يصف بروتوكول التالية النظام الذي يعمل بشكل جيد في 20-35 ز الفئران. طريقة يمكن بسهولة للتكيف مع الفئران أكبر أو أصغر ببساطة عن طريق تغيير حجم القسطرة. وتمت الموافقة على جميع البروتوكولات الحيوانية من لجنة رعاية واستخدام الحيوان جامعة جونز هوبكنز. 1. الرئة تقطير <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اختيار واحد بوصة طويلة 20 ز قنية في الوريد التجارية لاستخدامها في التنبيب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعديل طرف القسطرة الانحناء يدويا لتوليد انحناء خفيف في الطرف كما هو موضح في الشكل 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير الفأر مع خليط من الكيتامين (100 ملغ / كلغ) وزيلازين (15 ملغ / كلغ) حقن IP، وتأكيد التخدير بسبب عدم وجود حركة لا ارادي. تطبيق مرهم البيطرية على العيون مباشرة بعد التخدير. مباشرة بعد التخدير يتم تطبيق مرهم البيطرية على العيون وتعطي كاربروفين (5-10 ملغ / كغ SQ) لمرحلة ما بعد العمليات الجراحية وتقطير التسكين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مذكرة تفاهمحد ذاته مستلق على منصة منحدر. كما هو مبين في الشكل 2، الموثق مكتب كبير مع الحلقات خياطة مسجلة على يعمل بشكل جيد تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلق جزء البطني من الرقبة ونظيفة وتطهير منطقة الرقبة مع 70٪ كحول. مع قفازات جديدة حرة latex- ومسحوق، واستخدام الأدوات الجراحية تطهيرها مع الكحول 70٪. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام مقص حاد إجراء شق جراحي صغير في الرقبة حوالي 12 ملم دون أدنى القاطعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع ملقط برفق الجلد في الرقبة caudally حتى يمكن رؤية الجدار البطني من القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب بلطف اللسان وإدراج قنية مع طرف عازمة يميل نحو السطح البطني للفأرة. كما هو الحال في 1.4، وسحب بلطف على الجلد في الرقبة، وإدراج قنية في القصبة الهوائية. ملاحظة: مع القليل من الممارسة، والقسطرة تكون مرئية تتحرك إلى أسفل القصبة الهوائية. إذا كان يذهب في المريء، ثم لن يكون هناك رؤية بصرية لحركة القسطرة ل. لا شقوقتتم في القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وينظر القسطرة في القصبة الهوائية في الرقبة، وتقدمت عليه حوالي 5 ملم ليكون موثوق مرت الحبال الصوتية ولكن لا يزال أعلى بكثير من كارينا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الاستعداد لغرس ما يصل إلى 50 ميكرولتر من السوائل عن طريق حقن عن طريق القسطرة مع ماصة هلام التحميل. ضع طرف في محور بالتركيبة، ولكن قبل حقن نظرة بعناية لمراقبة حركة السوائل في وقت واحد مع طرف التنفس الفأر. ثم حقن instillate. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع حقنة 1 مل، والقيام على الفور التضخم السريع نسبيا من 0.6 مل من الهواء إلى الرئتين عن طريق القسطرة للمساعدة في توزيع السائل في عمق الرئتين. إزالة قنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة قنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام كمية صغيرة من لاصقة cyanoacrylate لإغلاق الجروح الصغيرة وفقا لحزمة تعليمات إدراج لVetBond. وضع الفئران في أقفاص الفردية ومراقبة بصريا لهم حتى يستيقظ والتصرف بشكل طبيعي دون أي إشارة من discomfأورط. </li></ol> 2. الرئة التثبيت ملاحظة: عندما تتم جميع الإجراءات التجريبية في الماوس، والرئتين ويمكن تجهيزها للمعالجة نسيجية من قبل التثبيت مع الفورمالديهايد (أو أي تثبيتي المطلوب الآخرين). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التضحية الماوس مع إجراء مقبولا IACUC. الماوس تمثيلي يظهر في شريط الفيديو، يتم استخدام خلع عنق الرحم من الفأرة تخدير. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء القصبة الهوائية (إن لم تكن قد فعلت) من خلال تعريض جراحيا الجانب البطني من القصبة الهوائية، مما يجعل قطع صغيرة، وإدراج 18 G كعب إبرة معلومات سرية إلى القصبة الهوائية، وربطه مع الموضوع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح بعناية الصدر مع شق خط الوسط، وقطع بعيدا الحجاب الحاجز، وإزالة الجدران الصدر الجانبية لفضح الرئتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قم بتوصيل الطرف بالتركيبة من الإبرة إلى خزان على موقف حلقة تحتوي على الفورمالديهايد. انظر الشكل 3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط السطح العلوي من الفورمالديهايد 25 سم فوق مستوى مذكرة التفاهمحد ذاتها. انظر الشكل 3. التالي التأكد من عدم وجود الهواء في الأنبوب التثبيت عن طريق تشغيل السوائل من نهاية محبس. قم بتوصيل الطرف بالتركيبة للقنية القصبة الهوائية للأنابيب الخزان. فتح محبس لتضخيم الرئتين مع الفورمالديهايد. ترك الرئتين تحت ضغط لمدة 20 دقيقة على الأقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فتح محبس لتضخيم الرئتين مع الفورمالديهايد. ترك الرئتين تحت ضغط لمدة 20 دقيقة على الأقل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وبعد ذلك، ربط قبالة القصبة الهوائية بعد نهاية الإبرة كعب. ومما قد يساعد على التراجع ببطء على الإبرة لفضح أكثر من القصبة الهوائية uncannulated. عندما مرتبطة بشكل آمن، وإزالة محبس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح بعناية الرئتين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الرئتين في الفورمالديهايد بين عشية وضحاها. أوقات أطول على ما يرام، وبعض البقع أو إجراءات قد تحدد أوقات محددة. أيضا أي مثبتات السائلة الأخرى، مثل ض الإصلاح يمكن أن تستخدم للتقطير والغمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مزيد من المعالجة قبل نسيجية، قياسحجم الرئة ثابتة كما هو موضح المقبل. </li></ol> 3. قياس حجم الرئة الثابتة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قياس حجم الرئة باستخدام مبدأ أرخميدس كما هو موضح في الشكل (4). إزالة الرئة الثابتة من الفورمالديهايد وتشريح القلب وأي نوع من الأنسجة غير الرئة الأخرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام محلية الصنع جهاز دعم سلك بسيط شيدت في وقت سابق ان يستخدم للحفاظ على الرئتين بشكل كامل تحت الماء. ملاحظة: يحتاج هذا الجهاز ليكون ذلك متوافقا مع أيهما التوازن يتم استخدامه. ويرصد جهاز نموذجي هو مبين في الشكل (5) من الماصات البلاستيكية ورقيقة (20 G) سلك. هذا النظام يعمل بشكل جيد مع توازن المستخدمة في الفيديو، ولكن يمكن بسهولة أن تتكيف مع معظم مختبر الموازين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الكأس مع ≈200 مل من الماء على التوازن والفارغة مع القفص دعم المعمول بها في الماء. انظر الشكل 6 إزالة قفص معدني؛ وضع الرئة على سطح الماء والضغط تحت الماءمع القفص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل الوزن على الميزان. ويعكس هذا الرقم حجم الماء المزاح وبالتالي فهو مقياسا مباشرا للحجم الرئة. كن حذرا للتأكد من الرئة أو خياطة أو أي جزء من القفص الأسلاك لا تلمس الجانبين أو أسفل الكأس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للتأكد من دقتها، كرر هذا القياس. إزالة الرئة من الماء، ويجف على الأنسجة. الفارغة الكأس مع قفص في المكان مرة أخرى وتكرار قياس حجم الرئة. ثم ينبغي أن متوسط ​​القياسات مجلدين. ملاحظة: إذا ترك الرئتين في الفورمالين لأكثر من حوالي أسبوع، وسوف يتم حلها في الهواء في الرئتين في السائل. وعندما يحدث ذلك، فإن الرئة تغرق، لذلك لم يعد من الضروري استخدام أي جهاز كما في الشكل (5) للحفاظ على الرئة المغمورة. في هذه الحالة يمكن قياس حجم التداول بنسبة ببساطة عن طريق الضغط على الرئة واحدة من سلاسل خياطة حتى يتم مغمورة تماما كما هو موضح في الشكل (4). </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European review for medical and pharmacological sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society/European+Respiratory+Society:+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure.">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).</li><li>Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methodology+for+the+measurement+of+mucociliary+function+in+the+mouse+by+scintigraphy.">Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy.</a> J Appl Physiol. 90, 1111-1117 (2001).</li><li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung.">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e50601 (2013).</li><li>Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+10%+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage.</a> American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).</li><li>Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Mouse+Lung+Volumes+Inflated+with+Air+and+Instilled+Fixatives.">Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives.</a> Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).</li><li>Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+measurement+of+lung+volumes+in+mice.">In vivo measurement of lung volumes in mice.</a> Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).</li></ol>

الإجراءات المذكورة هنا لديها العديد من المزايا. أولا المعدات المطلوبة بسيطة وغير مكلفة. ثانيا، التنبيب يمكن أن يتم بسرعة مع أخطاء قليلة. ثالثا، القدرة على إصلاح الرئتين عند ضغط ثابت، ومن ثم قياس حجم الرئة ثابتة تسمح الكمي السليم للهياكل أو الخلايا في الرئة 10. </p...

لعدد من الأسباب، سرطان الرئة لم يتم دراستها على نطاق واسع في الماوس. وأحد أسباب ذلك هو أن الوصول إلى الرئة من الصعب جدا في الجسم الحي، وليس عادة يتم التحليل الكمي من الرئتين الثابتة. تم تصميم الطرق الموضحة في هذه الورقة لتصحيح هذا الوضع. الأهداف هنا هي لوصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. في حين أن أيا من هذه الطرق هي جديدة تماما، لم تكن قد قدمت معا وسائل مستقل في الطريقة المبسطة كما هو موضح هنا. كان هناك عدد من المخطوطات التي وصفتها وسائل لالتنبيب من الرئة الماوس في المقام الأول لغرض القيام ظائف الرئة تكرار أو غسل القصبات في الفئران الفردية في الدراسات الطولية. منذ أن الورقة الأصلية، كانت هناك العديد من الصحف الاخرى التي وصفت أساليب مختلفة لمذكرات التفاهمالبريد التنبيب 1 -9. وفي حين أن جميع هذه الأساليب يمكن أن تستخدم بنجاح، وعادة ما تتطلب قدرا كبيرا من التدريب، وغالبا ما تكون لا تخلو من نسبة الفشل غير بديهي. وبالإضافة إلى ذلك، من أجل إجراء قياسات وظائف الرئة، تحتاج قنية لتناسب القصبة الهوائية بإحكام بما فيه الكفاية بحيث لا يوجد أي تسرب الهواء. ومع ذلك، الاستخدام العملي آخر لالتنبيب هو تقديم وكلاء محددة (الخلايا السرطانية أو إهانات أخرى) أو العقاقير العلاجية مباشرة إلى الرئة. لا يتطلب هذا الإجراء قنية الضيقة ولا أي معدات متطورة وظائف الرئة. ميزة جديدة لهذا الأسلوب هو موضح هنا ينطوي على إجراء العمليات الجراحية البسيطة التي تسمح للتنبيب دون أي إمكانية للقنية دخول المريء. هذا النهج بسيط يمكن التنبيب ناجحة مع التدريب أو الخبرة قليل نسبيا. ما يصل الى 30 الفئران / ساعة يمكن علاجها باستخدام هذا النهج مع نسبة الفشل تقترب من الصفر. مرة واحدة رانه الفئران تكون جاهزة للضحى، ثم يمكن إزالة الرئتين المصابين أو سرطانية لنسيجية وتحليل الباثولوجي. ومع ذلك، من أجل تحديد أي المتغيرات نسيجية بشكل صحيح للمقارنة مع غيرها من الرئتين، من الضروري توحيد إجراءات تثبيت وتحديد بشكل صحيح حجم الرئة الثابتة 10. وتصف هذه الورقة بالتفصيل الإجراءات البسيطة التي تسمح إجراءات التثبيت موحدة وكذلك وسيلة لقياس حجم الرئة الثابتة. حجم هو المقياس الأساسي في تحديد مقدار الأنسجة، لأنه بدون مثل هذا القرار الحجم، الكثافة النسبية فقط ويمكن قياس 10. مرة واحدة ومن المعروف أن حجم الرئة، ومع ذلك، يمكن بعد ذلك كميا القياسات المطلقة للخلايا والقياسات الهيكلية الأخرى في الرئة.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Laboratory Balance</td>
			<td>Ohaus</td>
			<td>Adventurer Pro Model AV 313&#160;</td>
			<td>Other balances can be used if they have a range of 1 - 300g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 g Luer intravenous catheter</td>
			<td>Insylte</td>
			<td></td>
			<td>Several other possible vendors, e.g., Jelco Optiva</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 mL laboratory bottle</td>
			<td>Various</td>
			<td></td>
			<td>Several other possible vendors</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research

القدرة على غرس وكلاء الحية، الخلايا، أو المواد الكيميائية مباشرة في الرئة دون جرح أو قتل الفئران هي أداة هامة في أبحاث السرطان الرئة. على الرغم من أن هناك عددا من الطرق التي تم نشرها تبين كيفية تدخله الفئران لقياس وظائف الرئة، لا شيء هم دون مشاكل المحتملة لتقطير القصبة الهوائية السريع في أفواج كبيرة من الفئران. في هذه الورقة، ووصف طريقة بسيطة وسريعة تمكن محقق للقيام بمثل هذه instillations بطريقة فعالة. هذه الطريقة لا تتطلب أي أدوات خاصة أو إضاءة ويمكن تعلم مع الممارسة قليلة جدا. أنه ينطوي التخدير الماوس، مما يجعل شق صغير في الرقبة لتصور القصبة الهوائية، ومن ثم ادخال قسطرة وريدية مباشرة. إغلاق شق صغير بسرعة مع لاصق الأنسجة، ويسمح للفئران لاسترداد. يمكن للطالب المهرة أو فني تفعل instillations بمعدل من 2 دقيقة / الماوس. مرة واحدة روقال انه تم تأسيس السرطان، وكثيرا ما يكون هناك حاجة لتحليل نسيجية الكمي للرئتين. علم الأمراض تقليديا عادة لا تهتم لتوحيد التضخم الرئة أثناء التثبيت، وغالبا ما تستند التحليلات على نظام تسجيل النقاط التي يمكن أن تكون ذاتية تماما. في حين أن هذا قد يكون وقت كاف بما فيه الكفاية لتقديرات الإجمالية لحجم الورم في الرئة، أي الكمي stereological السليم للبنية الرئة أو خلايا يتطلب إجراء التثبيت استنساخه واللاحق قياس حجم الرئة. نحن هنا وصف إجراءات بسيطة يمكن الاعتماد عليها لتحديد كلا الرئتين تحت ضغط ومن ثم قياس دقيق لحجم الرئة الثابتة. والشرط الوحيد هو توازن المخبرية التي هي دقيقة على مجموعة من 1 ملغ-300 غرام. الإجراءات المعروضة هنا وبالتالي يمكن أن تحسن بشكل كبير من القدرة على خلق وعلاجه، وتحليل سرطان الرئة في الفئران.

الإجراء يصف في البروتوكول الأول لا في حد ذاته يؤدي إلى أية نتائج المعمم. فهو يصف سوى وسيلة موثوقة جدا لغرس المواد مباشرة إلى القصبة الهوائية. الشكل 7 يبين مثال على الرئة التي تم غرسها الأزرق التريبان مع الطريقة الموصوفة هنا. هناك توزيع واسع النطاق للصباغة، عل...

Watch this Scientific Journal Video about Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research at JoVE.com

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

والهدف من هذه الورقة هو وصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. نقدم 3 بروتوكولات ببساطة وبشكل موثوق تنفيذ instillations الرئة، والتثبيت، وقياسات حجم الرئة.

تقطير والتثبيت طرق مفيدة في الرئة ماوس لأبحاث السرطان

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

instillation-and-fixation-methods-useful-in-mouse-lung-cancer-research

Research

JoVE Journal

Medicine

28.0K Views.  Johns Hopkins University.  والهدف من هذه الورقة هو وصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. نقدم 3 بروتوكولات ببساطة وبشكل موثوق تنفيذ instillations الرئة، والتثبيت، وقياسات حجم الرئة. 

Video: Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

متعدد الفوتون التصوير من غزو خلايا الورم في الفأر نموذج مثلي الفم سرطان الخلايا الحرشفية

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

طريقة بسيطة لتركيب الانبوبة الرئة ماوس

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

موسع داخل الرغامى التنبيب لدراسة علم الأمراض وعلم وظائف الأعضاء من الرئة ماوس

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

التشخيص بالموجات فوق الصوتية التصوير من ماوس الحجاب الحاجز وظيفة

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as models of pulmonary disease often resemble the situation of the human lung much better than mice do. Working with large animals also offers the opportunity to sample the same animal repeatedly over a certain course of time, which allows long-term studies without sacrificing the animals.
The aim was to establish in vivo sampling methods for the use in a bovine model of a respiratory Chlamydia psittaci infection. Sampling should be performed at various time points in each animal during the study, and the samples should be suitable to study the host response, as well as the pathogen under experimental conditions.
Bronchoscopy is a valuable diagnostic tool in human and veterinary medicine. It is a safe and minimally invasive procedure. This article describes the intrabronchial inoculation of calves as well as sampling methods for the lower respiratory tract. Videoendoscopic, intrabronchial inoculation leads to very consistent clinical and pathological findings in all inoculated animals and is, therefore, well-suited for use in models of infectious lung disease. The sampling methods described are bronchoalveolar lavage, bronchial brushing and transbronchial lung biopsy. All of these are valuable diagnostic tools in human medicine and could be adapted for experimental purposes to calves aged 6-8 weeks. The samples obtained were suitable for both pathogen detection and characterization of the severity of lung inflammation in the host.

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

This article describes bronchoscopic techniques in the bovine lung under experimental conditions, i.e. bronchoscopically guided inoculation, bronchoalveolar lavage, bronchial brushing, and transbronchial lung biopsy.

والبقري الرئة في البحوث الطبية الحيوية: إذ تسترشد بصريا القصبات، داخل القصبة التلقيح و<em&gt; في فيفو</em&gt; تقنيات أخذ العينات

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as ...

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

بوساطة التنبيب داخل الرغامى (IMIT) تقطير: وموسع والرئة محدد نظام تسليم

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Studying Pancreatic Cancer Stem Cell Characteristics for Developing New Treatment Strategies

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor initiation, metastasis and resistance to radio- and chemotherapy. Here we describe a specific methodology for culturing primary human pancreatic CSCs as tumor spheres in anchorage-independent conditions. Cells are grown in serum-free, non-adherent conditions in order to enrich for CSCs while their more differentiated progenies do not survive and proliferate during the initial phase following seeding of single cells. This assay can be used to estimate the percentage of CSCs present in a population of tumor cells. Both size (which can range from 35 to 250 micrometers) and number of tumor spheres formed represents CSC activity harbored in either bulk populations of cultured cancer cells or freshly harvested and digested tumors 1,2. Using this assay, we recently found that metformin selectively ablates pancreatic CSCs; a finding that was subsequently further corroborated by demonstrating diminished expression of pluripotency-associated genes/surface markers and reduced in vivo tumorigenicity of metformin-treated cells. As the final step for preclinical development we treated mice bearing established tumors with metformin and found significantly prolonged survival. Clinical studies testing the use of metformin in patients with PDAC are currently underway (e.g., NCT01210911, NCT01167738, and NCT01488552). Mechanistically, we found that metformin induces a fatal energy crisis in CSCs by enhancing reactive oxygen species (ROS) production and reducing mitochondrial transmembrane potential. In contrast, non-CSCs were not eliminated by metformin treatment, but rather underwent reversible cell cycle arrest. Therefore, our study serves as a successful example for the potential of in vitro sphere formation as a screening tool to identify compounds that potentially target CSCs, but this technique will require further in vitro and in vivo validation to eliminate false discoveries.

Pancreatic cancer stem cells (CSCs) can be expanded in vitro using the anchorage-independent sphere culture technique, which represents a powerful tool to study CSC biology and can serve as the first step to develop novel CSC-targeting therapies. Here the methodology for expanding, analyzing and targeting of pancreatic CSCs is provided.

دراسة سرطان البنكرياس الجذعية خصائص الخلايا لتطوير استراتيجيات علاجية جديدة

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

قياس صدى القلب للمعلمات الانبساطيالبطينية اليمنى في الماوس

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Lung Fixation under Constant Pressure for Evaluation of Emphysema in Mice

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung fixation to produce reliable histological specimens of the lung. Due to the nature of the lung&rsquo;s structural composition, which consists largely of air and tissue, there is a risk that it collapses or deflates during the fixation process. Various lung fixation methods exist, each of which has its own advantages and disadvantages. The lung fixation method presented here utilizes constant pressure to enable optimal tissue evaluation for studies using an emphysematous mouse lung model. The main advantage is that it can fix many lungs with the same condition at one time. Lung specimens are obtained from chronic cigarette smoke-exposed mice. Lung fixation is performed using specialized equipment that enables the production of constant pressure. This constant pressure maintains the lung in a reasonably inflated state. Thus, this method generates a histological specimen of the lung that is suitable to evaluate cigarette smoke-induced mild emphysema.

Presented here is a useful protocol for lung fixation that creates a stable condition for histological evaluate of lung specimens from a mouse model of emphysema. The main advantage of this model is that it can fix many lungs with the same constant pressure without lung collapse or deflation.

تثبيت الرئة تحت الضغط المستمر لتقييم انتفاخ الرئة في الفئران

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

إحداث إصابات الرئة الحادة في الفئران عن طريق التبيل المباشر للكيس الشحمي داخل الرغامى

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...