We thank Yixian Zheng (Carnegie Institution of Washington, Baltimore, MD) for the original protocol and assistance in initial setup and members of the Lei laboratory for critical reading of the manuscript. This work was funded by the Intramural Research Program of the National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases.

1. بدء دورة: الأجنة البذر ملاحظة: تبدأ الدورة مع 1.5 غرام من المواد التي تم جمعها (خليط يتكون من الأجنة و / أو بعض الاولى يرقات العمر) من الدورة السابقة. سيتم وضع هذه المواد في وعاء من البلاستيك (انظر الجدول المواد / معدات معينة) مع الخميرة خليط فعال حتى مرحلة العذراء. سيتم إغلاق الحاوية بعد إدخال خليط البيولوجي للأجنة ويرقات مع غطاء لتجنب السماح لليرقات من الفرار. فمن الضروري لجعل ثقوب في غطاء من أجل السماح للدوران الهواء. لتجنب هروب اليرقات من خلال الثقوب، وتستخدم المقابس رغوة. وأخيرا، ينصح بارتداء القفازات ومعطف المختبر، وليس فقط في هذا القسم ولكن أيضا في البروتوكول كله، لتجنب الحصول على ملابس قذرة أو تلطيخ مع التبييض. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الحاويات البلاستيكية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> جعل ثلاثة ثقوب مربعة بشفرة حلاقة في غطاء حاوية بلاستيكية لpproximately 2.2 سم. إضافة شريط (3/4 بوصة وسم الشريط) إلى أربع زوايا كل ثقب لضمان تناسب ضيق لشمعات الرغوة (50 × 55 مم، DXL)، ثم وضع المكونات رغوة واحدة في كل حفرة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغطية داخل حاوية بلاستيكية مع غلاف بلاستيكي. خلال هذا الفيلم، إضافة طبقة من القطن لتغطية الجزء السفلي من الحاويات البلاستيكية. المسيل للدموع القطن مع أصابعك. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إعداد الطعام ذبابة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 333 مل من الماء منزوع الأيونات في كوب 500 مل. مع التحريك الكأس مع شريط مغناطيسي، إضافة 167 ميكرولتر من حمض البروبيونيك و1.08 مل من حمض الفوسفوريك، من الحلول الأوراق المالية (99.96٪ و 85٪ على التوالي). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة ببطء 77.5 غراما من الخميرة الجافة النشطة، وتجنب كتل كبيرة. بعد حل الخميرة الجافة، إضافة 38.8 غرام من السكروز. ملاحظة: يجب أن يكون السكروز العنصر الأخير لتضاف لمباشرة بعد إضافة هذا المكون، وسوف يبدأ التخمر. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مباشرة بعد حل السكروز، صبالغذاء على القطن، والتأكد من تغطية القطن بالتساوي. إغلاق وعاء من البلاستيك مع غطاء لتجنب الذباب هرب داخل المختبر تلوث الغذاء. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> و resuspend 1.5 غرام من الأجنة تحصد (لا dechorionated) من الدورة السابقة مع 5 مل من الايثانول 70٪. قطع في نصف اثنين من أوراق الترشيح وتوزيع خليط البيولوجي بالتساوي على 4 قطع باستخدام ملعقة أو الماصة نقل مع طرف واسعة (قطع إذا لزم الأمر). وضع أوراق الترشيح على رأس القطن غارقة وإغلاق الغطاء. وأخيرا، واحتضان الحاويات البلاستيكية في RT (24ºC) والرطوبة (35٪) حتى مرحلة الشرنقة. ملاحظة: يجب عدم وضع الحاويات البلاستيكية في غرفة رطبة، وإلا فإن هذا سوف يشجع نمو البكتيريا. </li></ol> 2. استمرار دورة: من الأجنة إلى الذباب. ملاحظة: هذا جزء من دورة يذهب من الأجنة وضعت في حاوية بلاستيكية في يوم 1 حتى وقت لاحق 9 أيام عندما الذباب الكبار ستخرجمن الشرانق. خلال هذه الأيام 8 لابد من عمل شيء لكن رصد تلك الأجنة التقدم بشكل صحيح إلى المراحل التالية من دورة حياة ذبابة الفاكهة حتى eclosion. إذا يرقات تبدأ الموت وتحول الأسود خلال هذا الوقت، تأكد من أن سدادات الرغوة ليست ضيقة جدا، وبشرط أن يكون جيد التهوية. هذه الفترة هي الوقت المناسب لتنظيف القفص السكان يطير من الدورة السابقة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> أصبحت مراقبة الأجنة 1 شارع الطور اليرقات حوالي 24 ساعة بعد إيداع الإناث الكبار منهم إلى الطعام ذبابة (راجع الخطوة 3). واليرقات الناتجة تغذية من الطعام ذبابة أعدت في الخطوة 1 خلال 4 أيام، وتزايد وطرح الريش مرتين في الثانية 2 و 3 طور مرحلي الثالثة اليرقات. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف القفص السكان الطاير. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القفص في 4 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة على الأقل لإبطاء نشاط الذباب. إزالة الشبكة التي تغطي جانب واحد من القفص، ومع الحركة السريعة، وكأب الجانب مفتوحة مع البلاستيك واقية كبيرحقيبة. صب محتويات القفص في الكيس. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مع حقيبة واقية لا يزال يغطي جانب واحد من القفص، وضع القفص عموديا أكثر من بالوعة مع الجانب حقيبة واقية أسفل. بعناية إزالة كيس من البلاستيك لمنع الذباب الهروب وتخلص منه في حاوية نفايات بيولوجية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعناية فتح الشباك العلوي بما فيه الكفاية لخلق ثقب صغير، وشطف داخل القفص مع الماء، والتي سوف يغسل الذباب في الحوض. ببطء زيادة حجم الثقب، والقضاء على كل الذباب داخل القفص. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تنظيف القفص وكلا شبكات بالماء والصابون. في حين أن شبكات لا تزال رطبة تأمينها على جانبي القفص نظيفة وجافة، وأخيرا وضعت داخل ورقة المختبر معتاد على الثمالة، والتي سوف يمنع الفيلم من البلاستيك أعدت في الخطوة 1.1.2 من الالتصاق إلى القفص. الآن القفص جاهز للدورة المقبلة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد أربعة أيام من الإعداد الأولي، ومراقبة تخدر تصبح خادرة اليرقات. وسوف تظل اليرقات في هذه المرحلة لمدة 4 أيام أخرى. وأشارأورينغ هذه المرحلة الشرانق سوف تغطي سطح القطن بأكمله داخل حاوية بلاستيكية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلال مرحلة العذراء وقبل ظهور الذباب الأولى، فتح وعاء من البلاستيك ووضع الفيلم البلاستيكية التي تحتوي على القطن مع كل الشرانق على ورقة المختبر معتاد على الثمالة داخل القفص السكان نظيفة. إغلاق الشبكة مع عقدة مزدوجة وتنظيف الحاويات البلاستيكية وغطاء للدورة المقبلة. ملاحظة: شرانق الملصقة على غطاء ينبغي التخلص منها وتدميرها من قبل التعقيم أو تجميد قبل eclosion. </li></ol> الذباب 3. الكبار. ملاحظة: بعد 4 أيام من الشرنقة المرحلة الأولى الذباب ستخرج من الشرانق. ضمن 24-48 ساعة يجب أن eclosed كل الذباب. في هذا الجزء من دورة، من المهم أن توفر لهم الغذاء بهدف خلق البيئة المناسبة للتكاثر. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحضير دبس الصواني. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الجمع في 1 لتر قارورة 556.25 مل من H 2 O منزوع الأيونات، 90 مل من دبس السكر، و 22 غراما من أجار. الأوتوكلاف مع بقضيب لمدة 30 دقيقة، باردة وإضافة 9.25 مل من 10٪ Tegosept في 95٪ ETOH. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> يسكب المزيج في صينية اللحم من 21 × 14.5 سم. تأكد من أن حجم ما يكفي لتغطية 15-17 الصواني. الانتظار 10-20 دقيقة لترسيخ وتغطية كل علبة مع فيلم من البلاستيك لتجنب جفاف. عدة قوارير من 1 L يمكن أن تكون مستعدة في نفس الوقت. تخزين الدبس صواني في 4 درجة مئوية ملفوفة في البلاستيك حتى المطلوبة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة علبة الدبس مغطاة الخميرة الرطب داخل القفص مع الذباب الكبار. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل أن يضيف لوحة، ووضع القفص في 4 درجة مئوية في غرفة باردة لمدة 30 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 200 مل من H 2 O منزوع الأيونات في كوب ويصب ببطء الخميرة الجافة مع التحريك بملعقة. إيقاف إضافة الخميرة الجافة عندما يصبح الخليط حوالي اتساق زبدة الفول السوداني لمنع الذباب يعلقوا في الغذاء. ملاحظة: من المهم عدم السماح الحل الغذائية ليصلب وإلا فإنه سيكون من الصعب جدا لتغطيةالدبس صينية واستخراج البيض أثناء عملية الحصاد (انظر القسم 4.3). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة فيلم من البلاستيك من علبة واحدة الدبس، وتغطي بطبقة من الخميرة الرطب مستعدة جديدة باستخدام ملعقة أو ملعقة. تأكد من أن يتم تغطية كامل سطح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في حين القفص لا يزال في غرفة باردة، فتح الشباك وبعناية إضافة علبة دبس السكر مع الخميرة الرطب في قفص. إغلاق شبكة الإنترنت، ووضع القفص في RT. ملاحظة: قد يكون من المفيد لتغطية لوحة مع صينية اللحم فارغة أثناء الإدراج، ولكن تأكد من عدم منع وصول الذباب إلى علبة الدبس. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تغيير لوحة الطعام كل 24-48 ساعة لتجنب الخميرة للحصول على جافة جدا. الذباب الكبار حساسة جدا للجفاف. </li></ol> 4. نهاية دورة: حصاد الأجنة ملاحظة: خصوبة أفضل ذبابة هي 3-5 أيام بعد eclosion. ولذلك، فإن الحصاد خلال هذه الفترة الحصول على أفضل عائد الجنين. مجموعات بعد المرجوة هي COMPLEتيد، ودورة قد انتهت. ينبغي التضحية الذباب والقفص تنظيفها كما هو محدد في الخطوة 2.2. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عادة، بعد 2 أيام eclosion الطيران، وإدخال الدبس جديدة صينية مع الغذاء الرطب الطازج في قفص، كما هو موضح في القسم 3.2.5. لزيادة الغلة من البيض الترسيب، مع مساعدة من الأصابع، وجعل السطح من الخميرة الرطب غير منتظمة قدر الإمكان. إذا صينية الطعام القديمة موجودة في القفص، قبل أن يضيف لوحة جديدة، وإزالة بعناية وتخلص منه في حقيبة واقية. آخر نصيحة لزيادة العائد لإزالة طبقة من القطن لذلك سيتم وضع كل البيض في الطعام. الحفاظ على القفص في RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مراقبة الأجنة كنقاط صغيرة بيضاء. ملاحظة: البيض جاهزة للجمع. للصيانة الروتينية من القفص الطاير، 2 جمع اليوم هو الوقت الموصى به. ستحتوي هذه المجموعة في معظمها الأجنة وعدد قليل من 1 شارع الطور اليرقات. رؤية النتائج ممثل عن عوائد نموذجية من الأجنة حصادها لمختلف كولينقاط الوقت ction. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حصاد الأجنة <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القفص في غرفة باردة لمدة 30 دقيقة. في الوقت نفسه إعداد وعاء من البلاستيك والمواد الغذائية الطيران للدورة المقبلة كما هو موضح في القسم 1. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في صينية الأوتوكلاف 8 L إضافة الماء إلى ربع إجمالي الطاقة الإنتاجية ومن ثم إضافة 1 مل من 10٪ تريتون X-100. في حين القفص هو في غرفة باردة إزالة بعناية لوحة الدبس ووضعه داخل كيس واقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة علبة من الكيس ويغرق بسرعة (لمنع الذباب من الهروب) في حل المنظفات في علبة التعقيم. إغلاق حقيبة واقية وضعت في حاوية واقية. والذباب لا يغرق في الماء الذي لا يحتوي على مواد التنظيف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام الفرشاة الكبيرة والمقطر مدفع المياه لغسل الأجنة والخميرة الخروج من دبس السكر. تجاهل لوحات ودبس السكر في مربع واقية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب حل بعناية من خلال مجموعة غربال ثلاثة (خشن غربال 30 على القمة، 40 في الوسط و 100 في الأسفل). غسل كتل سن المستوى مع بندقية الماء المقطر حتى لا تظل كتل. ملاحظة: الكبار الذباب وسيتم الاحتفاظ 3 طور مرحلي الثالثة اليرقات في غربال 30. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> شطف الدرج الأوتوكلاف مع الماء المقطر وصب ماء الشطف من خلال مناخل. إزالة أعلى غربال وتكرار العملية إذا بقيت كتل الخميرة. ومعظم الحادي و1 و كل من اليرقات طور مرحلي 2 الثانية البقاء في غربال 40. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة غربال الثاني. مادة صفراء في (القاع) غربال الثالث هو خليط من الأجنة والصغيرة 1 شارع الطور اليرقات. استخدام مدفع الماء المقطر لنقل كل البيض إلى جانب واحد من غربال. جمعها مع ملعقة ووزن لهم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلال هذه الدورات العائد جمع الأجنة / اليرقات يتراوح بين 7 و 13 غرام. استخدام سوى 1.5 غرام من هذه المواد لبدء دورة جديدة (المادة 1). استخدام ما تبقى من الأجنة لمزيد من المعالجة أو يمكن التخلص منها. </li></ol></li></ol> 5. وعلاوة على ذلكمعالجة ملاحظة: الأجنة لا تستخدم للاستمرار من السكان يمكن استخدامها على الفور لإجراء التجارب أو بدلا من ذلك يمكن تجميدها في -80 درجة مئوية. لكلا الخيارين، قد تحتاج إلى أولا dechorionated الأجنة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> لdechorionation، وغسل الأجنة لمدة 2 دقيقة في 50٪ من محلول التبييض وشطف جيدا بالماء المقطر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تجميد الأجنة، أول الجافة عن طريق الضغط بقوة مع منشفة ورقية، ثم وزن وضعها، مع مساعدة من ملعقة، إلى 15 أو 50 مل أنبوب مخروطي الشكل. أخيرا غمر أنبوب مخروطي في السائل N 2 لبضع ثوان. </li></ol>

<ol>
	<li>Lim, S. J., Boyle, P. J., Chinen, M., Dale, R. K., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome-wide+localization+of+exosome+components+to+active+promoters+and+chromatin+insulators+in+Drosophila.">Genome-wide localization of exosome components to active promoters and chromatin insulators in Drosophila.</a> Nucleic Acids Res. 41, 2963-2980 (2013).</li><li>Ong, C. T., Van Bortle, K., Ramos, E., Corces, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Poly(ADP-ribosyl)ation+regulates+insulator+function+and+intrachromosomal+interactions+in+Drosophila.">Poly(ADP-ribosyl)ation regulates insulator function and intrachromosomal interactions in Drosophila.</a> Cell. 26, 148-159 (2013).</li><li>Gonzalez, I., Mateos-Langerak, J., Thomas, A., Cheutin, T., Cavalli, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+regulators+of+the+three-dimensional+polycomb+organization+by+a+microscopy-based+genome-wide+RNAi+screen.">Identification of regulators of the three-dimensional polycomb organization by a microscopy-based genome-wide RNAi screen.</a> Mol Cell. 8, 485-499 (2014).</li><li>Magbanua, J. P., Runneburger, E., Russell, S., White, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+variably+occupied+CTCF+binding+site+in+the+ultrabithorax+gene+in+the+Drosophila+bithorax+complex.">A variably occupied CTCF binding site in the ultrabithorax gene in the Drosophila bithorax complex.</a> Mol Cell Biol. 35, 318-330 (2014).</li><li>Maksimenko, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+new+insulator+proteins,+Pita+and+ZIPIC,+target+CP190+to+chromatin.">Two new insulator proteins, Pita and ZIPIC, target CP190 to chromatin.</a> Genome Res. 25, 89-99 (2015).</li><li>Lei, E. P., Corces, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA+interference+machinery+influences+the+nuclear+organization+of+a+chromatin+insulator.">RNA interference machinery influences the nuclear organization of a chromatin insulator.</a> Nat Genet. 38, 936-941 (2006).</li><li>Matzat, L. H., Dale, R. K., Moshkovich, N., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-specific+regulation+of+chromatin+insulator+function.">Tissue-specific regulation of chromatin insulator function.</a> PLoS Genet. 8, e1003069 (2012).</li><li>King, M. R., Matzat, L. H., Dale, R. K., Lim, S. J., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+RNA-binding+protein+Rumpelstiltskin+antagonizes+gypsy+chromatin+insulator+function+in+a+tissue-specific+manner.">The RNA-binding protein Rumpelstiltskin antagonizes gypsy chromatin insulator function in a tissue-specific manner.</a> J Cell Sci. 1, 2956-2966 (2014).</li><li>Sisson, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culturing+large+populations+of+drosophila+for+protein+biochemistry.">Culturing large populations of drosophila for protein biochemistry.</a> Cold Spring Harb Protoc. , (2007).</li><li>Shaffer, C. D., Wuller, J. M., Elgin, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Raising+large+quantities+of+Drosophila+for+biochemical+experiments.">Raising large quantities of Drosophila for biochemical experiments.</a> Methods Cell Biol. 44, 99-108 (1994).</li><li>Roberts, D. B., Standen, G. N., Roberts, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+elements+of+Drosophila+biology+and+genetics.">The elements of Drosophila biology and genetics.</a> Drosophila: A practical approach. , 1-53 (1998).</li><li>Ashburner, M., Roote, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culture+of+Drosophila:+The+laboratory+setup.">Culture of Drosophila: The laboratory setup.</a> Cold Spring Harb Protoc. , (2007).</li><li>Dahlberg, O., Shilkova, O., Tang, M., Holmqvist, P. H., Fb Mannervik, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=P-TEb,+The+super+elongation+complex+and+mediator+regulate+a+subset+of+non-paused+genes+during+early+Drosophila+embryo+development.">P-TEb, The super elongation complex and mediator regulate a subset of non-paused genes during early Drosophila embryo development.</a> PLOS Genet. 13, e1004971 (2015).</li><li>Zhang, S. D., Odenwald, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Misexpression+of+the+white+(w)+gene+triggers+male-male+courtship+in+Drosophila.">Misexpression of the white (w) gene triggers male-male courtship in Drosophila.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 6, 5525-5529 (1995).</li><li>Chak, L. L., Mohammed, J., Lai, E. C., Tucker-Kellogg, G., Okamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+deeply+conserved,+noncanonical+miRNA+hosted+by+ribosomal+DNA.">A deeply conserved, noncanonical miRNA hosted by ribosomal DNA.</a> RNA. 21, 375-384 (2015).</li><li>Moshkovich, N., Lei, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HP1+recruitment+in+the+absence+of+argonaute+proteins+in+Drosophila.">HP1 recruitment in the absence of argonaute proteins in Drosophila.</a> PLOS Genet. 12, e1000880 (2010).</li><li>Pandey, U. B., Nichols, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+disease+models+in+Drosophila+melanogaster+and+the+role+of+the+fly+in+therapeutic+drug+discovery.">Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery.</a> Pharmacol Rev. 63, 411-436 (2011).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

يمكن أن تبدأ مع 1.5 غرام من مادة واحدة الحصول على العائد من الأجنة التي تم جمعها ما بين 7 و 13 غ لكل دورة. للحصول على هذا المبلغ من المواد التي لا بد من المحافظة على ظروف زراعة المناسبة لجميع مراحل دورة الطيران. أهم المعايير هي درجة الحرارة والرطوبة، والتي ينبغي أن تكون 24 درجة مئوية و 35٪ على التوالي. إذا كانت هذه المعلمتين لا يمكن ثابتة في البيئة الطبيعية للمختبر، ان احد الاحتمالات لوضع القفص يطير إلى حاضنة أو الغرفة البيئية. البروتوكولات الأخرى يوصى به 70٪ الرطوبة وأيضا 24 ساعة دورة ضوء الظلام مستمرة لزيادة الغلة من البيض المنتج 9،10. ولكن الحفاظ على الرطوبة حوالي 35٪ يتجنب التلوث الجرثومي، وبما أن الهدف من هذا البروتوكول هو فقط الحفاظ على قفص السكان، يتم الاحتفاظ الذباب في ضوء البيئة الطبيعية للمختبر. نقطة أخرى مهمة هي أن تبقي ديsturbances إلى الكبار الذباب عند أدنى مستوى ممكن. قد يكون من المستحسن أن تبقي القفص في مكان منفصل عن غرفة ذبابة لتجنب التلوث من غيرها من الذباب. لا ينصح زراعة من أعداد كبيرة من المعدلة وراثيا والذباب متحولة، لأنه من الصعب جدا للحفاظ على نقاء، وأنها يمكن أن تظهر وضوحا سلوك التزاوج الشاذ في أقفاص كبيرة من السكان 14. مشكلة واحدة محتملة في حين زرع ذبابة الفاكهة بكميات كبيرة هو وجود كائنات حية أخرى مثل العث و / أو العفن، والتي سوف تنافس على الغذاء، وبالتالي تقليل العائد من البيض المنتج. لتجنب هذا، من المهم جدا للحفاظ على جميع المعدات نظيفة، وغسل القفص والشباك ويطير صناديق بالماء والصابون، والتخلص من المواد المتاح (شمعات الرغوة) بعد كل دورة. للحد من العفن تنمو، تضاف البروبيونيك وحمض الفوسفوريك في الخميرة الرطب عند إعداد الطعام ذبابة في الخطوة1.2 وTegosept عند إعداد العسل الأسود صينية في الخطوة 3.1. ومن المفيد في بعض الأحيان إلى المواد مكان مثل مربع من البلاستيك أو غرابيل في -20 C عندما يكون الوقت قصير والمواد لا يمكن تنظيفها على الفور. تحدث دورة جمع كلها في 14-15 يوما تبدأ عندما يتم المصنف الأجنة في مربع الطاير وتنتهي مع اليوم جمع الماضي. خلال هذه الفترة من الزمن، فمن المستحسن لتنظيم جدول زمني من أجل أن نتذكر جميع الخطوات اللازمة لصيانة قفص الطيران السكان (الشكل 2)، مفصلة في قسم البروتوكول. من اليوم أن البيض المصنفة، حتى تظهر الذباب الكبار، فمن الضروري فقط لتفقد مربع من البلاستيك، وعندما يحدث التشرنق، لوضعها داخل القفص. بعد ذلك، والذباب يجب أن يكون الطعام كل 2-3 أيام حتى يتم المصنف الأجنة لدورة جديدة. في البروتوكول كله، وأطول يوم هو خلال جمع وزرع الأجنة لبدء دورة جديدة. اق علق في البروتوكول، وأفضل عائد البيض هو 3 - 5 أيام بعد eclosion الكبار، وأخيرا يتراجع في وقت لاحق 2 أيام. هذا يعطينا بعض المرونة لاختيار اليوم الذي سيتم تنفيذ حصاد البيض. إذا لأي سبب من الأسباب العائد من الأجنة التي تم جمعها أقل من المبلغ المطلوب بدءا (1.5 غرام)، واحد دائما يمكن إضافة العسل الأسود صينية جديدة وجمع المزيد من البيض في اليوم التالي. لمجموعات ثابتة، فمن المستحسن للحفاظ 2 أقفاص في موازاة ذلك، وإذا كانت هناك حاجة كميات أكبر من الأجنة، فمن غير الممكن أيضا استخدام أقفاص أكبر. في حالة القيام مجموعات زمنية قصيرة، طريقة واحدة لزيادة الغلة للاستفادة من انفجار وضع البيض في الصباح. هناك العديد من المزايا من جمع كميات كبيرة من مراحل النمو المختلفة. على سبيل المثال، تم استخدام الأجنة التي تم جمعها من أقفاص السكان بنجاح كبير في فحوصات مناعي 6-8، collectio الشاملوقد أثبتت ن من أنسجة اليرقات من اليرقات فصلها لتكون مصدرا جيدا للغاية بالنسبة 3C التجارب 4 والاستعدادات RNA 15، ولقد تم استخدام رؤوس من الذباب الكبار للتجارب رقاقة 16. وبالإضافة إلى ذلك، غالبا ما يحتاج الكبار إلى جعل مقتطفات الطيران لزراعة الأنسجة 17. واحدة من أكثر التطبيقات الواعدة من القفص هو توفير المواد لفحوصات عالية الإنتاجية التي تسمح للتحليل وفحص الجينات، النصوص والبروتينات والأيض ردا على التعرض لمسببات الأمراض، والجزيئات البيولوجية، والمواد الكيميائية والإشعاع المؤين. في هذه المقايسات على نطاق واسع مطلوب أعداد كبيرة من الأفراد، والقفص السكان ذبابة الموصوفة هنا يمكن أن تكون مفيدة جدا من أجل الحصول على كميات كبيرة من المواد خلال مراحل مختلفة من دورة حياة ذبابة الفاكهة لتحليل وفحص 18.

جعلت القدرة على الجمع بين النهج الوراثية والبيوكيميائية ذبابة الفاكهة كائن مناسبة خاصة بالنسبة للكيمياء الحيوية والبيولوجيا الجزيئية الدراسات 1-3. وغالبا ما تتطلب هذه الدراسات كميات كبيرة من المواد البيولوجية، ليس فقط من الذباب الكبار، ولكن أيضا من اليرقات 4، 5 الشرانق والأجنة 6-8. للحصول على كميات كبيرة من المواد، الباحثين الذباب مثقف باستخدام الحاويات الكبيرة المعروفة باسم يطير &quot;أقفاص السكان&quot;. تتكون هذه الأقفاص من اسطوانة مصنوعة من البلاستيك بواسطة شبكة من الجانبين مغطاة للسماح لإدخال المواد الغذائية داخل القفص دون الذباب الهرب. ويمكن لهذه الأقفاص تكون محلية الصنع 9-11 أو شراؤها من شركة (انظر الجدول المواد / معدات معينة). والميزة الرئيسية لاستخدام هذا النظام لزراعة أعداد كبيرة من الذباب هي أن دورة من ذبابة الفاكهة 12 يمكن التحكم في الطريقة التي تتطور كل الذباب في إعادةتزامن latively الطريقة. ويتحقق هذا التزامن عن طريق بذر أجنة جديدة، وتغذية اليرقات / الذباب والتضحية الذباب الكبار في أوقات محددة. باستخدام السكان ذبابة متزامنة مفيدة بشكل خاص للدراسات التنموية 13. بداية قفص السكان الجدد من عدد قليل من الذباب هي عملية تستغرق وقتا طويلا تتطلب العديد من الدورات من التضخيم 9-11. حتى باستخدام حاويات أكبر مثل زجاجات ثقافة ذبابة أو minicages، يمكن أن العملية برمتها تستمر لأشهر. لتجنب هذه تستغرق وقتا طويلا الخطوة، العديد من المختبرات ذبابة الفاكهة تحافظ بانتظام مثل هذه الأقفاص. ومن الأكثر ملاءمة لبدء قفص جديد ابتداء من جمع الأجنة من قفص السكان بالفعل. بشكل عام، فإن معظم معامل تحتفظ أقفاص السكان wildtype، مثل ولاية أوريغون R أو كانتون S. تقدم هذه المخطوطة بروتوكول مفصلة للحفاظ على أقفاص السكان الطاير.

<table><tbody><tr><td>Bacto-Agar</td><td>Beckton Dickinson</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Curity practical cotton roll</td><td>Kendall</td><td>2287</td><td></td></tr><tr><td>Dry yeast</td><td>Affymetrix</td><td>23540</td><td></td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>GE Healthcare Life Science</td><td>1001-085</td><td></td></tr><tr><td>Foam tube plugs</td><td>Jaece</td><td>L800-D2</td><td>50 mm Diameter x 55 mm Length</td></tr><tr><td>Fly population cage</td><td>Flystuff</td><td>59-116</td><td>9&amp;Prime; Diameter x 14.4&amp;Prime; Length. Includes the nets for the cage.</td></tr><tr><td>Meat tray</td><td>Genpak</td><td>1002S (#2S)</td><td>8.25 x 5.75 x 0.5 inches</td></tr><tr><td>Molasses</td><td>Grandma&amp;acute;s</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic container</td><td>Rubbermaid</td><td>4022-00</td><td></td></tr><tr><td>Plastic film</td><td>Glad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phosphoric acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>S 93326</td><td>Toxic. Handle in Chemistry Hood</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>A258-500</td><td>Toxic. Handle in Chemistry Hood</td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #100</td><td>VWR</td><td>57324-400</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #40</td><td>VWR</td><td>57324-272</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #30</td><td>VWR</td><td>57324-240</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>MP</td><td>152584</td><td></td></tr><tr><td>Tegasept</td><td>LabScientific</td><td>FLY5501</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X100</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr></tbody></table>

maintenance of a drosophila melanogaster population cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

ويستند في الحفاظ على السكان قفص ذبابة على دورة حياة الذبابة. لذلك، بعد وضع خليط البيولوجي الأولي للأجنة ويرقات في وعاء من البلاستيك (الشكل 1A) البويضة الملقحة سوف تصبح اليرقات في ما لا يزيد عن 2 يوما، وسوف اليرقات تنمو لمدة 4 أيام، وتزامن نسبيا خلال مختلف مراحل اليرقات طور مرحلي ( انظر الشكل 1B). بعد اليرقات قد أكملت 3 طور مرحلي الثالثة مرحلة اليرقات فإنها تخدر تصبح خادرة وتغطية سطح القطن داخل الحاوية البلاستيكية مع بعض على السطح الداخلي للغطاء (الشكل 1C). وهذه الفترة التشرنق يذهب لمدة 4 أيام المقبلة حتى الانتهاء من الذباب عملية التحول. خلال هذه الفترة فمن المستحسن لنقل الذباب في قفص. وسوف يبدأ الذباب الكبار الأولى لeclose في يوم 9-10 بعدسوف بدء دورة (1D الشكل) ويوم 11 فقط منهم ظهرت من الشرانق. يتم الحصول على أفضل عائد من جمع الأجنة 3 - 5 أيام بعد eclosion (يوم 13 إلى 15) وينخفض ​​في نهاية المطاف في يوم 17 (7 أيام بعد eclosion). ولذلك، فمن المستحسن أن إضافة علبة الأخيرة من الأغذية الطازجة في يوم 13، وجمع البيض في يوم 15 (الشكل 1E وواو). وهذا سوف يسمح جمع أكبر عدد ممكن من الأجنة. إضافة يوم إضافي ثالث قبل أن يقلل من العائد من الأجنة التي تم جمعها جمع قد يؤدي إلى الغذاء يجري جافة جدا وبالتالي. ويبين الجدول 1 العائد من 6 مجموعات دورة متتالية، مع وجود مادة بدءا من 1.5 غرام في كل دورة، والشكل 2 هو الجدول الزمني الموصى بها لجمع دورة كاملة. المادة تحصد في يوم 260؛ فترات تتكون في معظمها من الأجنة. ولكن عدد قليل من اليرقات موجودة أيضا. لأغراض الصيانة القفص هذه اليرقات ليست مشكلة، حيث من المتوقع قدرا من asynchronicity. على الرغم من ذلك لبعض التجارب والكيمياء الحيوية، ونقاء من هذه الأجنة مهم جدا، ولكن في نفس الوقت من الضروري أيضا لجمع كميات كبيرة من البيض لتنفيذ هذه التجارب. لهذا السبب تم تنفيذ عدة مجموعات قصيرة متتالية في 1 ساعة و 3 ساعات، بعد إضافة بسرعة في RT لوحة جديدة مع الغذاء، لتوفير تقدير المحصول والنقاء التي يمكن الحصول عليها مع هذا الأسلوب (الجدول 2 والشكل 3) . بدأت مجموعات 1 ساعة على التوالي مع العائد المنخفض جدا (14.5 ملغ) ولكن بعد ذلك كميات من الأجنة زيادة في كل مرة يتم جمعها لكن في المرة الأخيرة. العائد المنخفض في البداية قد يكون راجعا إلى الذباب الذي أكد خلال عملية تغيير الطعام ولكن في وقت لاحق التأقلم. من ناحية أخرى، لا لاروقد لوحظت الدرهم في مجموعات متتابعة خمسة (الشكل 3A)، وتبين أن مجموعات أقصر العائد العالي النقاء. إذا لم تتم إزالة القطن من القفص، فإن احتمال أن اليرقات من نقاط وقت سابق تبقى وأدخل يتم زيادة وحة جديدة. حتى عندما تتم إزالة القطن، في بعض الأحيان اليرقات ويهيمون على وجوههم على جانب القفص ودخول المواد الغذائية خلال مجموعة. بالنسبة للمجموعات 3 ساعة على التوالي، تراوح العائد 840-1250 ملغ، أي حوالي 10 مرات أكثر من الغلات المنتجة في مجموعات ساعة 1. كان على نقاء هذه الأجنة قرب 100٪ (الشكل 3B). وقد لوحظت اليرقات في بعض الأحيان. تتطلب بعض الدراسات التنموية تزامن صارم جدا للأجنة التي تم جمعها. لزيادة نقاء التزامن، فمن المستحسن أن يتخلص من لوحة مجموعة الأولى لأنه إذا الظروف ليست مثالية، يمكن الإناث تحتفظ البيض أكثر نضجا وإيداعم عندما تتحسن الظروف، كما هو الحال مع إدخال لوحة جديدة. كما أنه من المهم أن نعرف أن أقدم الذباب الكبار (&gt; 6 أيام) تنتج أجنة أقل متزامنة. للتحقق من درجة من التزامن مع دقة عالية، ينصح تلطيخ دابي من الأجنة التي تم جمعها. <img alt="الشكل 1" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig1.jpg" /> الشكل 1. دورة ذبابة الفاكهة الحياة في قفص السكان ذبابة. (A) بدء دورة البذر 1.5 غرام من الأجنة في وعاء صندوق من البلاستيك. كمرجع، في اللوحة السفلى، وطول ورقة الترشيح هو 8.5 سم. (ب) يرقات أن زراعة متزامنة نسبيا بعد 5 أيام من بدء الدورة. (C) في يوم 8، أكثر من الذباب هم في مرحلة الخادرة. انخفاض وحات في B (B &#39;) وC<html> (C &#39;) هي تكبير من المجالات المشار إليها في لوحات العليا. الذباب (D) الكبار ظهرت من الشرانق بعد 10 يوما بدء دورة. (E) الكبار الذباب داخل القفص السكان قبل البدء في عملية جمع الأجنة، في يوم 15. المادة صفراء على الطعام ذبابة على البيض المخصب. (F) الأجنة (وعدد قليل من اليرقات) التي تم جمعها في الجزء السفلي من منخل 100 خشن، بعد دورة قفص بأكملها. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53756/53756fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <img alt="الشكل 2" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig2.jpg" /> الشكل 2. كامل الجدول مجموعة دورة. ويبين الشكل 2 الجدول الزمني الموصى بها لجمع دورة كاملة.<html> ر = &quot;_ فارغة&quot;&gt; الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم. <img alt="الشكل (3)" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig3.jpg" /> الشكل 3. الطهارة من 1 ساعة و 3 ساعة مجموعات متتالية. صورة الممثل من الأجنة التي تم جمعها في 1 ساعة (A) والموارد البشرية 3 (ب) بعد إضافة علبة جديدة من المواد الغذائية. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53756/53756fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لعرض نسخة أكبر من هذا الرقم.</a> <table style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> عدد دورة </td><td> العائد (ز) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 10.3 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 9.5 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 10.3 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 12.7 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 7.1 </td></tr></tbody></table>ntent &quot;FO: المحافظة على together.within الصفحات =&quot; 1 &quot;&gt; الجدول 1. العائد من عدة مجموعات دورة يبين الجدول 1 العائد من 6 مجموعات دورة متتالية، مع وجود مادة بدءا من 1.5 غرام في كل دورة، وكان آخر. تمت إضافة علبة من الطعام في يوم 13 واجريت الحصاد في يوم 15. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> مجموعة # </td><td> طول جمع (ساعة) </td><td> العائد (ملغ) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 14.5 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 1 </td><td> 21.6 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 1 </td><td> 56.1 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 1 </td><td> 160.1 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 1 </td><td> 106.1 </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 3 </td><td> 960 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 3 </td><td> 840 </tد&gt; </tr><tr><td> 3 </td><td> 3 </td><td> 1250 </td></tr></tbody></table> الجدول 2. العائد من 1 ساعة و 3 ساعة مجموعات متتالية. ويبين الجدول 2 العائد من 5 مجموعات متتالية 1 ساعة بعد إضافة طعام جديد و3 مجموعات متتالية 3 ساعة بعد وضع لوحة الدبس جديدة.

Watch this Scientific Journal Video about Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage at JoVE.com

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

صيانة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; عدد السكان قفص

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

maintenance-of-a-drosophila-melanogaster-population-cage

Research

JoVE Journal

Biology

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

13.1K Views.  National Institutes of Health. This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Video: Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is a model for understanding microbial interactions with animal hosts, facilitated by approaches to rear large sample sizes of Drosophila under microorganism-free (axenic) conditions, or with defined microbial communities (gnotobiotic). This work outlines a method for collection of Drosophila embryos, hypochlorite dechorionation and sterilization, and transfer to sterile diet. Sterilized embryos are transferred to sterile diet in 50 ml centrifuge tubes, and developing larvae and adults remain free of any exogenous microbes until the vials are opened. Alternatively, flies with a defined microbiota can be reared by inoculating sterile diet and embryos with microbial species of interest. We describe the introduction of 4 bacterial species to establish a representative gnotobiotic microbiota in Drosophila. Finally, we describe approaches for confirming bacterial community composition, including testing if axenic Drosophila remain bacteria-free into adulthood.

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

A method for rearing Drosophila melanogaster under axenic and gnotobiotic conditions is presented. Fly embryos are dechorionated in sodium hypochlorite, transferred aseptically to sterile diet, and reared in closed containers. Inoculating diet and embryos with bacteria leads to gnotobiotic associations, and bacterial presence is confirmed by plating whole-body Drosophila homogenates.

تربية ذبابة الفاكهة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; تحت ممحوضة ومعروف المعايشات شروط

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

Developmental Biology

An Automated Method to Determine the Performance of Drosophila in Response to Temperature Changes in Space and Time

Temperature is a ubiquitous environmental factor that affects how species distribute and behave. Different species of Drosophila fruit flies have specific responses to changing temperatures according to their physiological tolerance and adaptability. Drosophila flies also possess a temperature sensing system that has become fundamental to understanding the neural basis of temperature processing in ectotherms. We present here a temperature-controlled arena that permits fast and precise temperature changes with temporal and spatial control to explore the response of individual flies to changing temperatures. Individual flies are placed in the arena and exposed to pre-programmed temperature challenges, such as uniform gradual increases in temperature to determine reaction norms or spatially distributed temperatures at the same time to determine preferences. Individuals are automatically tracked, allowing the quantification of speed or location preference. This method can be used to rapidly quantify the response over a large range of temperatures to determine temperature performance curves in Drosophila or other insects of similar size. In addition, it can be used for genetic studies to quantify temperature preferences and reactions of mutants or wild-type flies. This method can help uncover the basis of thermal speciation and adaptation, as well as the neural mechanisms behind temperature processing.

An Automated Method to Determine the Performance of Drosophila in Response to Temperature Changes in Space and Time

Here we present a protocol to automatically determine the locomotor performance of Drosophila at changing temperatures using a programmable temperature-controlled arena that produces fast and accurate temperature changes in time and space.

أسلوب الآلي لتحديد أداء المورفولوجية في استجابة للتغيرات في درجة الحرارة في المكان والزمان

Temperature is a ubiquitous environmental factor that affects how species distribute and behave. Different species of Drosophila fruit flies have specific ...

Behavior

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

تحديد العفوي الحركي آخر في<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

الظروف التي تؤثر في الفضاء الاجتماعي<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

تستخدم علفا بروتوكول مسار طول ل<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; يرقات

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

قياس عمر في<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

شفوي من العدوى البكتيرية وإلقاء في melanogaster المورفولوجية

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

Circadian Entrainment من دروسوفيليا ميلانوغاستر

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Drosophila Maintenance

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of these critters may seem as easy as leaving a banana on your kitchen counter for too long, a productive fly colony in the lab requires careful husbandry and maintenance.
This video demonstrates the necessary steps for maintaining a healthy fly stock. The overview begins with the preparation and storage of the yeast and sugar-containing media on which flies feed. Next, the vessels most commonly used for housing Drosophila are shown, as well as how and when to move flies between these containers. Finally, the presentation also includes examples of the ways in which housing and feeding conditions are manipulated for biological experiments.

Maintenance and Husbandry of Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of ...

Education

JoVE Science Education

Basic Biology

Biology I: yeast, Drosophila and C. elegans

Drosophila Courtship Conditioning: A Method to Test Learning and Memory In Flies

Source: Koemans, T. S., et al. <a href="https://www.jove.com/video/55808/" target="_blank">Drosophila Courtship Conditioning As a Measure of Learning and Memory</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a classical conditioning assay that tests learning and memory in Drosophila, called courtship conditioning. The assay is based on the reduction of male courtship after experiencing a rejection by a non-receptive premated female. The example protocol shows a setup for the procedure that can be used to assess short- and long-term memory.

صيانة

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

تربية ذبابة الفاكهة

أسلوب الآلي لتحديد أداء المورفولوجية في استجابة للتغيرات في درجة الحرارة في المكان والزمان

تحديد العفوي الحركي آخر في

الظروف التي تؤثر في الفضاء الاجتماعي

تستخدم علفا بروتوكول مسار طول ل

قياس عمر في

شفوي من العدوى البكتيرية وإلقاء في melanogaster المورفولوجية

Circadian Entrainment من دروسوفيليا ميلانوغاستر

Drosophila Maintenance

ذبابة الفاكهة تكييف الخطوبة: طريقة لاختبار التعلم والذاكرة في الذباب