The authors would like to acknowledge Jonathan Chou, MD for his assistance on preparation and editing of the final manuscript and Wenzhong Liu for the OCT data. We would also like to acknowledge support from the Macula Society Research Grant (AAF), support from an unrestricted grant to Northwestern University from Research to Prevent Blindness, Inc., New York, NY, USA, and support from NIH-EY019951.

Alle Tiere werden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden der Pflege und Verwendung von Labortieren Ausgabe 2013 behandelt, der Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) Erklärung für die Verwendung von Tieren in Ophthalmic und Vision Research, und wie von der Institutional Animal zugelassen Pflege und Verwendung Komitee für Northwestern University. Hinweis: Das folgende Verfahren kann vollständig mit einem Bediener durchgeführt werden; ist es jedoch wesentlich effizienter mit zwei Operatoren durchgeführt mit den Aufgaben entsprechend aufgeteilt. 1. Bereiten Bahnhof Laser und Pre-Laser <ol><li> Positionieren Sie den Laser und Spaltlampe, wo sie leicht zugänglich sein. Schalten Sie Laser und stellen vor, bestimmten Parameter (zB 75 um Punktgröße, 100 mW Leistung, 100 ms Dauer). ACHTUNG: Stellen Sie sicher, Betreiber trägt alle Tier-und Laserschutz persönliche Schutzausrüstung und zugehörige Laser-Sicherheitsschilder befinden sich außerhalb des Verfahrens Raum angezeigt. <ol><li> Vor dem Einsatz von Versuchstieren, finden Sie ideale Parameter mit Hilfe einer Eich, nicht-experimentellen Maus. Laser-Parameter auf dem Laser abhängen. Ideal Parameter werden von der niedrigsten Laserleistungseinstellung, die konsequent verursacht &quot;Blase&quot; Bildung, wenn richtig scharf definiert. Video starten zB der Läsion mit der richtigen &quot;Blase&quot; Bildung. </li></ol></li><li> Bereiten Sie den Pre-Laserstation, so dass Anästhesie, Tierwärmer, Gewebetücher, und alle Augentropfen (Tropicamid, Tetracain und künstliche Tränen) sind leicht zu erreichen, um Bediener. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass Tier wärmer wird vorgewärmt, um Temperatur (37 ° C) vor der Injektion Anästhetikum in erste Maus, um Anästhesie induzierte Hypothermie vermeiden, zu korrigieren. </li></ol></li><li> Platzieren Sie die Maus auf der Bühne wärmeren so Wärme zu halten und warm bleiben, wenn Laser-Verfahren beginnt. </li></ol> 2. Maus Anästhesie und Pre-Laser-Vorbereitung <ol><li> Vor spritzening Anästhesie, inspizieren die Augen makroskopisch, um sicherzustellen, es hat keine Missbildungen oder Anomalien, die Hornhautklarheit (zB Katarakt) zu verringern. </li><li> Wiegen Sie die Maus. </li><li> Nehmen Sie Gewicht, Geschlecht, und Tier ID-Nummer. </li><li> Verwenden Gewicht, berechnen Sie entsprechende Menge an Narkosemittel auf Basis von Richtlinien, die von Institution gegeben (zB 100 mg / kg Ketamin-Hydrochlorid, 10 mg / kg Xylazin ODER Tribromethanol 250 mg / kg zu verwenden; für eine 20 g-Maus injiziert 0,20 ml Xylazin / Ketamin-Cocktail OR 0,25 ml Tribromethanol). Haben Sie eine Tabelle von vorberechneten Dosierungen pro Gewicht in Schritten von 1 g, um Rechenfehler zu reduzieren. </li><li> Scruff Maus und injizieren Narkose intraperitoneal auf Berechnungen in Schritt 2.4 basiert. </li><li> Platzieren Sie die Maus über Tier wärmer und warten Sie, bis der Maus vollständig durch die Überprüfung der Pedalreflex über toe Prise (ca. 3-5 min) anästhesiert. </li><li> Rollen Sie oben einen Gewebe zu wischen und zu schützen Nasenbereich die Maus, um zu verhindern aspiratIonenflüssigkeits roll-off. Roll-Maus auf die Seite und einen Tropfen (etwa 30 ul) Tetracainhydrochlorid in jedes Auge für die Lokalanästhesie. Warten Sie 2 Minuten für die Lösung zu übernehmen. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 2.7 mit einem Tropfen topische Tropicamid zur Pupillenerweiterung. Alternativ können Sie Phenylephrinhydrochlorid (2,5%) für die Dilatation. </li><li> Warten Sie 2 Minuten nach Lösungen zu übernehmen; halten Tier auf wärmere während dieser Zeit. </li><li> Nach entsprechender Zeit abgelaufen ist, schnell die Maus an der Maus Bühne und platzieren Sie die Bühne, auf Kinnstütze der Spaltlampe. </li><li> Schalten Sie Spaltlampe auf die niedrigste Lichthelligkeit und überprüfen Sie den Grad der Pupillenerweiterung. Wenn Schüler nicht ausreichend geweitet (ungefähr 2,5-3 mm), Rück Maus, um Tier wärmer und warten. Alternativ zu verwalten einen Tropfen Tropicamid. Nach Augen ausreichend erweitert, um Laser-Prozedur fort. </li></ol> 3. Laser Procedure Hinweis: Stellen Sie sicher, andere personen im Zimmer Schutzbrille tragen, wenn weg von Laser-geschützten Spaltlampe Okular <ol><li> Anpassen der Positionierung der Maus auf der Mausstufigen, so dass sie sich hervorragend zur Visualisierung des Sehnervs (siehe 3.1.2) positioniert ist. <ol><li> Richten Sie die Maus auf der Halterung so dass es horizontal liegt, senkrecht zur Lampenträger geschlitzt, mit dem Kopf auf der einen Seite und Schwanz am anderen. Ideal Maus Platzierung machen Sehnerv Visualisierung viel einfacher, wenn Deckglas aufgebracht wird. </li><li> Leicht drehen Sie die Maus, damit es zu einem ~ 170 ° Winkel mit dem Kopf näher an Laser Betreiber ist. </li><li> Stellen Sie sicher, dass Maus ist so nahe wie möglich in der Lage Spaltlampe, aber immer noch, wo sie stabil und in dem die Hand des Bedieners wird genügend Platz für die Feinmanipulation haben ist. </li></ol></li><li> Nachdem die Maus ist ideal positioniert, einen Tropfen künstliche Tränenflüssigkeit auf einem 25 mm x 25 mm Deckglas. <ol><li> Geben Sie einen Tropfen künstliche Tränenflüssigkeit auf Maus opposite eye - dies stellt sicher, Auge hydratisiert und helfen Verzögerung Kataraktbildung. </li></ol></li><li> Halten Ecke des Deckglases zwischen Daumen und Zeigerfinger; Position, so daß das Glas zwischen den Spitzen der beiden Fingern gequetscht. </li><li> Sanft wickeln Sie die übrigen drei Finger um den Körper des Tieres für die Unterstützung und Stabilisierung der Hand. Position der Hand, so dass das Deckglas leicht auf das Auge des Maus platziert werden. <ol><li> Achten Sie darauf, dass das Handgelenk auf einer festen Oberfläche, um Zittern der Hand zu reduzieren stabilisiert. </li></ol></li><li> Sobald stabile Position erreicht ist, drücken Sie vorsichtig Deckglas (mit Tropfen künstliche Tränen noch eingehalten) auf das Auge des Maus. <ol><li> Sicherzustellen, dass das Deckplättchen möglichst senkrecht zu dem Laserstrahl, um Laserstrahlstreuung oder Reflexion zu verhindern positioniert. Das Deckglas wirkt wie eine Kontaktlinse, die Hornhaut zu glätten. </li></ol></li><li> Schauen Sie durch Spaltlampe und mit der freien Hand Knie konzentrieren until Netzhaut kann visualisiert werden. Die Netzhaut wird ein hellgelbes / rote Farbe je nach Standort sichtbar gemacht haben, werden verschiedene, rot Gefäße sichtbar sein. </li><li> Langsam und vorsichtig manipulieren Mauskopf und / oder Deckglas, bis die Visualisierung des Sehnervs. Der Sehnerv wird in der Farbe gelb mit mehreren Schiffen strahlenförmig von ihm zu sein. </li><li> Sobald Betreiber Visualisierung der Sehnerv bestätigt, schalten Sie Laser Fokussierstrahl. </li><li> Sobald Laserstrahl eingeschaltet wurde, zu manövrieren Laserfokussierungsstrahl in die gewünschte Position (etwa 1 Scheibendurchmesser vom Sehnerv). </li><li> Konzentrieren Laserstrahls auf dem RPE des Augenhintergrundes. Ein korrektes Fokussieren wird durch mit den schärfsten und klarsten Laserstrahl erreicht. Wenn Zielstrahl sieht oval oder unscharf, Kniespaltlampe Fokus oder Wiederposition Deckglas. </li><li> Sobald der Zielstrahl auf RPE konzentriert, zu initiieren Laser Verabreichung unter Verwendung des Lasers Fuß Auslöser. <ol><li> Achten Sie darauf, Netzhautgefäße zu verhindern, zu vermeiden Augeninnen ermorrhage. </li></ol></li><li> Uhr für das Auftreten einer Blase unmittelbar nach Laser Verabreichung. Der Umriss des Laserschuss sollte klar und nicht in irgendeiner Weise verschwommen sein. <ol><li> Wenn die Laserschuss nicht in Blasenbildung führen, oder den Bereich des Aufpralls sieht trübe (trübes Aussehen mit schlecht definierten Kreisgrenze gegen klare, scharf definierte Grenze für eine erfolgreiche Wirkung) oder wenn Blutung nach der Laser Verwaltung gesehen, weiß nicht sind diese Läsionen für eine spätere Analyse. </li></ol></li><li> Die Schritte 3.10-3.12 für alle gewünschten Positionen CNV (gewöhnlich 3, 6, 9 und 12 Uhr-Positionen in der Umgebung des Sehnervs). Wenn Laser Induktionen in annähernd gleichen Abstand von Sehnerv aufgetragen sollte Refokus nicht notwendig sein. Jedoch aufgrund der starken Krümmung der Maus Auge und kleinen Variationen, die in der Netzhaut bestehen kann, Refokussierung des Strahls erforderlich zwischen aufeinanderfolgenden Laser Behörden sein. </li><li> Nehmen Sie in einem Notizbuch die Lage und Folge der each Laserschuss Verwaltung und Ergebnis (erfolgreich, dunstig, Blutungen, etc.) jedes verabreicht Schuss für das Auge. Achten Sie darauf, um den Laser im Stand-by-Modus bei Nichtgebrauch zu platzieren. </li><li> Wiederholen von 3,1 bis 3,14 für die Maus andere Auge, falls erforderlich, mit der anderen Hand zur Stabilisierung und ein neues Deckglas. </li><li> Nachdem alle gewünschten Laserschüsse verabreicht werden, schalten Sie Laser und Spaltlampen. </li><li> Entsorgen Sie Deckglas und Ort der Maus an wärmeren für die Erholung von der Anästhesie. Makroskopisch inspizieren Auge für Verletzungen und einen Tropfen künstliche Tränenflüssigkeit, um das Auge zu halten hydratisiert und möglicherweise verhindern, dass künftige Kataraktentwicklung. Sobald die Maus wieder aus der Narkose, um Käfig zurück. </li></ol><table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td></td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> XYL / KET </td><td> XYL / KET </td></tr><tr><td> Maus-Gewicht (g) </td><td> Dosis (mg / kg) </td><td&gt; Lösungskonzentration (mg / ml) </td><td> Narkosedosis (ml) </td><td> Dosis (mg / kg) </td><td> Narkosedosis (ml) </td></tr><tr><td> 15 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,1875 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,15 </td></tr><tr><td> 16 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,16 </td></tr><tr><td> 17 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2125 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,17 </td></tr><tr><td> 18 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,225 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,18 </td></tr><tr><td> 19 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2375 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.19 </td></tr><tr><td> 20 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,25</td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,2 </td></tr><tr><td> 21 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2625 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,21 </td></tr><tr><td> 22 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,275 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,22 </td></tr><tr><td> 23 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,2875 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,23 </td></tr><tr><td> 24 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,3 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,24 </td></tr><tr><td> 25 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,3125 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,25 </td></tr><tr><td> 26 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,325 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.26 </td></tr><tr><td> 27 </td><td> 250 </td><td&gt; 20 </td><td> 0,3375 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.27 </td></tr><tr><td> 28 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,35 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,28 </td></tr><tr><td> 29 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,3625 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0.29 </td></tr><tr><td> 30 </td><td> 250 </td><td> 20 </td><td> 0,375 </td><td> 100 mg / kg Ketamin; 10 mg / kg Xylazin </td><td> 0,3 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: XyIKet Dosierungstabelle.

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The authors declare they have no competing financial interests.

Es gibt mehrere Faktoren, die Laser-Lieferung und resultierende CNV Läsionsentwicklung nach erfolgreicher Laserinduktion beeinflussen können. Diese Faktoren sollten für kontrollierte und um die zuverlässigsten Ergebnisse müssen vereinheitlicht werden. Der wichtigste dieser Faktoren sind Mausauswahl (Genotyp, Alter und Geschlecht), Anästhesieauswahl und Lasereinstellungen. Die spezifische Maus-Modell verwendet werden, können eine signifikante Wirkung auf den Verlauf der CNV Entwicklung...

Der altersbedingten Makuladegeneration (AMD) ist eine der Hauptursachen von Blindheit bei Personen im Alter von über 50 1-3. AMD kann in zwei Formen eingeteilt werden: atrophische (&quot;trocken&quot;) AMD und neovaskulären (&quot;wet&quot;) AMD. Ersteres wird durch geographische Atrophie des retinalen Pigmentepithel (RPE), Choriokapillaris und Photorezeptoren gekennzeichnet, während diese durch die Invasion der abnormen Gefäßen aus der Aderhaut in die äußeren Netzhautschichten gekennzeichnet Undichtigkeit verursachen, Blutungen, und Fibrose und schließlich was zu Blindheit 1,2. Der beiden Formen, Konten neovaskulärer AMD für die Mehrheit der Sehverlust 1. Glücklicherweise ist dieses Formular mit zahlreichen wirksamen pharmakologischen Management-Optionen, während sein Pendant atrophische derzeit hat kein nachweislich medizinische Behandlungen 3. Da darüber hinaus der neovaskulären Form wurde leicht in einem Tiermodell neu kapituliert, hat es mehr allgemein zugänglich, grundlegende A gewesenMD Forschung Erforschung der zugrunde liegenden Pathomechanismen, um neue Therapien 4 zu entwickeln. Die erste Tiermodell der experimentellen CNV (CNV) wurde durch Ryan et al. in nicht-menschlichen Primaten 5. Dieses Modell induzierten Ruptur der Bruch-Membran mittels Laser-Photokoagulation, die eine lokale Entzündungsreaktion, was zu Angiogenese ähnlich wie bei neovaskulärer AMD gesehen verursacht. Die histopathologischen Progression der Angiogenese post-Laserinduktions wurde festgestellt, neovaskulärer AMD, die das Modell der Gültigkeit 6 bestätigt imitieren. Primaten bieten die ähnlichste Anatomie den Menschen, aber leider sind teuer zu erhalten, kann nicht leicht genetisch manipuliert werden können, und eine langsame zeitliche Verlauf der Progression der Erkrankung. 7 Im Gegensatz dazu sind auch im Nagetiermodell sehr viel kostengünstiger zu erhalten, kann genetisch mit relativer Leichtigkeit gehandhabt werden, und haben eine viel schnellere COURSE der Krankheitsprogression (Versuche kann auf einer Zeitskala von Wochen statt Monate durchgeführt werden). Diese Versuche sollten nur in pigmentierten Nagetieren durchgeführt werden, da es sehr schwierig ist, bei Albino Tieren visualisieren. Die Maus Laser-induzierten CNV-Modell, die zuerst von der Campochiaro Gruppe in den späten 90er Jahren 10 entwickelt, hat sich zu der dominierende Tiermodell in der Mehrzahl der neueren Studien 11-16 sein. Aufgrund der komplexen und noch immer unklar Pathogenese der CNV, hat der Laser-Modell in allen Aspekten der feuchten AMD Forschung reichen von der Untersuchung der molekularen Mechanismen der Fahrt Angiogenese zur Bewertung neuer Behandlungsmodalitäten für zukünftige Anwendung beim Menschen angewendet. B. Sakurai et al. und Espinosa-Heidmann et al. verwendet das Lasermodell, um die Wirkung von Makrophagen auf die Entwicklung der CNV unter Verwendung transgener Mäuse und pharmakologische Behandlungen Verarmungs 15, 16 zu untersuchen. Giani et al. und Hoerster et al. gebrauchte optischen Kohärenztomographie (OCT), die dem Bild das laserinduzierte CNV in dem Bemühen, das Fortschreiten der CNV zu charakterisieren und vergleichen Sie die histopathologischen Befunden den Feststellungen auf OCT-Bildgebung 12,17 gesehen. Schließlich haben Studien mit intravitreale Injektion von anti-angiogene Mittel als Voraussetzung für Studien am Menschen eingesetzt worden und waren von entscheidender Bedeutung bei der Entwicklung der ersten Generation im Management der neovaskulären AMD heute 10,18,19 verwendet Anti-VEGF-Agenten. Alternative Modelle für experimentelle CNV nutzen zu chirurgischen Methoden zur CNV induzieren. Dieses Verfahren beinhaltet die Injektion pro-angiogene Substanzen (zB rekombinante virale Vektoren überexprimierenden VEGF, subretinalen Injektion von RPE-Zellen und / oder Polystyrolkügelchen), um die erhöhte Expression von VEGF in neovaskulären AMD gesehen imitieren, mit dem Ziel, wodurch die Angiogenese 8,20. , Liefert diese Methode jedoch eine drastisch geringere Inzidenz von Gefäßneubildung; Diese Studien zeigten, dass CNVC57 / BL6-Mäusen tritt in 31% der Injektionen gegen die ~ 70% Erfolgsrate in der Laser-Photokoagulation Verfahren in der gleichen Mäusestamm 8,14 gesehen. Aus diesen Gründen und angesichts der Vorteile der Verwendung von Nagetieren im Vergleich zu nicht-menschlichen Primaten, hat sich die Maus-Modell der Laser-induzierten CNV sich zum Standard-Tiermodell CNV für die meisten neovaskulärer AMD Studie Versuche 8. Die Maus-Auge ist ein winziges, empfindliche Gewebe, mit zu arbeiten. Manövrieren des Auges auf die Netzhaut zu visualisieren ist schwierig und erfordert viel Übung, bis Meisterschaft erreicht. Diese Aufgabe wird durch die Tatsache, dass es mit der dominanten und nicht-dominanten Hand gelernt werden kompliziert. Darüber hinaus, nachdem die feinen Bewegungen erforderlich, um die Netzhaut zu visualisieren gelernt wurden, die Koordination zwischen beiden Händen und dem Fußpedal Betrieb des Lasers sind wichtig. In diesem Artikel haben wir versucht, die Herausforderungen des Lernens alle physikalische Manipulationen in der Laser-induzierten CNV proc eingebunden zu destillierenEDURE in eine Führung, die helfen würden Betreiber zu erreichen schnellen Erfolg mit diesem Modell.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>532 nm (green) argon ophthalmic laser</td>
			<td>IRIDEX</td>
			<td>GLx</td>
			<td>any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>slit lamp</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>30SL-M</td>
			<td>any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tribromoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T48402-25G</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tert-amyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>152463-1L</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amber glass vials + septa</td>
			<td>Wheaton</td>
			<td>WH-223696</td>
			<td>tribromoethanol storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tissue wipes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82003-820</td>
			<td>miscellaneous&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1% tropicamide</td>
			<td>Falcon Pharmaceuticals</td>
			<td>RXD2974251</td>
			<td>pupillary dilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% tetracaine hydrochloride</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;0065-0741-12</td>
			<td>topical anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>artificial tears</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;58768-788-25</td>
			<td>hydration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heat therapy pump (for animal warming)</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>HTP-1500</td>
			<td>used to maintain animal body temp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>warming pad</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>TPZ-0510EA</td>
			<td>maintains animal body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 gauge insulin needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>328418</td>
			<td>IP anesthesia injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scale</td>
			<td>American Weigh Scale</td>
			<td>AWS-1KG-BLK</td>
			<td>mouse weighing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover slip (25 mm x 25 mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366089</td>
			<td>flatten cornea to visualize mouse retina</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volocity</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td></td>
			<td>used for volumetric re-construction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td></td>
			<td>used for image analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model for laser-induced choroidal neovascularization

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) research. By administering targeted laser injury to the RPE and Bruch&#8217;s membrane, the procedure induces angiogenesis, modeling the hallmark pathology observed in neovascular AMD. 
First developed in non-human primates, the laser-induced CNV model has come to be implemented into many other species, the most recent of which being the mouse. Mouse experiments are advantageously more cost-effective, experiments can be executed on a much faster timeline, and they allow the use of various transgenic models. The miniature size of the mouse eye, however, poses a particular challenge when performing the procedure. Manipulation of the eye to visualize the retina requires practice of fine dexterity skills as well as simultaneous hand-eye-foot coordination to operate the laser. However, once mastered, the model can be applied to study many aspects of neovascular AMD such as molecular mechanisms, the effect of genetic manipulations, and drug treatment effects. 
The laser-induced CNV model, though useful, is not a perfect model of the disease. The wild-type mouse eye is otherwise healthy, and the chorio-retinal environment does not mimic the pathologic changes in human AMD. Furthermore, injury-induced angiogenesis does not reflect the same pathways as angiogenesis occurring in an age-related and chronic disease state as in AMD.
Despite its shortcomings, the laser-induced CNV model is one of the best methods currently available to study the debilitating pathology of neovascular AMD. Its implementation has led to a deeper understanding of the pathogenesis of AMD, as well as contributing to the development of many of the AMD therapies currently available.

Die Quantifizierung der CNV Läsionen können durch die Analyse von Flach montiert Aderhaut mit Immunfluoreszenzfärbung, die CNV Schiffe kennzeichnen durchgeführt werden. Die beiden am häufigsten verwendeten Methoden der Gewebepräparation sind FITC-Dextran Kennzeichnung, über Perfusion unmittelbar vor dem Tieropfer oder Post-mortem-Immunfärbung mit einem Endothelzellen-Markierung. Beide dieser Verfahren wurden bereits im Detail beschrieben worden 13,14,21; Figuren 1 und 2</stron...

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A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

Ein Mausmodell für Laser-induzierten CNV

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

17.3K Aufrufe.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.