The authors would like to acknowledge Jonathan Chou, MD for his assistance on preparation and editing of the final manuscript and Wenzhong Liu for the OCT data. We would also like to acknowledge support from the Macula Society Research Grant (AAF), support from an unrestricted grant to Northwestern University from Research to Prevent Blindness, Inc., New York, NY, USA, and support from NIH-EY019951.

Alle Tiere werden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden der Pflege und Verwendung von Labortieren Ausgabe 2013 behandelt, der Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) Erklärung für die Verwendung von Tieren in Ophthalmic und Vision Research, und wie von der Institutional Animal zugelassen Pflege und Verwendung Komitee für Northwestern University. Hinweis: Das folgende Verfahren kann vollständig mit einem Bediener durchgeführt werden; ist es jedoch wesentlich effizienter mit zwei Operatoren durchgeführt mit den Aufgaben entsprechend aufgeteilt. 1. Bereiten Bahnhof Laser und Pre-Laser <ol><li> Positionieren Sie den Laser und Spaltlampe, wo sie leicht zugänglich sein. Schalten Sie Laser und stellen vor, bestimmten Parameter (zB 75 um Punktgröße, 100 mW Leistung, 100 ms Dauer). ACHTUNG: Stellen Sie sicher, Betreiber trägt alle Tier-und Laserschutz persönliche Schutzausrüstung und zugehörige Laser-Sicherheitsschilder befinden sich außerhalb des Verfahrens Raum angezeigt. <ol><li> Vor dem Einsatz von Versuchstieren, finden Sie ideale Parameter mit Hilfe einer Eich, nicht-experimentellen Maus. Laser-Parameter auf dem Laser abhängen. Ideal Parameter werden von der niedrigsten Laserleistungseinstellung, die konsequent verursacht &quot;Blase&quot; Bildung, wenn richtig scharf definiert. Video starten zB der Läsion mit der richtigen &quot;Blase&quot; Bildung. </li></ol></li><li> Bereiten Sie den Pre-Laserstation, so dass Anästhesie, Tierwärmer, Gewebetücher, und alle Augentropfen (Tropicamid, Tetracain und künstliche Tränen) sind leicht zu erreichen, um Bediener. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass Tier wärmer wird vorgewärmt, um Temperatur (37 ° C) vor der Injektion Anästhetikum in erste Maus, um Anästhesie induzierte Hypothermie vermeiden, zu korrigieren. </li></ol></li><li> Platzieren Sie die Maus auf der Bühne wärmeren so Wärme zu halten und warm bleiben, wenn Laser-Verfahren beginnt. </li></ol> 2. Maus Anästhesie und Pre-Laser-Vorbereitung <ol><li> Vor spritzening Anästhesie, inspizieren die Augen makroskopisch, um sicherzustellen, es hat keine Missbildungen oder Anomalien, die Hornhautklarheit (zB Katarakt) zu verringern. </li><li> Wiegen Sie die Maus. </li><li> Nehmen Sie Gewicht, Geschlecht, und Tier ID-Nummer. </li><li> Verwenden Gewicht, berechnen Sie entsprechende Menge an Narkosemittel auf Basis von Richtlinien, die von Institution gegeben (zB 100 mg / kg Ketamin-Hydrochlorid, 10 mg / kg Xylazin ODER Tribromethanol 250 mg / kg zu verwenden; für eine 20 g-Maus injiziert 0,20 ml Xylazin / Ketamin-Cocktail OR 0,25 ml Tribromethanol). Haben Sie eine Tabelle von vorberechneten Dosierungen pro Gewicht in Schritten von 1 g, um Rechenfehler zu reduzieren. </li><li> Scruff Maus und injizieren Narkose intraperitoneal auf Berechnungen in Schritt 2.4 basiert. </li><li> Platzieren Sie die Maus über Tier wärmer und warten Sie, bis der Maus vollständig durch die Überprüfung der Pedalreflex über toe Prise (ca. 3-5 min) anästhesiert. </li><li> Rollen Sie oben einen Gewebe zu wischen und zu schützen Nasenbereich die Maus, um zu verhindern aspiratIonenflüssigkeits roll-off. Roll-Maus auf die Seite und einen Tropfen (etwa 30 ul) Tetracainhydrochlorid in jedes Auge für die Lokalanästhesie. Warten Sie 2 Minuten für die Lösung zu übernehmen. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 2.7 mit einem Tropfen topische Tropicamid zur Pupillenerweiterung. Alternativ können Sie Phenylephrinhydrochlorid (2,5%) für die Dilatation. </li><li> Warten Sie 2 Minuten nach Lösungen zu übernehmen; halten Tier auf wärmere während dieser Zeit. </li><li> Nach entsprechender Zeit abgelaufen ist, schnell die Maus an der Maus Bühne und platzieren Sie die Bühne, auf Kinnstütze der Spaltlampe. </li><li> Schalten Sie Spaltlampe auf die niedrigste Lichthelligkeit und überprüfen Sie den Grad der Pupillenerweiterung. Wenn Schüler nicht ausreichend geweitet (ungefähr 2,5-3 mm), Rück Maus, um Tier wärmer und warten. Alternativ zu verwalten einen Tropfen Tropicamid. Nach Augen ausreichend erweitert, um Laser-Prozedur fort. </li></ol> 3. Laser Procedure Hinweis: Stellen Sie sicher, andere personen im Zimmer Schutzbrille tragen, wenn weg von Laser-geschützten Spaltlampe Okular <ol><li> Anpassen der Positionierung der Maus auf der Mausstufigen, so dass sie sich hervorragend zur Visualisierung des Sehnervs (siehe 3.1.2) positioniert ist. <ol><li> Richten Sie die Maus auf der Halterung so dass es horizontal liegt, senkrecht zur Lampenträger geschlitzt, mit dem Kopf auf der einen Seite und Schwanz am anderen. Ideal Maus Platzierung machen Sehnerv Visualisierung viel einfacher, wenn Deckglas aufgebracht wird. </li><li> Leicht drehen Sie die Maus, damit es zu einem ~ 170 ° Winkel mit dem Kopf näher an Laser Betreiber ist. </li><li> Stellen Sie sicher, dass Maus ist so nahe wie möglich in der Lage Spaltlampe, aber immer noch, wo sie stabil und in dem die Hand des Bedieners wird genügend Platz für die Feinmanipulation haben ist. </li></ol></li><li> Nachdem die Maus ist ideal positioniert, einen Tropfen künstliche Tränenflüssigkeit auf einem 25 mm x 25 mm Deckglas. <ol><li> Geben Sie einen Tropfen künstliche Tränenflüssigkeit auf Maus opposite eye - dies stellt sicher, Auge hydratisiert und helfen Verzögerung Kataraktbildung. </li></ol></li><li> Halten Ecke des Deckglases zwischen Daumen und Zeigerfinger; Position, so daß das Glas zwischen den Spitzen der beiden Fingern gequetscht. </li><li> Sanft wickeln Sie die übrigen drei Finger um den Körper des Tieres für die Unterstützung und Stabilisierung der Hand. Position der Hand, so dass das Deckglas leicht auf das Auge des Maus platziert werden. <ol><li> Achten Sie darauf, dass das Handgelenk auf einer festen Oberfläche, um Zittern der Hand zu reduzieren stabilisiert. </li></ol></li><li> Sobald stabile Position erreicht ist, drücken Sie vorsichtig Deckglas (mit Tropfen künstliche Tränen noch eingehalten) auf das Auge des Maus. <ol><li> Sicherzustellen, dass das Deckplättchen möglichst senkrecht zu dem Laserstrahl, um Laserstrahlstreuung oder Reflexion zu verhindern positioniert. Das Deckglas wirkt wie eine Kontaktlinse, die Hornhaut zu glätten. </li></ol></li><li> Schauen Sie durch Spaltlampe und mit der freien Hand Knie konzentrieren until Netzhaut kann visualisiert werden. Die Netzhaut wird ein hellgelbes / rote Farbe je nach Standort sichtbar gemacht haben, werden verschiedene, rot Gefäße sichtbar sein. </li><li> Langsam und vorsichtig manipulieren Mauskopf und / oder Deckglas, bis die Visualisierung des Sehnervs. Der Sehnerv wird in der Farbe gelb mit mehreren Schiffen strahlenförmig von ihm zu sein. </li><li> Sobald Betreiber Visualisierung der Sehnerv bestätigt, schalten Sie Laser Fokussierstrahl. </li><li> Sobald Laserstrahl eingeschaltet wurde, zu manövrieren Laserfokussierungsstrahl in die gewünschte Position (etwa 1 Scheibendurchmesser vom Sehnerv). </li><li> Konzentrieren Laserstrahls auf dem RPE des Augenhintergrundes. Ein korrektes Fokussieren wird durch mit den schärfsten und klarsten Laserstrahl erreicht. Wenn Zielstrahl sieht oval oder unscharf, Kniespaltlampe Fokus oder Wiederposition Deckglas. </li><li> Sobald der Zielstrahl auf RPE konzentriert, zu initiieren Laser Verabreichung unter Verwendung des Lasers Fuß Auslöser. <ol><li> Achten Sie darauf, Netzhautgefäße zu verhindern, zu vermeiden Augeninnen ermorrhage. </li></ol></li><li> Uhr für das Auftreten einer Blase unmittelbar nach Laser Verabreichung. Der Umriss des Laserschuss sollte klar und nicht in irgendeiner Weise verschwommen sein. <ol><li> Wenn die Laserschuss nicht in Blasenbildung führen, oder den Bereich des Aufpralls sieht trübe (trübes Aussehen mit schlecht definierten Kreisgrenze gegen klare, scharf definierte Grenze für eine erfolgreiche Wirkung) oder wenn Blutung nach der Laser Verwaltung gesehen, weiß nicht sind diese Läsionen für eine spätere Analyse. </li></ol></li><li> Die Schritte 3.10-3.12 für alle gewünschten Positionen CNV (gewöhnlich 3, 6, 9 und 12 Uhr-Positionen in der Umgebung des Sehnervs). Wenn Laser Induktionen in annähernd gleichen Abstand von Sehnerv aufgetragen sollte Refokus nicht notwendig sein. Jedoch aufgrund der starken Krümmung der Maus Auge und kleinen Variationen, die in der Netzhaut bestehen kann, Refokussierung des Strahls erforderlich zwischen aufeinanderfolgenden Laser Behörden sein. </li><li> Nehmen Sie in einem Notizbuch die Lage und Folge der each Laserschuss Verwaltung und Ergebnis (erfolgreich, dunstig, Blutungen, etc.) jedes verabreicht Schuss für das Auge. Achten Sie darauf, um den Laser im Stand-by-Modus bei Nichtgebrauch zu platzieren. </li><li> Wiederholen von 3,1 bis 3,14 für die Maus andere Auge, falls erforderlich, mit der anderen Hand zur Stabilisierung und ein neues Deckglas. </li><li> Nachdem alle gewünschten Laserschüsse verabreicht werden, schalten Sie Laser und Spaltlampen. </li><li> Entsorgen Sie Deckglas und Ort der Maus an wärmeren für die Erholung von der Anästhesie. Makroskopisch inspizieren Auge für Verletzungen und einen Tropfen künstliche Tränenflüssigkeit, um das Auge zu halten hydratisiert und möglicherweise verhindern, dass künftige Kataraktentwicklung. Sobald die Maus wieder aus der Narkose, um Käfig zurück. </li></ol><table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td></td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> XYL / KET </td><td> XYL / KET </td></tr><tr><td> Maus-Gewicht (g) </td><td> Dosis (mg / kg) </td><td&gt; Lösungskonzentration (mg / ml) </td><td> Narkosedosis (ml) </td><td> Dosis (mg / kg) </td><td> Narkosedosis (ml) </td></tr><tr><td> 15 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,1875 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,15 </td></tr><tr><td> 16 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,16 </td></tr><tr><td> 17 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2125 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,17 </td></tr><tr><td> 18 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,225 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,18 </td></tr><tr><td> 19 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2375 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.19 </td></tr><tr><td> 20 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,25</td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,2 </td></tr><tr><td> 21 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2625 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,21 </td></tr><tr><td> 22 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,275 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,22 </td></tr><tr><td> 23 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2875 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,23 </td></tr><tr><td> 24 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,3 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,24 </td></tr><tr><td> 25 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,3125 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,25 </td></tr><tr><td> 26 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,325 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.26 </td></tr><tr><td> 27 </td><td> 250 </td><td&gt; 20 </td><td> 0,3375 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.27 </td></tr><tr><td> 28 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,35 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,28 </td></tr><tr><td> 29 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,3625 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.29 </td></tr><tr><td> 30 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,375 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,3 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: XyIKet Dosierungstabelle.

<ol><li>Bressler, N. M., Bressler, S. B., Fine, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age+related+macular+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Surv+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Age related macular degeneration.</a> Surv Ophthalmol. 32, 375-413 (1988).</li>
<li>Congdon, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Causes+and+Prevalence+of+Visual+Impairment+Among+Adults+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Causes and Prevalence of Visual Impairment Among Adults in the United States.</a> Arch Ophthalmol. 122, 477-485 (2004).</li>
<li>Jager, R. D., Mieler, W. F., Miller, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-Related+Macular+Degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22NEJM%22%5BJournal%5D)">Age-Related Macular Degeneration.</a> NEJM. 358, 2606-2617 (2008).</li>
<li>Poor, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reliability+of+the+Mouse+Model+of+Choroidal+Neovascularization+Induced+by+Laser+Photocoagulation%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">Reliability of the Mouse Model of Choroidal Neovascularization Induced by Laser Photocoagulation.</a> IOVS. 55, 6525-6534 (2014).</li>
<li>Ryan, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+development+of+an+experimental+model+of+subretinal+neovascularization+in+disciform+macular+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Trans+Am+Ophthalmol+Soc%22%5BJournal%5D)">The development of an experimental model of subretinal neovascularization in disciform macular degeneration.</a> Trans Am Ophthalmol Soc. 77, 707-745 (1979).</li>
<li>Miller, H., Miller, B., Ishibashi, T., Ryan, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pathogenesis+of+laser+induced+choroidal+subretinal+neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">Pathogenesis of laser induced choroidal subretinal neovascularization.</a> IOVS. 31, 899-908 (1990).</li>
<li>Pennesi, M. E., Neuringer, M., Courtney, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+age+related+macular+degeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Molr+Aspects+Mede%22%5BJournal%5D)">Animal models of age related macular degeneration.</a> Molr Aspects Mede. 33, 487-509 (2012).</li>
<li>Grossniklaus, H. E., Kang, S. J., Berglin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Choroidal+and+Retinal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Retin+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Choroidal and Retinal Neovascularization.</a> Prog Retin Eye Res. 29, 500-519 (2010).</li>
<li>Zeiss, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((REVIEW+PAPER%3A+Animals+as+Models+of+Age+Related+Macular+Degeneration+An+Imperfect+Measure+of+the+Truth%5BTitle%5D)+AND+%22Vet+Pathol+Online%22%5BJournal%5D)">REVIEW PAPER: Animals as Models of Age Related Macular Degeneration An Imperfect Measure of the Truth.</a> Vet Pathol Online. 47, 396-413 (2010).</li>
<li>Tobe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Targeted+Disruption+of+the+FGF2+Gene+Does+Not+Prevent+Choroidal+Neovascularization+in+a+Murine+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Targeted Disruption of the FGF2 Gene Does Not Prevent Choroidal Neovascularization in a Murine Model.</a> Am J Pathol. 153, 1641-1646 (1998).</li>
<li>He, L., Marneros, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophages+Are+Essential+for+the+Early+Wound+Healing+Response+and+the+Formation+of+a+Fibrovascular+Scar%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Pathol%22%5BJournal%5D)">Macrophages Are Essential for the Early Wound Healing Response and the Formation of a Fibrovascular Scar.</a> Am J Pathol. 182, 2407-2417 (2013).</li>
<li>Hoerster, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+and+ex+vivo+characterization+of+laser+induced+choroidal+neovascularization+variability+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Graefes+Arch+Clin+Exp+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">In vivo and ex vivo characterization of laser induced choroidal neovascularization variability in mice.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 250, 1579-1586 (2012).</li>
<li>Jawad, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Role+of+Macrophage+Class+A+Scavenger+Receptors+in+a+Laser+Induced+Murine+Choroidal+Neovascularization+Model%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">The Role of Macrophage Class A Scavenger Receptors in a Laser Induced Murine Choroidal Neovascularization Model.</a> IOVS. 54, 5959-5970 (2013).</li>
<li>Lambert, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser+induced+choroidal+neovascularization+model+to+study+age+related+macular+degeneration+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protocols%22%5BJournal%5D)">Laser induced choroidal neovascularization model to study age related macular degeneration in mice.</a> Nat Protocols. 8, 2197-2211 (2013).</li>
<li>Sakurai, E., Anand, A., Ambati, B. K., van Rooijen, N., Ambati, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+Depletion+Inhibits+Experimental+Choroidal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">Macrophage Depletion Inhibits Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 44, 3578-3585 (2003).</li>
<li>Espinosa Heidmann, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+Depletion+Diminishes+Lesion+Size+and+Severity+in+Experimental+Choroidal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">Macrophage Depletion Diminishes Lesion Size and Severity in Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 44, 3586-3592 (2003).</li>
<li>Giani, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+Vivo+Evaluation+of+Laser+Induced+Choroidal+Neovascularization+Using+Spectral+Domain+Optical+Coherence+Tomography%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">In Vivo Evaluation of Laser Induced Choroidal Neovascularization Using Spectral Domain Optical Coherence Tomography.</a> IOVS. 52, 3880-3887 (2011).</li>
<li>Kwak, N., Okamoto, N., Wood, J. M., Campochiaro, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VEGF+Is+Major+Stimulator+in+Model+of+Choroidal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">VEGF Is Major Stimulator in Model of Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 41, 3158-3164 (2000).</li>
<li>Reich, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+interfering+RNA+%28siRNA%29+targeting+VEGF+effectively+inhibits+ocular+neovascularization+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Molr+Vis%22%5BJournal%5D)">Small interfering RNA (siRNA) targeting VEGF effectively inhibits ocular neovascularization in a mouse model.</a> Molr Vis. 9, 210-216 (2003).</li>
<li>Baffi, J., Byrnes, G., Chan, C. C., Csaky, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choroidal+Neovascularization+in+the+Rat+Induced+by+Adenovirus+Mediated+Expression+of+Vascular+Endothelial+Growth+Factor%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">Choroidal Neovascularization in the Rat Induced by Adenovirus Mediated Expression of Vascular Endothelial Growth Factor.</a> IOVS. 41, 3582-3589 (2000).</li>
<li>Claybon, A., Bishop, A. J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+a+Mouse+Eye+for+a+Whole+Mount+of+the+Retinal+Pigment+Epithelium%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE%22%5BJournal%5D)">Dissection of a Mouse Eye for a Whole Mount of the Retinal Pigment Epithelium.</a> JoVE. , 2563(2011).</li>
<li>Espinosa-Heidmann, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age+as+an+Independent+Risk+Factor+for+Severity+of+Experimental+Choroidal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22IOVS%22%5BJournal%5D)">Age as an Independent Risk Factor for Severity of Experimental Choroidal Neovascularization.</a> IOVS. 43, 1567-1573 (2002).</li>
<li>Zhu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+and+Optimization+of+Standards+for+a+Preclinical+Animal+Test+Model+of+Laser+Induced+Choroidal+Neovascularization%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Improvement and Optimization of Standards for a Preclinical Animal Test Model of Laser Induced Choroidal Neovascularization.</a> PLoS ONE. 9, e94743(2014).</li>
<li>Weinstock, M., Stewart, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Occurrence+in+rodents+of+reversible+drug+induced+opacities+of+the+lens%5BTitle%5D)+AND+%22British+J+Ophthalmol%22%5BJournal%5D)">Occurrence in rodents of reversible drug induced opacities of the lens.</a> British J Ophthalmol. 45, 408-414 (1961).</li>
<li>Ridder III, W. H., Nusinowitz, S., Heckenlively, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Causes+of+Cataract+Development+in+Anesthetized+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Eye+Res%22%5BJournal%5D)">Causes of Cataract Development in Anesthetized Mice.</a> Exp Eye Res. 75, 365-370 (2002).</li>
</ol>

The authors declare they have no competing financial interests.

Es gibt mehrere Faktoren, die Laser-Lieferung und resultierende CNV Läsionsentwicklung nach erfolgreicher Laserinduktion beeinflussen können. Diese Faktoren sollten für kontrollierte und um die zuverlässigsten Ergebnisse müssen vereinheitlicht werden. Der wichtigste dieser Faktoren sind Mausauswahl (Genotyp, Alter und Geschlecht), Anästhesieauswahl und Lasereinstellungen. Die spezifische Maus-Modell verwendet werden, können eine signifikante Wirkung auf den Verlauf der CNV Entwicklung...

Der altersbedingten Makuladegeneration (AMD) ist eine der Hauptursachen von Blindheit bei Personen im Alter von über 50 1-3. AMD kann in zwei Formen eingeteilt werden: atrophische (&quot;trocken&quot;) AMD und neovaskulären (&quot;wet&quot;) AMD. Ersteres wird durch geographische Atrophie des retinalen Pigmentepithel (RPE), Choriokapillaris und Photorezeptoren gekennzeichnet, während diese durch die Invasion der abnormen Gefäßen aus der Aderhaut in die äußeren Netzhautschichten gekennzeichnet Undichtigkeit verursachen, Blutungen, und Fibrose und schließlich was zu Blindheit 1,2. Der beiden Formen, Konten neovaskulärer AMD für die Mehrheit der Sehverlust 1. Glücklicherweise ist dieses Formular mit zahlreichen wirksamen pharmakologischen Management-Optionen, während sein Pendant atrophische derzeit hat kein nachweislich medizinische Behandlungen 3. Da darüber hinaus der neovaskulären Form wurde leicht in einem Tiermodell neu kapituliert, hat es mehr allgemein zugänglich, grundlegende A gewesenMD Forschung Erforschung der zugrunde liegenden Pathomechanismen, um neue Therapien 4 zu entwickeln. Die erste Tiermodell der experimentellen CNV (CNV) wurde durch Ryan et al. in nicht-menschlichen Primaten 5. Dieses Modell induzierten Ruptur der Bruch-Membran mittels Laser-Photokoagulation, die eine lokale Entzündungsreaktion, was zu Angiogenese ähnlich wie bei neovaskulärer AMD gesehen verursacht. Die histopathologischen Progression der Angiogenese post-Laserinduktions wurde festgestellt, neovaskulärer AMD, die das Modell der Gültigkeit 6 bestätigt imitieren. Primaten bieten die ähnlichste Anatomie den Menschen, aber leider sind teuer zu erhalten, kann nicht leicht genetisch manipuliert werden können, und eine langsame zeitliche Verlauf der Progression der Erkrankung. 7 Im Gegensatz dazu sind auch im Nagetiermodell sehr viel kostengünstiger zu erhalten, kann genetisch mit relativer Leichtigkeit gehandhabt werden, und haben eine viel schnellere COURSE der Krankheitsprogression (Versuche kann auf einer Zeitskala von Wochen statt Monate durchgeführt werden). Diese Versuche sollten nur in pigmentierten Nagetieren durchgeführt werden, da es sehr schwierig ist, bei Albino Tieren visualisieren. Die Maus Laser-induzierten CNV-Modell, die zuerst von der Campochiaro Gruppe in den späten 90er Jahren 10 entwickelt, hat sich zu der dominierende Tiermodell in der Mehrzahl der neueren Studien 11-16 sein. Aufgrund der komplexen und noch immer unklar Pathogenese der CNV, hat der Laser-Modell in allen Aspekten der feuchten AMD Forschung reichen von der Untersuchung der molekularen Mechanismen der Fahrt Angiogenese zur Bewertung neuer Behandlungsmodalitäten für zukünftige Anwendung beim Menschen angewendet. B. Sakurai et al. und Espinosa-Heidmann et al. verwendet das Lasermodell, um die Wirkung von Makrophagen auf die Entwicklung der CNV unter Verwendung transgener Mäuse und pharmakologische Behandlungen Verarmungs 15, 16 zu untersuchen. Giani et al. und Hoerster et al. gebrauchte optischen Kohärenztomographie (OCT), die dem Bild das laserinduzierte CNV in dem Bemühen, das Fortschreiten der CNV zu charakterisieren und vergleichen Sie die histopathologischen Befunden den Feststellungen auf OCT-Bildgebung 12,17 gesehen. Schließlich haben Studien mit intravitreale Injektion von anti-angiogene Mittel als Voraussetzung für Studien am Menschen eingesetzt worden und waren von entscheidender Bedeutung bei der Entwicklung der ersten Generation im Management der neovaskulären AMD heute 10,18,19 verwendet Anti-VEGF-Agenten. Alternative Modelle für experimentelle CNV nutzen zu chirurgischen Methoden zur CNV induzieren. Dieses Verfahren beinhaltet die Injektion pro-angiogene Substanzen (zB rekombinante virale Vektoren überexprimierenden VEGF, subretinalen Injektion von RPE-Zellen und / oder Polystyrolkügelchen), um die erhöhte Expression von VEGF in neovaskulären AMD gesehen imitieren, mit dem Ziel, wodurch die Angiogenese 8,20. , Liefert diese Methode jedoch eine drastisch geringere Inzidenz von Gefäßneubildung; Diese Studien zeigten, dass CNVC57 / BL6-Mäusen tritt in 31% der Injektionen gegen die ~ 70% Erfolgsrate in der Laser-Photokoagulation Verfahren in der gleichen Mäusestamm 8,14 gesehen. Aus diesen Gründen und angesichts der Vorteile der Verwendung von Nagetieren im Vergleich zu nicht-menschlichen Primaten, hat sich die Maus-Modell der Laser-induzierten CNV sich zum Standard-Tiermodell CNV für die meisten neovaskulärer AMD Studie Versuche 8. Die Maus-Auge ist ein winziges, empfindliche Gewebe, mit zu arbeiten. Manövrieren des Auges auf die Netzhaut zu visualisieren ist schwierig und erfordert viel Übung, bis Meisterschaft erreicht. Diese Aufgabe wird durch die Tatsache, dass es mit der dominanten und nicht-dominanten Hand gelernt werden kompliziert. Darüber hinaus, nachdem die feinen Bewegungen erforderlich, um die Netzhaut zu visualisieren gelernt wurden, die Koordination zwischen beiden Händen und dem Fußpedal Betrieb des Lasers sind wichtig. In diesem Artikel haben wir versucht, die Herausforderungen des Lernens alle physikalische Manipulationen in der Laser-induzierten CNV proc eingebunden zu destillierenEDURE in eine Führung, die helfen würden Betreiber zu erreichen schnellen Erfolg mit diesem Modell.

<table><tbody><tr><td>532 nm (green) argon ophthalmic laser</td><td>IRIDEX</td><td>GLx</td><td>any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used</td></tr><tr><td>slit lamp</td><td>Carl Zeiss</td><td>30SL-M</td><td>any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser</td></tr><tr><td>tribromoethanol</td><td>Sigma</td><td>T48402-25G</td><td>used to make anesthetic</td></tr><tr><td>tert-amyl alcohol</td><td>Sigma</td><td>152463-1L</td><td>used to make anesthetic</td></tr><tr><td>amber glass vials + septa</td><td>Wheaton</td><td>WH-223696</td><td>tribromoethanol storage</td></tr><tr><td>tissue wipes</td><td>VWR</td><td>82003-820</td><td>miscellaneous&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1% Tropicamide</td><td>Falcon Pharmaceuticals</td><td>RXD2974251</td><td>pupillary dilation</td></tr><tr><td>0.5% Tetracaine hydrochloride</td><td>Alcon</td><td>&amp;nbsp;0065-0741-12</td><td>topical anesthesia</td></tr><tr><td>artificial tears</td><td>Alcon</td><td>&amp;nbsp;58768-788-25</td><td>hydration</td></tr><tr><td>heat therapy pump (for animal warming)</td><td>Kent Scientific</td><td>HTP-1500</td><td>used to maintain animal body temp</td></tr><tr><td>warming pad</td><td>Kent Scientific</td><td>TPZ-0510EA</td><td>maintains animal body temperature</td></tr><tr><td>30 G insulin needles</td><td>BD</td><td>328418</td><td>IP anesthesia injection</td></tr><tr><td>scale</td><td>American Weigh Scale</td><td>AWS-1KG-BLK</td><td>mouse weighing</td></tr><tr><td>cover slip (25 mm x 25 mm)</td><td>VWR</td><td>48366089</td><td>flatten cornea to visualize mouse retina</td></tr><tr><td>xylazine</td><td>obtained from institution</td><td>obtained from institution</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>ketamine</td><td>obtained from institution</td><td>obtained from institution</td><td>anesthesia</td></tr><tr><td>Volocity</td><td>PerkinElmer</td><td></td><td>used for volumetric re-construction</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>National Institutes of Health</td><td></td><td>used for image analysis</td></tr></tbody></table>

a mouse model for laser-induced choroidal neovascularization

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) research. By administering targeted laser injury to the RPE and Bruch&#8217;s membrane, the procedure induces angiogenesis, modeling the hallmark pathology observed in neovascular AMD. 
First developed in non-human primates, the laser-induced CNV model has come to be implemented into many other species, the most recent of which being the mouse. Mouse experiments are advantageously more cost-effective, experiments can be executed on a much faster timeline, and they allow the use of various transgenic models. The miniature size of the mouse eye, however, poses a particular challenge when performing the procedure. Manipulation of the eye to visualize the retina requires practice of fine dexterity skills as well as simultaneous hand-eye-foot coordination to operate the laser. However, once mastered, the model can be applied to study many aspects of neovascular AMD such as molecular mechanisms, the effect of genetic manipulations, and drug treatment effects. 
The laser-induced CNV model, though useful, is not a perfect model of the disease. The wild-type mouse eye is otherwise healthy, and the chorio-retinal environment does not mimic the pathologic changes in human AMD. Furthermore, injury-induced angiogenesis does not reflect the same pathways as angiogenesis occurring in an age-related and chronic disease state as in AMD.
Despite its shortcomings, the laser-induced CNV model is one of the best methods currently available to study the debilitating pathology of neovascular AMD. Its implementation has led to a deeper understanding of the pathogenesis of AMD, as well as contributing to the development of many of the AMD therapies currently available.

Die Quantifizierung der CNV Läsionen können durch die Analyse von Flach montiert Aderhaut mit Immunfluoreszenzfärbung, die CNV Schiffe kennzeichnen durchgeführt werden. Die beiden am häufigsten verwendeten Methoden der Gewebepräparation sind FITC-Dextran Kennzeichnung, über Perfusion unmittelbar vor dem Tieropfer oder Post-mortem-Immunfärbung mit einem Endothelzellen-Markierung. Beide dieser Verfahren wurden bereits im Detail beschrieben worden 13,14,21; Figuren 1 und 2</stron...

Watch this Scientific Journal Video about A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization at JoVE.com

A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

Ein Mausmodell für Laser-induzierten CNV

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) ...

a-mouse-model-for-laser-induced-choroidal-neovascularization

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K Aufrufe.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

Serie: A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

Laser-Induced Chronic Ocular Hypertension Model on SD Rats

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

Laser-induzierte chronische Ocular Hypertension Modell auf SD-Ratten

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular ...

Forschung

Biologie

A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

Ein Laser-induzierten Maus-Modell der chronischen Ocular Hypertension zu Sehfehler Charakterisierung

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

Medizin

An Alkali-burn Injury Model of Corneal Neovascularization in the Mouse

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the cornea, which can be caused by trauma, keratoplasty or infectious disease, breaks down the so called &lsquo;angiogenic privilege' of the cornea and forms the basis of multiple visual pathologies that may even lead to blindness. Although there are several treatment options available, the fundamental medical need presented by corneal neovascular pathologies remains unmet. In order to develop safe, effective, and targeted therapies, a reliable model of corneal NV and pharmacological intervention is required. Here, we describe an alkali-burn injury corneal neovascularization model in the mouse. This protocol provides a method for the application of a controlled alkali-burn injury to the cornea, administration of a pharmacological compound of interest, and visualization of the result. This method could prove instrumental for studying the mechanisms and opportunities for intervention in corneal NV and other neovascular disorders.

Neovascularization (NV) of the cornea can complicate multiple visual pathologies. Utilizing a controlled, alkali-burn injury model, a quantifiable level of corneal NV can be produced for mechanistic study of corneal NV and evaluation of potential therapies for neovascular disorders.

Eine Alkali-brennen Verletzungsmodell der Hornhaut Neovaskularisation bei der Maus

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the ...

Implantation and Evaluation of Melanoma in the Murine Choroid via Optical Coherence Tomography

Establishing experimental choroidal melanoma models is challenging in terms of the ability to induce tumors at the correct localization. In addition, difficulties in observing posterior choroidal melanoma in vivo limit tumor location and growth evaluation in real-time. The approach described here optimizes techniques for establishing choroidal melanoma in mice via a multi-step sub-choroidal B16LS9 cell injection procedure. To enable precision in injecting into the small dimensions of the mouse uvea, the complete procedure is performed under a microscope. First, a conjunctival peritomy is formed in the dorsal-temporal area of the eye. Then, a tract into the sub-choroidal space is created by inserting a needle through the exposed sclera. This is followed by the insertion of a blunt needle into the tract and the injection of melanoma cells into the choroid. Immediately after injection, noninvasive optical coherence tomography (OCT) imaging is utilized to determine tumor location and progress. Retinal detachment is evaluated as a predictor of tumor site and size. The presented method enables the reproducible induction of choroid-localized melanoma in mice and the live imaging of tumor growth evaluation. As such, it provides a valuable tool for studying intraocular tumors.

Implantation and Evaluation of Melanoma in the Murine Choroid via Optical Coherence Tomography

The present protocol describes the implantation and evaluation of melanoma in the murine choroid utilizing optical coherence tomography.

Implantation und Beurteilung des Melanoms in der Aderhaut der Maus mittels optischer Kohärenztomographie

Establishing experimental choroidal melanoma models is challenging in terms of the ability to induce tumors at the correct localization. In addition, ...

Krebsforschung

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this protocol, we aim to guide the reader not simply through the technical considerations of generating laser-induced lesions to trigger neovascular processes, but rather focus on the powerful information that can be obtained from multimodal longitudinal in vivo imaging throughout the follow-up period.
The laser-induced mouse CNV model was generated by a diode laser administration. Multimodal in vivo imaging techniques were used to monitor CNV induction, progression and regression. First, spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT) was performed immediately after the lasering to verify a break of Bruch&#39;s membrane. Subsequent in vivo imaging using fluorescein angiography (FA) confirmed successful damage of Bruch&#39;s membrane from serial images acquired at the choroidal level. Longitudinal follow-up of CNV proliferation and regression on days 5, 10, and 14 after the lasering was performed using both SD-OCT and FA. Simple and reliable grading of leaky CNV leasions from FA images is&#160;presented. Automated segmentation for measurement of total retinal thickness, combined with manual caliber application for measurement of retinal thickness at CNV sites, allow unbiased evaluation of the presence of edema. Finally, histological verification of CNV is performed using isolectin GS-IB4 staining on choroidal flatmounts. The staining is thresholded, and the isolectin-positive area is calculated with ImageJ.
This protocol is especially useful in therapeutics studies requiring high-throughput-like screening of CNV pathology as it allows fast, multimodal, and reliable classification of CNV pathology and retinal edema. In addition, high resolution SD-OCT enables the recording of other pathological hallmarks, such as the accumulation of subretinal or intraretinal fluid. However, this method does not provide a possibility to automate CNV volume analysis from SD-OCT images, which has to be performed manually.

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Here, we present the usefulness of longitudinal in vivo imaging in the follow-up of morphological changes of laser-induced choroidal neovascularization in mice.

In Vivo Multimodale Bildgebung und Analyse der laserinduzierten choroidale Neovaskularisation Mausmodell

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this ...

Neurowissenschaften

Optimization of the Retinal Vein Occlusion Mouse Model to Limit Variability

Mouse models of retinal vein occlusion (RVO) are often used in ophthalmology to study hypoxic-ischemic injury in the neural retina. In this report, a detailed method pointing out critical steps is provided with recommendations for optimization to achieve consistently successful occlusion rates across different genetically modified mouse strains. The RVO mouse model consists primarily of the intravenous administration of a photosensitizer dye followed by laser photocoagulation using a retinal imaging microscope attached to an ophthalmic guided laser. Three variables were identified as determinants of occlusion consistency. By adjusting the wait time after rose bengal administration and balancing the baseline and experimental laser output, the variability across experiments can be limited and a higher success rate of occlusions achieved. This method can be used to study retinal diseases that are characterized by retinal edema and hypoxic-ischemic injury. Additionally, as this model induces vascular injury, it can also be applied to study the neurovasculature, neuronal death, and inflammation.

Here, we describe an optimized protocol for retinal vein occlusion using rose bengal and a laser-guided retinal imaging microscope system with recommendations to maximize its reproducibility in genetically modified strains.

Optimierung des Mausmodells mit retinalen Venenverschlüssen zur Begrenzung der Variabilität

Mouse models of retinal vein occlusion (RVO) are often used in ophthalmology to study hypoxic-ischemic injury in the neural retina. In this report, a ...

Application of Optical Coherence Tomography to a Mouse Model of Retinopathy

Optical coherence tomography (OCT) offers a noninvasive method for the diagnosis of retinopathy. The OCT machine can capture retinal crosssectional images from which the retinal thickness can be calculated. Although OCT is widely used in clinical practice, its application in basic research is not as prevalent, especially in small animals such as mice. Because of the small size of their eyeballs, it is challenging to conduct fundus imaging examinations in mice. Therefore, a specialized retinal imaging system is required to accommodate OCT imaging on small animals. This article demonstrates a small-animal-specific system for OCT examination procedures and a detailed method for image analysis. The results of retinal OCT examination of very-low-density lipoprotein receptor (Vldlr) knockout mice and C57BL/6J mice are presented. The OCT images of C57BL/6J mice showed retinal layers, while those of Vldlr knockout mice showed subretinal neovascularization and retinal thinning. In summary, OCT examination could facilitate the noninvasive detection and measurement of retinopathy in mouse models.

Here, we describe an in vivo imaging technique using optical coherence tomography to facilitate the diagnosis and quantitative measurement of retinopathy in mice.

Anwendung der optischen Kohärenztomographie auf ein Mausmodell der Retinopathie

Optical coherence tomography (OCT) offers a noninvasive method for the diagnosis of retinopathy. The OCT machine can capture retinal crosssectional images ...

Image-Guided Optical Coherence Tomography to Assess Structural Changes in Rodent Retinas

Ocular diseases, such as age-related macular degeneration, glaucoma, retinitis pigmentosa, and uveitis, are always accompanied by retinal structural changes. These diseases affecting the fundus always exhibit typical abnormalities in certain cell types in the retina, including photoreceptor cells, retinal ganglion cells, cells in the retinal blood vessels, and cells in the choroidal vascular cells. Noninvasive, highly efficient, and adaptable imaging techniques are required for both clinical practice and basic research. Image-guided optical coherence tomography (OCT) satisfies these requirements because it combines fundus photography and high-resolution OCT, providing an accurate diagnosis of tiny lesions as well as important changes in the retinal architecture. This study details the procedures of data collection and data analysis for image-guided OCT and demonstrates its application in rodent models of choroidal neovascularization (CNV), optic nerve crush (ONC), light-induced retinal degeneration, and experimental autoimmune uveitis (EAU). This technique helps researchers in the eye field to identify rodent retinal structural changes conveniently, reliably, and tractably.

<meta charset="utf8"></head><body>Bildgestützte optische Kohärenztomographie zur Beurteilung struktureller Veränderungen der Netzhaut von Nagetieren

The protocol presented here details the procedures of data collection and data analysis for image-guided optical coherence tomography (OCT) and demonstrates its application in multiple rodent models of ocular diseases.

Bildgestützte optische Kohärenztomographie zur Beurteilung struktureller Veränderungen der Netzhaut von Nagetieren

Ocular diseases, such as age-related macular degeneration, glaucoma, retinitis pigmentosa, and uveitis, are always accompanied by retinal structural ...

Charakterisierung verschiedener Läsionstypen von laserinduzierter CNV bei Mäusen

Characterization of Vascular Morphology of Neovascular Age-Related Macular Degeneration by Indocyanine Green Angiography

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of blindness among older individuals, and its prevalence is rapidly increasing due to the aging population. Choroidal neovascularization (CNV) or wet AMD, which accounts for 10%-20% of all AMD cases, is responsible for an alarming 80%-90% of AMD-related blindness. Current anti-VEGF therapies show suboptimal responses in approximately 50% of patients. Resistance to anti-VEGF treatment in CNV patients is often associated with arteriolar CNV, while responders tend to have capillary CNV. While fluorescein angiography (FA) is commonly used to assess leakage patterns in wet AMD patients and animal models, it does not provide information about CNV vascular morphology (arteriolar CNV vs. capillary CNV). This protocol introduces the use of indocyanine green angiography (ICGA) to characterize lesion types in laser-induced CNV mouse models. This method is crucial for investigating the mechanisms and treatment strategies for anti-VEGF resistance in wet AMD. It is recommended to incorporate ICGA alongside FA for comprehensive assessment of both leakage and vascular features of CNV in mechanistic and therapeutic studies.

Autor im Rampenlicht: Überwindung der Anti-VEGF-Resistenz durch fortschrittliche Beurteilung der Gefäßmorphologie bei choroidaler Neovaskularisation

Currently, fluorescein angiography (FA) is the preferred method for identifying leakage patterns in animal models of choroidal neovascularization (CNV). However, FA does not provide information about vascular morphology. This protocol outlines the use of indocyanine green angiography (ICGA) to characterize different lesion types of laser-induced CNV in mouse models.

Charakterisierung der Gefäßmorphologie der neovaskulären altersbedingten Makuladegeneration durch Indocyaningrün-Angiographie

Age-related macular degeneration (AMD) is a leading cause of blindness among older individuals, and its prevalence is rapidly increasing due to the aging ...

Ein Mausmodell für Laser-induzierten CNV

Zusammenfassung

Weitere Videos entdecken

Laser-induzierte chronische Ocular Hypertension Modell auf SD-Ratten

Ein Laser-induzierten Maus-Modell der chronischen Ocular Hypertension zu Sehfehler Charakterisierung

Eine Alkali-brennen Verletzungsmodell der Hornhaut Neovaskularisation bei der Maus

Implantation und Beurteilung des Melanoms in der Aderhaut der Maus mittels optischer Kohärenztomographie

In Vivo Multimodale Bildgebung und Analyse der laserinduzierten choroidale Neovaskularisation Mausmodell

Optimierung des Mausmodells mit retinalen Venenverschlüssen zur Begrenzung der Variabilität

Anwendung der optischen Kohärenztomographie auf ein Mausmodell der Retinopathie

Bildgestützte optische Kohärenztomographie zur Beurteilung struktureller Veränderungen der Netzhaut von Nagetieren

Bildgestützte optische Kohärenztomographie zur Beurteilung struktureller Veränderungen der Netzhaut von Nagetieren

Charakterisierung der Gefäßmorphologie der neovaskulären altersbedingten Makuladegeneration durch Indocyaningrün-Angiographie