نحن نعترف بامتنان أعضاء مختبر ماردر. نشكر مستشار لدينا ، والدكتور حواء ماردر ، للحصول على الدعم والتشجيع لها. وأيد هذا البحث من قبل المعهد الوطني للاضطرابات العصبية والسكتة الدماغية المنح NS - 17813 - 058110 وNS.

1. تشريح الإجمالي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان السلطعون على الجليد لمدة 30 دقيقة للنظم مملة الحسية والحركية للحيوان. تحيط بها من جميع الجوانب مع الثلج. يجب ارتداء القفازات عند التعامل مع السلطعون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحضير للتشريح الإجمالي وذلك بطرح عموم التشريح والأدوات التي سوف تستخدمها. Rongeurs ، لا بد من قطع العظام المقص ، مقص صغير ، ملقط مسنن ، ملعقة مع حافة مدبب ، وهو طبق Sylgard السوداء المغلفة ، ودبابيس الحشرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة السرطان من دلو الثلج بواسطة الساق الخلفيتين لمنعها من معسر وضعه في مقلاة تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة مخالب أول من التواء كل واحد إلى الداخل. ثم إزالة كل الساق باستخدام حركة التواء نفسه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام rongeurs ، إزالة لفك تغطية الفم. أيضا إزالة maxillule الناعمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام rongeurs مرة أخرى ، تبدأ من نهاية الخلفي الجانبي للدرع والحصول على قبضة جيدة على حافة منه. تضييق الخناق مع rongeurs وكسر قطعة من درع قبالة. تأكد من إزالة ما يكفي من درع للسماح بدخول ملعقة الافتتاح. تواصل إزالة حافة درع يصل الى العينين وكرر على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع الجانب مدبب من البسط ، كشط بلطف الأنسجة اللينة الداخلية بعيدا عن سطح درع الظهرية. تبقي الملعقة في اتصال مع درع لتجنب إتلاف STNS. استخدام rongeurs لكسر بعيدا عن أجزاء من درع التي تم فصلها عن الأنسجة. منفصلة أيضا بعض الأنسجة اللينة من درع بطني مع التأكد من فصل أي العضلات المقربة إرفاق الأنسجة لدرع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانفصال درع الظهرية والخلفي بقدر القلب حيث هناك نوعان من عظيمات صغيرة جاحظ من درع. خفض بقدر الأمامي ممكن. استقرار سيفالون (&quot;الوجه&quot;) مع إصبع واحد في حين أن الابتعاد أكثر أجزاء الأمامي للدرع الظهرية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> على الجانب البطني للدرع ، سحب mandibles في وقت واحد خلال ترسيخ rongeurs الصعود إلى الفك السفلي ، التواء منهم إلى الخارج لإزاحة الفك السفلي من الخليقاء المرفقة ، وجرها بعيدا. يجب أن يرفق اثنين العظيمات الطويلة مع عضلات الفك السفلي للاستخراج في حال القيام به بشكل صحيح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> منفصلة بعيدا عن الأنسجة من الجانبين من سيفالون قرب العينين باستخدام الملعقة. مع مقص تشريح الصغيرة ، وقطع النسيج عبر أقرب إلى التلال من ossicle وطبقة بعد طبقة ممكنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بقية السلطعون ضد جدار من المقلاة ودعم تشريح أنه حتى في تأمين مكان (يمكن أن تستخدم لهذا مخالب). قطع الشفا (&quot;الشفة العليا&quot;) بعيدا عن الخليقاء التأكد من عدم ترك أي نسيج المرفقة. قطع العظم باستخدام مقص جعل اثنين من التخفيضات قطري في درع البطني لإزالة سيفالون. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتخاذ شفا مع ملقط مسنن وقطع الشفة (&quot;الشفة السفلى&quot;) بعيدا عن ossicle على الجانب البطني. ثم رفع الشفة بلطف بعيدا عن درع وبطني المتبقية. استخدام مقص صغير لفصل جزء من المعدة بطني من الأنسجة المبطنة للدرع. عندما الأمبولات البواب مرئية ، وقطع المعدة بعيدا عن الأنسجة على جانبي حتى يتم استخراج المعدة من السرطانات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ما زالت تحتجز المعدة بواسطة ملقط مع الشفة ، وبقية المعدة ضد كف اليد وسكب المياه المالحة إلى الفم. هذا توسع المعدة ويسهل قطع مفتوحة. قطع من فتح في الفم باستمرار بين الحق من خلال بوابة المعدة ossicle بين الأمبولات. ثم قص أسفل قطريا من خلال فرعين فؤادي. قطع نصائح للأسنان ثلاثة داخل المعدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان الصعود إلى المعدة ، سوداء كبيرة طبق Sylgard المغلفة ، وداخل المعدة إلى أسفل. دبوس أسفل الزوايا الخمسة للتحضير مع دبابيس الحشرات وملء الطبق مع المالحة الباردة ، وتخبط في إعداد بأكمله (انظر الشكل 1). </li></ol> 2. غرامة تشريح <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وهناك حاجة ، الصغرى ، تشريح أدوات تشريح الغرامة. على وجه الخصوص ، وهناك حاجة إلى مقص وملقط فصل الربيع وكذلك حامل إبرة دبوس مع التنغستن. وينبغي أيضا واضحة ، Sylgard المغلفة ، طبق بتري وبعض المسامير الأسلاك غرامة قد أعدت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تبدأ في أدنى التكبير ، تبدأ تعلق اللوحات بالقرب من أسفل الشفة التي كان يتم فتح الفم. ترتيب بقية الدبابيس لجعل إعداد مشدود ودبوس أي مجال من المجالات الأخرى الضرورية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع بعناية رصدت اللحمة التي تغطي الجزء السفلي من إعداد وتقليم ذلك عبر ترك بقعة من اللحمة مع اثنين من بقع بيضاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قشر تصل الصفراء ، والأنسجة ، ناعم الغشائي بالقرب من الجزء السفلي من التحضير. وترد في mvns ضعيف على الجانب السفلي من هذا النسيج. منفصلة بعناية mvns من النسيج الأصفر كما هو جذبه. اتبع النسيج الأصفر وخفض ما يصل الى جانب المخ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> متابعة عمليات كثيفة تخرج من الدماغ التي تمتد laterallي. هذه هي الأعصاب commisural. حالما يتم التوصل في نهاية العصب صواري ، إزالة كتلة الأنسجة الاسفنجية من البيض ، أنه قد تم قطع بعيدا من الجانب من الدماغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حيث أيونات وأبناء تلبية التروس ، وقطع المسافة في العضلات والأنسجة للكشف عن طول الأيونات والأبناء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة الى التصحيح وقطع اللحمة رصدت تشغيله. هذا يجب أن يترك فتحة في الشرايين المحيطة STG. قطع طريق فتح فصل العضلات اللذين يحيطان STG. رفع نهايات هذه العضلات وقطع الحق تحتها للفصل بينهما من الشريان وفضح alns وأغنيس. فصل العضلات المحيطة بقدر ما يصل الغضروف الكذب على STN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع النسيج الشرايين المحيطة وصولا الى STG DGN للmvns ، حيث ، ويلتقي DVN. العمل باستمرار على DVN lvns وقطع طريق الأنسجة ، وبيضاء تغطي lvns الحساسة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد موقع PSN خلال ossicle بالقرب من الجزء السفلي من التحضير. يمكن أن تستخدم لتحديد PSN lvn ومفرق dlvn. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتبع dlvn المقبل وصولا الى تحديد موقع PYN وPDN. وغالبا ما PYN يلتف حول أمبولة البواب الى فتح. وPDN الشوك الخروج من dlvn وبين أمبولة البواب وصمام البواب عضلات القلب. ترك بعض العضلات المرفقة واحدة من هذه الأعصاب لأنه لا يمكن الخلط بسهولة عندما يتم نقل لإعداد طبق Sylgard واضحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد أن يتم كشف كل من الأعصاب ، وقطع أية اتصالات المتبقية بين STNS الأعصاب والأنسجة وغير المرغوب فيها من المعدة. التحرك بعناية STNS بعيدا عن باقي المعدة ، وقطع أية اتصالات تفويتها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حالة الطبق Sylgard واضحة مع كتلة من الأنسجة المتبقية في المعدة عن طريق فرك ما يزيد على سطح Sylgard Sylgard حتى لا يشعر بأنه لزجة جدا أو جافة. Sylgard هو مسعور وSTNS ستلتزم بشدة لأنه إذا لم يتم تكييف الطبق Sylgard المغلفة بهذه الطريقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة بعض المالحة الباردة إلى الطبق. الاستيلاء على نهايات الأعصاب العلوي من صواري مع ملقط وتقديم STNS إلى صحن Sylgard واضحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دبوس يسقط على STNS Sylgard. قطع الدماغ من الأعصاب صواري واستخدام الدبابيس minuten لتأمين تنتهي أربعة من التروس اولا القضاء. تأكد من أن يتم إعداد الجانب الأيمن من قبل التحقق من أن يتم الإشارة إيفان يصل بعيدا عن Sylgard. ينبغي للخروج DGN قليلا تحت STG عندما STG هو الجانب الأيمن الأعلى. دبوس بقية العصب تغلق منخفضة مع المسامير الأسلاك الدقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نظيفة من أي العضلات أو الأنسجة المتبقية من STNS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Desheath في STG باستخدام دبوس وحامل ، ودفع غرامة معقوف قليلا الإبرة التنغستن. جعل ثقب صغير في زاوية من غمد STG بعيدا عن أجسام الخلايا واستخدام ذلك للحصول على ثقب بين طبقات الغلاف. قطع بعناية رفرف من غمد فصل لفضح neuropil STG والهيئات الخلية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دبوس أي من اللوحات غمد وصولا الى زيادة إمكانية الوصول إلى الأجهزة المحمولة ولتحقيق الاستقرار في STG للتسجيلات داخل الخلايا. إعادة دبوس بقية STNS ضمان أن كل العصب مشدود ومتباعدة بشكل جيد لتسجيل خارج الخلية (انظر الشكل 3). </li></ol> 3. النتائج <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> من الناحية المثالية ، ينبغي لجميع الأعصاب تكون خالية من النكات والضرر ، وخصوصا تلك التي سيتم تسجيلها من. وينبغي أن أيا من تشابك الأعصاب أو الملتوية. يجب أن تكون سليمة STG مع كل من خلايا مرتبة في تشكيل حية حول neuropil. وSTNS سليمة غير متناظرة على الصعيدين الثنائي ويشبه أنيسيان مع lvns والساقين ، وmvns مثل الأسلحة ونهاية الأمامي كرئيس. </li></ol> الاختصارات : <table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> STNS </td><td> الجهاز العصبي فموي معدي </td></tr><tr><td> STG </td><td> فموي معدي العقدة </td></tr><tr><td> COG </td><td> صواري العقدة </td></tr><tr><td> OG </td><td> العقدة المريء </td></tr><tr><td> mvn </td><td> العصب الناصف البطين </td></tr><tr><td> أيون </td><td> المريء السفلي العصب </td></tr><tr><td> نجل </td><td> المريء العصب متفوقة </td></tr><tr><td> AGN </td><td> المعدة العصبية الأمامية </td></tr><tr><td> ن. </td><td> العصب الأمامي الجانبي </td></tr><tr><td> DGN </td><td> المعدة العصبية الظهرية </td></tr><tr><td> DVN </td><td> العصب الظهري البطين </td></tr><tr><td> lvn </td><td> البطين الوحشي العصب </td></tr><tr><td> PSN </td><td> الخلفية المعدة العصبية </td></tr><tr><td> PYN </td><td> البواب العصب </td></tr><tr><td> PDN </td><td> البواب موسع العصب </td></tr><tr><td> dlvn </td><td> الظهرية فرع من العصب البطين الجانبي </td></tr><tr><td> إيفان </td><td> العصب السفلي البطين </td></tr></tbody></table><img src="/files/ftp_upload/1207/figure_1_90ppi.jpg" alt= &quot;الشكل 1&quot; /&gt; الشكل 1 : رسم بياني يوضح الموضع التقريبي للSTNS في المعدة قبل تشريح. <img src="/files/ftp_upload/1207/figure_2_90ppi.jpg" alt="الشكل 2" /> الشكل 2 : مخطط للعضلات مختلفة في الجزء السفلي من المعدة وتراكب للSTNS في ضوء أخضر. يتم سرد كل نوع من الخلايا في العضلات مع STG من المعروف أنها يعصب. هذه الخريطة هي مفيدة عند التخطيط لتشريح الأعصاب التي تحمل إشارة من خلية معينة (مجاملة من المختبر نديم). <img src="/files/ftp_upload/old/1207_2009_1_12_5/figure_3.jpg" alt="الشكل 3" /> الشكل 3 : رسم تخطيطي للSTNS مع أقطاب كهربائية داخل وخارج الخلية الآبار (من ماردر وبوشر ، 2007).

<ol>
	<li>Harris-Warrick, R. M., Marder, E., Selverston, A. I., Moulins, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Dynamic Biological Networks: The stomatogastric nervous system. , (1992).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+Americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus Americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268 (892), 161-220 (1974).</li><li>Selverston, A. I., Russell, D. F., Miller, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Stomatogastric+Nervous+System:+Structure+and+function+of+a+small+neural+network.">The Stomatogastric Nervous System: Structure and function of a small neural network.</a> Prog. Neurobiology. 7, 215-290 (1976).</li></ol>

تشريح STNS هو الخطوة الأولى في إجراء عملية الكهربية أو التجربة المناعية ، أو للحصول على خلايا للثقافة الخلية. بغض النظر عن التجربة المقصود ، فإن تشريح الإجمالي دون تغيير. ومع ذلك ، قد يختلف تشريح غرامة. من المهم أن تخطط للمستقبل من الوقت الذي خلايا الأعصاب ، والتي سوف سج...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Black Sylgard 170</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>170</td>
<td>Gross Dissection</td>
</tr>
<tr>
<td>Fine Scissors</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>14090-09</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Insect Pins size 6</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>26000-65</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mayo Scissors</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>14110-17</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Micro-Spatula</td>
<td>Surgery</td>
<td>Ward Sci.</td>
<td>15 V 4313</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Rongeurs</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>16000-14</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tissue Forceps</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>11021-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Surgery</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Dissection</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Other</td>
<td>Fischer	</td>
<td>08-757-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Surgery</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting Microscope</td>
<td>Microscope</td>
<td>Wild</td>
<td>MC3</td>
<td>Misc.</td>
</tr>
<tr>
<td>Jonah Crab (C. borealis)</td>
<td>Animal</td>
<td>Commercial Lobster</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>
			<div>
						
		</div>

cancer borealis stomatogastric nervous system dissection

العقدة فموي معدي (STG) هو نموذج ممتاز لدراسة التفاعلات الخلوية وشبكة لأنه يحتوي على عدد قليل نسبيا من الخلايا (ما يقرب من 25 في الشفق جيم) والتي تتميز بشكل جيد. الخلايا في STG المعرض مجموعة واسعة من المخرجات ومسؤولة عن تصرفات السيارات المعدة. المعدة المعدة يحتوي على طاحونة الطعام الذي ينهار مع ثلاثة أسنان الداخلية ، وبوابة المعدة التي بتصفية الطعام قبل أن تصل إلى المعي المتوسط. وتنتج نتيجتين STG الايقاعي للسيطرة على مصنع للبواب المعدة والمعروفة باسم مولدات نمط المركزية (CPGs). يمكن لكل خلية في STG المشاركة في أحد أو كل من هذه الإيقاعات. هذه CPGs تسمح لدراسة تعديل العمليات العصبية ، التوازن ، وتقلب الخلوية وشبكة ، وتطوير الشبكة ، واستعادة الشبكة. يتم تشريح الجهاز العصبي فموي معدي (STNS) من جونا السلطعون (سرطان الشفق) في جزأين ، وتشريح الجسيمة والغرامة. في تشريح الإجمالي يتم تشريح المعدة بالكامل من السرطانات. أثناء تشريح الغرامة يتم استخراج STNS من المعدة باستخدام مجهر التشريح والتشريح الدقيقة الأدوات (انظر الشكل 1). ويتضمن STNS STG ، والعقدة المريء (خطأ في مرماه) ، والعقد صواري (ترس) وكذلك الأعصاب التي يعصب عضلات المعدة. هنا ، وتبين لنا كيفية إجراء تشريح كامل للSTNS استعدادا لتجربة الكهربية حيث ستسجل الخلايا في STG من intracellularly والأعصاب الطرفية وستستخدم للتسجيلات خارج الخلية. ويظهر هذا الأسلوب السليم من أجل العثور على الأعصاب المطلوب فضلا عن تقنية لدينا desheathing العقدة للكشف عن وsomata neuropil.

Watch this Scientific Journal Video about Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection at JoVE.com

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

فموي معدي النظام العصبي (STNS) من السلطعون جونا (<em&gt; C. الشفق</em&gt;) يمكن استخدامها لالكهربية والمناعية ، ودراسات ثقافة الخلية. ويتم استخراج STNS في جزأين : تشريح الجسيمة والغرامة.

سرطان بورياليس فموي معدي تشريح الجهاز العصبي

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

cancer-borealis-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

12.5K Views.  Brandeis. فموي معدي النظام العصبي (STNS) من السلطعون جونا ( C. الشفق) يمكن استخدامها لالكهربية والمناعية ، ودراسات ثقافة الخلية. ويتم استخراج STNS في جزأين : تشريح الجسيمة والغرامة.

Video: Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

تشريح المبايض ذبابة الفاكهة

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

تشريح الجهاز العصبي المركزي اليرقات في Melanogaster ذبابة الفاكهة

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

تشريح 6.5 أجنة الفئران DPC

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

عزل خلايا وحيدات النوى من الجهاز العصبي المركزي مع الجرذان EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

ذبابة الفاكهة تشريح اليرقات NMJ

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

تشريح السكيراء الجعوية زقاق

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the activity of interest and are accessible and amenable to experimental methods. The stomatogastric nervous system (STNS) of the American lobster (Homarus americanus; also know was the Atlantic or Maine lobster) has been established as a model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation of networks. The STNS consists of 3 anterior ganglia (2 commissural ganglia and an oesophageal ganglion), containing modulatory neurons that project centrally to the stomatogastric ganglion (STG). The STG contains approximately 30 neurons that comprise two central pattern generating networks, the pyloric and gastric networks that underlie feeding behaviors in crustaceans1,2. While it is possible to study this system in vivo3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. Physical isolation of the STNS in a dish allows for easy access to the somata in the ganglia for intracellular electrophysiological recordings and to the nerves of the STNS for extracellular recordings. Isolating the STNS is a two-part process. The first part, dissecting the stomach from the animal, is described in an accompanying video article4. In this video article, fine dissection techniques are used to isolate the STNS from the stomach. This procedure results in a nervous system preparation that is available for electrophysiological recordings.

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

We describe the fine dissection of the stomatogastric nervous system from the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

Homarus Americanus فموي معدي تشريح الجهاز العصبي

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

Deficient Pms2, ERCC1, Ku86, CcOI in Field Defects During Progression to Colon Cancer

In carcinogenesis, the "field defect" is recognized clinically because of the high propensity of survivors of certain cancers to develop other malignancies of the same tissue type, often in a nearby location. Such field defects have been indicated in colon cancer. The molecular abnormalities that are responsible for a field defect in the colon should be detectable at high frequency in the histologically normal tissue surrounding a colonic adenocarcinoma or surrounding an adenoma with advanced neoplasia (well on the way to a colon cancer), but at low frequency in the colonic mucosa from patients without colonic neoplasia.
Using immunohistochemistry, entire crypts within 10 cm on each side of colonic adenocarcinomas or advanced colonic neoplasias were found to be frequently reduced or absent in expression for two DNA repair proteins, Pms2 and/or ERCC1. Pms2 is a dual role protein, active in DNA mismatch repair as well as needed in apoptosis of cells with excess DNA damage. ERCC1 is active in DNA nucleotide excision repair. The reduced or absent expression of both ERCC1 and Pms2 would create cells with both increased ability to survive (apoptosis resistance) and increased level of mutability. The reduced or absent expression of both ERCC1 and Pms2 is likely an early step in progression to colon cancer.
DNA repair gene Ku86 (active in DNA non-homologous end joining) and Cytochrome c Oxidase Subunit I (involved in apoptosis) had each been reported to be decreased in expression in mucosal areas close to colon cancers. However, immunohistochemical evaluation of their levels of expression showed only low to modest frequencies of crypts to be deficient in their expression in a field defect surrounding colon cancer or surrounding advanced colonic neoplasia.
We show, here, our method of evaluation of crypts for expression of ERCC1, Pms2, Ku86 and CcOI. We show that frequency of entire crypts deficient for Pms2 and ERCC1 is often as great as 70% to 95% in 20 cm long areas surrounding a colonic neoplasia, while frequency of crypts deficient in Ku86 has a median value of 2% and frequency of crypts deficient in CcOI has a median value of 16% in these areas. The entire colon is 150 cm long (about 5 feet) and has about 10 million crypts in its mucosal layer. The defect in Pms2 and ERCC1 surrounding a colon cancer thus may include 1 million crypts. It is from a defective crypt that colon cancer arises.

Reduced/absent expression of Pms2 and/or ERCC1 in entire crypts is a frequent event within 10 cm on each side of colonic adenocarcinomas, likely the basis of a field defect with high mutability and progression to cancer. Deficiency in Ku86 or CcOI is much less frequent in these field defects.

نقص Pms2 ، ERCC1 ، Ku86 ، CcOI عيوب في الميدان خلال التقدم إلى سرطان القولون

In carcinogenesis, the "field defect" is recognized clinically because of the high propensity of survivors of certain cancers to develop other ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

تشريح Oenocytes من الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

تشريح الكلى اسماك الزرد الكبار

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...