمي للقراءات الدقيقة.
  6. قم بوزن جميع قبل التضحية ، وفي نموذج dMF ، مباشرة بعد التضحية قم بإزالة البربخ من أجل إجراء تعداد المنوية.

2. اختيار الجرعة والتحضير

  1. استخدم الجرعات الثلاث التالية من الهرمونات التي سيتم إعطاؤها للفئران dFM: 5 و 10.5 و 22.5 مجم / كجم في الأسبوع ، بالنسبة لنموذج dMF ، استخدم مستويات الجرعة الثلاثة المختارة التالية (DL): DL1 E2 0.045 مجم / كجم + CPA 0.2 مجم / كجم ، DL2 E2 0.09 مجم / كجم + CPA 0.2 مجم / كجم و DL3 E2 0.18 مجم / كجم + CPA 0.2 مجم / كغ.
    ملاحظة: يتم اختيار جميع الجرعات مع مراعاة الإرشادات السريرية البشرية الرئيسية المستخدمة لأفراد TG15 والبيانات المحدودة المتاحة في الأدبيات.
  2. قم بإعداد جميع محاليل المخزون أسبوعيا باستخدام غطاء أمان كيميائي. امزج جميع المواد بشكل صحيح في زيت السمسم كمركبة ، مما يضمن ذوبانها الكاملة.
    ملاحظة: بالنسبة لكلا الطرازين ، استخدم حاسبة تحويل الجرعة (https://dosecal.cftri.res.in/) لإدخال الجرعة المراد تحويلها ، والأنواع التي تم تعيين الجرعة لها ، والأنواع الحيوانية ، والوزن الذي يتم تحويل الجرعة من أجله. لنموذج dFM (الجدول 3), العلاج بالهرمونات البشرية, جرعة قصوى من 100 ملغ من T أسبوعيا20. الجرعة المحسوبة في الفئران هي 10.5 ملغم / كجم من T أسبوعيا. الجرعة الثانية هي 22.5 مجم / كجم أسبوعيا في الفئران18. الجرعة الثالثة هي 5 مجم / كجم في الأسبوع ، يتم تحديدها من خلال الحفاظ على عامل 2.1 بين الجرعتين المحسوبتين. للحصول على نموذج dMF ، انظر الجدول 4 ، تستند الجرعات إلى الأنظمة الموصى بها للبشر21 والبيانات المتاحة من خلال دراسات in vivo 14،19،22.

3. علاج

  1. قم بإجراء الإعطاء تحت الجلد ل T (لنموذج dFM) و E2 بالإضافة إلى CPA (لنموذج dMF) عن طريق الضغط على الجلد ورفعه في موقع الحقن ، وتشكيل نوع من الستائر. ثم أدخل إبرة حقنة سعة 1 مل موازية لظهر. بمجرد دخولها ، قم بحقن الحجم المطلوب ببطء (100 ميكرولتر ل T ؛ 200 ميكرولتر ل E2 + CPA)23.
    1. عالج على النحو التالي: بالنسبة لنموذج dFM ، قم بإدارة T enanthate المذاب في زيت السمسم (السيارة) 2x / أسبوع لمدة أسبوعين (100 ميكرولتر لكل حقنة تحت الجلد من T). بالنسبة لنموذج dMF ، قم بإدارة E2 بالإضافة إلى أسيتات CPA المذابة في زيت السمسم (السيارة) 5x / أسبوع لمدة أسبوعين (200 ميكرولتر لكل حقنة تحت الجلد). تعامل مع الفئران من المجموعة C بنفس الطريقة مع السيارة فقط (زيت السمسم).

4. أخذ عينات الدم والتضحية وأخذ عينات الأنسجة

  1. بعد أسبوعين من العلاج ، قبل التضحية مباشرة ، استخدم نظام التخدير الغازي وتخدير جميع. تحفيز التخدير بجرعة تتراوح من 2٪ إلى 3.5٪ إيزوفلوران في أكسجين 100٪ بمعدل 1.5 لتر / دقيقة حتى فقدان ردود الفعل في غرفة تحريض البوليسترين الشفافة. ضع الجرذ في وضع الانبطاح على وسادة التسخين ونظم جرعة الأيزوفلوران بجرعة صيانة تتراوح من 1.5٪ إلى 3.5٪ يتم إعطاؤها بواسطة قناع أنف الفئران القياسي طوال عملية أخذ عينات الدم داخل القلب.
  2. قم بإعداد حقنة سعة 5 مل بإبرة 21G ، مما يزيل الفراغ. فحص القلب بالأصابع ، أدخل الإبرة بعناية في الجدار الصدري الجانبي العمودي على الجسم عند نقطة المرفقين المرنين تقريبا ، بين الأضلاع 5 و 6. بمجرد دخول الدم إلى بطين القلب ، يدخل المحقنة عن طريق الشعيرات الدموية. اسحب مكبس المحقنة ببطء وبشكل مستمر حتى يسحب الدم.
  3. بعد أخذ عينات الدم ، ضع الفئران في غرفة ثاني أكسيد الكربون2 من أجل إجراء القتل الرحيم باستخدام اختناق ثاني أكسيد الكربون2 بمعدل ملء 30٪ -70٪ من حجم الغرفة في الدقيقة. بعد 2-3 دقائق ، تحقق من موت من خلال مراقبة التنفس ونبضاتالقلب 24.
  4. بعد التضحية ، ضع كل على طاولة التشريح في وضع ضعيف ، بحيث تكون الأرجل الأمامية متجهة لأعلى والساقين الخلفيتين متجهتين لأسفل ، وثبتها بالمسامير. يرش بطن بمحلول مطهر.
  5. استئصال الأعضاء التالية: الخصيتين والبربخ والرحم والمبيض والكبد والغدة الدرقية. قم بوزنها وتخزينها في أنابيب سعة 50 مل مع 35 مل من الفورمالين المخزن بنسبة 10٪ (جميع الأعضاء) أو محلول Bouin (الخصية فقط) أو اجمعها في أنابيب مبردة (عضو / أنبوب) وقم بتجميدها على الفور في النيتروجين السائل (للتخزين عند -80 درجة مئوية).
    1. أولا ، قم بقص الجلد بمقص على خط الوسط ، من العانة إلى الجزء العلوي من البطن. قم بعمل قطعتين جانبيتين على القفص الصدري وعكس الجلد على جانبي الشق لكشف الأحشاء الصدري.
    2. إزالة الأعضاء التناسلية أولا. في ذكور الفئران ، قم بإزالة الخصيتين ، الأعضاء المزدوجة البيضاوية الشكل الموجودة في تجويف البطن ، في الوضع داخل البطن (كيس كيس الصفن). قم بقص كيس الصفن والضغط عليه للتأكد من بروز الخصيتين ، ثم أمسكهما برفق. امسك الدهون الحشوية بكماشة ، ثم اقطع الخصيتين بعيدا عن الأحشاء بعد الاستئصال ، قم بوزن الخصيتين وتخزينهما في محلول بوين لتحليل الأنسجة المرضية.
    3. في إناث الفئران ، امسك الرحم أولا بدقة ، ثم اقطع المبايض (التي تقع في نهاية قرني الرحم) من الأنسجة الدهنية الحشوية. بعد الاستئصال ، قم بوزن المبايض.
    4. في كل من إناث الفئران والذكور ، انتقل إلى الجانب الأيمن من تجويف البطن ، حيث يوجد الكبد. الكبد هو عضو متعدد الفصوص ومن الممكن تحديد العديد من الأجزاء: الإنسي الأيسر (الأصغر) ، الجانبي الأيسر (الرئيسي) ، الإنسي الأيمن (الأصغر) ، الجانبي الأيمن (الرئيسي) ، المذنبة ، والفص المربع25. أمسك الكبد بالملقط ، مع الحرص على عدم كسره. أمسك عملية الخنجري باستخدام كماشة وقطع الحجاب الحاجز تماما بالمقص.
    5. استخدم الملقط لرفع عملية الخنجري واستخراج الكبد من تجويف البطن. افصل الكبد عن الحجاب الحاجز بالمقص. بعد ذلك ، قم بوزن الكبد وتخزينه.
    6. لاستخراج الغدة الدرقية ، بمساعدة المقص ، قم بقص عمودي على طول عنق ، وقم بإزالة الجلد والعضلات ، وقم بقص نهايات القصبة الهوائية برفق ، حيث توجد الغدة الدرقية. تخزين الغدة الدرقية لمزيد من التحليل26.
  6. قم بإجراء تعداد المنوية كما هو موضح أدناه.
    1. بعد إزالة الخصية ، أمسك البربخ ، المتصل بالهامش الخلفي للخصية المعنية وموجود في كيس الصفن.
    2. في هذه التجربة ، يتم أخذ عينات السائل المنوي من ذيل البربخ الأيمن. في وقت التجميع ، قم بتنظيف ذيل الدهون والأنسجة الضامة باستخدام المقص ، وافصله عن الجزء المتبقي ، وضعه في طبق بتري (35 مم × 10 مم) يحتوي على 1 مل من DMEM. قص بالمقص وتتدفق باستخدام ماصة باستور لتسهيل إطلاق المحتوى.
    3. انقل كل السائل الذي تم الحصول عليه إلى أنبوب سعة 15 مل وارفع الحجم إلى 10 مل باستخدام DMEM (عامل التخفيف 1: 10 = 0.1). ماصة المحتوى للتجانس وإنشاء تعليق. بعد اهتزاز طفيف ، خذ 10 ميكرولتر من التعليق لتحميل غرفة Neubauer. قم بتحميل الكاميرا وبعد 3 دقائق من تحميل الكاميرا ، ابدأ العد.

5. مقايسة الممتز المناعي المرتبط بالإنزيم (ELISA)

  1. اجمع عينات الدم (حوالي 2-5 مل لكل) في أنابيب سعة 2 مل واتركها تتخثر في درجة حرارة الغرفة لمدة ساعة واحدة. قم بتدوير جميع عينات الدم في جهاز طرد مركزي 2x لمدة 15 دقيقة عند 4 درجات مئوية و 3000 × جم.
  2. الدم بالطرد المركزي له مظهر متعدد الطبقات بثلاث طبقات بألوان مختلفة. تتكون الطبقة العليا من البلازما (عادة ما تكون صفراء أو شفافة) ، الجزء السائل من الدم. قد يكون للطبقة الموجودة أسفل البلازما لون أبيض أو رمادي وهي معطف بافي. تحتوي الطبقة السفلية على خلايا الدم الحمراء ، وقد يظهر اللون أحمر غامق أو أحمر فاتح. لتحديد مستويات الهرمونات الجنسية ، اجمع مصل جميع العينات باستخدام ماصة (دون لمس طبقة المصفرة أو طبقات كريات الدم الحمراء) ، وقسمها إلى حصص (500 ميكرولتر) وقم بتخزينها عند -80 درجة مئوية.
  3. في كلا النموذجين ، قم بإجراء اختبار ELISA للكشف و / أو قياس وجود البروتينات أو الأجسام المضادة أو المستضدات في العينة لتحديد الهرمونات الجنسية. استخدم الطريقة المباشرة واتبع التعليمات الخاصة بكل مجموعة ELISA. في هذه الدراسة ، تم تحديد مستويات المصل للهرمونات التالية في الفئران: E2 ، الجرذ Estradiol ELISA. T, فأر / الفئران التستوستيرون إليسا; TSH ، طقم الجرذ ELISA و T4 ، طقم الفئران ELISA.

6. التحليل النسيجي المرضي

  1. تحضير الشرائح النسيجية للأنسجة وفقا للإجراءات التالية.
  2. إصلاح عينات الرحم والمبيض والغدة الدرقية والكبد في وقت الاستخراج في الفورمالين المخزن 10٪ لمدة 48 ساعة على الأقل.
    تنبيه: العمل تحت غطاء كيميائي. لا تستنشق المادة / الخليط. تجنب توليد البخار / الهباء الجوي.
  3. اغسل العينات تحت الماء الجاري لمدة 1 ساعة ثم قم بتخزينها في 80٪ كحول إيثيلي (C2H5OH) حتى المعالجة ، للحفاظ على البنية البروتوبلازمية من التغيرات الناتجة عن الموت الخلوي.
  4. قم بإصلاح الخصية في محلول Bouin الذي يتكون من 15 مل من المحلول المشبع لحمض البيكريك ، و 5 مل من الفورمالين المركز (33٪ -40٪) ، و 1 مل من حمض الخليك الجليدي لمدة 48 ساعة. اغسل العينات بالكحول الإيثيلي بنسبة 80٪.
    تنبيه: العمل تحت غطاء كيميائي.
  5. قم بإجراء التضمين في البارافين الصلب باستخدام معالج الأنسجة الأوتوماتيكي. في نهاية عملية التضمين ، ضع العينات في حاويات معدنية صغيرة يسكب فيها البارافين المذاب ويبرد على طبق مجمد ، لتشكيل كتل القطع. قم بتوجيههم اعتمادا على قسم القطع المطلوب.
  6. بعد ذلك ، قم بقص العينات باستخدام ميكروتوم دوار. اجمع الأقسام من 5 إلى 6 ميكرومتر باستخدام فرش صغيرة ، وانشرها في الماء عند 37 درجة مئوية لبضع ثوان ، وضعها على شرائح زجاجية مجهرية. اترك الشرائح لتصريف بشكل عمودي لبضع دقائق وجففها في الفرن على حرارة 36 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة على الأقل.
  7. قم بإجراء تلطيخ الهيماتوكسيلين واليوزين كما هو موضح أدناه.
    1. قم بإزالة الشرائح عن طريق غمسها في عامل المقاصة من أصل التربين (بديل الزيلين) لمدة 5 دقائق.
    2. أعد ترطيب الشرائح عن طريق غمسها من خلال السلسلة التالية من الإيثانول المتدرج. لكل محلول ، دقيقتان لكل غطس: 100٪ إيثانول ، 95٪ إيثانول ، 80٪ إيثانول ، 50٪ إيثانول ، وماء مقطر.
      ملاحظة: يمكن أن تكون نقطة توقف للبروتوكول ، ويمكن ترك الشرائح في RT في الماء لعدة ساعات. اختياريا ، يمكن أيضا تخزين الشرائح عند 4 درجات مئوية في الماء.
    3. ضع الشرائح في الهيماتوكسيلين من ماير لمدة 5 دقائق. انقلها على الفور إلى الحاوية بماء الصنبور لمدة 5 دقائق. قم بتشغيل ماء الصنبور في الزاوية الخلفية للحاوية بعيدا عن الأقسام. أفرغ الحاوية بشكل دوري حتى يختفي اللون الأرجواني في الماء.
      ملاحظة: لمنع الأقسام من التقشير من الشرائح ، لا تقم بتشغيل الماء مباشرة على الشرائح.
    4. ضع الشرائح في محلول مائي يوزين Y 1٪ لمدة دقيقتين. انقل الشرائح إلى الماء المقطر لمدة 15 ثانية. قم بتجفيف الشرائح عن طريق غمسها من خلال السلسلة التالية من الإيثانول المتدرج. لكل محلول ، 15 ثانية لكل غطس: 50٪ إيثانول ، 80٪ إيثانول ، 95٪ إيثانول.
    5. ضع الشرائح في 100٪ إيثانول لمدة 1 دقيقة وقم بتغييرها إلى إيثانول طازج 100٪ لمدة دقيقة أخرى. ضع الشرائح في عامل مقاصة من أصل التربين (بديل الزيلين) لمدة دقيقتين وقم بتغييره إلى عامل مقاصة جديد من أصل التربين (بديل الزيلين) لمدة دقيقتين أخريين. قم بإزالة شريحة واحدة في كل مرة وضع قسيمة غطاء.
    6. قم بتغطية الأقسام بوسيط التثبيت وضع غطاء في الجزء السفلي من الشريحة.
      ملاحظة: تأكد من أن وسيط التثبيت يسحب الشريحة إلى موضعها. إذا لم يكن الغطاء مسطحا ، فاضغط عليه برفق في مكانه. امسح أي وسيط تركيب زائد باستخدام منشفة ورقية.
    7. اغمس منديل التنظيف في عامل المقاصة من أصل التربين (بديل الزيلين) وامسح الجزء الخلفي من الشريحة لإزالة أي وسط متساقط. ضع الشريحة بشكل مسطح على سطح صلب متحرك ، مثل قطعة من الورق المقوى. أضف قسيمة تغطية إلى جميع الشرائح المتبقية كما هو موضح في الخطوة 6.7.6. اترك الشرائح تجف ووسط التثبيت يتماسك عند RT في غطاء المحرك.
      تنبيه: العمل تحت غطاء كيميائي.
  8. بعد التلوين ، قم بتغطية العينات بقلة غطاء وتقييمها باستخدام المجهر البصري. تم وصف التغيرات النسيجية المرضية بناء على التوزيع والشدة والخصائص المورفولوجية.
  9. قم بإجراء تسجيل الإصابات بشكل شبه كمي ، باستخدام مقياس تقييم من 5 نقاط (0 إلى 4) ، مع الأخذ في الاعتبار شدة التغييرات بناء على المعايير التي أوضحها شاكلفورد وآخرون 27 وتلخيصها على النحو التالي:
    الصف 0: لا تغيير
    الصف 1: الحد الأدنى للتغيير. التأثير بالكاد مرئي على الأنسجة. صغيرة ونادرة. يؤثر على جزء من الأنسجة أقل من أو يساوي 10٪.
    الصف 2: تغيير الضوء. يمثل تغييرا نسيجيا صغيرا. تستخدم هذه الدرجة عندما يظهر النسيج أو هيكله تغيرا في الحجم بين 11٪ و 20٪.
    الصف 3: تغيير معتدل. التغيير واضح في الأنسجة. تشير الدرجة إلى وجود اختلافات بين 21٪ -40٪ من الأنسجة أو هيكلها
    الصف 4: تغيير ملحوظ. التغيير النسيجي الساحق للأنسجة أو هيكلها. تؤثر الاختلافات على 41٪ -100٪ من الأنسجة.
  10. إجراء التحليل الكمي للقياس النسيجي المورفوميتري على الرحم والمبيض والخصية والغدة الدرقية. افحص أقسام الأنسجة باستخدام نظام تحليل الصور المطبق على المجهر البصري واتبع الخطوات الموضحة أدناه.
    1. الرحم: باستخدام 2x موضوعي ، قم بقياس المساحة الإجمالية لكل مقطع عرضي من قرن الرحم الأيمن ، وعضل الرحم الخارجي والداخلي ، وتجويف الرحم. احسب مساحة بطانة الرحم وعضل الرحم والنسبة بين مساحة بطانة الرحم وعضلالرحم 28.
    2. المبيض: استخدم أحد الأقسام بأكملها في الموضع المركزي للمبيض للكشف عن البصيلات في مراحل مختلفة من النمو. عد البصيلات الأولية والثانوية والجسم الأصفر والجراف والرتق باستخدام هدف 4x. قم بتصنيف البصيلات وفقا ل Fortune29. بالإضافة إلى ذلك ، قم بقياس مساحة المبيض لكل عينة وكثافته المسامية (عدد البصيلات / منطقة المبيض × 100) 30.
    3. الخصية: باستخدام هدف 10x ، قم بقياس 20 أنبوبا / عينة ؛ بالإضافة إلى ذلك ، قم بقياس مساحة التجويف الإجمالية ، والمساحة الإجمالية ، والقطر الطولي ، والقطر العرضي28.
    4. الغدة الدرقية: قياس المعلمات التالية: كثافة البصيلات (النسبة بين عدد البصيلات ومنطقة معينة ، هدف 10x) ؛ ارتفاع الخلية المسامية غير المباشر (متوسط نسبة مساحة المسام والمنطقة الغروانية في خمسة بصيلات مختارة عشوائيا / عينة 40x هدف) ؛ متوسط نسبة مناطق الظهارة المسامية وعدد النوى (في نفس المسام للتأكد من نضوج البصيلات) ؛ ارتفاع الخلية المسامية (متوسط ارتفاع خمس خلايا في خمس بصيلات / عينة مختارة عشوائيا ، 64x الهدف) 31.

7. التعبير الجيني

  1. بالنسبة لكلا النموذجين ، قم بإجراء تحليل التعبير الجيني باستخدام عينات الكبد المخزنة عند -80 درجة مئوية. اتبع بروتوكول تنقية الحمض النووي الريبي الكلي باستخدام مجموعة ، بدءا من محللة الأنسجة الحيوانية.
    1. للحصول على محللة الكبد ، قم بطحن عينة الأنسجة (10 مجم) باستخدام minipinner ، وأضف 600 ميكرولتر من RL BUFFER (المزود مع المجموعة) إلى عينة الأنسجة ، واستمر في الطحن حتى يتم تجانس العينة.
  2. مباشرة بعد الاستخراج ، قم بتحديد كمية الحمض النووي الريبي الذي تم الحصول عليه وتقييم جودته (للتمسخ أو وجود أي بقايا بروتين) باستخدام مقياس الطيف الفلوري. قم بإجراء قراءات امتصاص القياس الطيفي بأطوال موجية تبلغ 260 نانومتر و 280 نانومتر ، حيث تمتص الأحماض النووية والبروتينات على التوالي.
  3. بعد تقييم تركيز الحمض النووي الريبي الكلي ، باستخدام مجموعة توليف الحمض النووي (كدنا) باتباع تعليمات الشركة المصنعة ، قم بنسخ الحجم المناسب الذي يحتوي على 1 ميكروغرام من إجمالي الحمض النووي الريبي من كل عينة إلى الحمض النووي (كدنا).
  4. تحليل (كدنا) الذي تم الحصول عليه بواسطة RT-PCR.
    1. لتحليل التعبيرات الجينية للجينات ذات الأهمية ، تم تصميم بادئات أمامية وعكسية محددة لكل جين مستهدف ، وكذلك للجين المرجعي المعبر عنه بشكل أساسي نازعة هيدروجين فوسفات الجلسرالديهايد (GAPDH). استخدم تطبيق الويب Primer-BLAST (www.ncbi.nlm.nih.gov/tools/primer-blast) لاختيار أفضل البادئات التي من شأنها أن تضمن خصوصية الاقتران فقط للجين محل الاهتمام والحصول على قليل النوكليوتيدات التي يتم تصنيعها بواسطة مورد تجاري. يتم الإبلاغ عن تسلسل أزواج التمهيدي المستخدمة في الجدول 5.
    2. أعد تعليق البادئات المجففة بالتجميد بالماء المقطر الخالي من الحمض النووي الريبي بتركيز نهائي يبلغ 100 مل. استخدم مجموعة مخصصة لإجراء تحليل qPCR. قم بإجراء التفاعلات في حجم نهائي قدره 20 ميكرولتر ، مع تخفيف (كدنا) الملدن 1:40. قم بتحميل كل عينة مكررة في لوحات PCR سعة 96 بئرا.
    3. قم بإجراء تشغيل qPCR على جهاز التدوير الحراري باتباع هذا البرنامج: دورة واحدة عند 95 درجة مئوية لمدة 10 دقائق ؛ 40 دورة عند 95 درجة مئوية لمدة 15 ثانية ، و 58 درجة مئوية لمدة 30 ثانية ، و 72 درجة مئوية لمدة 1 دقيقة. في النهاية ، قم بإجراء دورة تفكك من 55 درجة مئوية إلى 95 درجة مئوية (30 ثانية / درجة مئوية) للتحقق من خصوصية المنتج المضخم. باستخدام البرنامج المخصص للجهاز، احصل على قيم دورة العتبة (عتبة الدورة، القيراط القصيري) لكل عينة. عبر عن النتائج ك ΔΔ Ct (دلتا دلتا Ct) وفقا لصيغة Pfaffl32:
      الجين المستهدف ΔCt = التحكم في القطع المقطعي المحوسب - معالج ب CT
      الجين المرجعي ΔCt = التحكم في Ct - معالج CT
      ΔCt = ΔCt الجين المستهدف - الجين المرجعي ΔCt

8. تحليل البيانات

  1. قم بإجراء إدارة البيانات باستخدام جدول بيانات. إجراء التحليل باستخدام برنامج التحليل الإحصائي. تصميم الرسومات باستخدام برامج محددة.
  2. تمثيل اكتساب وزن الجسم ، واستهلاك الأعلاف ، والوزن المطلق والنسبي للأعضاء ، ومستويات هرمون الدم ، وبيانات قياس الأنسجة ، وبيانات التعبير الجيني كمتوسط ± الانحراف المعياري. قم بإجراء تحليل Kruskal-Wallis غير بارامتري ، متبوعا بمقارنات زوجية لاحقة (اختبار مان ويتني).
  3. قم بتحليل البيانات النسيجية باستخدام اختبار فيشر الدقيق ثنائي الاتجاه لتحديد الاختلافات المهمة عن المجموعة الضابطة ، بما في ذلك العينات التي تم تعيينها لفئة دون أي إشارة إلى تدرجات الشدة (إجمالي حدوث الاكتشاف). استخدم اختبار اتجاه كوكران-أرميتاج لتحديد اتجاه الاستجابة للجرعة. ضع في اعتبارك الاختلافات بين المجموعات ذات دلالة إحصائية إذا كانت قيمة p < 0.05.

النتائج

كما أوضح Tassinari et al.14 و Tammaro et al.33 ، أظهرت النتائج التالية نجاح GAHT على الفئران ومدى ملاءمة النماذج.

لم يتم تسجيل أي وفيات أو سلوك غير طبيعي ، مثل العدوانية ، ولم يتم ملاحظة أي علامات سريرية للسمية أو المعاناة (على سبيل المثال ، انخفاض ?...

Discussion

يعد تنفيذ نماذج القوارض التي تحاكي GAHT أمرا بالغ الأهمية لدراسة القابلية المحتملة للإصابة والضعف لدى الأشخاص المصابين ب TG والنتائج طويلة المدى للعلاجات ، والتي عادة ما تستمر طوال حياتهم.

بالنظر إلى العدد النادر من الدراسات المماثلة في الأدبيات ، فإن النق?...

Disclosures

وأعلن المؤلفون أن البحث أجري دون أي علاقات تجارية أو مالية يمكن أن تخلق تضاربا في المصالح.

Acknowledgements

اي.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Analytical balance ABJ 320-4NMKernZ741091
BouinBiooptica05-M01008
Centrifuge 5415 REppendorfFor eppendorf
Cyproterone AcetateSigma-AldrichC3412
D-MEM mediumGibco
ExcelTaq 2X Fast Q-PCR Master Mix (SYBR, ROX), 200 RXNSmobio TQ1210
Formalin solution, neutral buffered, 10%Sigma-AldrichHT501128
GraphPad Prism software version 5.0  for WindowsGraphPad Software
HematoxylinBiooptica05-06002/L
HeosinBiooptica05-10007/L
Imaging SoftwareNikonNIS-BR
JMP 10 statistical softwareSAS Institute 
MicromThermo ScientificHM 325
MicroscopyNikon Microphot FX
Mouse/Rat Testosterone ELISABiovendorRTC001R96T
NanoDrop 1000 SpectrophotometerThermo ScientificND-1000
ParaffinaBiooptica087910
Portable Balances SCOUT STX2202OHAUS
30253064
PrimersLife TechnologiesDesigned by PrimerBlast
Rat Estradiol ELISABiovendorRTC009R96T
Rat TSH(Thyroid Stimulating Hormone) ELISA KitELK BiotechnologyELK228396T
Rat TSH(Thyroid Stimulating Hormone) ELISA KitELK BiotechnologyELK228396T
SensiFASTcDNA Synthesis KitBiolineBIO-6505350 reaction
Sesam OilACROSAC241000010
Sprague Dawley rats male and femaleEnvigo8/9 weeks old
Standard dietsMucedola4RF18
T4(Thyroxine) ELISA KitELK BiotechnologyELK871696T
Testosterone enanthateSigma-AldrichT3006
Thermal Cycler LineGene 9600 Plus BioerAurogene
Tissue processorShandon Excelsior ES, Thermo Scientific)
Total RNA purification KITNorgen1720050 column
Victor 3 Multilabel reader Perkin Elmer
β-Estradiol 17-valerateSigma-AldrichE1631

References

  1. Rokach, A., Patel, K. . Human sexuality: Function, dysfunction, paraphilias, and relationships. , (2021).
  2. American Psychological Association. Guidelines for psychological practice with transgender and gender nonconforming people. Am Psychol. 70 (9), 832-864 (2015).
  3. Ammari, T., Sluiter, E. C., Gast, K., Kuzon, W. M. Female-to-male gender-affirming chest reconstruction surgery. Aesthet Surg J. 39 (2), 150-163 (2019).
  4. Garg, G., Elshimy, G., Marwaha, R. . Gender Dysphoria. , (2023).
  5. Chan, A. S. W., Wu, D., Lo, I. P. Y., Ho, J. M. C., Yan, E. Diversity and inclusion: Impacts on psychological wellbeing among lesbian, gay, bisexual, transgender, and queer communities. Front Psychol. 13, 726343 (2022).
  6. Unger, C. A. Hormone therapy for transgender patients. Transla Androl Urol. 5 (6), 877 (2016).
  7. Sofer, Y., et al. Gender‐affirming hormone therapy effect on cortisol levels in trans males and trans females. Clin Endocrinol. 100 (2), 164-169 (2024).
  8. Pirtea, P., Ayoubi, J. M., Desmedt, S. T. &. #. 8. 2. 1. 7. ;., Sjoen, G. Ovarian, breast, and metabolic changes induced by androgen treatment in transgender men. Fertil Steril. 116 (4), 936-942 (2021).
  9. Tassinari, R., Maranghi, F. Rodent model of gender-affirming hormone therapies as specific tool for identifying susceptibility and vulnerability of transgender people and future applications for risk assessment. Int J Environ Res Public Health. 18 (23), 12640 (2021).
  10. Schug, T. T., Janesick, A., Blumberg, B., Heindel, J. J. Endocrine disrupting chemicals and disease susceptibility. J Steroid Biochem Mol Biol. 127 (3-5), 204-215 (2011).
  11. van Larebeke, N., Fucic, A. . Challenges in endocrine disruptor toxicology and risk assessment. , (2020).
  12. You, H. H., Song, G. Review of endocrine disruptors on male and female reproductive systems. Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol. 244, 109002 (2021).
  13. Sifakis, S., Androutsopoulos, V. P., Tsatsakis, A. M., Spandidos, D. A. Human exposure to endocrine disrupting chemicals: effects on the male and female reproductive systems. Environ Toxicol Pharmacol. 51, 56-70 (2017).
  14. Tassinari, R., et al. Risk assessment of transgender people: Development of rodent models mimicking gender-affirming hormone therapies and identification of sex-dimorphic liver genes as novel biomarkers of sex transition. Cells. 12 (3), 474 (2023).
  15. T’Sjoen, G., Arcelus, J., Gooren, L., Klink, D. T., Tangpricha, V. Endocrinology of transgender medicine. Endo Rev. 40 (1), 97-117 (2019).
  16. Dhir, R. N., Shapiro, B. H. Interpulse growth hormone secretion in the episodic plasma profile causes the sex reversal of cytochrome P450s in senescent male rats. Proc Natl Acad Sci. 100 (25), 15224-15228 (2003).
  17. Robertson, G. R., Farrell, G. C., Liddle, C. Sexually dimorphic expression of rat CYP3A9 and CYP3A18 genes is regulated by growth hormone. Biochem Biophys Res Comm. 242 (1), 57-60 (1998).
  18. Kinnear, H., et al. A mouse model to investigate the impact of testosterone therapy on reproduction in transgender men. Human Reprod. 34 (10), 2009-2017 (2019).
  19. Gómez, &. #. 1. 9. 3. ;., et al. Effects of adult male rat feminization treatments on brain morphology and metabolomic profile. Hormones Behav. 125, 104839 (2020).
  20. T'Sjoen, G., et al. European society for sexual medicine position statement "Assessment and hormonal management in adolescent and adult trans people, with attention for sexual function and satisfaction". J Sex Med. 17 (4), 570-584 (2020).
  21. Coleman, E., et al. Standards of care for the health of transgender and gender diverse people, version 8. Int J Transgender Health. 23 (sup 1), S1-S259 (2022).
  22. Sudhakar, D., Huang, Z., Zietkowski, M., Powell, N., Fisher, A. R. Feminizing gender‐affirming hormone therapy for the transgender and gender diverse population: An overview of treatment modality, monitoring, and risks. Neurourol Urodynamics. 42 (5), 903-920 (2023).
  23. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Laboratory Animal Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  24. Hickman, D. L. Minimal exposure times for irreversible euthanasia with carbon dioxide in mice and rats. J Am Assoc Laboratory Animal Sci. 61 (3), 283-286 (2022).
  25. Vdoviaková, K., et al. Importance rat liver morphology and vasculature in surgical research. Med Sci Monit. 22, 4716 (2016).
  26. Fiette, L., Slaoui, M. Necropsy and sampling procedures in rodents. Methods Mol Biol. 691, 39-67 (2011).
  27. Shackelford, C., Long, G., Wolf, J., Okerberg, C., Herbert, R. Qualitative and quantitative analysis of nonneoplastic lesions in toxicology studies. Toxicol Pathol. 30 (1), 93-96 (2002).
  28. Tassinari, R., et al. short-term exposure to titanium dioxide nanoparticles in Sprague-Dawley rat: focus on reproductive and endocrine systems and spleen. Nanotoxicology. 8 (6), 654-662 (2014).
  29. Fortune, J. The early stages of follicular development: activation of primordial follicles and growth of preantral follicles. Animal Reprod Sci. 78 (3-4), 135-163 (2003).
  30. Maranghi, F., et al. Effects of the food contaminant semicarbazide following oral administration in juvenile Sprague-Dawley rats. Food Chem Toxicol. 47 (2), 472-479 (2009).
  31. Rasinger, J., et al. Low dose exposure to HBCD, CB-153 or TCDD induces histopathological and hormonal effects and changes in brain protein and gene expression in juvenile female BALB/c mice. Reprod Toxicol. 80, 105-116 (2018).
  32. Pfaffl, M. W. A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR. Nucleic Acids Res. 29 (9), e45 (2001).
  33. Tammaro, A., et al. Risk assessment of transgender people: implementation of a demasculinizing–feminizing rodent model including the evaluation of thyroid homeostasis. Biology Direct. 19 (1), 5 (2024).
  34. Falvo, R. E., Kaltenbach, C. C., Pancoe, W. L. Determination of testosterone concentration in the plasma of normal and androgen-sterilized female rats, using a competitive protein binding technique. Neuroendocrinology. 10 (4), 229-234 (1972).
  35. Gibbs, R. B. Testosterone and estradiol produce different effects on cognitive performance in male rats. Horm Behav. 48 (3), 268-277 (2005).
  36. Ström, J. O., Theodorsson, A., Ingberg, E., Isaksson, I. M., Theodorsson, E. Ovariectomy and 17β-estradiol replacement in rats and mice: a visual demonstration. J Vis Exp. (64), e4013 (2012).
  37. Cooke, P. S., Nanjappa, M. K., Ko, C., Prins, G. S., Hess, R. A. Estrogens in male physiology. Physiol Rev. 97 (3), 995-1043 (2017).
  38. Raja, N. S., Rubin, E. S., Moravek, M. B. A Review of animal models investigating the reproductive effects of gender-affirming hormone therapy. J Clin Med. 13 (4), 1183 (2024).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

GAHT TG dMF dFM CYP450

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved