다음 프로토콜은 20-35g 마우스에서 잘 작동하는 시스템을 설명합니다. 방법은 쉽게 간단히 카테터의 크기를 변경하여 더 크거나 작은 마우스에 적응 될 수있다. 모든 동물 프로토콜은 존스 홉킨스 대학 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 1. 폐 떨어 뜨림 <ol><li> 삽관에 사용하는 상용 1 인치 긴 20g 정맥 캐뉼라를 선택합니다. </li><li> 수동으로도 1에 도시 된 바와 같이 그 선단부에 약간의 곡률을 생성하도록 절곡 카테터 팁을 수정한다. </li><li> IP는 케타민 (100 ㎎ / ㎏)과 자일 라진 (15 ㎎ / ㎏)의 혼합물로 마취 주사 마우스, 반사 및 움직임의 부재를 확인하여 마취. 즉시 마취 후 눈에 수의학 연고를 적용합니다. 마취는 눈에 수의학 연고를 적용하고 이후 수술 및 점안 마취에 대한 카프로 펜 (5 ~ 10 ㎎ / ㎏ SQ)을 얻었다 직후. </li><li> 양해 각서 (MOU)를 배치경 사진 플랫폼에 자체 부정사. 도 2에 도시 된 바와 같이, 봉합 루프와 함께 큰 사무실 바인더 완벽 잘 작동에 녹화. </li><li> 목 청소의 복부 부분을 면도하고 70 % 알코올로 목 영역을 소독. 새로운 라텍스 -와 powder- 무료 장갑, 70 % 알코올로 소독 된 수술 도구를 사용합니다. </li><li> 사용 날카로운 가위는 약 12​​mm 아래 앞니 아래의 목에 작은 수술 절개를합니다. </li><li> 집게 부드럽게 목 피부를 당겨와 기관의 복부 벽을 알 수 미부까지. </li><li> 부드럽게 혀를 철회하고 마우스의 복부 표면을 향해 기울어 구부러진 끝 캐 뉼러를 삽입합니다. 1.4에서와 같이, 목의 피부에 부드럽게 당기와 기관에 캐 뉼러를 삽입합니다. 참고 : 약간의 연습으로, 카테터는 기관을 아래로 이동 볼 수 있습니다. 이 식도로가는 경우, 카테터의 움직임의 시각적 관찰은 없을 것이다. 어떤 절개하지기관에서 만들어진다. </li><li> 카테터는 목의 기관에서 볼되면, 안정적으로 그것을 약 5mm 고급 성대를 통과하지만 여전히 잘 카리나 위. </li><li> 겔로드 피펫 팁 카테터를 통해 주입 액의 50 μL까지 심어 준비합니다. 루어 허브에서 팁을 배치,하지만 마우스의 호흡과 팁 동기에 유체의 움직임을 관찰하기 위해주의 깊게 살펴 주입하기 전에. 그런 다음 instillate를 주입. </li><li> 1 mL의 시린지로 즉시 폐 액체 깊이를 분배하기 위해 카테터를 통해 폐에 공기 0.6 ㎖가 비교적 급속 팽창을한다. 정맥을 제거합니다. </li><li> 정맥을 제거합니다. </li><li> VetBond에 대한 패키지 삽입 지시에 따라 작은 수술 상처를 닫 시아 노 아크릴 레이트 접착제의 작은 금액을 사용합니다. 개별 케이지에 마우스를 놓고 그들이 일어나까지 시각적으로 모니터링하고 discomf의 표시없이 정상적으로 작동오트. </li></ol> 2. 폐 고정 참고 : 모든 실험 절차는 마우스에서 수행되면, 폐는 포름 알데히드 (또는 기타 원하는 정착액)와 고정에 의해 조직 학적 처리를 위해 준비 할 수 있습니다. <ol><li> IACUC 수용 절차에 마우스를 희생. 비디오에 도시 대표 마우스를 들어, 마취 된 쥐의 경추 탈구가 사용된다. </li><li> 수술, 기관의 복부 측면을 노출 작은 컷을하고, 기관에 18 G 스텁 바늘 끝을 삽입하고, 스레드와 함께 매서 (아직 수행하지 않은 경우) 기관 절개술을 수행합니다. </li><li> 조심스럽게, 중간 선 절개로 가슴을 열고 다이어프램을 절단하고, 폐를 노출하는 측면 가슴 벽을 제거합니다. </li><li> 포름 알데히드를 포함하는 링 스탠드에 저수지에 바늘의 루어 끝을 연결합니다. 그림 3을 참조하십시오. </li><li> 25cm 각서의 레벨보다 포름 알데히드의 상면을 설정할그 자체. 그림 3을 참조하십시오. 다음 꼭지의 끝에서 유체를 실행하여 고정 튜브에 공기가없는 있는지 확인하십시오. 저수지 튜브로 기관 캐뉼라의 루어 끝을 연결합니다. 포름 알데히드와 폐를 팽창 할 수있는 꼭지를 엽니 다. 적어도 20 분 동안 압력으로 폐를 남겨주세요. </li><li> 포름 알데히드와 폐를 팽창 할 수있는 꼭지를 엽니 다. 적어도 20 분 동안 압력으로 폐를 남겨주세요. </li><li> 다음으로, 스텁 바늘의 끝을지나 기관을 묶어. 그것은 uncannulated 기관의 더 많은 노출 바늘에 다시 천천히 당겨하는 데 도움이 될 수 있습니다. 안전하게 연결하면, 꼭지를 제거합니다. </li><li> 조심스럽게 폐를 해부하다. </li><li> 하룻밤 포름 알데히드의 폐를 놓습니다. 긴 시간은 괜찮, 일부 얼룩이나 절차는 특정 시간을 지정할 수 있습니다. 또한 Z-수정 같은 다른 액체 고정 제는, 점적 및 침지에 사용될 수있다. </li><li> 또한 조직 학적 처리하기 전에 측정다음에 기술 된 바와 같이 고정 된 폐 용적. </li></ol> 고정 폐 볼륨 3. 측정 <ol><li> .도 4에 도시 된 바와 같이 아르키메데스 원리를 이용한 폐의 부피를 측정 포름 알데히드에서 고정 폐를 제거하고 심장 및 다른 비 - 폐 조직 해부. </li><li> 완전히 수몰 폐를 유지하는 데 사용되는 이전에 구성된 간단한 만든 와이어지지 장치를 사용한다. 참고 :이 장치가 사용되는 중 균형과 호환 할 필요가있다. 도 5에 도시 된 전형적인 플라스틱 피펫 장치는 얇은 (20 G) 와이어로 제조된다. 이 시스템은 비디오에 사용 된 균형이 잘 작동하지만, 가장 쉽게 실험실 저울에 적용 할 수있다. </li><li> 물에 장소에 지원 케이지 균형과 용기에 물 ≈200 ml의 비커를 놓습니다. . 그림 6 참조 금속 케이지를 제거; 물 표면에 폐를두고 물에서 눌러케이지. </li><li> 균형에 무게를 기록한다. 이 수는 물 변위의 양을 반영하고, 따라서 폐 용적의 직접적인 척도이다. 확인 폐 또는 봉합 또는 측면이나 비커의 바닥에 닿지 않도록 와이어 케이지의 어떤 부분을주의하십시오. </li><li> 정확도,이 측​​정을 반복한다. 조직에있는 물에서 폐, 건조를 제거합니다. 다시 자리에 케이지와 비커를 용기와 폐 용적 측정을 반복한다. 두 부피 측정은 다음 평균화한다. 주 : 폐보다 약 일주일 포르말린에 남아있는 경우, 폐에 공기를 액체에 용해 될 것이다. 이 경우, 폐 싱크 것, 그래서 침수 폐 유지도 5에서와 같이 임의의 장치를 사용하는 것이 더 이상 필요하지 않다. 이러한 경우 볼륨은도 4에 도시 된 것처럼 완전히 잠길 때까지 봉합 문자열 중 하나에 의해 폐 유지시킴으로써 간단하게 측정 할 수있다. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European review for medical and pharmacological sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society/European+Respiratory+Society:+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure.">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).</li><li>Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methodology+for+the+measurement+of+mucociliary+function+in+the+mouse+by+scintigraphy.">Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy.</a> J Appl Physiol. 90, 1111-1117 (2001).</li><li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung.">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e50601 (2013).</li><li>Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+10%+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage.</a> American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).</li><li>Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Mouse+Lung+Volumes+Inflated+with+Air+and+Instilled+Fixatives.">Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives.</a> Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).</li><li>Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+measurement+of+lung+volumes+in+mice.">In vivo measurement of lung volumes in mice.</a> Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).</li></ol>

여기에 설명 된 절차는 여러 가지 장점이있다. 먼저 필요한 장비는 간단하고 저렴하다. 둘째, 삽관 빠르게 거의 오류없이 수행 할 수있다. 셋째로, 고정 폐 용적을 일정한 압력으로 폐를 고정하고 측정하는 능력은 폐 (10)의 구조 또는 셀의 적절한 정량을 허용한다. 삽관에 한 가지 단점은 작은 수술이다. 이것은 2 차 점적 주입이 필요한 경우의 절차를 반복 할 ...

여러 가지 이유로, 폐암 널리 마우스에서 연구되지 ​​않았다. 그 이유 중 하나는 폐에 대한 액세스가 생체 내에서 매우 곤란하며, 고정 된 폐의 정량 분석은 일반적으로 수행되지 않는다는 것이다. 이 문서에서 설명하는 방법은이 상황을 해결하기 위해 설계되었습니다. 목표는 여기에 크게 폐암 또는 다른 병리와 설정 및 마우스 폐의 분석에 도움이 될 간단한 방법을 설명한다. 이러한 방법 중 어느 것도 완전히 새로운 없지만, 그들은 여기에 설명 된대로 단순화 된 방식으로 독립 실행 형 방법으로 함께 제시되지 않았다. 주로 길이 연구에서 개별 마우스에서 반복 폐 기능 또는 기관지 세척을하는 목적 마우스 폐 삽관 용 방법을 설명 하였다 원고있어왔다. 그 원래의 종이 때문에, MOUS에 다른 접근 방식을 설명했다 몇 가지 다른 논문이 있었다전자 삽관 1 -9. 이들 방법 모두가 성공적으로 사용될 수 있지만, 그들은 일반적으로 상당한 훈련이 필요하며, 사소 실패율없이 종종있다. 또한, 폐 기능의 측정을 수행하기 위해, 캐 뉼러는 공기 누설이 없도록 충분히 밀접 기관 적합해야한다. 그러나, 삽관 용 다른 실용적인 사용은 폐에 직접 특정 에이전트 (암세포 또는 기타 욕설) 또는 치료제를 제공하는 것이다. 이러한 절차는 꽉 피팅 정맥이나 정교한 폐 기능의 장비를 필요로하지 않습니다. 여기에 도시 된 본 방법의 특징은 신규 한 식도를 입력 뉼러의 가능성없이 삽관을 허용 작은 외과 수술을 포함한다. 이 간단한 방법은 비교적 적은 훈련이나 경험이 성공적인 삽관을 할 수 있습니다. 30 개의 마우스 / 시간은 제로에 접근 실패율이 방법을 사용하여 처리 될 수있다. T 일단그는 마우스는 부상 또는 암의 폐 후 조직 학적 및 병리학 적 분석을 위해 제거 할 수 있습니다, 희생 할 준비가되어 있습니다. 그러나, 적절하게 다른 폐과의 비교를 위해 모든 조직 학적 변수를 정량화하기 위해서, 정착 과정을 표준화하고 적절히 고정 폐 용적 (10)을 정량화하는 것이 필수적이다. 이 논문은 상세히 표준화 정착 절차뿐만 아니라 고정 폐 용적을 측정 할 수있는 방법을 허용 간단한 절차를 설명한다. 이러한 체적 측정없이, 단지 상대 밀도가 10을 측정 할 수 있기 때문에, 부피가 조직학의 정량화에 필수적인 메트릭이다. 폐 용적이 알려지면, 그러나, 세포 및 폐의 다른 구조적 측정의 절대 측정은 다음 정량화 할 수있다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Laboratory Balance</td>
			<td>Ohaus</td>
			<td>Adventurer Pro Model AV 313&#160;</td>
			<td>Other balances can be used if they have a range of 1 - 300g</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 g Luer intravenous catheter</td>
			<td>Insylte</td>
			<td></td>
			<td>Several other possible vendors, e.g., Jelco Optiva</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>500 mL laboratory bottle</td>
			<td>Various</td>
			<td></td>
			<td>Several other possible vendors</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research

부상 또는 쥐를 죽이지 않고 직접 폐로 라이브 제제, 세포, 또는 화학 물질을 주입하는 능력은 폐암 연구에서 중요한 도구이다. 폐 기능 측정을 위해 마우스를 삽관하는 방법을 보여주는 게시 된 많은 방법이 있지만, 아무도는 마우스의 큰 동료의 급격한 기관 점안에 대한 잠재적 인 문제없이 없습니다. 본 논문에서는 간단하고 빠른 방법은 효율적인 방식으로 이러한 instillations을 수행하는 연구자있게 것이 기재되어있다. 이 방법은 특별한 도구 나 조명을 필요로하지 않고 약간의 연습을 배울 수 있습니다. 또한, 마우스를 마취 기관을 시각화 목에 작은 절개를 제작 한 후 직접 정맥 카테터를 삽입하는 것을 포함한다. 작은 절개 빠르게 조직 접착제로 폐쇄하고, 마우스를 복구 할 수있다. 숙련 된 학생 또는 기술자는 2 분 / 마우스의 평균 속도로 instillations을 수행 할 수 있습니다. T 일단암이 확립 그는, 폐의 조직 학적 정량 분석​​에 대한 요구가 빈번하다. 전통적으로 고정하는 동안 폐 인플레이션을 표준화 귀찮게하지 않습니다 일반적으로 병리학 및 분석은 종종 매우 주관적 일 수있는 평가 시스템을 기반으로합니다. 이 언젠가 폐 종양의 크기의 추정을위한 총 충분히 적합 할 수 있지만, 폐 세포 구조 또는 임의의 적절한 stereological 정량화 재현성 정착 과정 및 후속 폐 량 측정을 필요로한다. 여기에서 우리는 모두 압력 폐를 고정하고 정확하게 고정 폐 용적을 측정하는 간단한 신뢰할 수있는 절차에 대해 설명합니다. 유일한 요구 사항은 MG-1 300 g의 범위에 걸쳐 정확한 실험 실용 저울이다. 그러므로 여기에 제시된 절차는 크게 마우스에서 폐암을 생성 처리, 및 분석 할 수있는 능력을 향상시킬 수있다.

절차는 그 자체로 어떤 일반화 된 결과로 연결되지 않는 첫 번째 프로토콜에 대해 설명합니다. 단지 직접 기관지 내로 물질을 주입하기위한 수단을 더 믿을만한 설명한다.도 7은 트립 판 블루가 여기에 기재된 방법에 주입시킨 폐의 일례를 도시한다. 기관 또는 마우스 (11, 12)에 주어진 다른 염료 또는 추적자로 볼 된 것과 유사한 염료의 광범위한 분포는있다. 우?...

Watch this Scientific Journal Video about Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research at JoVE.com

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

이 논문의 목적은 크게 폐암 또는 다른 병리와 설정 및 마우스 폐의 분석에 도움이 될 간단한 방법을 설명하는 것입니다. 우리는 간단하고 확실하게 폐 instillations, 정착, 폐 용적 측정을 수행하는데 3 프로토콜을 제시한다.

마우스 폐 암 연구에 유용한 점안 및 고정 방법

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

instillation-and-fixation-methods-useful-in-mouse-lung-cancer-research

Research

JoVE Journal

Medicine

28.1K 조회수.  Johns Hopkins University.  이 논문의 목적은 크게 폐암 또는 다른 병리와 설정 및 마우스 폐의 분석에 도움이 될 간단한 방법을 설명하는 것입니다. 우리는 간단하고 확실하게 폐 instillations, 정착, 폐 용적 측정을 수행하는데 3 프로토콜을 제시한다. 

비디오: Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

구강 편평 세포 암종의 Orthotopic 마우스 모델에서 종양 세포 침략의 다중 광자 이미징

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

연구

의학

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

마우스 폐 삽관 법의 간단한 방법

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

비 침습적 기관 내 삽관 마우스 폐의 병리학 및 생리학을 연구하는

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

마우스 다이어프램 기능의 진단 초음파 이미징

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as models of pulmonary disease often resemble the situation of the human lung much better than mice do. Working with large animals also offers the opportunity to sample the same animal repeatedly over a certain course of time, which allows long-term studies without sacrificing the animals.
The aim was to establish in vivo sampling methods for the use in a bovine model of a respiratory Chlamydia psittaci infection. Sampling should be performed at various time points in each animal during the study, and the samples should be suitable to study the host response, as well as the pathogen under experimental conditions.
Bronchoscopy is a valuable diagnostic tool in human and veterinary medicine. It is a safe and minimally invasive procedure. This article describes the intrabronchial inoculation of calves as well as sampling methods for the lower respiratory tract. Videoendoscopic, intrabronchial inoculation leads to very consistent clinical and pathological findings in all inoculated animals and is, therefore, well-suited for use in models of infectious lung disease. The sampling methods described are bronchoalveolar lavage, bronchial brushing and transbronchial lung biopsy. All of these are valuable diagnostic tools in human medicine and could be adapted for experimental purposes to calves aged 6-8 weeks. The samples obtained were suitable for both pathogen detection and characterization of the severity of lung inflammation in the host.

The Bovine Lung in Biomedical Research: Visually Guided Bronchoscopy, Intrabronchial Inoculation and In Vivo Sampling Techniques

This article describes bronchoscopic techniques in the bovine lung under experimental conditions, i.e. bronchoscopically guided inoculation, bronchoalveolar lavage, bronchial brushing, and transbronchial lung biopsy.

생물 의학 연구에 소 폐 : 시각적으로 유도 기관지, Intrabronchial 접종 및<em&gt; 생체</em&gt; 샘플링 기법

There is an ongoing search for alternative animal models in research of respiratory medicine. Depending on the goal of the research, large animals as ...

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences between the murine and human respiratory systems, especially in their upper respiratory tracts (URT). In some models, these differences in the murine nasal cavity can have a significant impact on disease progression and presentation in the lower respiratory tract (LRT) when using intranasal instillation techniques, potentially limiting the usefulness of the mouse model to study these diseases. For these reasons, it would be advantageous to develop a technique to instill bacteria directly into the mouse lungs in order to study LRT disease in the absence of involvement of the URT. We have termed this lung specific delivery technique intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation. This noninvasive technique minimizes the potential for instillation into the bloodstream, which can occur during more invasive traditional surgical intratracheal infection approaches, and limits the possibility of incidental digestive tract delivery. IMIT is a two-step process in which mice are first intubated, with an intermediate step to ensure correct catheter placement into the trachea, followed by insertion of a blunt needle into the catheter to mediate direct delivery of bacteria into the lung. This approach facilitates a &#62;98% efficacy of delivery into the lungs with excellent distribution of reagent throughout the lung. Thus, IMIT represents a novel approach to study LRT disease and therapeutic delivery directly into the lung, improving upon the ability to use mice as surrogates to study human respiratory disease. Furthermore, the accuracy and reproducibility of this delivery system also makes it amenable to Good Laboratory Practice Standards (GLPS), as well as delivery of a wide range of reagents which require high efficiency delivery to the lung.

Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation of reagents is an excellent, noninvasive method for studying respiratory disease, as well as a method for instilling therapeutic reagents directly into the lung. It is a rapid and highly reproducible method which is suitable for preclinical testing.

삽관 매개 기관 내 (IMIT) 떨어 뜨림 : 비 침습적, 폐 별 전달 시스템

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

Studying Pancreatic Cancer Stem Cell Characteristics for Developing New Treatment Strategies

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor initiation, metastasis and resistance to radio- and chemotherapy. Here we describe a specific methodology for culturing primary human pancreatic CSCs as tumor spheres in anchorage-independent conditions. Cells are grown in serum-free, non-adherent conditions in order to enrich for CSCs while their more differentiated progenies do not survive and proliferate during the initial phase following seeding of single cells. This assay can be used to estimate the percentage of CSCs present in a population of tumor cells. Both size (which can range from 35 to 250 micrometers) and number of tumor spheres formed represents CSC activity harbored in either bulk populations of cultured cancer cells or freshly harvested and digested tumors 1,2. Using this assay, we recently found that metformin selectively ablates pancreatic CSCs; a finding that was subsequently further corroborated by demonstrating diminished expression of pluripotency-associated genes/surface markers and reduced in vivo tumorigenicity of metformin-treated cells. As the final step for preclinical development we treated mice bearing established tumors with metformin and found significantly prolonged survival. Clinical studies testing the use of metformin in patients with PDAC are currently underway (e.g., NCT01210911, NCT01167738, and NCT01488552). Mechanistically, we found that metformin induces a fatal energy crisis in CSCs by enhancing reactive oxygen species (ROS) production and reducing mitochondrial transmembrane potential. In contrast, non-CSCs were not eliminated by metformin treatment, but rather underwent reversible cell cycle arrest. Therefore, our study serves as a successful example for the potential of in vitro sphere formation as a screening tool to identify compounds that potentially target CSCs, but this technique will require further in vitro and in vivo validation to eliminate false discoveries.

Pancreatic cancer stem cells (CSCs) can be expanded in vitro using the anchorage-independent sphere culture technique, which represents a powerful tool to study CSC biology and can serve as the first step to develop novel CSC-targeting therapies. Here the methodology for expanding, analyzing and targeting of pancreatic CSCs is provided.

췌장암 새로운 치료 전략을 개발하기위한 전지 특성 줄기 공부

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) contains a subset of exclusively tumorigenic cancer stem cells (CSCs) which have been shown to drive tumor ...

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

마우스의 우심실 확장기 매개변수의 심초음파 측정

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Lung Fixation under Constant Pressure for Evaluation of Emphysema in Mice

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung fixation to produce reliable histological specimens of the lung. Due to the nature of the lung&rsquo;s structural composition, which consists largely of air and tissue, there is a risk that it collapses or deflates during the fixation process. Various lung fixation methods exist, each of which has its own advantages and disadvantages. The lung fixation method presented here utilizes constant pressure to enable optimal tissue evaluation for studies using an emphysematous mouse lung model. The main advantage is that it can fix many lungs with the same condition at one time. Lung specimens are obtained from chronic cigarette smoke-exposed mice. Lung fixation is performed using specialized equipment that enables the production of constant pressure. This constant pressure maintains the lung in a reasonably inflated state. Thus, this method generates a histological specimen of the lung that is suitable to evaluate cigarette smoke-induced mild emphysema.

Presented here is a useful protocol for lung fixation that creates a stable condition for histological evaluate of lung specimens from a mouse model of emphysema. The main advantage of this model is that it can fix many lungs with the same constant pressure without lung collapse or deflation.

마우스에 있는 기종의 평가를 위한 일정한 압력의 밑에 폐 고정

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

직접 경포당증 주입에 의해 마우스에 있는 심각한 폐 상해를 유도하는

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...