نود أن نعترف مستشار لدينا ، والدكتور حواء ماردر. وأيد هذا البحث من قبل المعهد الوطني للصحة منح NS17813 ماردر لحواء وNS059255 إلى T. AE

يجب قبل البدء في هذا البروتوكول يمكن إزالة المعدة من جراد البحر من الحيوان ، وأعدت على النحو المبين في المادة الرفيق إن الرب (بيرمان وتوبين ، 2009). الغالبية العظمى من الخطوات المذكورة أدناه هي التي يتعين القيام بها تحت مجهر تشريح. الجزء الأول ، عزل العقد صواري <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توجيه الطبق بحيث نهاية الأمامي (من قبل الشفة) هو بعيدا عنك ونهاية الخلفي (من قبل بواب) هو نحو لكم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان دبس المعدة بحيث انها تقع الشقة ممكن على طبق. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دبوس أسفل المريء على كل جانب من الشفاه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا كان ذلك ضروريا ، إعادة ترتيب وضع الدبابيس الأخرى أثناء تشريح الإجمالي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة اللحمة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستيلاء على اللحمة بالقرب من العضلات gm2/gm3 وسلخه من هذه العضلات وبرفق في الاتجاه الأمامي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل اللحمة من الدهون الأساسية عن طريق القص أية اتصالات. زيادة استخدام الرعاية حول الشريان المركزي الذي يرفق جزءا رئيسيا من الجهاز العصبي فموي معدي. ترك اللحمة سليمة داخل دائرة نصف قطرها حوالي 0.5 سم من العقدة فموي معدي ، والتي تقع بين عضلات gm1b. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع اللحمة المشتتة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل من أنسجة الدماغ الكامنة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التعرف على اثنين الأعصاب صواري كبيرة هذا المشروع ثنائي من الجزء الأمامي من الدماغ إلى العقد صواري في الجزء الأمامي من المعدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترك هذه الأعصاب سليمة ، ورفع بلطف الدماغ مع ملقط وقطع لفصل المخ عن باقي الأنسجة. كن حذرا كما كنت تفعل هذا ، كما هو العصب فموي معدي أسفل المخ ، ويجب الحفاظ عليه. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل من العقد صواري المحيطة الأنسجة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اتبع أحد الأعصاب صواري إلى واحدة من العقد صواري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد ايون وابنه -- يجب أن تظل هذه الأعصاب سليمة. فإن العقدة صواري والعديد من الأعصاب التي تنبثق. قطع معظمها (باستثناء ايون والابن) ، ولكن ترك إحدى العصب اضافية ملحقة بعقد العقدة صواري في المكان في حين الانتهاء من التشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع تكرار هذه العقدة صواري أخرى. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف ايون وابنه من الأفقي إلى وسطي. ترك العصب سليما شفوي لارساء النظام العصبي في المعدة. العقدة المريء ويجلس ليالي ايون تتقاطع. يمكنك مسح أسفله عن طريق الاستيلاء على العصب البطين السفلية وسحب ما يصل الى قطع تحتها. </li></ol> الجزء الثاني ، عزل العقدة فموي معدي (STG) ، والأعصاب المتبقية. <ol start="7" style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل من STG المحيطة الأنسجة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وSTG يجلس داخل الشريان الذي يمتد بين عضلات gm1b وصولا الى العضلات gm2a ب. ابحث عن نهاية قطع الشريان بالقرب من العضلات gm2a ب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب نهاية قطع الشريان صعودا والأمامية ، وفضح DVN. مواصلة سحب ما يصل حتى تصل إلى مستوى اللحمة المتبقية. مرة واحدة فصل ، يمكن قطع الشريان إلى مستوى حيث أنها تمس اللحمة المتبقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع رفرف العضلات التي كانت تقع في المنصة من جراد البحر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ارفع اللحمة فوق الشريان ، ملاحظا أن يجعل الشريان نفق داخل الدهون فوق STG. وضعت شفرة واحدة من مقص الخاص داخل الشريان وقطع العضلات فوقه. تأكد من أن تستطيع أن ترى DVN كما كنت خفض للتأكد من أنك بأمان فوق STG. يستمر القطع الأمامية ، بعد الشريان. كما يمكنك خفض فوق STG ، سوف تكون قادرا على رؤية الأمامية STN المنبثقة من STG وهبوطا الغوص في العضلات. يستمر القطع الأمامية للفصل التام لعضلة فوق STG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أي نوع من الأنسجة واضحة بعيدا عن STN. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> منفصلة ليالي AGN من الأنسجة المحيطة بها. (حتى لو كنت لا خطة لتسجيل من AGN ، ستحتاج جزء من العصب سليمة إلى دبوس أسفل العقدة للتسجيلات داخل الخلايا.) <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لرؤية أفضل ليالي AGN ، وإزالة ما تبقى اللحمة وطبقة رقيقة من العضلات الأساسية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الخلفي عادل لSTG ، وتحديد نفق مظلم في الدهون والعضلات على جانبي DVN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عصا شفرة واحدة مقصية داخل النفق وقطع النسيج فوق العصبية. يستمر القطع أفقيا ، وبعد عصب ، لعزلها. (A ملليمتر الزوجين كافية لتعلق على العقدة ، ولكن فضح لا يقل عن 5 ملم من AGN إذا كنت تخطط لتسجيل منه.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل AGN من يعصب العضلات ذلك عن طريق قطع الاتصالات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر على الجانب الآخر لعزل AGN الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تم تشريح كل من ليالي AGN ، وقطع جميع العضلات والأنسجة التي تربط STG إلى المعدة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل mvn ثانية. هم زوجا من الأعصاب الثنائية المتفرعة الصغيرة قبالة lvn والعبور أفقيا تحت الدهون. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إما استخدام مقص أو ملقط اثنين إلى قطع طريق الدهون على جانب واحد من DVN ، بالقرب من حيث فروع في S. lvn two هنا كنت بعيدا عن ليالي mvn ولن يجازف خفضها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ارفع طبقة الدهون ، وتحديد تحت mvn الصغيرة. هذه الأعصاب إلى تشغيل الإنسي الخلفي فقط أفقيا على مستوى العضلات gm1b. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة طبقة من الدهون فوق mvn ، وترك العصب سليما حتى الآن لأنها لن تصبح متشابكة. هذا سوف يقلل من نهايتها الوحشي قبالة المعدة في نهاية تشريح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر العملية على الجانب الآخر لعزل mvn الأخرى. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل ليالي lvn والأعصاب الخلفية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> انطلاق حيث فرع lvn ق أفقيا قبالة DVN ، اتباع lvn عن طريق خفض الدهون فوقه. اعتمادا على الإعداد ، ويمكن في بعض الأحيان يتم سحب كامل طبقة الدهون فوق العصب قبالة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تواصل الكشف عن lvn حتى النقطة التي فروع PSN قبالة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل PYN. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد موقع PYN ، بل هو العصب السفر الخلف على بوابة المعدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة غشاء رقيق يغطي هذه المنطقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل PYN بقطع جزء صغير من بوابة المعدة ، التي تعلق على PYN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع البواب الباب برفق وقطع النسيج على جانبي PYN حتى تصل إلى الفرع الذي يعلقها على PDN. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل PDN. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد موقع PDN ، بل هو العصب السفر خلفي موسع لعضلة البواب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع جزء صغير من العضلات موسع البواب ، التي تعلق على PDN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع العضلات برفق موسع البواب الباب ، وقطع النسيج بعيدا عن جانبي PDN حتى تصل إلى الفرع الذي يعلقها على PYN. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل lvn بطني ، الذي يربط PYN وPDN إلى lvn. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عند نقطة تفرع الثلاثي حيث PYN وPDN الاتصال lvn بطني ، عزل أي جزء صغير من فروع العصب الذي قبالة lvn بطني ، مثل vpln. وسيتم استخدام هذا بمثابة مؤشر إلى سحب على lvn البطني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> رفع على المقبض وقطع النسيج على جانبي lvn بطني ، والعمل في الاتجاه الأمامي حتى تصل إلى النقطة التي فروع PSN قبالة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات 10-13 لعزل الأعصاب lvn الخلفي وعلى الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل النظام العصبي فموي معدي من المعدة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفصل تماما lvn من المعدة ، وسحب على PSN وقطع جميع الأنسجة والأعصاب التي تعلق على وlvn lvn بطني ، باستثناء وPYN PDN. كرر هذه العملية على الجانب الآخر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع نهاية كل mvn الوحشي. رفع نهاية الوحشي وقطع أي مرفقات غريبة بين الأعصاب والأنسجة الكامنة في المعدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في نهاية الأمامي ، وقطع أي مرفقات دخيلة على صواري العقد ، وقطع العصب شفوي على كل جانب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فحص البصر فموي معدي نظام الجهاز العصبي لتحديد وخفض ثم أي مرفقات إضافية لأنسجة المعدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستيلاء على نهاية أمامية كل من الأعصاب صواري ، وفوق صواري العقد ، وقشر الجهاز العصبي فموي معدي قبالة المعدة ونقله إلى جانب الطبق. كما كنت تفعل هذا ، وقطع أي مرفقات المتبقية لتحرير الجهاز العصبي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد طبق Sylgard الصغيرة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فرك بعض أنسجة المعدة بدقة على سطح Sylgard في صحن صغير. وهذا الانخفاض في hydrophobicity من Sylgard ، بحيث المالحة ستوزع بالتساوي على طبق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف وملء الطبق مع Sylgard المالحة مبردة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الجهاز العصبي إلى الطبق الذي أعده Sylgard الاستيلاء على نهايات الأعصاب الأمامية لكل من صواري ، ورفع الجهاز العصبي للخروج من صحن كبير ، ووضع في طبق صغير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دبوس STNS في صحن صغير باستخدام مزيج من الدبابيس الدبابيس minuten وأرق من قطع سلك التنجستن. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن يتم إعداد الجانب الظهري من قبل التحقق من أن العصب البطين السفلي يشير بعيدا عن Sylgard. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة المخ والأعصاب دبوس صواري. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> برفق على الجهاز العصبي وضيق الشقة عن طريق سحب كل واحدة من ليالي PSN خلفي وأفقيا ، وتعلق عليهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة العضلات موسع البواب من ليالي PDN ، ويعلقون عليه PDN ثانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالةالبواب الجزء من ليالي PYN ، ويعلقون عليه ثانية. PYN </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أحدد أي الأعصاب المتبقية معزولة مثل الأعصاب الشفرية ، ق mvn و s. AGN </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Desheath والجنيه الاسترليني. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضمان STG مسطح ضد Sylgard مشدود وعقدت من قبل ليالي AGN الوحشي ، وSTN الأمامي والخلفي DVN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ترتيب الإضاءة لتمكين تصور من المحاور داخل DVN. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام دبوس صغير أو غرامة إبرة التنغستن ، وجعل ثقب صغير في غمد الضحلة المحيطة DVN ، الخلفي عادل لSTG. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الإبرة عبر DVN ، الظهرية إلى محاور ، لإنشاء المسيل للدموع الأفقي في غمد العصب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستيلاء على رفرف من غمد العصب الخلفي للSTG وسحب الأمامية لإزالة غمد من الجانب الظهري من STG. </li></ol></li></ol><table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td colspan="2"> الاختصارات : </td></tr><tr><td> STNS </td><td> الجهاز العصبي فموي معدي </td></tr><tr><td> STG </td><td> فموي معدي العقدة </td></tr><tr><td> COG </td><td> صواري العقدة </td></tr><tr><td> STN </td><td> فموي معدي العصب </td></tr><tr><td> mvn </td><td> العصب الإنسي البطين </td></tr><tr><td> أيون </td><td> المريء السفلي العصب </td></tr><tr><td> نجل </td><td> المريء العصب متفوقة </td></tr><tr><td> AGN </td><td> المعدة العصبية الأمامية </td></tr><tr><td> DVN </td><td> العصب الظهري البطين </td></tr><tr><td> lvn </td><td> البطين الوحشي العصب </td></tr><tr><td> PSN </td><td> الخلفية المعدة العصبية </td></tr><tr><td> vpln </td><td> بطني العصب الوحشي الخلفي </td></tr><tr><td> PYN </td><td> البواب العصب </td></tr><tr><td> PDN </td><td> البواب موسع العصب </td></tr></tbody></table>

<ol>
	<li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generators+and+the+control+of+rhythmic+movements.">Central pattern generators and the control of rhythmic movements.</a> Curr. Biol. 11, R986-R996 (2001).</li><li>Nusbaum, M. P., Beenhakker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+small-systems+approach+to+motor+pattern+generation.">A small-systems approach to motor pattern generation.</a> Nature. 417, 343-350 (2002).</li><li>Clemens, S., Massabuau, J. C., Legeay, A., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+modulation+of+interacting+central+pattern+generators+in+lobster+stomatogastric+ganglion:+influence+of+feeding+and+partial+pressure+of+oxygen.">In vivo modulation of interacting central pattern generators in lobster stomatogastric ganglion: influence of feeding and partial pressure of oxygen.</a> J. Neurosci. 18, 2788-2799 (1998).</li><li>Bierman, H. S., Tobin, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gross+dissection+of+the+stomach+of+the+lobster,+Homarus+americanus.">Gross dissection of the stomach of the lobster, Homarus americanus.</a> J Vis Exp. 27, (2009).</li><li>Maynard, D. M., Dando, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+stomatogastric+neuromuscular+system+in+Callinectes+sapidus,+Homarus+americanus+and+Panulirus+argus+(Decapoda+crustacean).">The structure of the stomatogastric neuromuscular system in Callinectes sapidus, Homarus americanus and Panulirus argus (Decapoda crustacean).</a> Philos. Trans. R. Soc. Lond. B Biol. Sci. 268, 161-220 (1974).</li><li>Herrick, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Natural+history+of+the+American+lobster.">Natural history of the American lobster.</a> Bull. U.S. Bur. Fish. 29, 219-252 (1909).</li><li>Marder, E., Bucher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Understanding+circuit+dynamics+using+the+stomatogastric+nervous+system+of+lobsters+and+crabs.">Understanding circuit dynamics using the stomatogastric nervous system of lobsters and crabs.</a> Annu. Rev. Physiol. 69, 291-316 (2007).</li><li>Bucher, D., Taylor, A. L., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+pattern+generating+neurons+simultaneously+express+fast+and+slow+rhythmic+activities+in+the+stomatogastric+ganglion.">Central pattern generating neurons simultaneously express fast and slow rhythmic activities in the stomatogastric ganglion.</a> J. Neurophysiol. 95, 3617-3632 (2006).</li><li>Mizrahi, A., Dickinson, P. S., Kloppenburg, P., F&#233;nelon, V., Baro, D. J., Harris-Warrick, R. M., Meyrand, P., Simmers, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+maintenance+of+channel+distribution+in+a+central+pattern+generator+neuron+by+neuromodulatory+inputs+revealed+by+decentralization+in+organ+culture.">Long-term maintenance of channel distribution in a central pattern generator neuron by neuromodulatory inputs revealed by decentralization in organ culture.</a> J. Neurosci. 21, 7331-7339 (2001).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Variable+channel+expression+in+identified+single+and+electrically+coupled+neurons+in+different+animals.">Variable channel expression in identified single and electrically coupled neurons in different animals.</a> Nat. Neurosci. 9, 356-362 (2006).</li><li>Schulz, D. J., Goaillard, J. M., Marder, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+expression+profiling+of+identified+neurons+reveals+cell-specific+constraints+on+highly+variable+levels+of+gene+expression.">Quantitative expression profiling of identified neurons reveals cell-specific constraints on highly variable levels of gene expression.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 13187-13191 (2007).</li></ol>

وقد تم تشريح المعدة وسرطان البحر وصفا جيدا STNS 5،6 سابقا ، واستخدمت أشكال مختلفة من هذا الإجراء في تشريح العديد من الدراسات. نوصي تصبح مألوفة مع تشريح المعدة 5-7 و 5،8 STNS قبل بداية التشريح. ومثل هذه الألفة تقلل من خطر حدوث التلف العرضي إلى الأعصاب والأنسجة. للحفاظ على صحة الإعداد ، فمن الأهمية بمكان للحفاظ على التحضير في درجة حرارة معتدلة. ويتم تحقيق ذلك بسهولة من خلال تبادل والمالحة كل 30 دقيقة مع 4 ˚ C المالحة يحتفظ بها في الثلاجة. عندما يغوص في المياه المالحة الباردة ، وإعداد STNS معزولة هي قابلة للتطبيق لعدة ساعات. وقد أظهرت التسجيلات في gammarus Homarus النشاط الإيقاعي مستقرة ذات الصلة من STG طوال 5 أيام في المختبر 9 ؛ فقد رأينا قوة مماثلة في H. americanus (pers. OBS). مطلوب مدخلات Modulatory إلى STG من العقد صواري للحفاظ على أنماط السيارات الجارية. لذلك ، للحفاظ على النشاط العادي الايقاعي هذه العقد وايون ابنه ، ويجب أن تبقى الأعصاب STN سليمة. تشريح وصفنا يحفظ العديد من الأعصاب الحركية (التي تحتوي على محاور العصبون الحركي) : ليالي AGN (التي تحتوي على مطحنة المعدة (GM) المحاوير) ، ليالي mvn (التي تحتوي على المعدة الجانبي (LG) وأدنى المحاوير القلب (IC)) ، ليالي PYN (التي تحتوي على الخلايا العصبية البواب (PY) المحاوير) ، ليالي PDN (التي تحتوي على الموسع البواب (PD) المحاور) ، وق lvn (التي تحتوي على البواب الجانبي (LP) ، المعدة الإنسي (MG) ​​، المحاوير غاز البترول المسال وكذلك من جنرال موتورز ، PD وPY). بواسطة تشريح إضافية (أو مختلفة) الأعصاب ، قد يتم تسجيل السيارات الأخرى المحاور العصبية. قد يتم تسجيل كل نوع بعينه من العصبون الحركي محوار بشكل فردي عن طريق تشريح وتسجيل من العصبية التعصيب العضلات التي هذا النوع من المشاريع الخلايا العصبية. ويمكن استخدام هذا المستحضر لمجموعة متنوعة من الدراسات التي تركز على وظيفة الجهاز العصبي. قد يتم تسجيل نشاط الخلايا العصبية إما باستخدام الخلايا ، والتسجيلات القطب حادة من somata أو المحاور العصبية ، أو عن طريق تسجيل النبضات الكهربائية خارج الخلية من الأعصاب. وقد تم العديد من القنوات الأيونية في الخلايا العصبية STG مستنسخ جزئيا ويمكن قياس مرنا من somata سحبت 10،11 يدويا.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Fine Tungsten Wire (0.001 in. diameter)</td>
<td>Tool</td>
<td>California Fine Wire</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cut into 1-2mm pieces to use as fine pins.</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps #5</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>91150-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Minuten Pins</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26002-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Moria Spring Scissors (7mm blades)</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>15370-52</td>
<td>These are the top of the line. There are more economical spring scissors available from the same company.</td>
</tr>
<tr>
<td>Petri Dish (100x15mm)</td>
<td>Tool</td>
<td>Fischer</td>
<td>08-757-12</td>
<td>Fill 2-4mm with Sylgard 182.</td>
</tr>
<tr>
<td>Sylgard 182</td>
<td>Other</td>
<td>Dow Corning</td>
<td>182</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pin Holder</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>26018-17</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors and fine forceps alone.</td>
</tr>
<tr>
<td>Super fine forceps #5SF</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>11252-00</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tungsten Needles</td>
<td>Tool</td>
<td>FST</td>
<td>10130-05</td>
<td>Optional. Desheathing can be done with scissors or with pins cut from fine tungsten wire.</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissection microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

homarus americanus stomatogastric nervous system dissection

بهدف فهم الكيفية التي تنتج نظم النشاط العصبي والاستجابة للبيئة وعلماء الأعصاب إلى أنظمة تشغيل النموذج الذي يحمل نشاط الفائدة ويسهل الوصول إليها وقابلة للطرق تجريبية. فموي معدي النظام العصبي (STNS) من اللوبستر الاميركية (<i&gt; Homarus americanus</iوقد أنشئت أيضا كان يعرف جراد البحر أو المحيط الأطلسي ولاية ماين) ، ونظام نموذجي لدراسة الإيقاع توليد شبكات وتعديل العمليات العصبية الشبكات ؛&gt;. ويتكون من 3 STNS العقد الأمامي (2 العقد صواري والمريء العقدة) ، التي تحتوي على الخلايا العصبية modulatory هذا المشروع مركزيا إلى العقدة فموي معدي (STG). ويحتوي على ما يقرب من 30 STG الخلايا العصبية التي تضم شبكتين نمط توليد المركزية ، وشبكات البواب في المعدة والتي تكمن وراء سلوكيات التغذية في القشريات<sup&gt; 1،2</sup&gt;. في حين أنه من الممكن دراسة هذا النظام<i&gt; في الجسم الحي</i<sup&gt; 3</sup&gt; ويستمر لإنتاج STNS نشاطها الإيقاعي عندما معزولة<i&gt; في المختبر</i&gt;. العزلة المادية للSTNS في صحن يسمح لسهولة الوصول إلى somata في العقد التسجيلات الكهربية بين الخلايا والأعصاب من STNS للتسجيلات خارج الخلية. عزل STNS عملية جزئين. الموصوفة في الجزء الأول ، تشريح المعدة من الحيوانات ، في مقال الفيديو المصاحبة<sup&gt; 4</sup&gt;. في هذه المقالة الفيديو ، وتستخدم تقنيات تشريح غرامة لعزل STNS من المعدة. نتائج هذا الإجراء في إعداد الجهاز العصبي ما هو متاح للتسجيلات الكهربية.

Watch this Scientific Journal Video about Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection at JoVE.com

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

وصفنا تشريح غرامة الجهاز العصبي فموي معدي من المعدة من جراد البحر الأميركية (<i&gt; Homarus americanus</i&gt;).

Homarus Americanus فموي معدي تشريح الجهاز العصبي

With the goal of understanding how nervous systems produce activity and respond to the environment, neuroscientists turn to model systems that exhibit the ...

homarus-americanus-stomatogastric-nervous-system-dissection

Research

JoVE Journal

Biology

Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

11.1K Views.  Brandeis. وصفنا تشريح غرامة الجهاز العصبي فموي معدي من المعدة من جراد البحر الأميركية ( Homarus americanus).

Video: Homarus Americanus Stomatogastric Nervous System Dissection

Dissection of Drosophila Ovaries

تشريح المبايض ذبابة الفاكهة

Dissection of 6.5 dpc Mouse Embryos

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell interaction and signaling mechanisms that guide embryonic patterning. However, dissection of the mouse embryo from the decidua shortly after implantation can be a challenging procedure, and detailed step-by-step documentation of this process is lacking.

Here we demonstrate how post-implantation (6.5 dpc) embryos are isolated by first dissecting the uterus of a pregnant mouse (detection of the vaginal plug was designated day 0.5 poist coitum) and subsequently dissecting the embryo from maternal decidua. The dissection of Reichert's membrane is described as well as the removal of the ectoplacental cone.

Isolation of postimplantation-stage embryos allows one to study gene patterning and analyze cell-lineage decision making processes during embryonic development, but proper dissection of the early embryo can be challenging. This protocol describes a method for isolating early primitive-streak-stage embryos (~6.5 days post coitum [dpc]).

تشريح 6.5 أجنة الفئران DPC

Analysis of gene expression patterns during early stages of mammalian embryonic development can provide important clues about gene function, cell-cell ...

Isolation of Mononuclear Cells from the Central Nervous System of Rats with EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the immune response to an infection of the CNS, such as poliomyelitis, Lyme neuroborreliosis, or neurosyphilis, it is often necessary to isolate the CNS-infiltrating immune cells.
In this video-protocol we demonstrate how to isolate mononuclear cells (MNCs) from the CNS of a rat with EAE. The first step of this procedure requires a cardiac perfusion of the rodent with a saline solution to ensure that no blood remains in the blood vessels irrigating the CNS. Any blood contamination will artificially increase the number of apparent CNS-infiltrating MNCs and may alter the apparent composition of the immune infiltrate. We then demonstrate how to remove the brain and spinal cord of the rat for subsequent dilaceration to prepare a single-cell suspension. This suspension is separated on a two-layer Percoll gradient to isolate the MNCs. After washing, these cells are then ready to undergo any required procedure. 
Mononuclear cells isolated using this procedure are viable and can be used for electrophysiology, flow cytometry (FACS), or biochemistry. If the technique is performed under sterile conditions (using sterile instruments in a tissue culture hood) the cells can also be grown in tissue culture medium. A given cell population can be further purified using either magnetic separation procedures or a FACS.

In this video we demonstrate how to isolate mononuclear cells from the central nervous system of rats with experimental autoimmune encephalomyelitis.

عزل خلايا وحيدات النوى من الجهاز العصبي المركزي مع الجرذان EAE

Whether studying an autoimmune disease directed to the central nervous system (CNS), such as experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE, 1), or the ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

ذبابة الفاكهة تشريح اليرقات NMJ

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

تشريح السكيراء الجعوية زقاق

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of cells (approximately 25 in C. borealis) which are well characterized. The cells in the STG exhibit a broad range of outputs and are responsible for the motor actions of the stomach. The stomach contains the gastric mill which breaks down food with three internal teeth, and the pylorus which filters the food before it reaches the midgut. The STG produces two rhythmic outputs to control the gastric mill and pylorus known as central pattern generators (CPGs). Each cell in the STG can participate in one or both of these rhythms. These CPGs allow for the study of neuromodulation, homeostasis, cellular and network variability, network development, and network recovery.
The dissection of the stomatogastric nervous system (STNS) from the Jonah crab (Cancer borealis) is done in two parts; the gross and fine dissection. In the gross dissection the entire stomach is dissected from the crab. During the fine dissection the STNS is extracted from the stomach using a dissection microscope and micro-dissection tools (see figure 1). The STNS includes the STG, the oesophageal ganglion (OG), and the commissural ganglia (CoG) as well as the nerves that innervate the stomach muscles. Here, we show how to perform a complete dissection of the STNS in preparation for an electrophysiology experiment where the cells in the STG would be recorded from intracellularly and the peripheral nerves would be used for extracellular recordings. The proper technique for finding the desired nerves is shown as well as our technique of desheathing the ganglion to reveal the somata and neuropil.

Cancer Borealis Stomatogastric Nervous System Dissection

The stomatogastric nervous system (STNS) of the Jonah crab (C. borealis) can be used for electrophysiology, immunohistochemistry, and cell culture studies. The STNS extraction is done in two parts: the gross and fine dissection.

سرطان بورياليس فموي معدي تشريح الجهاز العصبي

The stomatogastric ganglion (STG) is an excellent model for studying cellular and network interactions because it contains a relatively small number of ...

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of the stomach is defined by the mouth opening and the posterior end by the bottom of the pylorus. Along the dorsal side of the stomach lies the stomatogastric nervous system (STNS). This nervous system, which contains rhythmic networks that underlie feeding behavior, is an established model system for studying rhythm generating networks and neuromodulation 1,2. While it is possible to study this system in vivo 3, the STNS continues to produce its rhythmic activity when isolated in vitro. In order to study this system in vitro the stomach must be removed from the animal. This video article describes how the stomach can be dissected from the American lobster. In an accompanying video article4 we demonstrate how the STNS can be isolated from the stomach.

Gross Dissection of the Stomach of the Lobster, Homarus Americanus

We describe the gross dissection of the stomach of the American lobster (Homarus americanus).

إجمالي تشريح المعدة من جراد البحر ، Homarus Americanus</em

The stomach of the American lobster (Homarus americanus) is located in the cephalothorax, between the rostrum and the cervical groove. The anterior end of ...

Dissection of Organs from the Adult Zebrafish

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental analysis of the embryo and larva is extensive and the morphology has been well documented, descriptions of adult zebrafish anatomy and studies of development of the adult structures and organs, together with techniques for working with adults are lacking. The organs of the larva undergo significant changes in their overall structure, morphology, and anatomical location during the larval to adult transition.  Externally, the transparent larva develops its characteristic adult striped pigment pattern and paired pelvic fins, while internally, the organs undergo massive growth and remodeling.  In addition, the bipotential gonad primordium develops into either testis or ovary.  This protocol identifies many of the organs of the adult and demonstrates methods for dissection of the brain, gonads, gastrointestinal system, heart, and kidney of the adult zebrafish. The dissected organs can be used for in situ hybridization, immunohistochemistry, histology, RNA extraction, protein analysis, and other molecular techniques.  This protocol will assist in the broadening of studies in the zebrafish to include the remodeling of larval organs, the morphogenesis of organs specific to the adult and other investigations of the adult organ systems.

This protocol describes a procedure for identifying and dissecting organs from the adult zebrafish.

تشريح هيئات من اسماك الزرد الكبار

Over the last 20 years, the zebrafish has become a powerful model organism for understanding vertebrate development and disease.  Although experimental ...

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells form, and how they interact with their environment is therefore crucial for understanding development, homeostasis and disease. The ovary of the fruit fly Drosophila melanogaster has served as an influential model for the interaction of germ line stem cells (GSCs) with their somatic support cells (niche) 1, 2. The known location of the niche and the GSCs, coupled to the ability to genetically manipulate them, has allowed researchers to elucidate a variety of interactions between stem cells and their niches 3-12.
Despite the wealth of information about mechanisms controlling GSC maintenance and differentiation, relatively little is known about how GSCs and their somatic niches form during development. About 18 somatic niches, whose cellular components include terminal filament and cap cells (Figure 1), form during the third larval instar 13-17. GSCs originate from primordial germ cells (PGCs). PGCs proliferate at early larval stages, but following the formation of the niche a subgroup of PGCs becomes GSCs 7, 16, 18, 19. Together, the somatic niche cells and the GSCs make a functional unit that produces eggs throughout the lifetime of the organism.
Many questions regarding the formation of the GSC unit remain unanswered. Processes such as coordination between precursor cells for niches and stem cell precursors, or the generation of asymmetry within PGCs as they become GSCs, can best be studied in the larva. However, a methodical study of larval ovary development is physically challenging. First, larval ovaries are small. Even at late larval stages they are only 100&mu;m across. In addition, the ovaries are transparent and are embedded in a white fat body. Here we describe a step-by-step protocol for isolating ovaries from late third instar (LL3) Drosophila larvae, followed by staining with fluorescent antibodies. We offer some technical solutions to problems such as locating the ovaries, staining and washing tissues that do not sink, and making sure that antibodies penetrate into the tissue. This protocol can be applied to earlier larval stages and to larval testes as well.

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

How niches and stem cells form during development is an important question with practical implications. In the Drosophila ovary, germ line stem cells and their somatic niches form during larval development. This video demonstrates how to dissect, stain and mount female gonads from late third instar (LL3) Drosophila larvae.

تشريح وتلون ذبابة الفاكهة اليرقات المبايض

Many organs depend on stem cells for their development during embryogenesis and for maintenance or repair during adult life. Understanding how stem cells ...

Dissection of the Adult Zebrafish Kidney

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem cells during normal homeostasis and disease states. The understanding of adult stem cells has broad reaching implications for the future of regenerative medicine1. For example, better knowledge about adult stem cell biology can facilitate the design of therapeutic strategies in which organs are triggered to heal themselves or even the creation of methods for growing organs in vitro that can be transplanted into humans1. The zebrafish has become a powerful animal model for the study of vertebrate cell biology2. There has been extensive documentation and analysis of embryonic development in the zebrafish3. Only recently have scientists sought to document adult anatomy and surgical dissection techniques4, as there has been a progressive movement within the zebrafish community to broaden the applications of this research organism to adult studies. For example, there are expanding interests in using zebrafish to investigate the biology of adult stem cell populations and make sophisticated adult models of diseases such as cancer5. Historically, isolation of the zebrafish adult kidney has been instrumental for studying hematopoiesis, as the kidney is the anatomical location of blood cell production in fish6,7. The kidney is composed of nephron functional units found in arborized arrangements, surrounded by hematopoietic tissue that is dispersed throughout the intervening spaces. The hematopoietic component consists of hematopoietic stem cells (HSCs) and their progeny that inhabit the kidney until they terminally differentiate8. In addition, it is now appreciated that a group of renal stem/progenitor cells (RPCs) also inhabit the zebrafish kidney organ and enable both kidney regeneration and growth, as observed in other fish species9-11. In light of this new discovery, the zebrafish kidney is one organ that houses the location of two exciting opportunities for adult stem cell biology studies. It is clear that many outstanding questions could be well served with this experimental system. To encourage expansion of this field, it is beneficial to document detailed methods of visualizing and then isolating the adult zebrafish kidney organ. This protocol details our procedure for dissection of the adult kidney from both unfixed and fixed animals.
Dissection of the kidney organ can be used to isolate and characterize hematopoietic and renal stem cells and their offspring using established techniques such as histology, fluorescence activated cell sorting (FACS)11,12, expression profiling13,14, and transplantation11,15. 
We hope that dissemination of this protocol will provide researchers with the knowledge to implement broader use of zebrafish studies that ultimately can be translated for human application.

The zebrafish kidney is home to both renal and hematopoietic adult stem/progenitor cells, and represents an outstanding opportunity to study these cell types and their progeny in a vertebrate model organism. Here, we demonstrate a detailed dissection procedure that enables the researcher to identify and surgically remove the adult zebrafish kidney, which can be used for applications such as cell isolation, transplantation, and expression studies of kidney and/or blood cell populations.

تشريح الكلى اسماك الزرد الكبار

Researchers working in the burgeoning field of adult stem cell biology seek to understand the signals that regulate the behavior and function of stem ...