This work was supported by a Project for Private Universities: matching fund subsidy from the Ministry of Education, Culture, Sports, Science and Technology (MEXT) of Japan (T.I.) and Grants-in-Aid for Scientific Research (C) from MEXT (S.T. and K.N).

تمت الموافقة على البروتوكولات واستخدام حيوانات التجارب رعاية الحيوان واستخدام اللجان المؤسسية في جامعة ياماناشي وجامعة واسيدا. وقد أجريت رعاية الحيوان وفقا للمبادئ التوجيهية المؤسسية. 1. إعداد CPEC <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الأجهزة والمواد التالية: المجهر ستيريو، ويفضل أن يكون قادرا على نقل الإضاءة من الأسفل. زوج من ملقط ساعاتي (دومون # 3 أو رقم 4)، تعقيم اللهب، مقص التشغيل على التوالي، تعقيم اللهب. اثنين العقيمة أطباق 10 سم من البلاستيك تحتوي على 20 مل الجليد الباردة يبوفيتش L-15 متوسطة. أطباق أسفل الزجاج 35 ملم يحتوي على 2 مل RT يبوفيتش L-15 متوسطة. كوب 100 مل تحتوي على 70٪ من الإيثانول. الجراء الماوس حديثي الولادة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لفترة وجيزة تزج ماوس الأطفال حديثي الولادة في 70٪ من الإيثانول والموت ببطء بسرعة عن طريق قطع الرأس باستخدام مقص التشغيل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع رئيس الفور في الجليد الباردة يبوفيتش L-15 متوسطة في العقيمة 10 سم ديش. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة الجلد من calvaria باستخدام زوج من ملقط ساعاتي، وقطع فتح الجمجمة لفضح الدماغ، ومن ثم قطع الأعصاب القحفية لعزل الدماغ كله. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الدماغ على طبق جديد يحتوي على الجليد الباردة يبوفيتش L-15 متوسطة ومراقبة تحت المجهر ستيريو، والتأكد من أن الدماغ هو مغمورة تماما في المتوسط. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تعيين الجانب الظهري من المخ مواجهة، وتوجيه الدماغ بحيث بصيلات الشم الموجودة في الموضع 03:00 (للأشخاص اليد اليمنى). عقد الدماغ بلطف مع ملقط في اليد اليسرى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام ملقط تشريح غرامة (دومون # 3 أو رقم 4) في اليد اليمنى، وقطع الجسم الثفني وتحت لحمة يربط بين نصفي الكرة المخية، وعلى طول الشق الطولي للمخ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> دفع بلطف نصفي الكرة المخية بعيدا إلى الجانبين الجانبية وفضح الشق الدماغي عرضية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فصل نصفي الكرة الأرضية عن طريق معسر من عشرالبريد حمة بين نصف الكرة الأرضية والمهاد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سحب للخارج برفق الجانبية الضفيرة المشيمية البطين أن تعلق على الجانب الوحشي من الحصين من قبل affixa الصفيحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل الضفيرة المشيمية معزولة إلى 35 مم طبق زجاج القاع التي تحتوي جديدة يبوفيتش L-15 متوسطة، وتراكب على وزن (قائمة المواد) بلطف لعقد الأنسجة في المكان. </li></ol> 2. تصوير لايف CPEC سيليا <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكيد الأشعة فوق البنفسجية السليم (UV) ومرشح الاستدلال (IR) قطع (ق) لمنع يتم إدراج ضوء أقصر من 400 نانومتر، وأطول من 700 نانومتر، والتي محايدة الكثافة (ND) مرشحات (25٪ و 6٪) في مسار الضوء المجهر المقلوب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط بؤرة العدسة الشيئية تقريبا بالعين، ومن ثم ضبط مكثف بحيث الوسط والتركيز لتتماشى مع إضاءة كوهلر. إدراج المقابل تدخل الفرق المناسب (DIC) موشور، وهو عنصر مدينة دبي للإنترنت، وكذلك محلل والمستقطب العناصر في ليمسار GHT لتتوافق مع البصريات DIC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط تباين الرأي موقف المنشور DIC ذلك أن هيكل سطح النسيج هو الأكثر تميزا. إذا كان كل أهداب الخلايا المستهدفة هي متحركة، رؤية واضحة للأهداب متحركة لا يمكن الحصول عليها عن طريق العين بسبب حركتهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغيير مسار الضوء لكاميرا الفيديو، وإزالة مرشحات ND لزيادة قوة الضوء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الكاميرا في وضع التركيز على ضبط مجال الرؤية والتركيز. خلال التركيز، حيث يتم عرض صور الفيديو في الوقت الحقيقي على شاشة العرض، ورؤية واضحة للأهداب متحركة غير متوفر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الكاميرا في 200 هرتز مع ومدة التعرض من 0.1 مللي ثانية للفترة المطلوبة (ثواني إلى دقائق). بعد الحصول على صورة كومة، والأطر واحد عرض هياكل الهدبية واضحة. إذا حواف الهدبية غير واضحة، وزيادة معدل الإطار أو استخدام وقت التعرض أقصر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تسجيل حركة CPEC أهداب داخل 25-60 دقيقة بعد القتل الرحيم في يبوفيتشL-15 متوسطة. </li></ol> 3. تحليل الهدبية الحركة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تتبع يدويا بفوزه على أنماط من كل هدب على شاشة الكمبيوتر. علامة مواقف الهدبية طرف في كل إطار مع مؤشر الماوس، التي يتم تجميعها للحصول على معلومات مسار كل هدب. أما تحليل المعلومات مساره باستخدام نفس البرنامج أو تصديرها إلى تطبيقات أخرى أكثر عمومية لمزيد من التحليل. يوصف كفاءة هذه الخطوة التحليل في مناقشة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تصنيف مسارات إلى وضعين للحركة، ذهابا وإيابا أو التناوب، من خلال العين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حساب التردد الهدبية الضرب (البرازيلي) باستخدام الصيغة التالية: [الاتحاد البرازيلي = (عدد الإطارات في الثانية) / (متوسط ​​عدد الإطارات للفوز واحد)] 14، والتي يمكن الحصول عليها من رسم تخطيطي الهدبية طرف الحركة (الشكل 3 ). كرر هذه العملية الحسابية لعدة دورات الهدبية الضرب، لأن الأهداب الأخرى على نفس الخلية يمكن أن تتداخل مع حركة كل ciliuم، مما أدى إلى عدم انتظام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لتحليل التوحيد الزاوي للالهدبية الضرب محاور داخل خلية واحدة، وتحديد θ زاوية الضرب لكل مسار (الشكل 4). لمسارات ذهابا وإيابا، تناسب المواقف من طرف أهداب إلى خط مستقيم، وتحديد θ كما زاوية خط يجعل مع x -axis. لمسارات التناوب، وتناسب المواقف إلى القطع الناقص، وتحديد θ كما زاوية محور رئيسي من القطع الناقص يجعل مع x -axis. ووصف تفاصيل المناسب في القسم ممثل النتائج. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لوصف كمي لكل مسار، وحساب المعمم نسبة الارتفاع AR. لفترة وجيزة، وتناوب على مسار من قبل - θ وتحديد AR كما النسبة بين الاعراض من التوزيع على طول س - و-axes ص (الشكل 4B). وترد التفاصيل في القسم ممثل النتائج، وتفسيروأهميتها، وصفت القيود المفروضة على والمعلمة في مناقشة. </li></ol> 4. إعداد نموذج لSEM ملاحظة: SEM هو طريقة مهمة لتقييم وضع أهداب على CPECs بطريقة شاملة. لإعداد العينات للSEM، أفاد الإجراء القياسي السابق 15 يعمل مع تعديلات طفيفة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل تشريح الأنسجة من الدماغ، وإعداد تثبيتي في قنينة زجاجية 5 مل مع غطاء البولي ايثيلين. يتكون تثبيتي من 2٪ امتصاص العرق، 2.5٪ غلوتارالدهيد (نصف حل Karnovsky ل16) في 0.1 م العازلة الفوسفات، ودرجة الحموضة 7.4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشريح خارج أنسجة من المخ كما هو موضح في الخطوة 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف لفترة وجيزة الأنسجة المعزولة مع محلول ملحي متوازن هانك (HBSS) في طبق جديد ثم إصلاح الأنسجة في تثبيتي في قارورة زجاجية لمدة 1 ساعة في درجة حرارة الغرفة. استخدام ماصات نقل المتاح والتعامل مع العينات جنرال الكتريكntly. بعد الشطف في HBSS، وتصبح الأنسجة لزجة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لنقل العينات إلى حل تثبيتي، وطرد ببطء على كمية صغيرة من محلول يحتوي على الأنسجة من ماصة نقل بمثابة قطرة وإضافة إلى تثبيتي. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد التثبيت، تجاهل تثبيتي، وشطف الأنسجة مع العازلة الفوسفات ثلاث مرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزج النسيج في محلول السكروز 10٪ لتغسل الألدهيدات المتبقية. لضمان القضاء الكامل على الألدهيدات، تزج العينات في حل لمدة 10 دقيقة ثم كرر مرتين مع السكروز النقي 10٪. هذه الخطوة مهمة لتحقيق الصحيح بعد التثبيت في الخطوات اللاحقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تزج النسيج في محلول 1٪ رباعي أكسيد الأوزميوم في المخزن الفوسفات لمدة 30 دقيقة ثم ضع على الجليد لمرحلة ما بعد التثبيت. الحكم على درجة من المعاملة بالأوزميك من لون عينة: عندما تتم إزالة الألدهيدات تماما، وعينة سوداء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل الأنسجة عينات ثابتة آخر على نطاق واسع مع مقطر مزدوجد الماء عدة مرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يذوى العينات عن طريق الغمر في تركيزات متدرجة من الإيثانول، عادة 65٪، 75٪، 85٪، 95٪، 99٪، و 100٪، لمدة 10 دقيقة لكل منهما. الحصول على الايثانول اللامائي من خلال وضع المناخل الجزيئية إلى 99.5٪ من الإيثانول من زجاجة شراؤها حديثا. تكرار الجفاف مع اللامائية الإيثانول ثلاث مرات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع العينات المجففة في خلات الأميل، كاشف استبدال لتجفيف نقطة حرجة، لمدة 10 دقيقة. كرر هذه الخطوة مرتين. هذا كاشف يتبخر بسرعة ويمكن أن تصبح العينة الجافة، مما أدى إلى تدمير التوتر السطحي. ولذلك، لا تجف العينة تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تبادل النهائي من خلات الأميل، وإزالة معظم المذيبات، وعلى الفور التفاف قارورة زجاجية مفتوحة مع رقائق الألومنيوم، ووضع قنينة على الثلج الجاف. باستخدام إبرة أو ملقط غرامة، وجعل عدة ثقوب في احباط تغطية الفم من القارورة، بحيث يتدفق ثاني أكسيد الكربون السائل بسهولة إلى القارورة في مجفف نقطة حرجة. انتقل إلى الخطوة التاليةباسرع ما يمكن. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في هذه الخطوة، والتقليل من المرحل من خلات الأميل في الغرفة مجفف، ولكن لا تدع العينة تجف تماما قبل التجفيف نقطة حرجة. وبالإضافة إلى ذلك، لا تترك العينة على الثلج الجاف لفترة طويلة دون داع لتجنب تشكيل الصقيع على القارورة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل قوارير زجاجية ملفوفة احباط تحتوي على عينات الأنسجة إلى مجفف نقطة الأهمية بمكان أن يضمن بنية سطح الأنسجة لا تزال سليمة في حين إزالة المياه الوارد في الأنسجة. يمكن الحصول على معلومات مفصلة عن تشغيل مجفف نقطة حرجة من تعليمات الشركة الصانعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> التعامل مع العينات بعناية باستخدام المسواك لتقليل الأضرار الميكانيكية. ينتج عن ذلك من عينات الأنسجة المجففة هشة. جبل العينات على بذرة المعادن ومعطف مع الذهب والبلاديوم استخدام تفل أيون. </li></ol> 5. مراقبة من قبل SEM <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة من قبل SEM وتسجيل الصور مع كاميرا رقميةمجهزة لالمجهر الإلكتروني الماسح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نقل بيانات الصور الرقمية إلى جهاز كمبيوتر لتحليلها. </li></ol>

<ol>
	<li>Nonami, Y., Narita, K., Nakamura, H., Inoue, T., Takeda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+changes+in+ciliary+motility+on+choroid+plexus+epithelial+cells+during+the+perinatal+period.">Developmental changes in ciliary motility on choroid plexus epithelial cells during the perinatal period.</a> Cytoskeleton. 70 (12), 797-803 (2013).</li><li>Bisgrove, B. W., Yost, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+roles+of+cilia+in+developmental+disorders+and+disease.">The roles of cilia in developmental disorders and disease.</a> Development. 133 (21), 4131-4143 (2006).</li><li>Fliegauf, M., Benzing, T., Omran, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=When+cilia+go+bad:+cilia+defects+and+ciliopathies.">When cilia go bad: cilia defects and ciliopathies.</a> Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 8 (11), 880-893 (2007).</li><li>Oh, E. C., Katsanis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cilia+in+vertebrate+development+and+disease.">Cilia in vertebrate development and disease.</a> Development. 139 (3), 443-448 (2012).</li><li>Shah, A. S., Ben-Shahar, Y., Moninger, T. O., Kline, J. N., Welsh, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motile+cilia+of+human+airway+epithelia+are+chemosensory.">Motile cilia of human airway epithelia are chemosensory.</a> Science(New York, N.Y). 325 (5944), 1131-1134 (2009).</li><li>Kiprilov, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+embryonic+stem+cells+in+culture+possess+primary+cilia+with+hedgehog+signaling+machinery).">Human embryonic stem cells in culture possess primary cilia with hedgehog signaling machinery).</a> The Journal of Cell Biology. 180 (5), 897-904 (2008).</li><li>Hirokawa, N., Tanaka, Y., Okada, Y., Takeda, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nodal+flow+and+the+generation+of+left-right+asymmetry.">Nodal flow and the generation of left-right asymmetry.</a> Cell. 125 (1), 33-45 (2006).</li><li>Narita, K., Kozuka-Hata, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteomic+analysis+of+multiple+primary+cilia+reveals+a+novel+mode+of+ciliary+development+in+mammals.">Proteomic analysis of multiple primary cilia reveals a novel mode of ciliary development in mammals.</a> Biology Open. 1 (8), 815-825 (2012).</li><li>Takeda, S., Narita, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+function+of+vertebrate+cilia,+towards+a+new+taxonomy.">Structure and function of vertebrate cilia, towards a new taxonomy.</a> Differentiation; Research in Biological Diversity. 83 (2), S4-S11 (2012).</li><li>Ikegami, K., Sato, S., Nakamura, K., Ostrowski, L. E., Setou, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubulin+polyglutamylation+is+essential+for+airway+ciliary+function+through+the+regulation+of+beating+asymmetry.">Tubulin polyglutamylation is essential for airway ciliary function through the regulation of beating asymmetry.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (23), 10490-10495 (2010).</li><li>Foster, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+ciliary/flagellar+beating+of+Chlamydomonas.">Analysis of the ciliary/flagellar beating of Chlamydomonas.</a> Methods in Cell Biology. 91, 173-239 (2009).</li><li>Lechtreck, K. -. F., Sanderson, M. J., Witman, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-speed+digital+imaging+of+ependymal+cilia+in+the+murine+brain.">High-speed digital imaging of ependymal cilia in the murine brain.</a> Methods in Cell Biology. 91, 255-264 (2009).</li><li>Okada, Y., Hirokawa, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Observation+of+nodal+cilia+movement+and+measurement+of+nodal+flow.">Observation of nodal cilia movement and measurement of nodal flow.</a> Methods in Cell Biology. 91, 265-285 (2009).</li><li>Chilvers, M. A., Rutman, A., O&#8217;Callaghan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ciliary+beat+pattern+is+associated+with+specific+ultrastructural+defects+in+primary+ciliary+dyskinesia.">Ciliary beat pattern is associated with specific ultrastructural defects in primary ciliary dyskinesia.</a> The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 112 (3), 518-524 (2003).</li><li>Takeda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Left-right+asymmetry+and+kinesin+superfamily+protein+KIF3A:+new+insights+in+determination+of+laterality+and+mesoderm+induction+by+kif3A-/-+mice+analysis.">Left-right asymmetry and kinesin superfamily protein KIF3A: new insights in determination of laterality and mesoderm induction by kif3A-/- mice analysis.</a> The Journal of Cell Biology. 145 (4), 825-836 (1999).</li><li>Karnovsky, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+formaldehyde-glutaraldehyde+fixative+of+high+osmolarity+for+use+in+electron+microscopy.">A formaldehyde-glutaraldehyde fixative of high osmolarity for use in electron microscopy.</a> The Journal of Cell Biology. 27, 137-138A (1965).</li></ol>

تعلن الكتاب أنه ليس لديهم المصالح المالية المتنافسة. تهدف هذه الورقة إلى تقديم التقارير منهجية مفصلة لمراقبة الحركة من أهداب في الأنسجة الضفيرة المشيمية معزولة. وقد تم الإبلاغ عن المستجدات العلمية في الدراسات السابقة 1،8.

وجهات النظر هذه الطريقة على الرغم من أن تقنية الموضحة هنا لا تقدم تحليلا أكثر تفصيلا للأهداب من الطرق التي تم نشرها مسبقا، وأهمية هذه التقنية تكمن في بساطة النظام والفعالية من حيث التكلفة، والتي يمكن تطبيقها بسهولة على فحص أي نو?...

Cilia are hair-like projections on the surface of most vertebrate cells, which have attracted attention by medical researchers because of a class of diseases termed ciliopathies2&#8211;4. Despite the ubiquitous expression of the organelle, a wide variety of ciliary functions have been reported, including motility and biosensing. For example, motile cilia on the mucoepithelial surface transport mucus5 and epithelial debris to the outlet of tracts, thereby preventing disease by clearing the surface of epithelia. Moreover, during early developmental periods and embryonic stages, cilia regulate the proliferation of stem cells6, and are involved in the determination of left&#8211;right asymmetry of the vertebrate body7. 
Choroid plexus epithelial cells (CPECs) are derivatives of neuroepithelial cells that cover the surface of the choroid plexus tissue in the brain, which play important roles in maintaining homeostasis of the intracranial environment by production of cerebrospinal fluid (CSF). It has been previously demonstrated that CPECs have multiple non-motile cilia that regulate the production of CSF through G-protein-coupled receptors that are specifically concentrated on the cilia8. Although these cilia had been regarded as quiescent non-motile cilia, it was discovered that some CPEC cilia exhibit transient motility during the neonatal period1. This finding was quite important because it revealed that so-called non-motile cilia are not necessarily immotile from the beginning of development and might display transient motility during specific time windows, possibly in response to specific physiological demands and functions9. To precisely describe the motile nature of CPEC cilia, it is necessary to develop an ex vivo observation system that encompasses analysis of the kinetic profiles unique to CPEC cilia. 
With respect to motility, although several technical reports have described observations of the motile cilia of the tracheal epithelium5,10, motile single-cell flagella11, so-called conventional motile cilia12, and nodal cilia13, detailed analytical methods applicable to relatively undulated structures such as the choroid plexus have not been well documented so far. Moreover, a high time resolution is required to analyze the ciliary movement of CPECs, in which expensive high-speed cameras are indispensable. To circumvent this necessity and simplify monitoring the ciliary motility of various cell types, a low cost, high-speed camera has been introduced, and an easily accessible and convenient method to record the motility of motile cilia, especially to describe the speed and pattern of motion of each cilium, has been developed1. Moreover, original image analysis software &#8220;TI Workbench&#8221; has been used here to facilitate detailed analysis of motility. Collectively, this method provides a new concise strategy to analyze ciliary motion together with correlative scanning electron microscopy (SEM), which can be adopted in a wide range of cilium research.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>for both live imaging and SEM preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stereo microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZX7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>flat paper towel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#934;10-cm plastic dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100-mL beaker</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>straight operating scissors</td>
			<td>Sansyo</td>
			<td>S-2B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>watchmaker forceps</td>
			<td>Dumont</td>
			<td>No.DU-3 or -4, INOX</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>for live cell imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glass bottom dish</td>
			<td>Matsunami Glass</td>
			<td>D110300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>for SEM preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>alminum foil</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5-mL glass vial with a polyethylene cap</td>
			<td>Nichiden Rika-Glass</td>
			<td>PS-5A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>transfer pipette</td>
			<td>Samco Scientific</td>
			<td>SM251-1S</td>
			<td>for specimen tranfer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>toothpick</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for specimen transfer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ion sputter with gold-palladium</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td>E-1030</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>critical point dryer</td>
			<td>Hitachi</td>
			<td>HCP-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>for live cell imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>inverted microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX81</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 W mercury lump housing and power supply</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>U-ULH and BH2-RFL-T3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 W mercury lamp</td>
			<td>Ushio</td>
			<td>USH103D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DIC condenser, n.a. 0.55</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX-LWUCD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>electrrical shutter</td>
			<td>Vincent Associates</td>
			<td>VS35S22M1R3-24 and VMM-D1</td>
			<td>manual shutter can be used.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>band-pass filter (400-700 nm, &#934;45 mm)</td>
			<td>Koshin Kagaku</td>
			<td>C10-110621-1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ND filter (&#934;45 mm)</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>45ND6, 45ND25</td>
			<td>combination of 25% and 6% ND filters are used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>objective lens (water immersion) with DIC element</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UApo 40XW/340, n.a., 1.15 with IX-DPAO40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>high-speed video camera</td>
			<td>Allied Vision Technologies</td>
			<td>GE680</td>
			<td>&#62;= 200 Hz frame rate and 1 msec expose time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>image acquisition / analysis software</td>
			<td>in-hous software</td>
			<td>TI Workbench</td>
			<td>capable of acquisition at high frame rates.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC for camera control / analysis</td>
			<td>Apple</td>
			<td>Mac Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vibration isolation table</td>
			<td>Meiritsu Seiki</td>
			<td>AD0806</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>weight for tissue</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>slice anchor kits</td>
			<td>It can be made with nylon mesh glued to a U-shape squashed &#934;0.5mm platinum wire.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>for SEM</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>inverted microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX81</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scanning electron microscope</td>
			<td>JEOL</td>
			<td>JSM-6510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>for live cell imaging</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethanol&#160;</td>
			<td>Wako Chemicals</td>
			<td>057-00456</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Leibovitz L-15 medium</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11415-064</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>for SEM preparation</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ethanol&#160;</td>
			<td>Wako Chemicals</td>
			<td>057-00456</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hank&#39;s balanced salt solution</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>14170112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>paraformaldehyde&#160;</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1040051000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>glutaraldehyde&#160;</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>17003-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>isoamyl acetate</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>02710-95</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Molecular Sieves 4A 1/8&#160;</td>
			<td>Wako Chemicals</td>
			<td>130-08655</td>
			<td>for preparation of anhydrous ethanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate buffer saline (PBS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>D1408</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate buffer, 0.1 M</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>To make 100 ml, mix 19.0 ml of 0.1 M NaH2PO4 and 81.0 ml of 0.1 M Na2HPO4&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>monosodium phosphate (dihydrate)</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>31718-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>disodium phosphate (anhydrous)</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>31801-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>suclose</td>
			<td>Nacalai tesque</td>
			<td>30406-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>osmium tetroxide</td>
			<td>Nisshin EM</td>
			<td align="right">300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>dry ice</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

observation of the ciliary movement of choroid plexus epithelial cells ex vivo

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. Choroid plexus epithelial cells (CPECs) covering the surface of choroid plexus tissue harbor multiple unique cilia, but most of the functions of these cilia remain to be investigated. To uncover the function of CPEC cilia with particular reference to their motility, an ex vivo observation system was developed to monitor ciliary motility during embryonic, perinatal and postnatal periods. The choroid plexus was dissected out of the brain ventricle and observed under a video-enhanced contrast microscope equipped with differential interference contrast optics. Under this condition, a simple and quantitative method was developed to analyze the motile profiles of CPEC cilia for several hours ex vivo. Next, the morphological changes of cilia during development were observed by scanning electron microscopy to elucidate the relationship between the morphological maturity of cilia and motility. Interestingly, this method could delineate changes in the number and length of cilia, which peaked at postnatal day (P) 2, while the beating frequency reached a maximum at P10, followed by abrupt cessation at P14. These techniques will enable elucidation of the functions of cilia in various tissues. While related techniques have been published in a previous report1, the current study focuses on detailed techniques to observe the motility and morphology of CPEC cilia ex vivo.

ويظهر لمحة عامة عن سير العمل في الشكل 1، بما في ذلك الصور من الأجهزة. ملاحظات الحركة الحية من CPECs فيلم 1 يظهر الفيلم من CPECs معزولة عن ماوس فترة ما حول الولادة، وفيلم 2 ?...

Watch this Scientific Journal Video about Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo at JoVE.com

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

In this study, a detailed light microscopic technique was optimized for real-time observation and analysis of the motion of CPEC cilia ex vivo together with an electron microscopic method for ultrastructural analysis.

مراقبة الحركة الهدبية من الخلايا المشيمية الضفيرة طلائي<em&gt; السابقين فيفو</em

The choroid plexus is located in the ventricular wall of the brain, the main function of which is believed to be production of cerebrospinal fluid. ...

observation-ciliary-movement-choroid-plexus-epithelial-cells-ex

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

12.0K Views.  Waseda University. In this study, a detailed light microscopic technique was optimized for real-time observation and analysis of the motion of CPEC cilia ex vivo together with an electron microscopic method for ultrastructural analysis.

Video: Observation of the Ciliary Movement of Choroid Plexus Epithelial Cells Ex Vivo

Ex Vivo Organotypic Corneal Model of Acute Epithelial Herpes Simplex Virus Type I Infection

Herpes keratitis is one of the most severe pathologies associated with the herpes simplex virus-type 1 (HSV-1). Herpes keratitis is currently the leading cause of both cornea-derived and infection-associated blindness in the developed world. Typical presentation of herpes keratitis includes infection of the corneal epithelium and sometimes the deeper corneal stroma and endothelium, leading to such permanent corneal pathologies as scarring, thinning, and opacity 1.
Corneal HSV-1 infection is traditionally studied in two types of experimental models. The in vitro model, in which cultured monolayers of corneal epithelial cells are infected in a Petri dish, offers simplicity, high level of replicability, fast experiments, and relatively low costs. On the other hand, the in vivo model, in which animals such as rabbits or mice are inoculated directly in the cornea, offers a highly sophisticated physiological system, but has higher costs, longer experiments, necessary animal care, and a greater degree of variability. 
In this video article, we provide a detailed demonstration of a new ex vivo model of corneal epithelial HSV-1 infection, which combines the strengths of both the in vitro and the in vivo models. The ex vivo model utilizes intact corneas organotypically maintained in culture and infected with HSV-1. The use of the ex vivo model allows for highly physiologically-based conclusions, yet it is rather inexpensive and requires time commitment comparable to that of the in vitro model.

Ex Vivo Organotypic Corneal Model of Acute Epithelial Herpes Simplex Virus Type I Infection

In this video article we describe the use of a new ex vivo model of acute herpes simplex virus type I corneal epithelial infection.

خارج الحي النموذجي القرنية عضوي النمط من الهربس البسيط من النوع الحاد طلائي الفيروسات I العدوى

Herpes keratitis is one of the most severe pathologies associated with the herpes simplex virus-type 1 (HSV-1).  Herpes keratitis is currently the leading ...

A Visual Description of the Dissection of the Cerebral Surface Vasculature and Associated Meninges and the Choroid Plexus from Rat Brain

This video presentation was created to show a method of harvesting the two most important highly vascular structures, not residing within the brain proper, that support forebrain function. They are the cerebral surface (superficial) vasculature along with associated meninges (MAV) and the choroid plexus which are necessary for cerebral blood flow and cerebrospinal fluid (CSF) homeostasis. The tissue harvested is suitable for biochemical and physiological analysis, and the MAV has been shown to be sensitive to damage produced by amphetamine and hyperthermia 1,2. As well, the major and minor cerebral vasculatures harvested in MAV are of potentially high interest when investigating concussive types of head trauma. The MAV dissected in this presentation consists of the pial and some of the arachnoid membrane (less dura) of the meninges and the major and minor cerebral surface vasculature. The choroid plexus dissected is the structure that resides in the lateral ventricles as described by Oldfield and McKinley3,4,5,6. The methods used for harvesting these two tissues also facilitate the harvesting of regional cortical tissue devoid of meninges and larger cerebral surface vasculature, and is compatible with harvesting other brain tissues such as striatum, hypothalamus, hippocampus, etc. The dissection of the two tissues takes from 5 to 10 min total. The gene expression levels for the dissected MAV and choroid plexus, as shown and described in this presentation can be found at GSE23093 (MAV) and GSE29733 (choroid plexus) at the NCBI GEO repository. This data has been, and is being, used to help further understand the functioning of the MAV and choroid plexus and how neurotoxic events such as severe hyperthermia and AMPH adversely affect their function.

This video presentation shows a method of harvesting the two most important highly vascular structures that support forebrain function. They are the cerebral surface (superficial) vasculature along with associated meninges (MAV) and the choroid plexus which are necessary for cerebral blood flow and cerebrospinal fluid (CSF) homeostasis.

A وصف البصرية في تشريح الأوعية الدموية السطحية والسحايا الدماغي المقترن والضفيرة المشيمية من دماغ الفئران

This video presentation was created to show a method of harvesting the two most important highly vascular structures, not residing within the brain ...

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first neural circuit in the AOS pathway, called the accessory olfactory bulb (AOB), plays an important role in establishing sex-typical behaviors such as territorial aggression and mating. This small (&#60;1 mm3) circuit possesses the capacity to distinguish unique behavioral states, such as sex, strain, and stress from chemosensory cues in the secretions and excretions of conspecifics. While the compact organization of this system presents unique opportunities for recording from large portions of the circuit simultaneously, investigation of sensory processing in the AOB remains challenging, largely due to its experimentally disadvantageous location in the brain. Here, we demonstrate a multi-stage dissection that removes the intact AOB inside a single hemisphere of the anterior mouse skull, leaving connections to both the peripheral vomeronasal sensory neurons (VSNs) and local neuronal circuitry intact. The procedure exposes the AOB surface to direct visual inspection, facilitating electrophysiological and optical recordings from AOB circuit elements in the absence of anesthetics. Upon inserting a thin cannula into the vomeronasal organ (VNO), which houses the VSNs, one can directly expose the periphery to social odors and pheromones while recording downstream activity in the AOB. This procedure enables controlled inquiries into AOS information processing, which can shed light on mechanisms linking pheromone exposure to changes in behavior.

Ex Vivo Preparations of the Intact Vomeronasal Organ and Accessory Olfactory Bulb

The mouse accessory olfactory bulb (AOB) has been difficult to study in the context of sensory coding. Here, we demonstrate a dissection that produces an ex vivo preparation in which AOB neurons remain functionally connected to their peripheral inputs, facilitating research into information processing of mouse pheromones and kairomones.

فيفو السابقين الاستعدادات للالميكعي الجهاز سليمة والإكسسوار الشم لمبة

The mouse accessory olfactory system (AOS) is a specialized sensory pathway for detecting nonvolatile social odors, pheromones, and kairomones. The first ...

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the cerebellum. IO has long been proposed to be crucial for motor control and its activity is currently considered to be at the center of many hypotheses of both motor and cognitive functions of the cerebellum. While its physiology and function have been relatively well studied on single-cell level in vitro, presently there are no reports on the organization of the IO network activity in living animals. This is largely due to the extremely challenging anatomical location of the IO, making it difficult to subject to conventional fluorescent imaging methods, where an optic path must be created through the entire brain located dorsally to the region of interest.
Here we describe an alternative method for obtaining state-of-the-art -level calcium imaging data from the IO network. The method takes advantage of the extreme ventral location of the IO and involves a surgical procedure for inserting a gradient-refractive index (GRIN) lens through the neck viscera to come into contact with the ventral surface of the calcium sensor GCaMP6s-expressing IO in anesthetized mice. A representative calcium imaging recording is shown to demonstrate the feasibility to record IO neuron activity after the surgery. While this is a non-survival surgery and the recordings must be conducted under anesthesia, it avoids damage to life-critical brainstem nuclei and allows conducting large variety of experiments investigating spatiotemporal activity patterns and input integration in the IO. This procedure with modifications could be used for recordings in other, adjacent regions of the ventral brainstem.

In vivo Calcium Imaging in Mouse Inferior Olive

We present a protocol to expose the brainstem of adult mouse from the ventral side. By using a gradient-refractive index lens with a miniature microscope, calcium imaging can be used to examine the activity of inferior olive neural somata in vivo.

في الجسم الحي تصوير الكالسيوم في الزيتون السفلي الماوس

Inferior olive (IO), a nucleus in the ventral medulla, is the only source of climbing fibers that form one of the two input pathways entering the ...

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. This work describes the preparation of rat sciatic nerves for ex vivo neurophysiology, including buffer preparation, animal procedures, equipment setup and neurophysiological recording. This work provides an overview of the different types of experiments possible with this method. The outlined method aims to provide 6 h of stimulation and recording on extracted peripheral nerve tissue in tightly controlled conditions for optimal consistency in results. Results obtained using this method are A-fibre compound action potentials (CAP) with peak-to-peak amplitudes in the millivolt range over the entire duration of the experiment. CAP amplitudes and shapes are consistent and reliable, making them useful to test and compare new electrodes to existing models, or the effects of interventions on the tissue, such as the use of chemicals, surgical alterations, or neuromodulatory stimulation techniques. Both conventional commercially available cuff electrodes with platinum-iridium contacts and custom-made conductive elastomer electrodes were tested and gave similar results in terms of nerve stimulus strength-duration response.

Preparation of Rat Sciatic Nerve for Ex Vivo Neurophysiology

This protocol describes the preparation of rat whole sciatic nerve tissue for ex vivo electrophysiological stimulation and recording in an environmentally-regulated, two-compartment, perfused saline bath.

تحضير العصب الوركي للفئران للفسيولوجيا العصبية خارج الجسم الحي

Ex vivo preparations enable the study of many neurophysiological processes in isolation from the rest of the body while preserving local tissue structure. ...

Organotypic Cultures of Adult Human Cortex as an Ex vivo Model for Human Stem Cell Transplantation and Validation

Neurodegenerative disorders are common and heterogeneous in terms of their symptoms and cellular affectation, making their study complicated due to the lack of proper animal models that fully mimic human diseases and the poor availability of post-mortem human brain tissue. Adult human nervous tissue culture offers the possibility to study different aspects of neurological disorders. Molecular, cellular, and biochemical mechanisms could be easily addressed in this system, as well as testing and validating drugs or different treatments, such as cell-based therapies. This method combines long-term organotypic cultures of the adult human cortex, obtained from epileptic patients undergoing resective surgery, and ex vivo intracortical transplantation of induced pluripotent stem cell-derived cortical progenitors. This method will allow the study of cell survival, neuronal differentiation, the formation of synaptic inputs and outputs, and the electrophysiological properties of human-derived cells after transplantation into intact adult human cortical tissue. This approach is an important step prior to the development of a 3D human disease modeling platform that will bring basic research closer to the clinical translation of stem cell-based therapies for patients with different neurological disorders and allow the development of new tools for reconstructing damaged neural circuits.

Organotypic Cultures of Adult Human Cortex as an Ex vivo Model for Human Stem Cell Transplantation and Validation

This protocol describes long-term organotypic cultures of adult human cortex combined with ex vivo intracortical transplantation of induced pluripotent stem cell-derived cortical progenitors, which present a novel methodology to further test stem cell-based therapies for human neurodegenerative disorders.

الثقافات العضوية للقشرة البشرية البالغة كنموذج خارج الجسم الحي لزراعة الخلايا الجذعية البشرية والتحقق من صحتها

Neurodegenerative disorders are common and heterogeneous in terms of their symptoms and cellular affectation, making their study complicated due to the ...

Microdissection and Whole Mount Scanning Electron Microscopy Visualization of Mouse Choroid Plexus

The choroid plexus (CP), a highly vascularized structure protruding into the ventricles of the brain, is one of the most understudied tissues in neuroscience. As it is becoming increasingly clear that this tiny structure plays a crucial role in health and disease of the central nervous system (CNS), it is of utmost importance to properly dissect the CP out of the brain ventricles in a way that allows downstream processing, ranging from functional to structural analysis. Here, isolation of the lateral and fourth brain ventricle mouse CP without the need for specialized tools or equipment is described. This isolation technique preserves the viability, function, and structure of cells within the CP. On account of its high vascularization, the CP can be visualized floating inside the ventricular cavities of the brain using a binocular microscope. However, transcardial perfusion required for downstream analysis can complicate the identification of the CP tissue. Depending on the further processing steps (e.g., RNA and protein analysis), this can be solved by visualizing the CP via transcardial perfusion with bromophenol blue. After isolation, the CP can be processed using several techniques, including RNA, protein, or single cell analysis, to gain further understanding on the function of this special brain structure. Here, scanning electron microscopy (SEM) on whole mount CP is used to get an overall view of the structure.

The choroid plexus (CP), an understudied tissue in neuroscience, plays a key role in health and disease of the central nervous system. This protocol describes a microdissection technique for isolating the CP and the use of scanning electron microscopy to obtain an overall view of its cellular structure.

التشريح المجهري والمجهر الإلكتروني الماسح الكامل للجبل تصور الضفيرة المشيمية للفأر

The choroid plexus (CP), a highly vascularized structure protruding into the ventricles of the brain, is one of the most understudied tissues in ...

إسكات الجينات الانتقائي في الضفيرة المشيمية

Targeted Knockdown of Genes in the Choroid Plexus

The choroid plexus (ChP) serves as a critical gateway for immune cell infiltration into the central nervous system (CNS) under both physiological and pathological conditions. Recent research has shown that regulating ChP activity may offer protection against CNS disorders. However, studying the biological function of the ChP without affecting other brain regions is challenging due to its delicate structure. This study presents a novel method for gene knockdown in ChP tissue using adeno-associated viruses (AAVs) or cyclization recombination enzyme (Cre) recombinase protein consisting of TAT sequence (CRE-TAT). The results demonstrate that after injecting AAV or CRE-TAT into the lateral ventricle, the fluorescence was exclusively concentrated in the ChP. Using this approach, the study successfully knocked down the adenosine A2A receptor (A2AR) in the ChP using RNA interference (RNAi) or Cre/locus of X-overP1 (Cre/LoxP) systems, and showed that this knockdown could alleviate the pathology of experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). This technique may have important implications for future research on the ChP's role in CNS disorders.

تسليط الضوء على المؤلف: رؤى وابتكارات في تقنيات معالجة التعبير الجيني لأبحاث الضفيرة المشيمية 

Here, we describe a method to selectively alter gene expressions in the choroid plexus while avoiding any impact in other brain areas.

ضربة قاضية مستهدفة للجينات في الضفيرة المشيمية

The choroid plexus (ChP) serves as a critical gateway for immune cell infiltration into the central nervous system (CNS) under both physiological and ...