The authors would like to acknowledge Jonathan Chou, MD for his assistance on preparation and editing of the final manuscript and Wenzhong Liu for the OCT data. We would also like to acknowledge support from the Macula Society Research Grant (AAF), support from an unrestricted grant to Northwestern University from Research to Prevent Blindness, Inc., New York, NY, USA, and support from NIH-EY019951.

모든 동물은 실험 동물의 관리 및 사용 2013 에디션의 가이드에 따라 처리되며, 비전 및 안과 (ARVO) 안과 및 비전 연구에서 동물의 사용을위한 문에 연구 협회 및 기​​관 동물에 의해 승인 관리 및 노스 웨스턴 대학에 대한 사용위원회. 참고 : 다음 절차는 하나의 연산자를 완전히 수행 할 수 있습니다; 따라서 작업으로 분할하지만, 훨씬 더 효율적 개의 연산자를 행한다. 1. 레이저 및 사전 레이저 역을 준비 <ol><li> 쉽게 접근 할 수있는 레이저와 슬릿 램프를 배치합니다. 레이저의 전원을 켜고 설정 매개 변수를 미리 결정 (예 : 75 μm의 스폿 사이즈, 100 mW의 전력을 100 밀리 초 시간). 주의 : 확인 운영자는 모든 동물과 레이저 안전 개인용 보호 장비는 적절한 레이저 안전 표지판 절차 룸의 외부에 표시됩니다 착용. <ol><li> 모든 실험 동물을 사용하기 전에, 교정, 비 실험 마우스를 사용하여 최적 매개 변수를 찾을 수 있습니다. 레이저 매개 변수는 사용 된 레이저에 의존 할 것이다. 이상적인 매개 변수가 초점이 때 지속적으로 &quot;거품&quot;형성을 일으키는 가장 낮은 레이저 출력 설정에 의해 정의된다. 적절한 &quot;거품&quot;형성 병변의 예를 들어 비디오를 참조하십시오. </li></ol></li><li> 마취, 따뜻한 동물, 조직 와이프, 모든 안약 (Tropicamide, tetracaine에, 인공 눈물) 연산자로 이동할 쉽게 있도록 사전 레이저 스테이션을 준비합니다. <ol><li> 그 동물이 따뜻한 확인하는 것은 마취 유도 저체온증을 방지하기 위해 최초의 마우스에 마취제를 주입하기 전에 온도 (37 ° C)를 해결하기 위해 예열. </li></ol></li><li> 이 열을 유지하고 레이저 절차가 시작되면 따뜻한 상태를 유지할 수 있도록 따뜻한 마우스 단계를 놓습니다. </li></ol> 2. 마우스를 마취하고 사전 레이저 준비 <ol><li> 분사하기 전에마취를 보내고,이 더 기형 또는 각막 투명도 (예 : 백내장을) 감소 이상이 없는지 확인하기 위해 거시적으로 눈을 검사합니다. </li><li> 마우스의 무게를. </li><li> 기록 체중, 성별, 동물 ID 번호. </li><li> 20g의 마우스 0.20 mL의 자일 라진 / 케타민 칵테일 주입 중량을 사용하여 마취 적당량 계산은, 10 밀리그램 / kg 자일 라진 OR tribromoethanol 250 밀리그램 / kg (예를 들어 100 ㎎ / ㎏의 케타민 히드로 클로라이드 기관이 소정 기준에 기초하여 사용될 tribromoethanol의 0.25 mL)을 첨가 하였다. 수학적인 에러를 감소시키기 위하여 1g의 단위 중량 당 미리 계산 된 용량의 테이블을 갖는다. </li><li> 목덜미 마우스와 주사 마취는 복강 단계 2.4에서 계산을 기반으로. </li><li> 따뜻한 동물에 마우스를 놓고 마우스가 완전히 발가락 핀치 (약 3-5 분)을 통해 페달 반사를 확인하여 마취 될 때까지 기다립니다. </li><li> 닦아 조직을 롤과 aspirat을 방지하기 위해 마우스의 코 지역을 보호액체 롤 - 오프의 이온. 롤 옆에 마우스와 국소 마취에 대한 각각의 눈에 tetracaine에 염산염의 드롭 (약 30 μL)를 배치합니다. 솔루션을 적용하려면 2 분을 기다립니다. </li><li> 동공 팽창에 대한 국소 Tropicamide 한 방울과 단계를 반복 2.7. 또한, 팽창에 대한 페닐 하이드로 클로라이드 (2.5 %)를 사용합니다. </li><li> 솔루션을 적용하려면 2 분을 기다립니다; 이 시간 동안 따뜻한에 동물을 유지합니다. </li><li> 적절한 시간이 경과 한 후, 신속하게 마우스 무대에 마우스를 놓고 슬릿 램프의 턱 받침대의 단계를 놓습니다. </li><li> 가장 낮은 빛의 밝기에 슬릿 램프를 켜고 동공 팽창의 정도를 확인합니다. 학생이 적절하게 (약 2.5-3 mm)를 넓혀되지 않은 경우, 따뜻한 동물에 마우스를 반환하고 기다립니다. 또한, Tropicamide의 또 다른 드롭을 관리 할 수​​ 있습니다. 눈이 충분히 팽창되면, 레이저 절차로 이동합니다. </li></ol> 3. 레이저 절차 참고 : 다른 페이지를 확인ersons 방에 레이저 보호 슬릿 램프 눈 조각에서 떨어져있을 때, 보호 안경을 착용 <ol><li> 이 이상적으로 시신경의 시각화 (3.1.2 참조) 위치하도록, 마우스 무대에서 마우스의 위치를​​ 조정합니다. <ol><li> 이 수평으로 놓여 있으므로 다른의 한쪽에 머리와 꼬리, 램프 빔을 슬릿에 수직 홀더에 마우스의 방향. 이상적인 마우스 위치는 커버 슬립이 적용되면 훨씬 쉽게 시신경 시각화를 만들 것입니다. </li><li> 그것은 가까운 레이저 운영자에 머리 ~ 170 °의 각도로 약간 마우스를 켭니다. </li><li> 이 안정적이고 어디 작업자의 손이 미세 조작을위한 충분한 공간이있는 것입니다 위치에 여전히 램프 슬릿, 아직 할 수로 그 마우스가 가까이 있는지 확인하십시오. </li></ol></li><li> 마우스가 이상적으로 배치 된 후, 25mm X 25mm 유리 커버 슬립에 인공 눈물 용액 한 방울을 놓는다. <ol><li> 마우스의 OPP에 인공 눈물 용액 한 방울을 배치osite 눈 -이 보장합니다 눈은 수화 도움 지연 백내장 형성된다. </li></ol></li><li> 엄지와 포인터 손가락 사이에 커버 슬립의 모서리를 잡고; 위치는되도록 유리는 두 손가락의 끝 사이에 압착된다. </li><li> 부드럽게 지원과 손 안정화를위한 동물의 몸 주위에 나머지 세 손가락을 감싸. 손 위치되도록 유리 커버 슬립이 쉽게 마우스의 눈에 위치 될 수있다. <ol><li> 손목이 손 떨림을 줄이기 위해 회사 표면에 안정되어 있는지 확인합니다. </li></ol></li><li> 안정된 위치가 획득되면, 조심스럽게 마우스의 눈 위에 (여전히 부착 된 인공 눈물 방울) 유리 커버 슬립을 누릅니다. <ol><li> 커버 슬립은 레이저 광의 산란이나 반사를 방지하기 위하여, 레이저 빔에 가능한 한 수직으로 위치 확인. 커버 슬립은 각막을 평탄화하기위한 콘택트 렌즈로서 작용한다. </li></ol></li><li> 토글 UNT 초점 슬릿 램프를 통해 무료 손으로 봐김정일 망막이 가시화 될 수있다. 망막은 시각 위치에 따라 빛 - 노란색 / 붉은 색이있을 것이다, 별개의, 빨간 혈관이 표시됩니다. </li><li> 천천히 조심스럽게 시신경을 시각화 할 때까지 마우스 헤드 및 / 또는 커버 슬립을 조작 할 수 있습니다. 시신경은 그것에서 방사 복수의 용기와 색상에 노란색이 될 것입니다. </li><li> 운영자가 시신경의 시각화를 확인하면, 빔을 초점 레이저를 켭니다. </li><li> 레이저 빔이 온되면, 원하는 위치 (시신경으로부터 약 1 디스크 직경) 레이저 빔을 집속 기동. </li><li> 안저의 망막 색소 상피에 레이저 빔을 초점을 맞 춥니 다. 적절한 초점이 선명하고 깨끗한 레이저 빔을함으로써 달성된다. 빔을 목표로하는 슬릿 램프 초점 또는 재 위치 유리 커버 슬립 토글, 타원형 또는 초점이 보이는 경우. </li><li> 조준 된 빔은 RPE에 집중되면, 레이저의 발 트리거를 사용하여 레이저 투여를 시작. <ol><li> 안내를 방지하기 위해 망막 혈관을 방지하기 위해 반드시 그가morrhage. </li></ol></li><li> 바로 레이저 투여 후 거품의 모양을 살펴보십시오. 레이저 총의 윤곽이 분명하고 어떤 방식으로 흐릿한되지해야합니다. <ol><li> 레이저 총은 거품 형성을 초래하지 않는 경우, 또는 영향 지역 (대 성공적인 영향을 명확하고 선명하게 정의 경계 잘못 정의 된 원형 테두리 흐린 모양) 헷갈리는 보이는, 또는 출혈이 레이저 투여 후 볼 경우,하지 마십시오 미래 분석이 병변을 포함한다. </li></ol></li><li> 반복 원하는 모든 맥락막 신생 혈관의 위치에 대한 3.10-3.12 (보통 3에서, 6, 9, 및 시신경 주위에 12시 위치) 단계를 반복합니다. 레이저 입회식이 시신경으로부터 약 같은 거리에 적용하는 경우, 재조명이 필요는 없습니다. 그러나, 망막에 존재할 수있는 빔을 재조명하는 연속 레이저 주관청 간의 필요할 수 있습니다 마우스 눈과 작은 변화의 강한 곡률에. </li><li> 노트북의 위치와 전자의 결과의 기록ACH 레이저 샷 관리 및 결과 (성공, 흐릿한, 출혈, 등.) 눈에 대한 각 투여 샷. 사용하지 않을 때는 대기 모드에서 레이저를 배치해야합니다. </li><li> 필요한 경우 안정화 및 새로운 coverslip에 대한 반대 손을 사용하여, 마우스의 다른 눈에 대한 3.1-3.14를 반복합니다. </li><li> 원하는 모든 레이저 주사 투여 한 후, 레이저를 끄고 슬릿 램프. </li><li> 마취에서 회복을위한 따뜻한에 커버 슬립과 장소 마우스를 폐기하십시오. 거시적으로 상해에 대해서는 눈을 검사하고 수화 눈을 유지하고 잠재적으로 미래 백내장 개발을 방지하기 위해 인공 눈물 액 한 방울을 배치합니다. 마우스가 마취에서 회복되면, 케이지로 돌아갑니다. </li></ol><table fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td></td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> AVERTIN </td><td> XYL / KET </td><td> XYL / KET </td></tr><tr><td> 마우스 중량 (g) </td><td> 투여 량 (㎎ / ㎏) </td><tD&gt; 용액 농도 (㎎ / ㎖) </td><td> 마취 용량 (㎖) </td><td> 투여 량 (㎎ / ㎏) </td><td> 마취 용량 (㎖) </td></tr><tr><td> (15) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.1875 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.15 </td></tr><tr><td> (16) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.2 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.16 </td></tr><tr><td> (17) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.2125 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.17 </td></tr><tr><td> (18) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.225 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.18 </td></tr><tr><td> (19) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.2375 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.19 </td></tr><tr><td> (20) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.25</td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.2 </td></tr><tr><td> (21) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.2625 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.21 </td></tr><tr><td> (22) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.275 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.22 </td></tr><tr><td> (23) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.2875 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.23 </td></tr><tr><td> (24) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.3 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.24 </td></tr><tr><td> (25) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.3125 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.25 </td></tr><tr><td> (26) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.325 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.26 </td></tr><tr><td> (27) </td><td> (250) </td><tD&gt; (20) </td><td> 0.3375 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.27 </td></tr><tr><td> (28) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.35 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.28 </td></tr><tr><td> (29) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.3625 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.29 </td></tr><tr><td> (30) </td><td> (250) </td><td> (20) </td><td> 0.375 </td><td> 100 mg을 / 케타민을 kg; 10 ㎎ / ㎏ 자일 라진 </td><td> 0.3 </td></tr></tbody></table> 표 1 : XyIKet 복용량 차트.

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The authors declare they have no competing financial interests.

성공적인 레이저 유도 한 후 레이저 배달 및 결과 맥락막 신생 혈관 병변의 개발에 영향을 미칠 수있는 여러 요인이있다. 이러한 요소에 대한 제어 및 가장 신뢰할 수있는 결과를 위해 표준화되어야한다. 이들 인자의 대부분은 마우스 적절한 선택 (유전자형, 연령, 성별), 마취제 선택, 레이저를 설정한다. 사용 된 특정 마우스 CNV 모델 개발 과정에 상당한 영향을 미칠 수있다....

연령 관련 황반변 성 (AMD)는 50 ~ 3 세 이상의 개인 실명의 주요 원인 중 하나입니다. AMD는 두 가지 형태로 분류 할 수있다 : 위축성 ( &quot;건조&quot;) AMD와 신생 혈관 ( &quot;습식&quot;) AMD. 전자는 후자의 누설, 출혈 및 섬유증을 유발하는 외부 망막 층으로 맥락막에서 비정상적인 혈관의 침윤을 특징으로하면서, 망막 색소 상피 (RPE), 맥락막 모세, 감광체의 지리적 위축을 특징으로하고, 궁극적 실명 1,2 선도. 2 가지 형태로, 혈관 신생 AMD는 시력 상실 (1)의 대부분을 차지한다. 그것의 위축 대응은 의학적 치료 (3)을 입증 반면 다행히,이 형태는 다수의 효과적인 약물 관리 옵션이 없습니다. 신생 혈관은 쉽게 형태의 동물 모델에서 다시 항복되었으므로 더욱이, 그것은 기본적 접근에 더 넓게왔다소설 요법 (4)를 개발하기 위해 기본 병리학 적 메커니즘을 탐구 MD의 연구. 실험 맥락막 신생 혈관의 첫 번째 동물 모델은 라이언 등의 알에 의해 개발되었다. 인간이 아닌 영장류 5. 신생 혈관 AMD에서 본 것과 유사한 결과 혈관 로컬 염증 반응을 야기 광응고술 통해 부르크 막 파열이 모델 유도. 혈관 신생 후 레이저 유도의 조직 병리학 적 진행은 모델의 유효성 6 확인 신생 혈관 AMD를 모방 밝혀졌다. 비 - 인간 영장류는 인간과 가장 유사한 해부학을 제공하지만, 불행하게도, 유전자를 쉽게 조작 할 수 없으며, 유지 보수가 비싸고, 질병 진행 7 느린 시간 경과가있다. 이에 대해서, 설치류 모델은 훨씬 더 비용 효율적인 유지하기 위해 유전자 상대적으로 쉽게 조작 될 수 있고, 빠른 COU 많지질병 진행의 RSE (실험 대 주 개월의 시간 스케일로 수행 될 수있다). 이 알비노 동물 시각화하는 것은 매우 어렵다 이러한 실험은 착색 설치류에서 수행되어야한다. 처음 후반 90의 10 Campochiaro 그룹에 의해 개발 된 마우스 레이저 유도 CNV 모델은, 최근의 연구 11-16의 대부분의 지배적 인 동물 모델로 성장하고있다. 인해 CNV의 복잡하고 여전히 불분명 병인에, 레이저 모델은 장래의 사용을 위해 인간의 새로운 치료 방법을 평가하는 혈관 구동 분자 메커니즘을 연구에서부터 습식 AMD 연구의 모든면에 적용되어왔다. 예를 들어, 사쿠라이 등. 및 노사-Heidmann 등. 트랜스 제닉 마우스와 약리 플리먼트 (15, 16)을 사용하여 CNV의 개발에 대한 대 식세포의 효과를 조사하기 위하여 레이저 모델을 사용했다. GIANI 외. 및 Hoerster 등. 이미지에 사용되는 광 간섭 단층 촬영 (OCT) 레이저 유도 맥락막 신생 혈관의 진행을 특성화하고 OCT 이미징 12,17에 본 연구 결과에 병리 조직 학적 소견을 비교하기위한 노력의 일환으로 맥락막 신생 혈관. 마지막으로, 항 - 혈관 신생 제의 유리체 강내 주입과 관련된 연구는 인간의 임상 시험을위한 전제 조건으로 사용하고 신생 혈관 AMD 오늘 10,18,19의 관리에 사용되는 항 VEGF 제 1 세대의 개발에 매우 중요했다되었다. 실험 CNV의 대체 모델은 맥락막 신생 혈관을 유도하는 수술 방법을 사용합니다. 이 절차는 친 혈관 생성 물질을 주입하는 것을 포함 (VEGF 과발현 예 재조합 바이러스 벡터를, RPE 세포 및 / 또는 폴리스티렌 비드의 망막 하 주사) 혈관 8,20를 일으킬 목적으로, 신생 혈관 AMD에서 본 증가 VEGF 발현을 모방. 그러나이 방법은 신생 혈관의 대폭 낮은 발생률을 산출; 이러한 연구에서 그 CNV 나타났다C57 / BL6 마우스는 마우스 8, 14의 동일한 변형률에서 레이저 광응고술 방법에서 본 ~ 70 %의 성공률에 비해 주사의 31 %에서 발생한다. 이러한 이유로, 비 - 인간 영장류 대 설치류를 사용하는 장점을 주어, 레이저 - 유도 된 CNV의 마우스 모델은 대부분의 신생 혈관 AMD 연구 실험 8 CNV의 표준 동물 모델이되었다. 마우스의 눈은 작업 할 소문자, 섬세한 조직이다. 망막을 시각화 할 수있는 눈의 기동은 어렵고 숙달이 달성 될 때까지 많은 연습을 필요로한다. 이 작업이 우세 및 비 우세 손으로 학습해야한다는 사실에 의해 복잡하게된다. 망막을 시각화하는 세밀한 움직임을 알게 된 후에 또, 양손 및 레이저를 동작 풋 페달 사이의 조정은 중요하다. 본 논문에서는 레이저 유도 CNV의 PROC에 포함 된 물리적 조작의 모든 학습의 도전을 증류 모색운영자는이 모델 빠른 성공을 달성하는 데 유용한 가이드에 edure.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>532 nm (green) argon ophthalmic laser</td>
			<td>IRIDEX</td>
			<td>GLx</td>
			<td>any ophthalmic 532 nm (green) argon laser can be used</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>slit lamp</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>30SL-M</td>
			<td>any slit lamp can be used as long as it is compatible with the laser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tribromoethanol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T48402-25G</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tert-amyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>152463-1L</td>
			<td>used to make anesthetic</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>amber glass vials + septa</td>
			<td>Wheaton</td>
			<td>WH-223696</td>
			<td>tribromoethanol storage</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>tissue wipes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>82003-820</td>
			<td>miscellaneous&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1% tropicamide</td>
			<td>Falcon Pharmaceuticals</td>
			<td>RXD2974251</td>
			<td>pupillary dilation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.5% tetracaine hydrochloride</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;0065-0741-12</td>
			<td>topical anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>artificial tears</td>
			<td>Alcon</td>
			<td>&#160;58768-788-25</td>
			<td>hydration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>heat therapy pump (for animal warming)</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>HTP-1500</td>
			<td>used to maintain animal body temp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>warming pad</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>TPZ-0510EA</td>
			<td>maintains animal body temperature</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30 gauge insulin needles</td>
			<td>BD</td>
			<td>328418</td>
			<td>IP anesthesia injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>scale</td>
			<td>American Weigh Scale</td>
			<td>AWS-1KG-BLK</td>
			<td>mouse weighing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover slip (25 mm x 25 mm)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>48366089</td>
			<td>flatten cornea to visualize mouse retina</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>xylazine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ketamine</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>obtained from institution</td>
			<td>anesthesia</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Volocity</td>
			<td>PerkinElmer</td>
			<td></td>
			<td>used for volumetric re-construction</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>National Institutes of Health</td>
			<td></td>
			<td>used for image analysis</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a mouse model for laser-induced choroidal neovascularization

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) research. By administering targeted laser injury to the RPE and Bruch&#8217;s membrane, the procedure induces angiogenesis, modeling the hallmark pathology observed in neovascular AMD. 
First developed in non-human primates, the laser-induced CNV model has come to be implemented into many other species, the most recent of which being the mouse. Mouse experiments are advantageously more cost-effective, experiments can be executed on a much faster timeline, and they allow the use of various transgenic models. The miniature size of the mouse eye, however, poses a particular challenge when performing the procedure. Manipulation of the eye to visualize the retina requires practice of fine dexterity skills as well as simultaneous hand-eye-foot coordination to operate the laser. However, once mastered, the model can be applied to study many aspects of neovascular AMD such as molecular mechanisms, the effect of genetic manipulations, and drug treatment effects. 
The laser-induced CNV model, though useful, is not a perfect model of the disease. The wild-type mouse eye is otherwise healthy, and the chorio-retinal environment does not mimic the pathologic changes in human AMD. Furthermore, injury-induced angiogenesis does not reflect the same pathways as angiogenesis occurring in an age-related and chronic disease state as in AMD.
Despite its shortcomings, the laser-induced CNV model is one of the best methods currently available to study the debilitating pathology of neovascular AMD. Its implementation has led to a deeper understanding of the pathogenesis of AMD, as well as contributing to the development of many of the AMD therapies currently available.

맥락막 신생 혈관 병변의 정량화는 맥락막 신생 혈관에 라벨을 면역 형광 염색법을 사용하여 평면에 장착 된 맥락막의 분석을 통해 수행 할 수 있습니다. 조직 준비의 두 가지 가장 자주 사용되는 방법은 바로 내피 세포 마커와 동물의 희생, 또는 사후 면역 염색하기 전에 관류를 통해 수행 FITC-덱스 트란 라벨입니다. 두 방법 모두에서 상세히 13,14,21 전술 한 각각 각 1 및도 <str...

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A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

레이저에 의한 맥락막 신생 혈관에 대한 마우스 모델

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

17.5K 조회수.  Northwestern University Feinberg School of Medicine. Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

비디오: A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

비주얼 결함의 특성을 만성 안구 고혈압의 레이저 유도 마우스 모델

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

연구

의학

Detecting Abnormalities in Choroidal Vasculature in a Mouse Model of Age-related Macular Degeneration by Time-course Indocyanine Green Angiography

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal vasculature of various eye diseases such as age-related macular degeneration (AMD). ICGA is especially useful to image the posterior choroidal vasculature of the eye due to its capability of penetrating through the pigmented layer with its infrared spectrum. ICGA time course can be divided into early, middle, and late phases. The three phases provide valuable information on the pathology of eye problems. Although time-course ICGA by intravenous (IV) injection is widely used in the clinic for the diagnosis and management of choroid problems, ICGA by intraperitoneal injection (IP) is commonly used in animal research. Here we demonstrated the technique to obtain high-resolution ICGA time-course images in mice by tail-vein injection and confocal scanning laser ophthalmoscopy. We used this technique to image the choroidal lesions in a mouse model of age-related macular degeneration. Although it is much easier to introduce ICG to the mouse vasculature by IP, our data indicate that it is difficult to obtain reproducible ICGA time course images by IP-ICGA. In contrast, ICGA via tail vein injection provides high quality ICGA time-course images comparable to human studies. In addition, we showed that ICGA performed on albino mice gives clearer pictures of choroidal vessels than that performed on pigmented mice. We suggest that time-course IV-ICGA should become a standard practice in AMD research based on animal models.

Indocyanine Green Angiography (or ICGA) performed by tail vein injection provides high quality ICGA time course images to characterize abnormalities in mouse choroid.

시간 코스 인도시 아닌 형광 안저 혈관 조영술로 연령 관련 황반 변성의 마우스 모델에서 맥락막 혈관의 이상을 검출

Indocyanine Green&#160;Angiography (or ICGA) is a technique performed by ophthalmologists to diagnose abnormalities of the choroidal and retinal ...

An Alkali-burn Injury Model of Corneal Neovascularization in the Mouse

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the cornea, which can be caused by trauma, keratoplasty or infectious disease, breaks down the so called &lsquo;angiogenic privilege' of the cornea and forms the basis of multiple visual pathologies that may even lead to blindness. Although there are several treatment options available, the fundamental medical need presented by corneal neovascular pathologies remains unmet. In order to develop safe, effective, and targeted therapies, a reliable model of corneal NV and pharmacological intervention is required. Here, we describe an alkali-burn injury corneal neovascularization model in the mouse. This protocol provides a method for the application of a controlled alkali-burn injury to the cornea, administration of a pharmacological compound of interest, and visualization of the result. This method could prove instrumental for studying the mechanisms and opportunities for intervention in corneal NV and other neovascular disorders.

Neovascularization (NV) of the cornea can complicate multiple visual pathologies. Utilizing a controlled, alkali-burn injury model, a quantifiable level of corneal NV can be produced for mechanistic study of corneal NV and evaluation of potential therapies for neovascular disorders.

마우스의 각막 신생 혈관의 알칼리 화상 상해 모델

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the ...

Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable during renal transplantation. Experimental models that accurately and reproducibly recapitulate renal IRI are crucial in dissecting the pathophysiology of AKI and the development of novel therapeutic agents. Presented here is a mouse model of renal IRI that results in reproducible AKI. This is achieved by a midline laparotomy approach for the surgery with one incision allowing both a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia of the left kidney. By careful monitoring of the clamp position and body temperature during the period of ischaemia this model achieves reproducible functional and structural injury. Mice sacrificed 24 hr&#160;following surgery demonstrate loss of renal function with elevation of the serum or plasma creatinine level as well as structural kidney damage with acute tubular necrosis evident. Renal function improves and the acute tissue injury resolves during the course of 7 days following renal IRI such that this model may be used to study renal regeneration. This model of renal IRI has been utilized to study the molecular and cellular pathophysiology of AKI as well as analysis of the subsequent renal regeneration.

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

신장 허혈 재관류 상해 : 상해의 마우스 모델 및 재생

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

A Mouse Fetal Skin Model of Scarless Wound Repair

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs across species but is age dependent. The transition from a scarless to scarring phenotype occurs in the third trimester of pregnancy in humans and around embryonic day 18 (E18) in mice. However, this varies with the size of the wound with larger defects generating a scar at an earlier gestational age. The emergence of lineage tracing and other genetic tools in the mouse has opened promising new avenues for investigation of fetal scarless wound healing. However, given the inherently high rates of morbidity and premature uterine contraction associated with fetal surgery, investigations of fetal scarless wound healing in vivo require a precise and reproducible surgical model. Here we detail a reliable model of fetal scarless wound healing in the dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

During mammalian development, early gestational skin wounds heal without a scar. Here we detail a reliable and reproducible model of fetal scarless wound healing in the cutaneous dorsum of E16.5 (scarless) and E18.5 (scarring) mouse embryos.

흉터 상처 수리의 마우스 태아의 피부 모델

Early in utero, but not in postnatal life, cutaneous wounds undergo regeneration and heal without formation of a scar. Scarless fetal wound healing occurs ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

신생아 마우스 척수 압축 부상 모델

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

Mouse Model for Pancreas Transplantation Using a Modified Cuff Technique

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the availability of the widest range of molecular probes and reagents to perform in vivo as well as in vitro studies. Based on our experience with various murine transplantation models, we developed a heterotopic pancreas transplantation model in mice with the intent to analyze mechanisms underlying severe ischemia reperfusion injury-associated early graft damage. In contrast to previously described techniques using suture techniques, herein we describe a new procedure using a non-suture cuff technique. 
In recent years, we have performed more than 300 pancreas transplantations in mice with an overall success rate of &gt;90%, a success rate never described before in mouse pancreas transplantation. The backbone of this non-suture cuff technique for graft revascularization consists of two major steps: (I) pulling the recipient vessel over a polyethylene/polyamide cuff and fixing it with a circumferential ligature, and (II) placing the donor vessel over the everted recipient vessel and fixing it with a second circumferential ligature. The resultant continuity of the endothelial layer results in less thrombogenic lesions with high patency rates and, finally, high success rates.
In this model, arterial anastomosis is achieved by pulling the abdominal aorta of the donor graft over the everted common carotid artery of the recipient animal. Venous drainage of the graft is achieved by pulling the portal vein of the graft over the everted external jugular vein of the recipient. This manuscript provides details and crucial steps of the organ recovery and organ implantation procedures, which will allow researchers with microsurgical skills to perform the transplantation successfully in their laboratories.

Among abdominal solid organ transplantation, pancreatic grafts are prone to develop severe ischemia reperfusion injury-associated graft damage, leading eventually to early graft loss. This protocol describes a model of murine pancreas transplantation using a non-suture cuff technique, ideally suited for analyzing these early, deleterious damages.

췌 장 이식 수정된 팔목 기술을 사용 하 여 마우스 모델

Mouse models have several advantages in transplantation research, including easy handling, a variety of genetically well-defined strains, and the ...

Evaluating the Procedure for Performing Awake Cystometry in a Mouse Model

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among laboratories. The goal of this study was to describe the microsurgical procedure used to implant an intravesical tube and the experimental technique for recording urinary bladder pressure in an awake, freely moving mouse. In addition, experimental data is presented to show how surgery, as well as tubing type and size, affect lower urinary tract function and recording sensitivity. The effect of tube diameter on pressure recording was assessed in both polyethylene and polyurethane tubing with different internal diameters. Subsequently, the best performing tube from both materials was surgically implanted into the dome of the urinary bladder of male C57BL/6 mice. Twelve-hour, overnight micturition frequency was recorded in healthy, intact animals and animals 2, 3, 5, and 7 days post-surgery. At harvest, bladders were assessed for signs of swelling using gross observation and were subsequently processed for pathological analysis. The greatest extent of bladder swelling was observed on day 2 and 3, which correlated with behavioral voiding data showing significantly impaired bladder function. By day 5, bladder histology and voiding frequency had normalized. Based on the literature and evidence provided by our studies, we propose the following steps for in vivo recording of intravesical pressure and voided volume in an awake mouse: 1) Perform the surgery using an operating microscope and microsurgical tools, 2) Use polyethylene-10 tubing to minimize movement artifacts, and 3) Perform cystometry on post-operative day 5, when bladder swelling resolves.

This study describes the surgical procedures and experimental techniques for performing awake cystometry in a freely moving mouse. In addition, it provides experimental evidence to support its optimization and standardization.

마우스 모델에서 깨어나는 방광 측정을 수행하기위한 절차 평가

Awake filling cystometry has been used for a long time to evaluate bladder function in freely moving mice, however, the specific methods used, vary among ...

Puncture-Induced Iris Neovascularization as a Mouse Model of Rubeosis Iridis

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant for targeting neovascular glaucoma, a sight-threatening complication of diabetic retinopathy. This method is based on the induction of iris vascular response by a series of self-sealing uveal punctures on BALB/c mice and takes advantage of the postpartum maturation of mouse ocular vasculature. Mouse pups undergo uveal punctures from postnatal day 12.5, when the pups naturally open their eyes, until postnatal day 24.5. Due to the transparency of the cornea, iris vasculature can be analyzed easily through time by noninvasive in vivo methods. Furthermore, the semitransparent iris of BALB/c mice can be flatmounted for detailed immunohistologic analysis with minimal non-specific background staining. In this model, angiogenesis is mainly driven by the inflammatory and plasminogen activating systems. The puncture-induced model is the first to induce iris neovascularization in small rodents, and has the advantage of allowing direct noninvasive in vivo analysis of the angiogenic process. Moreover, the model can be combined with angiogenic modulating substances, which highlights its potential in the study of angiogenesis with an in vivo perspective.

Iris neovascularization, a common complication of ischemic retinal disease, may lead to sight-threatening neovascular glaucoma. Here, we describe a murine protocol for inducing experimental iris neovascularization that may be used for noninvasive evaluation of angiogenesis-modulating substances.

마우스 모델 Rubeosis Iridis의 아이리스 Neovascularization 펑크 유발

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Myography 와이어를 사용 하 여 마우스 Mesenteric 동맥의 isometric 수축 측정

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...