الكتاب أود أن أشكر الدكتور بياجيو بيترا لعمله السابق في مختبرنا.

وتم إيواء جميع الحيوانات تحت ظروف خالية من مسببات الأمراض في جامعة كولورادو مركز باربرا ديفيس مرفق الحيوان تحت موافقة IACUC ورعايتهم وفقا للمبادئ التوجيهية المعاهد الوطنية للصحة. يتم الحكم على عمق التخدير عن طريق قرصة أخمص قدميه في البداية ومراعاة معدل التنفس بمجرد بدء الإجراء. 1. المانحين القلب الحصاد <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الماوس المانحة عن طريق حقن بنتوباربيتال (60 ملغم / كغم IP). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لشل حركة الماوس بنسبة 4 في اتجاه والقيود ومقطع الفراء. مسح الجلد مع الكحول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تشريح بعيدا الجلد، وفتح تجويف البطن عن طريق إجراء شق عرضية أدنى لمجرد الحجاب الحاجز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قطع الخلفي الحجاب الحاجز إلى الإدراج الساحلية ورفع جدار الصدر الأمامي الأمامية ومتفوق تعريض القلب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تمديد سمك كامل تقطيع الخلفي تجويف الصدري الوحشي على الجانبين الأيمن والأيسر من الصدر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزلالوريد الأجوف السفلي (IVC) ووضع فضفاضة 5-0 خياطة الحرير حول IVC المتاخمة لإدخاله داخل الأذين الأيمن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضخ 1.0 سم مكعب من 4 ° C المالحة heparinized (200 يو / سم مكعب) في IVC، ثم ligate السفينة مع خياطة الحرير 5-0 والانقسام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الحق الوريد الأجوف العلوي (rSVC) بطريقة مماثلة وligate مع خياطة الحرير 5-0 والانقسام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف لفة القلب نحو الجانب الأيمن الحيوانات وعزل الوريد الأجوف العلوي الأيسر (lSVC)، ligate مع خياطة الحرير 5-0 وتقسيم فضح الشريان الرئوي الأيسر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأمين قلب تحت الشاش الرطب في حين أن الغدة الصعترية يتم تشريح حادة بعيدا عن الشريان الرئوي الرئيسي (PA) واليسار واليمين والسلطة الفلسطينية فروع قوس الأبهر الصاعد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلانت تشريح قوس الأبهر خالية من الأنسجة المحيطة بها. وتستخدم الصغيرة المقص لتقسيم الشريان الأورطي القريبة إلى اليمين الشريان العضدي الرأسي،، أي يجب أن يكون هناك فروع بين القلب وتقسيمنقطة من الشريان الأورطي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> هذا القسم من قوس الأبهر يشكل صفعة الشرياني لعملية الزرع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعكس الكفة الأبهر دون المستوى لفضح السلطة الفلسطينية الجذع والفروع اليسار واليمين من السلطة الفلسطينية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلانت تشريح فروع PA اليسار واليمين بعيدا عن الأنسجة المحيطة بها بقدر من القلب ممكن. وهذا يسمح للتشريح سهلة من الجذع السلطة الفلسطينية من الأنسجة المحيطة بها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقسيم الجذع السلطة الفلسطينية كما بشكل أقصى قدر ممكن، الداني فقط لالتشعب لها. هذا الجزء من الشريان الرئوي يشكل صفعة الوريدي لعملية الزرع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الحرير خياطة 5-0 حول قاعدة القلب وربطة عنق. يتم قطع القلب ثم حرة في القاعدة، وضعت في 4 ° C المالحة. مجموع وقت الحصاد تقريبا. 10-15 دقيقة. </li></ol> 2. زرع القلب وتقنيات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفئران المتلقي مع بنتوباربيتال (60 ملغ / كغ الجرعة الأولي IP، 25 ملغ / كغ جرعة تكميلية IP إذا لزم الأمر). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مقطع الفراء ولشل حركة الماوس بنسبة 4 في اتجاه والقيود والإعدادية الجلد مع بوفيدون اليود وثنى بطريقة عقيمة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل 2 سم خط الوسط شق البطن العمودية وتدخل في تجويف البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب الأمعاء متفوق وتخريجها إلى صدره. إبقاء ملفوفة في شاش معقمة رطبة (ملحي معقم) في جميع أنحاء القضية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عزل الشريان الأورطي البطني والوريد الأجوف السفلي (IVC) أدناه الأوعية الكلوية وتضع 4-0 العلاقات القطن حول الأبهر وIVC متفوقة ثم أدنى إلى موقع مفاغرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحديد أي السفن القطني داخل الميدان وligate مع النايلون 10-0 خياطة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقدة العلاقات القطن، لأول مرة أدنى تليها متفوقة. بهذه الطريقة يتم الاحتفاظ بعض الدم في الشريان الأورطي مما يجعل بضع الأبهر أسهل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشكل بضع الأبهر مع إبرة 30 G لدخول تجويف الشريان الأورطي. تمديد شق بالمقص الصغير غرامة على طول حوالي 2 مم. يرصد هذا الشق في خط مستقيم على طول طويلةمحور itudinal السفينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل حد للمفاغرة الجانب من الشريان الأورطي إلى الشريان الأورطي المانحة المستلم في الأزياء التالية. وضع النايلون 10-0 خياطة إقامة غرزة في الشريان الأورطي المانحة وإلى الزاوية السفلية من شق في الشريان الأورطي المتلقي وربطة عنق. وضع الثاني 10-0 النايلون قبالة الأولى في الشريان الأورطي المانحة والزاوية متفوقة من شق في الشريان الأورطي البطني وربطة عنق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل خط يمتد من خياطة متفوقة على أقل شأنا في الجدار الجانبي من الشريان الأورطي والتعادل ضد غرزة إقامة ضعت سابقا. تأكد من إحضار intimas (سطح السفينة الداخلية) معا كما كنت غرزة. ثم خياطة الجانب الإنسي بطريقة تشغيل وربطة عنق. يجب وضع غرزة الأول والأخير على كل جانب أقرب إلى إقامة غرز ممكن. ثم نهدف إلى أن 3 غرز متباعدة بشكل متساو بين هذين صنع ما مجموعه 5 غرز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل حد للمفاغرة الجانب من الشريان الرئوي المانحة إلى IVC المستلم في الأزياء التالية. Punctولدى عودتهم IVC مع 30 G إبرة وتوسيع شق تقريبا. 2 ملم مع المقص الصغير يرام. يرصد هذا الشق في خط مستقيم على طول المحور الطولي للسفينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ربط الشريان الرئوي المانحة إلى الزاوية السفلية من شق في IVC مع 10-0 النايلون. وضع الثاني 10-0 النايلون قبالة الأولى في الشريان المانحة والزاوية متفوقة من شق في IVC وربطة عنق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل خط الدرز الذي يمتد بين الشريان الرئوي وIVC وربطة عنق. يجب وضع غرزة الأول والأخير على كل جانب أقرب إلى إقامة غرز ممكن. ثم نهدف إلى 5 غرز متباعدة بشكل متساو بين هذين صنع ما مجموعه 7 غرز. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الافراج عن القاصي 4-0 القطن التعادل انهاض تدفق الوريدي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد لوحظ الارقاء من مفاغرة وريدية وخففت الداني 4-0 القطن التعادل تدريجيا ولاحظ مفاغرة شريانية لالارقاء. عندما تعتبر كل من anastomoses آمنة، وإزالة جيربط أوتون من الماوس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة الأمعاء إلى البطن. إغلاق جدار البطن في طبقتين باستخدام 5-0 الحرير خياطة بطريقة التشغيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة بلعة 1.0 مل من العقيمة، ملحي دافئ في البطن كما إنعاش السوائل بعد اقفال، و 0.8 مل من محلول ملحي يتم حقنه تحت الجلد بعد العملية. ليس هناك حاجة لاتخاذ تدابير داعمة أخرى أثناء الجراحة. استرداد الحيوان على بطانية الاحترار. مجموع وقت الزرع تقريبا. 90-120 دقيقة للمبتدئين، 45-60 دقيقة مع الخبرة. إدارة تسكين البوبرينورفين، 0.05 مغ / كغ، SC، 0.1-0.2 مل في بداية الإجراء وكل 6-12 ساعة لمدة 72 ساعة بعد العملية. </li></ol> 3. تقييم الكسب غير المشروع <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تقييم وظيفة الكسب غير المشروع يوميا من قبل الجس عبر البطن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الماوس كما لو أنه كان لا بد من إعطاء حقنة داخل الصفاق. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اضغط بلطف غيض من السبابة ضد جدار البطن والتأكد من شارع الضربength وانتظام الكسب غير المشروع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعطي نوعية الجس على درجة من 4 (السعة العادية والتردد) إلى 0 (غير الضرب، رفض الكسب غير المشروع). </li></ol> ملاحظات هامة: يتم تعقيم جميع الأدوات، وارتداء القفازات المعقمة في جميع أنحاء الداخلي والحفاظ حقل معقمة. وتجرى العمليات الجراحية المانحة والمتلقية مع استخدام المجهر التشغيل. تأكد من أن anastomoses هي &quot;نظيفة&quot;. وهذا هو، أن الجدران مرة أخرى لا اشتعلت عند وضع غرز. وهذا يسبب انقباض كبير في التدفق من شأنها أن أكثر من المرجح أن النتيجة في الكسب غير المشروع وفشلت في الحالات القصوى إلى Hind-أطرافهم الشلل. من المهم أيضا بمكان أن يمر سمك كامل بما في ذلك البرانية وتتحقق البطانية من الإبرة خياطة الأوعية الدموية. Evertion من حواف يضمن أيضا أن هناك البطانية إلى البطانية الاتصال، والذي يساعد في الشفاء والختم من anastomoses. وثمة حقيقة أخرى ذات أهمية حيويةأو هو ضمان أن التوتر من خطوط الدرز توصيلي هو أيضا الأمثل. فضفاضة جدا، وسوف يكون هناك تسريب رجعة فيه، ضيقة جدا وتضيق لتدفق سينتج. إذا على الجانب الشرياني وهذا سوف يؤدي ذلك إلى ضعف التروية من الكسب غير المشروع، إذا على الجانب الوريدي فإن القلب يؤدي ازدحام.

<ol>
	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343 (1973).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3,000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123 (2001).</li><li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse.">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> J Invest Surg. 26 (4), 223 (2013).</li><li>Su, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+suture+technique+in+a+mouse+heart+transplant+model.">Modified suture technique in a mouse heart transplant model.</a> Asian J Surg. 34 (2), 86 (2011).</li><li>Mao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+knotless+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice.">A novel and knotless technique for heterotopic cardiac transplantation in mice.</a> J Heart Lung Transplant. 28 (10), 1102 (2009).</li><li>Csencsits, K. L., Bishop, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+alloreactive+CD4++and+CD8++T+cells:+there's+more+to+it+than+MHC+restriction.">Contrasting alloreactive CD4+ and CD8+ T cells: there's more to it than MHC restriction.</a> Am J Transplant. 3 (2), 107 (2003).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nat Protoc. 2 (3), 471 (2007).</li><li>Linfert, D., Chowdhry, T., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphocytes+and+ischemia-reperfusion+injury.">Lymphocytes and ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Rev. 23 (1), (2009).</li><li>Grazia, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+cardiac+allograft+rejection+by+directly+cytotoxic+CD4+T+cells:+parallel+requirements+for+Fas+and+perforin.">Acute cardiac allograft rejection by directly cytotoxic CD4 T cells: parallel requirements for Fas and perforin.</a> Transplantation. 89 (1), 33 (2010).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp. (6), (2007).</li><li>Plenter, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> European Society for Surgical Research. 45th Annual Congress. , (2010).</li></ol>

والكتاب ليس لديهم ما يكشف.

هذه التقنية الجراحية ليست سهلة لإتقان، ولكن بمجرد يتقن هو أداة بحث قوية. يكافأ الباحث / الجراح التي كتبها اتساق الأسلوب والاهتمام بالتفاصيل. الصبر أثناء مرحلة التعلم هو مفتاح الحل. والتي نشرتها Niimi 3، مع المعونة من أداة تعليمية الفيديو يقوم يأخذ في المتوسط ​​من 11 محاولات لتحقيق أول الإجراء الناجح و78 محاولات لتحقيق نسبة نجاح 90٪. أصبحت أشرطة الفيديو أداة تعليمية هامة في جراحة 11،12. استكشاف الأخطاء وإصلاحها نزيف من anastomoses قد تحدث وهذا هو الأرجح بسبب إما عدم وجود التوتر الصحيح في الغرز، أو عدد قليل جدا من الغرز. في حين أن وكيل تخثر حمل مثل جلفوم يمكن أن تكون مفيدة للحد من التسريبات، ونحن نوصي بأن الجراح يجب أن تعتمد على أسلوب جيد. ازدحام غير الضرب القلب هو الأكثر شيوعا نظرا لanastomoses التي هي ضيقة جدا، لا سيما في الجانب الوريدي. A غير beati-نانوغرام، هو سبب الكسب غير المشروع غير perfused-عادة من قبل فقاعة الهواء التي قد سافر إلى واحد من الشرايين التاجية. فمن المهم للحفاظ على حقل الرطوبة إلى الرطب لتجنب دخول فقاعات في الأوعية. قيود تقنية هذه التقنية ليست مناسبة إذا كان الباحث يريد التحقيق في الآثار المترتبة على قلب يعمل بشكل كامل. وهذا يتطلب تقنية زرع مثلي، الذي أثبت حتى الآن من المستحيل القيام بها. أهمية فيما يتعلق بأساليب موجود إذا كان أحد يرغب في دراسة الآثار على أوعية دموية بالكامل، زرع الأعضاء الصلبة في الماوس، ثم نموذج القلب وربما كان أبسط لإتقان. نماذج الماوس من الرئة والكلى وزراعة الكبد لا وجود لها، ولكن هي أصعب بكثير للتعلم والكمال. الخطوات الحاسمة ضمن البروتوكول فمن الأهمية بمكان أن سمك كامل عوتتحقق الحمير بما في ذلك الأوعية الدموية البرانية والبطانية من الإبرة خياطة. Evertion من حواف يضمن أيضا أن هناك البطانية إلى البطانية الاتصال، والذي يساعد في الشفاء والختم من anastomoses. وثمة عامل آخر في غاية الاهمية هو ضمان أن التوتر من خطوط الدرز توصيلي هو أيضا الأمثل. فضفاضة جدا، وسوف يكون هناك تسريب رجعة فيه، ضيقة جدا وتضيق لتدفق سينتج. إذا على الجانب الشرياني وهذا سوف يؤدي ذلك إلى ضعف التروية من الكسب غير المشروع، إذا على الجانب الوريدي فإن القلب يؤدي ازدحام. قبل كل شيء، سوف التكرار، والاتساق الداخلي والاهتمام المستمر بالتفاصيل تسفر عن نتائج كبيرة وقابلة للتمويل والبيانات للنشر.

في عصر عندما يكون من الممكن لأداء الكلى والرئة والكبد والبنكرياس زرع في الفئران، وحجر الزاوية في زرع الأعضاء البحوث الأساسية وعلم المناعة منذ عام 1973 لا تزال 1-4 في منتبذ القلب نموذج زرع في الماوس. في السنوات الفاصلة وقد نشرت العديد من الصحف بالتفصيل تحسينات / التحسينات 5،6 لهذا الإجراء. كنموذج للزرع الأعضاء الصلبة أوعية دموية في المقام الأول هذا الإجراء لا يعلى عليه. مرة واحدة يتقن هذا الإجراء يفسح المجال للبحث في الاستجابات رفض خيفي 7، وتطوير vasculopathies المزمنة 8 وآليات إصابة نقص التروية ضخه 9. مفاتيح التعلم بنجاح هذا الإجراء هي تماما مثل أي عملية جراحية أخرى، والصبر من جانب المدرب والمتدرب والاهتمام بالتفاصيل. في بداية عملية للجراح جديدة سوف تجد أن رمهلا سوف يقضون ساعات طويلة على كل زرع. مع اكتساب الخبرة، وسوف مرات الجراحية، وبالتالي نقص التروية، والحد بشكل كبير. سوف الالتفات إلى تفاصيل كل خطوة تؤدي عاجلا أو آجلا إلى النجاح. في حين أن مدرب يمكن أن تفعل أفضل ما لديهم لتمرير، وتوقع، كل حفرة من السقوط المحتملة التي قد يكون واجه خلال هذه العمليات الجراحية، فإن المتدرب &quot;خلاقة&quot; من المحتمل العثور على بعض من تلقاء نفسها! أساسيات الإجراء هي كما يلي. الجهة المانحة قوس الأبهر الصاعد هو نهاية إلى الجانب anastomosed إلى الشريان الأورطي البطني المتلقية والمانحة الشريان الرئوي هو نهاية إلى الجانب anastomosed إلى المستلم البطن الوريد الأجوف السفلي (IVC). يتدفق الدم من الشريان الأورطي المتلقي في الأزياء إلى الوراء من خلال الشريان الأورطي المانحة إلى الشرايين التاجية. مرة واحدة وقد تدفقت الدماء من خلال نظام التاجي أنها تستنزف في الأذين الأيمن عبر الجيب التاجي، وضخها في البطين الأيمن وثم عبر الشريان الرئوي إلى المتلقي IVC. بهذه الطريقة يتم توفير نظام التاجية الدم الشرياني والجيوب الأنفية إيقاع يعود إلى الكسب غير المشروع في غضون 1-2 دقيقة من ضخه. منذ غرف الأيسر من القلب هي أساسا تحت ضغط تحميل جدار البطين الأيسر الحرة سوف ضمور مع مرور الوقت.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:608px;" width="607">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:247px;">Instrument</td>
			<td style="width:109px;">Roboz #</td>
			<td style="width:147px;">Fine Science Tools #</td>
			<td style="width:105px;">Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine heterotopic heart transplant technique

هو الآن أكثر من أربعين عاما منذ أن تم الإبلاغ عن هذه التقنية لأول مرة كوري، وين وراسل. على الرغم من أنه استغرق عدة سنوات للمختبرات أخرى لإتقان واستخدام هذه التقنية، والآن تستخدم على نطاق واسع من قبل العديد من المختبرات في جميع أنحاء العالم. ووضعت صقل كبيرة لأسلوب الأصلي والتي أعلن عنها في عام 2001 من قبل Niimi. الموصوفة هنا هي التقنيات التي تطورت على مدى أكثر من عقد من الزمان في أيدي ثلاثة جراحين (Plenter، غراتسيا، بيترا) في مركزنا. ويجري الآن مرت هذه التقنيات إلى جيل أصغر من الجراحين والباحثين. يستند إلى حد كبير على الخبرة Niimi، تطورت الإجراءات المستخدمة في التفاصيل الدقيقة - التفاصيل التي سوف نسعى لربط هنا في مثل هذه الطريقة أن الآخرين قد تكون قادرة على استخدام هذا النموذج مفيد جدا. مثل Niimi، وجدنا أن المساعدات الفيديو إلى التعلم هو مورد لا يقدر بثمن للمبتدئين.

<html> الاستفادة من هذه التقنية الجراحية يفتح الطريق أمام إما بسيطة دراسات بقاء الكسب غير المشروع / الرفض، أو بروتوكولات تجريبية معقدة جدا. في هذه الدراسة بإيجاز في الشكل أدناه، سعينا إلى تحديد المشاركة، إن وجدت، من فاس و / أو perforin كآليات من CD4 T الخلية بوساطة رفض القلب. وقد أصبح هذا ممكنا من قبل مجموعة غير عادية من سلالات الفئران التي تتوفر اليوم. تثبت النتائج أن الرفض المباشر من المغايرة القلب بواسطة CD4 خلايا T المستجيب يتطلب مساهمة بديلة من التعبير والكسب غير المشروع فاس T perforin خلية التعبير. على حد علمنا، وهذا هو اول دليل على ان النشاط لحل الخلايا من خلايا CD4 T يمكن أن تلعب دورا تلزم لهذا الرفض الحاد طعم خيفي الأساسي في الجسم الحي. 1.JPG &quot;/&gt; . الرقم 1 Perforin وفاس تمثل تلزم ومسارات متوازية من CD4 T الخلية بوساطة رفض القلب B6، B6 PFPKO (perforin تدق التدريجي)، وB6 GLD استخدمت خلايا CD4 T (ناقص فاس يجند) لإعادة B6 خرقة - / - المستفيدين من C3H النوع البري أو C3H فاس التي تعاني من نقص LPR المغايرة القلب. إزالة فاس وحدها (♦، ع = NS مقابل السيطرة بالوزن C3H + B6 خلايا CD4 T) من قلوب المانحة أو إزالة أو perforin وحده من خلايا CD4 T (■، ع = NS مقابل السيطرة بالوزن C3H + CD4 T B6 لم الخلايا) لا تلغي الرفض. ومن المثير للاهتمام، لم إزالة فصل المقال من المستجيب CD4 خلايا تي الرفض تأخير ملحوظ (●، ع &lt;0.02 مقابل خلايا وزن C3H + CD4 T B6، ف &lt;0.01 مقابل خلايا وزن C3H + B6 PFPKO CD4 T، و p &lt;0.01 مقابل . LPR C3H + B6 خلايا CD4 T). ومع ذلك، فإن معظم المغايرة لا يزال رفض (4 من 5). بشكل ملحوظ، وإزالة وقت واحد من كل من الجهات المانحة وCD4 T فاس perforin الخليةرفض إلغاؤها تماما (○، ع &lt;0.002 مقابل السيطرة بالوزن C3H + B6 خلايا CD4 T، وزن C3H + B6 خلايا CD4 T PFPKO، وC3H LPR خلايا CD4 T + B6). كان هذا الإلغاء بشكل ملحوظ أكثر قوة من إزالة الفردية CD4 T خلية فصل المقال (○، ع &lt;0.003 مقابل السيطرة بالوزن C3H + B6 GLD CD4 خلايا تي). من غراتسيا وآخرون 10. طبع بإذن.

Watch this Scientific Journal Video about Murine Heterotopic Heart Transplant Technique at JoVE.com

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

يصف المخطوطة الخطوات المطلوبة لإجراء عملية زرع قلب منتبذ في الماوس.

الفئران غيري مكاني القلب زرع تقنية

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

murine-heterotopic-heart-transplant-technique

Research

JoVE Journal

Medicine

16.7K Views.  University of Colorado Denver.  يصف المخطوطة الخطوات المطلوبة لإجراء عملية زرع قلب منتبذ في الماوس. 

Video: Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

A معدلة غيري مكاني الخنازير هند أطرافهم نموذج زرع أوعية دموية لبالحركة المجمع زرع الطعم الخيفي (VCA) بحوث

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

الفئران عنق الرحم القلب زرع نموذج باستخدام أزرار وتقنيات التعديل

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

وهناك طريقة معدلة لغيري مكاني ماوس القلب Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

الفئران منتبذ البطن القلب / زراعة واحدة والرئة في تكوين محملة حجم

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

الكلى الفئران زرع تقنية

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

منتبذ عنق الرحم القلب زرع في الفئران

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

إصابة القائم على البالون لحمل ميوينتيمال تضخم في الشريان الاورطي البطني الماوس

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

A Mouse Model of Vascularized Heterotopic Spleen Transplantation for Studying Spleen Cell Biology and Transplant Immunity

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone splenectomy regardless of precipitating causes are prone to develop an overwhelming post-splenectomy infection and experience increased risks of deep venous thrombosis and malignancies. Recently, epidemiological studies indicated that splenectomy might be associated with the occurrence of cardiovascular diseases, suggesting that physiological functions of the spleen have not yet been fully recognized. Here, we introduce a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, which not only can be utilized to study the function and behavioral activity of splenic immune cell subsets in different biologic processes, but also can be a powerful tool to test the therapeutic potential of spleen transplantation in certain diseases. The main surgical steps of this model include donor spleen harvest, the removal of recipient native spleen, and spleen graft revascularization. Using congenic mouse strains (e.g., mice with CD45.1/CD45.2 backgrounds), we observed that after syngeneic transplantation, both donor-derived splenic lymphocytes and myeloid cells migrated out of the graft as early as post-operative day 1, concomitant with the influx of multiple types of recipient cells, thus generating a unique chimera. &#160;Despite relatively challenging techniques, this procedure can be performed with &#62;90% success rate. This model allows tracking the fate, longevity, and function of splenocytes during steady state and in a disease setting following a spleen transplantation, thereby offering a great opportunity to discover the distinct role for spleen-derived immune cells in different disease processes.

This protocol details the surgical steps of a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, a technically challenging model that can serve as a powerful tool in studying the fate and longevity of spleen cells, the mechanisms of distinct spleen cell populations in disease progression, and transplant immunity.

نموذج الماوس من الاوعيه الدموية غير المتجانسة زرع الطحال لدراسة البيولوجيا خليه الطحال وزرع المناعة

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

نموذج زرع الشريان الاورطي لعنق الرحم من murine باستخدام تقنيه الكفة المعدلة غير الخياطة

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.