The authors would like to acknowledge Jonathan Chou, MD for his assistance on preparation and editing of the final manuscript and Wenzhong Liu for the OCT data. We would also like to acknowledge support from the Macula Society Research Grant (AAF), support from an unrestricted grant to Northwestern University from Research to Prevent Blindness, Inc., New York, NY, USA, and support from NIH-EY019951.

يتم التعامل مع جميع الحيوانات وفقا لدليل لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية 2013 الطبعة، ورابطة للبحوث في الرؤية والعيون (ARVO) بيان لاستخدام الحيوانات في العيون والبحوث الرؤية، والتي وافق عليها الحيوان المؤسسي الرعاية واستخدام اللجنة لجامعة نورث وسترن. ملاحظة: يمكن أن يتم الإجراء التالي تماما مع مشغل واحد. ومع ذلك، يجري ذلك بشكل أكثر كفاءة مع اثنين من المشغلين مع مهام تقسيم وفقا لذلك. 1. إعداد محطة الليزر وقبل الليزر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الليزر والمصباح الشقي حيث يمكن الوصول إليها بسهولة. بدوره على الليزر وتعيين المعلمات محددة مسبقا (على سبيل المثال 75 ميكرون حجم البقعة، 100 ميجاوات، 100 ميللي ثانية مدتها). تنبيه: تأكد مشغل ترتدي يتم عرض جميع معدات الوقاية الشخصية الحيوانية وسلامة الليزر والليزر السلامة ذات الصلة علامات خارج الغرفة الداخلي. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل استخدام أي حيوانات التجارب، والعثور على المعلمات مثالية باستخدام المعايرة، والماوس غير التجريبية. سيعتمد المعلمات الليزر على الليزر المستخدمة. يتم تعريف المعلمات مثالية من وضع أدنى طاقة الليزر التي تسبب باستمرار &quot;فقاعة&quot; تشكيل عندما ركزت بشكل صحيح. انظر الفيديو على سبيل المثال الآفة مع سليم &quot;فقاعة&quot; تشكيل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد المحطة قبل الليزر بحيث التخدير والحيوان أكثر دفئا، وتقضي على الأنسجة، وجميع قطرات العين (تروبيكاميد، تتراكائين، والدموع الاصطناعية) هي في متناول اليد بسهولة إلى المشغل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن الحيوانات أكثر دفئا هو قبل تسخينها إلى درجة حرارة تصحيح (37 ° C) قبل حقن مخدر في الماوس الأول من أجل تجنب يسببها التخدير انخفاض حرارة الجسم. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على مرحلة أكثر دفئا لذلك يمكن الاحتفاظ بالحرارة وتبقى دافئة عندما يبدأ إجراء الليزر. </li></ol> 2. الماوس التخدير والتحضير المسبق ليزر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل حقنالتخدير جي، وفحص العين ظاهريا للتأكد من أنه لا يوجد لديه تشوهات أو شذوذ أن يقلل من وضوح القرنية (مثل إعتام عدسة العين). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وزن الماوس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل الوزن والجنس ورقم الحيوانية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام الوزن، وحساب كمية مناسبة من مخدر لاستخدامها على أساس المبادئ التوجيهية التي قدمها مؤسسة (على سبيل المثال 100 ملغ / كغ من هيدروكلوريد الكيتامين، 10 ملغ / كغ زيلازين أو ثلاثي بروم إيثانول 250 ملغ / كغ؛ ل20 ز الماوس حقن 0.20 مل زيلازين / الكيتامين كوكتيل OR 0.25 مل من ثلاثي بروم إيثانول). لدينا جدول جرعات محسوبة مسبقا في الوزن في الزيادات من 1 غرام من أجل الحد من الأخطاء الحسابية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> القفا الماوس وحقن مخدر تستند البريتونى على حسابات في الخطوة 2.4. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس على الحيوانات أكثر دفئا والانتظار حتى يتم تخدير الماوس بشكل كامل عن طريق التحقق من المنعكس دواسة عن طريق قرصة اصبع القدم (حوالي 3-5 دقائق). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نشمر عن أنسجة مسح وحماية منطقة الماوس، الأنف لمنع aspiratأيون السائل لفة قبالة. الماوس لفة على جانبها ووضع قطرة (حوالي 30 ميكرولتر) من تتراكائين هيدروكلوريد في كل عين للتخدير الموضعي. الانتظار 2 دقيقة عن حل نافذة المفعول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوة 2.7 مع قطرة واحدة من تروبيكاميد موضعي لالحدقة تمدد. بدلا من ذلك، استخدم هيدروكلوريد فينيليفرين (2.5٪) للتمدد. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الانتظار 2 دقيقة عن حلول نافذة المفعول. إبقاء الحيوانات على أكثر دفئا خلال هذا الوقت. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد انقضاء الوقت المناسب، ضع بسرعة الماوس على المسرح الماوس ووضع المرحلة على بقية الذقن من المصباح الشقي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تشغيل المصباح الشقي إلى أدنى سطوع الضوء وتحقق درجة من الحدقة تمدد. إذا لم يتم المتوسعة التلميذ بشكل كاف (حوالي 2.5-3 مم)، والعودة الماوس للحيوان أكثر دفئا والانتظار. بدلا من ذلك، تدير آخر قطرة من تروبيكاميد. مرة واحدة العين المتوسعة بما فيه الكفاية، والمضي قدما لإجراء الليزر. </li></ol> 3. إجراء الليزر ملاحظة: تأكد ع الآخرersons في غرفة ارتداء نظارات واقية عندما تكون بعيدا عن محمية الليزر المصباح الشقي العين قطعة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضبط وضع الماوس على مرحلة الماوس، بحيث يتم وضع مثالي لرؤية العصب البصري (انظر 3.1.2). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> توجيه الماوس على صاحبها لذلك تقع أفقيا، عموديا على شق شعاع مصباح، مع رئيس في جانب واحد والذيل في الطرف الآخر. ووضع الماوس المثالي جعل البصري التصور الأعصاب أسهل بكثير بمجرد تطبيق زلة تغطية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحويل قليلا الماوس لذلك هو في ~ 170 درجة زاوية مع رئيس أقرب إلى مشغل الليزر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من أن الفأر هو أقرب ما يكون إلى شق مصباح، ومع ذلك لا يزال في وضع يمكنها من حيث أنها مستقرة وأين سوف يد المشغل لديها مساحة كافية للتلاعب على ما يرام. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد وضع الماوس بشكل مثالي، وضع قطرة واحدة من حل مصطنعة المسيل للدموع على 25 ملم × 25 ملم الزجاج ساترة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع قطرة واحدة من حل مصطنعة المسيل للدموع على مقابل الفأرالعين osite - ورطب هذا سيضمن العين وتشكيل مساعدة تأخير إعتام عدسة العين. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عقد الزاوية ساترة بين الإبهام والأصابع مؤشر. موقف بحيث يتم ضغط الزجاج بين نصائح كل من الأصابع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بلطف التفاف ثلاثة أصابع المتبقية حول جسم الحيوان لدعم وتثبيت اليد. موقف اليد بحيث ساترة الزجاج يمكن وضعها بسهولة على العين الفأر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مما لا شك فيه أن المعصم يستقر على سطح ثابت من أجل الحد من ناحية الزلزال. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة يتم الحصول على وضع مستقر، اضغط بعناية ساترة الزجاج (مع قطرة المسيل للدموع مصطنعة لا يزال الالتزام) على العين الفأر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من وضع ساترة كما عمودي ممكن لشعاع الليزر لمنع شعاع الليزر مبعثر أو التأمل. تعمل ساترة كما العدسات اللاصقة لشد القرنية. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ننظر من خلال المصباح الشقي ومع يد التركيز تبديل الاتحاد الوطني للعماليمكن تصور الشبكية ايل. سوف الشبكية لديها ضوء أصفر / أحمر اللون اعتمادا على الموقع تصور، ومتميزة، والسفن الحمراء تكون مرئية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ببطء وبعناية التلاعب رئيس الماوس و / أو ساترة حتى تصور العصب البصري. والعصب البصري يكون أصفر اللون مع سفن متعددة يشع منه. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد أكد مشغل التصور من العصب البصري، بدوره على الليزر التركيز شعاع. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مرة واحدة وقد تحولت شعاع الليزر على، والمناورة ليزر تركز شعاع إلى الموضع المطلوب (حوالي 1 قرص قطره من العصب البصري). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تركيز شعاع الليزر على RPE من قاع العين. ويتحقق الخشوع عن طريق الحصول على أشد وأوضح شعاع الليزر. إذا تهدف شعاع يبدو بيضاوي أو خارج التركيز، تبديل التركيز المصباح الشقي أو إعادة الموقف من الزجاج ساترة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بمجرد تركز شعاع تهدف على RPE، والشروع في إدارة يزر باستخدام الزناد القدم الليزر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تأكد من تجنب الأوعية الشبكية لمنع بالعين انهmorrhage. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مشاهدة لظهور فقاعة على الفور بعد تناوله ليزر. يجب أن تكون الخطوط العريضة للطلقة ليزر واضحة وليس ضبابي بأي شكل من الأشكال. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا لم يكن نتيجة اطلاق النار ليزر في تشكيل فقاعة، أو مجال تأثير تبدو ضبابية (ظهور غائم مع غير واضحة الحدود الدائري مقابل واضح، حدود محددة تماما من تأثير ناجح)، أو إذا كان ينظر إلى نزيف بعد تناوله ليزر، لا وتشمل هذه الآفات لتحليل المستقبل. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات 3،10-3،12 لجميع المواقف المطلوبة CNV (عادة في 3 و 6 و 9 و 12 وظيفة الساعة حول العصب البصري). إذا تم تطبيق الحث الليزر على نفس المسافة تقريبا من العصب البصري، وينبغي ألا يكون من الضروري إعادة التركيز. ولكن نظرا لانحناء قوي للعين الماوس والاختلافات الصغيرة التي قد تكون موجودة في شبكية العين، إعادة تركيز شعاع قد يكون من الضروري بين الإدارات الليزر متتالية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سجل في دفتر الموقع ونتيجة لهإدارة منظمة العمل ضد الجوع طلقة ليزر ونتيجة (ناجحة، ضبابي، والنزف، الخ.) من كل طلقة تدار للعين. تأكد من وضع الليزر في وضع الاستعداد عندما لا تكون قيد الاستعمال. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر 3،1-3،14 عن الماوس، العين الأخرى، إذا لزم الأمر، وذلك باستخدام الجانب المعاكس لتحقيق الاستقرار وساترة جديدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد تدار عن طلقات الليزر المطلوب، إيقاف الليزر وطولية مصباح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجاهل ساترة ومكان الماوس على أكثر دفئا للتعافي من التخدير. ظاهريا فحص العين عن أي ضرر ووضع قطرة من محلول المسيل للدموع اصطناعية للحفاظ على العين رطبة وربما منع تطور الساد في المستقبل. عند انتعاش الماوس من التخدير، والعودة إلى القفص. </li></ol><table fo:keep-together.within-page="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td></td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> XYL / KET </td><td> XYL / KET </td></tr><tr><td> الماوس الوزن (ز) </td><td> جرعة (ملغ / كغ) </td><tد&gt; تركيز المحلول (ملغ / مل) </td><td> التخدير جرعة (مل) </td><td> جرعة (ملغ / كغ) </td><td> التخدير جرعة (مل) </td></tr><tr><td> 15 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.1875 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.15 </td></tr><tr><td> 16 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.2 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.16 </td></tr><tr><td> 17 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.2125 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.17 </td></tr><tr><td> 18 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0،225 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.18 </td></tr><tr><td> 19 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.2375 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.19 </td></tr><tr><td> 20 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.25</td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.2 </td></tr><tr><td> 21 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.2625 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.21 </td></tr><tr><td> 22 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.275 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.22 </td></tr><tr><td> 23 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.2875 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.23 </td></tr><tr><td> 24 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.3 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.24 </td></tr><tr><td> 25 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.3125 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.25 </td></tr><tr><td> 26 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0،325 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.26 </td></tr><tr><td> 27 </td><td> 250 </td><tد&gt; 20 </td><td> 0.3375 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.27 </td></tr><tr><td> 28 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.35 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.28 </td></tr><tr><td> 29 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.3625 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.29 </td></tr><tr><td> 30 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0.375 </td><td> 100 ملغ / كغ الكيتامين. 10 ملغم / كغم من زيلازين </td><td> 0.3 </td></tr></tbody></table> الجدول 1: XyIKet الجرعة الرسم البياني.

<ol>
	<li>Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age+related+macular+degeneration.">Age related macular degeneration.</a> Surv Ophthalmol. 32, 375-413 (1988).</li><li>Congdon, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Causes+and+Prevalence+of+Visual+Impairment+Among+Adults+in+the+United+States.">Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States.</a> Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).</li><li>Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-Related+Macular+Degeneration.">Age-Related Macular Degeneration.</a> NEJM. 358, 2606-2617 (2008).</li><li>Poor, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliability+of+the+Mouse+Model+of+Choroidal+Neovascularization+Induced+by+Laser+Photocoagulation.">Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation.</a> IOVS. 55, 6525-6534 (2014).</li><li>Ryan, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+development+of+an+experimental+model+of+subretinal+neovascularization+in+disciform+macular+degeneration.">The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration.</a> Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).</li><li>Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pathogenesis+of+laser+induced+choroidal+subretinal+neovascularization.">Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization.</a> IOVS. 31, 899-908 (1990).</li><li>Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+age+related+macular+degeneration.">Animal models of age related macular degeneration.</a> Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).</li><li>Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Choroidal+and+Retinal+Neovascularization.">Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization.</a> Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).</li><li>Zeiss, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=REVIEW+PAPER:+Animals+as+Models+of+Age+Related+Macular+Degeneration+An+Imperfect+Measure+of+the+Truth.">REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth.</a> Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).</li><li>Tobe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+Disruption+of+the+FGF2+Gene+Does+Not+Prevent+Choroidal+Neovascularization+in+a+Murine+Model.">Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model.</a> Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).</li><li>He, L., Marneros, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophages+Are+Essential+for+the+Early+Wound+Healing+Response+and+the+Formation+of+a+Fibrovascular+Scar.">Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar.</a> Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).</li><li>Hoerster, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+and+ex+vivo+characterization+of+laser+induced+choroidal+neovascularization+variability+in+mice.">In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).</li><li>Jawad, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Role+of+Macrophage+Class+A+Scavenger+Receptors+in+a+Laser+Induced+Murine+Choroidal+Neovascularization+Model.">The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model.</a> IOVS. 54, 5959-5970 (2013).</li><li>Lambert, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+induced+choroidal+neovascularization+model+to+study+age+related+macular+degeneration+in+mice.">Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice.</a> Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).</li><li>Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Depletion+Inhibits+Experimental+Choroidal+Neovascularization.">Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 44, 3578-3585 (2003).</li><li>Espinosa Heidmann, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macrophage+Depletion+Diminishes+Lesion+Size+and+Severity+in+Experimental+Choroidal+Neovascularization.">Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 44, 3586-3592 (2003).</li><li>Giani, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vivo+Evaluation+of+Laser+Induced+Choroidal+Neovascularization+Using+Spectral+Domain+Optical+Coherence+Tomography.">In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography.</a> IOVS. 52, 3880-3887 (2011).</li><li>Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VEGF+Is+Major+Stimulator+in+Model+of+Choroidal+Neovascularization.">VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 41, 3158-3164 (2000).</li><li>Reich, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+interfering+RNA+(siRNA)+targeting+VEGF+effectively+inhibits+ocular+neovascularization+in+a+mouse+model.">Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model.</a> Molr Vis. 9, 210-216 (2003).</li><li>Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Choroidal+Neovascularization+in+the+Rat+Induced+by+Adenovirus+Mediated+Expression+of+Vascular+Endothelial+Growth+Factor.">Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor.</a> IOVS. 41, 3582-3589 (2000).</li><li>Claybon, A., Bishop, A. J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissection+of+a+Mouse+Eye+for+a+Whole+Mount+of+the+Retinal+Pigment+Epithelium.">Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium.</a> JoVE. , 2563 (2011).</li><li>Espinosa-Heidmann, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age+as+an+Independent+Risk+Factor+for+Severity+of+Experimental+Choroidal+Neovascularization.">Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 43, 1567-1573 (2002).</li><li>Zhu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+and+Optimization+of+Standards+for+a+Preclinical+Animal+Test+Model+of+Laser+Induced+Choroidal+Neovascularization.">Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization.</a> PLoS ONE. 9, e94743 (2014).</li><li>Weinstock, M., Stewart, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Occurrence+in+rodents+of+reversible+drug+induced+opacities+of+the+lens.">Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens.</a> British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).</li><li>Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Causes+of+Cataract+Development+in+Anesthetized+Mice.">Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice.</a> Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).</li></ol>

The authors declare they have no competing financial interests.

هناك عوامل متعددة يمكن أن تؤثر على تسليم الليزر والناتجة عن تطوير الآفة CNV بعد نجاح الليزر الاستقراء. يجب السيطرة على هذه العوامل لوموحدة من أجل الحصول على النتائج الأكثر موثوقية. والأكثر أهمية من هذه العوامل هي اختيار الماوس (النمط الجيني والعمر والجنس)، واختيار مخد...

الضمور البقعي (AMD) المرتبطة بالعمر هو واحد من الأسباب الرئيسية للعمى في الأشخاص الذين تزيد أعمارهم عن 50 1-3. AMD يمكن تصنيفها إلى نوعين: ضامر (&quot;تجف&quot;) AMD وحديث التوعي (&quot;الرطب&quot;) AMD. يتميز السابق بضمور الجغرافي للالظهارة الصبغية الشبكية (RPE)، المشيماء الشعيرية، وخلايا مستقبلة للضوء، في حين يتميز هذا الأخير من غزو السفن غير طبيعية من المشيمية في طبقات الشبكية الخارجي مما تسبب في تسرب، والنزف، والتليف، وفي نهاية المطاف مما يؤدي إلى العمى 1،2. من الشكلين، وحسابات التوعية المستحدثة AMD بالنسبة للغالبية من فقدان البصر 1. لحسن الحظ، هذا النموذج لديه خيارات عديدة للإدارة الدوائية الفعالة، في حين أن نظيرتها الضموري قد حاليا أي ثبت العلاجات الطبية 3. وعلاوة على ذلك، لأن النموذج التوعية المستحدثة تم بسهولة إعادة استسلمت في نموذج حيواني، فقد كان أكثر سهولة على نطاق واسع والأساسيةبحث MD استكشاف الآليات المرضية الكامنة من أجل تطوير علاجات رواية (4). تم تطوير نموذج حيواني الأول من اتساع الأوعية الدموية المشيمية التجريبية (CNV) عن طريق ريان وآخرون. في الرئيسيات غير البشرية 5. هذه القطيعة نموذج الناجم عن غشاء بروك عبر الضوئي بالليزر، مما تسبب في الاستجابة الالتهابية المحلية مما أدى إلى تكوين الأوعية الدموية شبيهة بتلك التي شوهدت في التوعية المستحدثة AMD. تم العثور على تطور الأنسجة من الأوعية الدموية تحريض ما بعد الليزر لتقليد حديث التوعي AMD، التي أكدت صحة النموذج 6. الرئيسيات غير البشرية تقدم علم التشريح الأكثر مماثلة على البشر، ولكن للأسف، هي مكلفة للحفاظ على، لا يمكن بسهولة التلاعب بها وراثيا، ولها دوام بطء تطور المرض 7. على النقيض من نماذج القوارض هي أكثر من ذلك بكثير للحفاظ على فعالية من حيث التكلفة، ويمكن التلاعب بها وراثيا مع السهولة النسبية، ولها أسرع بكثير فصول التوجيه الجامعيRSE من تطور المرض (ويمكن إجراء التجارب على نطاق ووقت أسابيع مقابل شهرا). وينبغي إجراء هذه التجارب إلا في القوارض المصطبغة كما أنه من الصعب جدا تصور في الحيوانات البيضاء. نموذج CNV يسببها الليزر الفأر، وضعت لأول مرة من قبل مجموعة Campochiaro في أواخر 90 10 و، نمت لتكون النموذج الحيواني السائد في معظم الدراسات الحديثة 11-16. بسبب المرضية المعقدة ويزال من غير الواضح من CNV، وقد تم تطبيق نموذج الليزر في جميع جوانب البحث AMD الرطب بدءا من دراسة الآليات الجزيئية القيادة الأوعية الدموية لتقييم طرق العلاج الجديدة للاستخدام البشري في المستقبل. على سبيل المثال، ساكوراي وآخرون. واسبينوزا-Heidmann وآخرون. استخدام نموذج الليزر لدراسة تأثير الضامة على تطوير CNV باستخدام الفئران المعدلة وراثيا والعلاجات الدوائية نضوب 15، 16. Giani وآخرون. وHoerster وآخرون. تستخدم البصرية تماسك التصوير المقطعي (أكتوبر) لصورة CNV في محاولة لتوصيف تطور CNV ومقارنة النتائج النسيجية لنتائج نشاهد في أكتوبر التصوير 12،17 الليزر التي يسببها. وأخيرا، وقد استخدمت الدراسات التي تنطوي على حقن intravitreal من العوامل المضادة للعائية كما شرطان أساسيان للمحاكمات الإنسان وكانت حيوية في تطوير الجيل الأول من مضادات VEGF المستخدمة في إدارة حديث التوعي AMD اليوم 10،18،19. نماذج بديلة لالتجريبي CNV تستخدم الأساليب الجراحية للحث على CNV. ويشمل هذا الإجراء حقن المواد المؤيدة للعائية (مثل ناقلات فيروسية المؤتلف overexpressing VEGF، حقن تحت الشبكية من خلايا RPE و / أو الخرز البوليسترين) لتقليد زيادة التعبير VEGF ينظر في التوعية المستحدثة AMD، وذلك بهدف التسبب في الأوعية الدموية 8،20. ومع ذلك، وهذه الطريقة تعطي معدلات أقل بشكل كبير من اتساع الأوعية الدموية. وأظهرت هذه الدراسات أن CNV فييحدث C57 / BL6 الفئران في 31٪ من عمليات الحقن مقابل ~ نسبة النجاح 70٪ يرى في طريقة الضوئي ليزر في نفس سلالة من الفئران 8،14. لهذه الأسباب، ونظرا للمزايا استخدام القوارض مقابل الرئيسيات غير البشرية، أصبح نموذج الفأر التي يسببها الليزر CNV النموذج الحيواني القياسي لCNV لمعظم حديث التوعي تجارب الدراسة AMD 8. العين الماوس هي ضئيلة، الأنسجة الحساسة للعمل مع. المناورة من العين لتصور شبكية العين صعبة وتتطلب قدرا كبيرا من التدريب حتى يتم تحقيق إتقان. ويزيد من تعقيد هذه المهمة من حقيقة أنه يجب أن يتعلمها مع اليد المسيطرة وغير المسيطرة. وعلاوة على ذلك، بعد أن تم تعلم حركات غرامة المطلوبة لتصور شبكية العين، والتنسيق بين كلتا اليدين ودواسة القدم تشغيل الليزر مهمة. في هذه الورقة، سعينا لاستخلاص تحديات تعلم كل من التلاعب المادية تشارك في الليزر التي يسببها CNV بروكedure إلى دليل من شأنه أن يساعد مشغلي تحقيق النجاح السريع مع هذا النموذج.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>532 nm (green) argon ophthalmic laser</td>
			<td>IRIDEX</td>
			<td>GLx</td>
			<td>any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>slit lamp</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>30SL-M</td>
			<td>any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tribromoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T48402-25G</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tert-amyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>152463-1L</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amber glass vials + septa</td>
			<td>Wheaton</td>
			<td>WH-223696</td>
			<td>tribromoethanol storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tissue wipes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82003-820</td>
			<td>miscellaneous&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1% tropicamide</td>
			<td>Falcon Pharmaceuticals</td>
			<td>RXD2974251</td>
			<td>pupillary dilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% tetracaine hydrochloride</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;0065-0741-12</td>
			<td>topical anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>artificial tears</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;58768-788-25</td>
			<td>hydration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heat therapy pump (for animal warming)</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>HTP-1500</td>
			<td>used to maintain animal body temp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>warming pad</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>TPZ-0510EA</td>
			<td>maintains animal body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 gauge insulin needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>328418</td>
			<td>IP anesthesia injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scale</td>
			<td>American Weigh Scale</td>
			<td>AWS-1KG-BLK</td>
			<td>mouse weighing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover slip (25 mm x 25 mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366089</td>
			<td>flatten cornea to visualize mouse retina</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volocity</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td></td>
			<td>used for volumetric re-construction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td></td>
			<td>used for image analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model for laser-induced choroidal neovascularization

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) research. By administering targeted laser injury to the RPE and Bruch&#8217;s membrane, the procedure induces angiogenesis, modeling the hallmark pathology observed in neovascular AMD. 
First developed in non-human primates, the laser-induced CNV model has come to be implemented into many other species, the most recent of which being the mouse. Mouse experiments are advantageously more cost-effective, experiments can be executed on a much faster timeline, and they allow the use of various transgenic models. The miniature size of the mouse eye, however, poses a particular challenge when performing the procedure. Manipulation of the eye to visualize the retina requires practice of fine dexterity skills as well as simultaneous hand-eye-foot coordination to operate the laser. However, once mastered, the model can be applied to study many aspects of neovascular AMD such as molecular mechanisms, the effect of genetic manipulations, and drug treatment effects. 
The laser-induced CNV model, though useful, is not a perfect model of the disease. The wild-type mouse eye is otherwise healthy, and the chorio-retinal environment does not mimic the pathologic changes in human AMD. Furthermore, injury-induced angiogenesis does not reflect the same pathways as angiogenesis occurring in an age-related and chronic disease state as in AMD.
Despite its shortcomings, the laser-induced CNV model is one of the best methods currently available to study the debilitating pathology of neovascular AMD. Its implementation has led to a deeper understanding of the pathogenesis of AMD, as well as contributing to the development of many of the AMD therapies currently available.

الكمي للآفات CNV لا يمكن أن يؤديها من خلال تحليل choroids مسطحة شنت باستخدام المناعي تلطيخ لتسمية السفن CNV. طريقتين يعملون في معظم الأحيان من إعداد الأنسجة هي العلامات FITC-ديكستران، يتم عن طريق نضح فورا قبل التضحية بالحيوانات، أو بعد الوفاة المناعية تلطيخ مع علامة الخلية ا?...

Watch this Scientific Journal Video about A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization at JoVE.com

A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

نموذج الفأر ليزر بفعل اتساع الأوعية الدموية المشيمية

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) ...

a-mouse-model-for-laser-induced-choroidal-neovascularization

Research

JoVE Journal

Medicine

17.4K Views.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

Video: A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

نموذج الفأر الليزر التي يسببها ارتفاع ضغط الدم المزمن المقلة لتوصيف العيوب البصرية

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

Detecting Abnormalities in Choroidal Vasculature in a Mouse Model of Age-related Macular Degeneration by Time-course Indocyanine Green Angiography

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal vasculature of various eye diseases such as age-related macular degeneration (AMD). ICGA is especially useful to image the posterior choroidal vasculature of the eye due to its capability of penetrating through the pigmented layer with its infrared spectrum. ICGA time course can be divided into early, middle, and late phases. The three phases provide valuable information on the pathology of eye problems. Although time-course ICGA by intravenous (IV) injection is widely used in the clinic for the diagnosis and management of choroid problems, ICGA by intraperitoneal injection (IP) is commonly used in animal research. Here we demonstrated the technique to obtain high-resolution ICGA time-course images in mice by tail-vein injection and confocal scanning laser ophthalmoscopy. We used this technique to image the choroidal lesions in a mouse model of age-related macular degeneration. Although it is much easier to introduce ICG to the mouse vasculature by IP, our data indicate that it is difficult to obtain reproducible ICGA time course images by IP-ICGA. In contrast, ICGA via tail vein injection provides high quality ICGA time-course images comparable to human studies. In addition, we showed that ICGA performed on albino mice gives clearer pictures of choroidal vessels than that performed on pigmented mice. We suggest that time-course IV-ICGA should become a standard practice in AMD research based on animal models.

Indocyanine Green Angiography (or ICGA) performed by tail vein injection provides high quality ICGA time course images to characterize abnormalities in mouse choroid.

الكشف عن شذوذ في الأوعية الدموية في غلاف العين المشيمي في نموذج الفأر من السن المتصلة تحلل البقعة الصفراء عن طريق التوقيت بالطبع الإندوسيانين الأخضر تصوير الأوعية الدموية

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal ...

An Alkali-burn Injury Model of Corneal Neovascularization in the Mouse

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the cornea, which can be caused by trauma, keratoplasty or infectious disease, breaks down the so called &lsquo;angiogenic privilege' of the cornea and forms the basis of multiple visual pathologies that may even lead to blindness. Although there are several treatment options available, the fundamental medical need presented by corneal neovascular pathologies remains unmet. In order to develop safe, effective, and targeted therapies, a reliable model of corneal NV and pharmacological intervention is required. Here, we describe an alkali-burn injury corneal neovascularization model in the mouse. This protocol provides a method for the application of a controlled alkali-burn injury to the cornea, administration of a pharmacological compound of interest, and visualization of the result. This method could prove instrumental for studying the mechanisms and opportunities for intervention in corneal NV and other neovascular disorders.

Neovascularization (NV) of the cornea can complicate multiple visual pathologies. Utilizing a controlled, alkali-burn injury model, a quantifiable level of corneal NV can be produced for mechanistic study of corneal NV and evaluation of potential therapies for neovascular disorders.

والقلوي حرق الإصابات نموذج من القرنية اتساع الأوعية الدموية في ماوس

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

نموذج الجلد ماوس الجنين من إصلاح الجرح Scarless

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

وحديثي الولادة ماوس الحبل الشوكي ضغط إصابة نموذج

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Puncture-Induced Iris Neovascularization as a Mouse Model of Rubeosis Iridis

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant for targeting neovascular glaucoma, a sight-threatening complication of diabetic retinopathy. This method is based on the induction of iris vascular response by a series of self-sealing uveal punctures on BALB/c mice and takes advantage of the postpartum maturation of mouse ocular vasculature. Mouse pups undergo uveal punctures from postnatal day 12.5, when the pups naturally open their eyes, until postnatal day 24.5. Due to the transparency of the cornea, iris vasculature can be analyzed easily through time by noninvasive in vivo methods. Furthermore, the semitransparent iris of BALB/c mice can be flatmounted for detailed immunohistologic analysis with minimal non-specific background staining. In this model, angiogenesis is mainly driven by the inflammatory and plasminogen activating systems. The puncture-induced model is the first to induce iris neovascularization in small rodents, and has the advantage of allowing direct noninvasive in vivo analysis of the angiogenic process. Moreover, the model can be combined with angiogenic modulating substances, which highlights its potential in the study of angiogenesis with an in vivo perspective.

Iris neovascularization, a common complication of ischemic retinal disease, may lead to sight-threatening neovascular glaucoma. Here, we describe a murine protocol for inducing experimental iris neovascularization that may be used for noninvasive evaluation of angiogenesis-modulating substances.

نيوفاسكولاريزيشن آيريس المستحثة بثقب كنموذج الفأر من إيريديس روبيوسيس

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

متساوي القياس كونتراكتيليتي القياس الشريان المساريقي العلوي الماوس باستخدام أسلاك ميوجرافي

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Novel Approach to Monitoring Graft Neovascularization in the Human Gingiva

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids direct contact with the measured area, it is suitable for monitoring blood flow changes during wound healing in human patients. Vestibuloplasty is periodontal surgery to the oral vestibule, aiming to restore vestibular depth with simultaneous enlargement of the keratinized gingiva. In this special clinical case, a split thickness flap was elevated at the first upper premolar and a xenogenic collagen matrix was adapted to the resulting recipient bed. LSCI was used to monitor the re- and neovascularization of the graft and the surrounding mucosa for one year. A protocol is introduced for the correct adjustment of microcirculation measurement in the oral mucosa, highlighting difficulties and possible failures.
The clinical case study presented demonstrated that &#8212; following the appropriate protocol &#8212; LSCI is a suitable and reliable method for following up microcirculation in a healing wound in the human oral mucosa and gives useful information on graft integration.

This study introduces a protocol for measuring microcirculation in human oral mucosa by laser speckle contrast imaging. The monitoring of wound healing after vestibuloplasty combined with a xenogenic collagen graft is presented on a clinical case.

نهج جديد لرصد الفساد نيوفاسكولاريزيشن في اللثة البشرية

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids ...

A Mouse Model for Chronic Pancreatitis via Bile Duct TNBS Infusion

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. Several rodent models have been developed to study CP, of which the bile duct 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS) infusion model replicates the features of neuropathic pain seen in CP. However, bile duct drug infusion in mice is technically challenging. This protocol demonstrates the procedure of bile duct TNBS infusion for generation of a CP mouse model. TNBS was infused into the pancreas through the ampulla of Vater in the duodenum. This protocol optimized drug volume, surgical techniques, and drug handling during the procedure. TNBS-treated mice showed features of CP as reflected by bodyweight and pancreas weight reductions, changes in pain-associated behaviors, and abnormal pancreatic morphology. With these improvements, mortality associated with TNBS injection was minimal. This procedure is not only critical in generating pancreatic disease models but is also useful in local pancreatic drug delivery.

Chronic pancreatitis (CP) is a disease characterized by inflammation and fibrosis of the pancreas, often associated with intractable abdominal pain. This article focuses on refining the technique to generate a mouse model of CP via bile duct infusion with 2,4,6 -trinitrobenzene sulfonic acid (TNBS).

نموذج الماوس لالتهاب البنكرياس المزمن عن طريق ضخ القناة الصفراوية TNBS

Chronic pancreatitis (CP) is a complex disease involving pancreatic inflammation and fibrosis, glandular atrophy, abdominal pain and other symptoms. ...

Controlled Semi-Automated Laser-Induced Injuries for Studying Spinal Cord Regeneration in Zebrafish Larvae

Zebrafish larvae possess a fully functional central nervous system (CNS) with a high regenerative capacity only a few days after fertilization. This makes this animal model very useful for studying spinal cord injury and regeneration. The standard protocol for inducing such lesions is to transect the dorsal part of the trunk manually. However, this technique requires extensive training and damages additional tissues. A protocol was developed for laser-induced lesions to circumvent these limitations, allowing for high reproducibility and completeness of spinal cord transection over many animals and between different sessions, even for an untrained operator. Furthermore, tissue damage is mainly limited to the spinal cord itself, reducing confounding effects from injuring different tissues, e.g., skin, muscle, and CNS. Moreover, hemi-lesions of the spinal cord are possible. Improved preservation of tissue integrity after laser injury facilitates further dissections needed for additional analyses, such as electrophysiology. Hence, this method offers precise control of the injury extent that is unachievable manually. This allows for new experimental paradigms in this powerful model in the future.

The present protocol describes a method to induce tissue-specific and highly reproducible injuries in zebrafish larvae using a laser lesion system combined with an automated microfluidic platform for larvae handling.

الإصابات شبه الآلية التي يسببها الليزر لدراسة تجديد الحبل الشوكي في يرقات أسماك الزرد

Zebrafish larvae possess a fully functional central nervous system (CNS) with a high regenerative capacity only a few days after fertilization. This makes ...