وأيد هذا العمل من خلال تمويل من مؤسسة إليسون الطبية (SDP، <a href="http://www.ellisonfoundation.org/index.jsp" target="_blank">http://www.ellisonfoundation.org/index.jsp</a> )، NIH K01AG031917 (NJL، <a href="http://www.nih.gov" target="_blank">http://www.nih.gov/</a> )، NIH-35 5T32GM007315 (JR) وNIH R01AG030593 (SDP). استخدام هذا العمل لموارد الأساسية الشيخوخة ذبابة الفاكهة (DAC) من مركز صدمة ناثان التميز في البيولوجيا الشيخوخة الممولة من قبل المعهد الوطني للشيخوخة P30-AG-013283 ( <a href="http://www.nih.gov" target="_blank">http://www.nih.gov/</a> ). فإن الكتاب أود أن أشكر مختبر لإجراء مناقشات مفيدة Pletcher وتشونغ خاصة بريان لقراءة نقدية للمخطوطة. نود أن نعترف نيك آشر وBorowicz كاثرين لمساعدتها في جمع البيانات.

نوصي تخزين الأطعمة التجريبية، ومعجون الخميرة، وأجار لوحات العنب التي تظهر في البروتوكول في C ° 4 و استخدامها في غضون 1-2 أشهر طالما العفن وجفاف لم نحدد فيها الظروف البيئية القياسية لكل من اليرقات والكبار تنظيم تنطوي صيانة الذباب في حاضنة في C ° 25 مع دورة الضوء 12:12 ساعة الظلام والرطوبة النسبية 60٪. 1. إعداد تجريبية من السلع الغذائية <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> للنمو اليرقات، نستخدم معهد كاليفورنيا للتكنولوجيا معدلة متوسطة 5، الذي هو مختصر في هذا البروتوكول CT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نوصي اتباع نظام غذائي لذبابة الفاكهة الكبار (SY) التي تتكون من السكر (السكروز) والخميرة (خميرة البيرة كله مجفف بالتجميد) في قاعدة أجار 2٪، الذي سبق غليه، على أن تستكمل مع المضادات الحيوية والأدوية المضادة للفطريات، وتوزيع (10 مل لكل قنينة) 6. وينبغي أن يسمح لترسيخ والغذاء لمدة 12-24 ساعة تتبخر قبل التخزين. لأنه لا يمكن البيئة المغذيات substanطول العمر tially أثر، والاتساق في عمليات الطبخ أمر ضروري سواء داخل تجربة وللمقارنة بين التجارب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إذا هو وكيل الدوائية التي يمكن ان تضاف الى الغذاء الكبار، ويمكن أن تكون مختلطة في هذا الدواء دفعة صغيرة من الطعام والطبقات (2 مل) على سطح المواد الغذائية، مع قارورة تحتوي على طبقات شاهدة تتلقى السيارة وحدها. </li></ol> 2. إعداد عجينة الخميرة لايف الجمع بين 5-6 مل من الماء مع 3 غرام من الخميرة الجافة النشطة وتخلط جيدا. ينبغي للاتساق عجينة الخميرة التي تكون من زبدة الفول السوداني على نحو سلس. 3. إعداد لوحة آجار العنب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة حزمة من خلائط جاهزة أجار العنب في 500 مل من الماء المقطر في دورق مل 1000 واتبع التعليمات التي تظهر على الحزمة إلى حل مزيج أجار العنب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> صب بعناية طبقة سميكة من الخليط في أطباق بتري 100 ملم مع تجنب تشكيل فقاعة. حزمة واحدة من الخلطة الجاهزة وتنتج حوالي 14 جرالوحات أجار بي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> اسمحوا تبرد وسائل الإعلام في ترسيخ ودرجة حرارة الغرفة مع الأغطية لمدة 15 دقيقة. يمكن أن تظل لوحات في 4 درجات مئوية، ملفوفة في غلاف بلاستيكي، أو استخدامها على الفور. </li></ol> 4. جمع البيض المتزامنة ينبغي لجميع وسائل الإعلام المستخدمة في هذا البروتوكول، أي الخميرة، لوحات أجار العنب، CT و 10٪ الغذاء SY، يكون في درجة حرارة الغرفة. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نشر قطره سم 2-3 طبقة من الخميرة لصق على لوحة أجار العنب وتوضع جانبا. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع مجموعة بيضة كبيرة القفص على لوحة 2 CO-مع الجانب وصولا الى شبكة تخدير الذباب. النيتروجينية التخدير هو بديل لCO 2، وتستخدم من قبل بعض المختبرات، التي يمكن أن تسفر عن نتائج ذات جودة عالية 7. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام القمع، ونقل 150-200 أزواج من الذباب في قفص البيض المجموعة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع لوحة أجار العنب لتغطية نهاية مفتوحة من القفص وتأمين غطاء مع نهاية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع القفص على جانبها حتى الذباب يستيقظون.ثم، والحفاظ على القفص، لوحة أجار العنب الجانب السلبي، في الحاضنة بين عشية وضحاها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في اليوم التالي، لوحة تبديل العنب العنب مع لوحة yeasted حديثا. فقط وضع حوالي 1 سم قطر من معجون الخميرة على سطح اللوحة. تجاهل عيد القديس 1 لوحة العنب. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح لجمع الأجنة على سطح لوحة أجار العنب ل16-22 ساعة. وبمجرد القيام به، وجمع لوحة أجار العنب وتجاهل الذباب الأصل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> غسل السطح من لوحات أجار العنب مع 1X الفوسفات مخزنة المالحة (PBS). يمكن تعبئتها عن طريق كشط بلطف البيض مع مسحة القطن. والحرص على عدم الضرر، الصفر، أو كشط قطعة رقيقة من أجار قبالة سطح اللوحة. مع المعونة من القمع، صب البيض غسلها في أنبوب 15 مل المخروطية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> السماح للبيض تستقر في قاع الأنبوب وتصب قبالة طاف، والحرص على ألا تفقد أي البيض. يجب أن يكون حجم ما تبقى حوالي 2-3 مل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 8-10 مل من برنامج تلفزيوني للأنبوب وكرر ما سبق خطوة مور 2-3ه مرات لغسل بدقة البيض حتى طاف واضحة. التخلص من الخميرة المتبقية هو المفتاح في هذه الخطوة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد غسل وتجفيف جميع طاف حتى حجم 2 مل المتبقية. قسامة 32 ميكرولتر من البيض في زجاجات CT باستخدام تلميح ماصة واسعة الجوف. يجب البيض في الطرف ماصة تكون مدمجة، مع قليل من السائل لا يستنشق. ويمكن تحقيق هذا عن طريق إدراج غيض ماصة في عمق تسوية البيض والإفراج عن الغطاس بسرعة لنضح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> مكان المصنفة CT زجاجات مرة أخرى في جميع أنحاء حاضنة التنمية الطاير. </li></ol> 5. مجموعة من العمر المطابقة الكبار الذباب <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> سوف البالغين eclose عادة من يوم 9 فصاعدا. تجاهل الذباب التي ظهرت في اليوم الأول والزجاجات المكان مرة أخرى في ليلة وضحاها الحاضنة. وهذه الممارسة غير مقصود لتجنب اختيار يميرغينتس المبكر وتسمح لجمع أكبر عدد ممكن من الذباب متزامنة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 16-22 ساعة في وقت لاحق، نقل الكبار يوما الذباب الباحثس الغذائية SY 10٪ الزجاجات. إذا لزم الأمر، يمكن جمعها دفعة أخرى في اليوم التالي. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة يطير مرة أخرى في حاضنة والسماح الذباب لتصل إلى مرحلة النضج الجنسي وزميله لمدة يومين. تسجيل يوم لنقل زجاجات SY 10٪ كما في اليوم الأول من مرحلة البلوغ. </li></ol> 6. الذباب الفرز وإعداد التجربة طول العمر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تخدير مجموعات صغيرة من الذباب على لوحة مخدر، ثم الذكور والإناث نوع إلى مجموعتين باستخدام الفرشاة. في حالة استخدام CO 2، فمن الأهمية بمكان للحد من التعرض لتجنب احتمال القضايا الصحية طويلة الأمد التي يمكن أن تعرض للخطر سلامة التجربة طول العمر. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الذباب الفترة من 30 من نفس الجنس في قارورة الفردية. افتراض عدم وجود الصبغيات موازن في عدد السكان وآله صحية، ينبغي لكل زجاجة تنتج نحو قارورة 3-4 من كل جنس. يجب Aliquoting الذباب في قارورة الفردية يستغرق الامر أكثر من دقيقة 3-4، بحيث، في المجموع، ويتعرض للتخدير فقط الذباب لمدة أقصاها9-10 دقيقة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كرر الخطوات من 6،1-6،2 حتى هناك قارورة 8-10 مكررات لكل نوع الجنس والعلاج التجريبي. </li></ol> 7. إنشاء جداول البيانات إكسل لتتبع التجربة طول العمر <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> نوصي التعشءه موقف فيال بدلا من قوارير تجميع من حالة تجريبية من أجل تجنب التحيز المرتبطة الموقع فيال في الحاضنة وإخفاء هوية فيال لالمجرب. للقيام بذلك، أولا تعيين ID العشوائية العددية لكل قنينة في برنامج جدول بيانات، ثم ترتيب وقارورة في الصواني من حيث عدد ID. إذا كنت تستخدم إدارة البرامج dLife التجربة، اتبع البرنامج التعليمي على إعداد التجربة لتوليد رقم لكل قنينة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> (اختياري) إذا كنت تستخدم قارئ RFID أو قارئ الباركود بالتعاون مع dLife، إرفاق RFID أو علامة الباركود على كل قنينة وربط البطاقة مع رقم القارورة والعددية في dLife. سيقوم البرنامج التعرف على بعضها فيال عندما تفحص مع قارئوتوجيه واحد لتسجيل البيانات في الموقع الصحيح في جدول بيانات. استخدام قارئ البطاقات بالتزامن مع dLife يخفف كثيرا من البيانات في الوقت الخطأ جمع وتسجيل. </li></ol> 8. الحفاظ على التجربة طول العمر قارورة ينبغي أن تحتوي على المواد الغذائية الطازجة تكون على درجة حرارة الغرفة لكل عملية تحويل. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلال الفترة التجريبية، والذباب على نقل قوارير جديدة تحتوي على كل المواد الغذائية الطازجة 2 يوم (الشابات)، أو 3 مرات في الأسبوع (ذكور أو إناث&gt; 3 أسابيع من العمر). وهذه الخطوة ضمان عدم تعطل البيئة التغذية للشابات من خلال وجود اليرقات. وينبغي استكمال هذا النقل بدون تخدير، والتي يمكن أن تحدث وفيات الحادة، وخاصة في كبار السن الذباب (Pletcher والملاحظات الشخصية). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> خلال كل فيال نقل وتسجيل عمر، عد الذباب الميت في القارورة القديمة، والذباب الميت التي تقوم على القارورة الجديدة. تسجيل هذه المعلومات بشكل منفصل فيعمودين في جدول بيانات (إما أو جدول dLife الخاصة بك). وسوف يضمن هذا الذباب التي لا تحصى نقرا مزدوجا. (قامت القتلى +) العدد الإجمالي للوفيات ينبغي على الأقل يساوي عدد الذباب نقلها من نقل السابقة. طرح عدد من الذباب التي سبق من العدد الإجمالي للوفيات لتحديد عدد وفيات جديدة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ويعتبر الطيران بزر الماوس الأيمن رقابة اذا تركت التجربة قبل الوفاة الطبيعية أو الوفاة من خلال الهروب من قبيل الصدفة. يجب إدخال الحيوانات الخروج من التجربة بهذه الطريقة في عمود منفصل في اليوم الذي الطاير خرجت من التجربة. لم يتم تسجيل الذباب رقابة في عداد الموتى (انظر أدناه). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تواصل كرر الخطوات 8،1-8،2 حتى آخر الناجين ميت. كما أن ندرك أن عمر الذباب، الذباب بعض قد تقع على ظهورهم والموات التي تظهر الخمول بهم. ولذلك عندما قامت عد الذباب (ميت)، اضغط على الجانب من قوارير لتحديد ما إذا كانت هناك حركات الساق. إذا كان الأمر كذلك، تساه الذباب لا تزال على قيد الحياة. في الحالة حيث لا تزال عالقة الذباب إلى الطعام في القارورة القديمة ولكن على قيد الحياة، لا ينبغي أن تحسب في عداد الموتى، وينبغي إنقاذهم من خلال استغلال مزيد من القارورة لطرد الطاير. وينبغي أن تستخدم هذه الرقابة الذباب بحذر لأنها قد تؤدي إلى التحيز التجريبية. </li></ol> 9. تحليل البيانات <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> منحنى البقاء على قيد الحياة احتمال أن يعرض الفرد على قيد الحياة إلى سن معينة، وعادة ما يتم حساب باستخدام نهج كابلان ماير (الشكل 1) 8. يتم تحديد في عدم وجود بيانات بزر الماوس الأيمن رقابة، يمكن تبسيط الصيغة بحيث البقاء على قيد الحياة لسن معينة في عمر x (S خ) عن طريق قسمة عدد الأفراد على قيد الحياة في بداية التعداد في وقت عمر x (N X) على العدد الكلي من الذباب في التجربة (N 0)؛ S = N X X / N 0. 9،2 منحنيات الوراثة) هي الشكل الأكثر شيوعا من عرض البيانات، وأنهاويمكن اختبار من أجل المساواة بين المجموعات باستخدام اختبار سجل رتبة. ويمكن استخلاص استنتاج معقول من عدد قليل من الأفراد 50-100 في الفوج. البقاء على قيد الحياة هو مقياس التراكمي، ومع ذلك، وبالتالي الوفيات التي ليست المتصلة بالشيخوخة، مثل تلك في وقت مبكر من الحياة، والبقاء على قيد الحياة سوف تخفض في مختلف مراحل العمر مما يجعل من الصعب التأكد من الآثار الخاصة الشيخوخة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> A التصور البيانات الثاني طريقة هي وظيفة وفيات الفئة العمرية المحددة، والتي تعرض لخطر الموت خلال كل فترة العمر ويقدم وصفا أكثر دقة للبيانات البقاء على قيد الحياة 9،10. تدابير وفيات مستقلة من عصر إلى آخر، وشكل المنحنى وفيات مفيد لاستنتاج حول ديناميات الشيخوخة، وخاصة عندما يتم تعديل العلاجات في سن متقدمة. تقديرات الوفيات في الفئة العمرية المحددة، ومع ذلك، تفتقر كل من الدقة والدقة مع أحجام عينة صغيرة، وغالبا ما تتطلب عدة لكثير من الأفراد في مئات فوج لES موثوق بهاtimate 11. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> طرق أخرى لتقدير الاختلافات تشمل طول العمر حدودي (مثل جومبرتز) وشبه بارامترية النماذج (مثل كوكس الانحدار). يمكن لهذه النماذج أن تكون قوية ولكن ينبغي أن تطبق بحذر بسبب الافتراضات حول شكل منحنيات وفيات وطبيعة الآثار العلاج، مما قد يؤدي الى الاستنتاج غير صحيح 11،12. </li></ol>

<ol>
	<li>Toivonen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=No+influence+of+Indy+on+lifespan+in+Drosophila+after+correction+for+genetic+and+cytoplasmic+background+effects.">No influence of Indy on lifespan in Drosophila after correction for genetic and cytoplasmic background effects.</a> PLoS Genet. 3, e95 (2007).</li><li>Spencer, C. C., Howell, C. E., Wright, A. R., Promislow, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Testing+an+'aging+gene'+in+long-lived+drosophila+strains:+increased+longevity+depends+on+sex+and+genetic+background.">Testing an 'aging gene' in long-lived drosophila strains: increased longevity depends on sex and genetic background.</a> Aging Cell. 2, 123-130 (2003).</li><li>Burnett, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Absence+of+effects+of+Sir2+overexpression+on+lifespan+in+C.+elegans+and+Drosophila.">Absence of effects of Sir2 overexpression on lifespan in C. elegans and Drosophila.</a> Nature. 477, 482-485 (2011).</li><li>Bokov, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Does+reduced+IGF-1R+signaling+in+Igf1r+/-+mice+alter+aging?.">Does reduced IGF-1R signaling in Igf1r+/- mice alter aging?.</a> PLoS One. 6, e26891 (2011).</li><li>Lewis, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+standard+food+medium.">A new standard food medium.</a> Drosophila Information Service. 34, 117-118 (1960).</li><li>Skorupa, D. A., Dervisefendic, A., Zwiener, J., Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dietary+composition+specifies+consumption,+obesity,+and+lifespan+in+Drosophila+melanogaster.">Dietary composition specifies consumption, obesity, and lifespan in Drosophila melanogaster.</a> Aging Cell. 7, 478-490 (2008).</li><li>Rera, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+longevity+and+tissue+homeostasis+by+the+Drosophila+PGC-1+homolog.">Modulation of longevity and tissue homeostasis by the Drosophila PGC-1 homolog.</a> Cell Metab. 14, 623-634 (2011).</li><li>Kaplan, E. L., Meier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonparametric+Estimation+from+Incomplete+Observations.">Nonparametric Estimation from Incomplete Observations.</a> Journal of the American Statistical Association. 53, 457-481 (1958).</li><li>Pletcher, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitigating+the+Tithonus+Error:+Genetic+Analysis+of+Mortality+Phenotypes.">Mitigating the Tithonus Error: Genetic Analysis of Mortality Phenotypes.</a> Sci. Aging Knowl. Environ. 2002, pe14 (2002).</li><li>Pletcher, S. D., Khazaeli, A. A., Curtsinger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Why+do+life+spans+differ?+Partitioning+mean+longevity+differences+in+terms+of+age-specific+mortality+parameters.">Why do life spans differ? Partitioning mean longevity differences in terms of age-specific mortality parameters.</a> J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 55, 381-389 (2000).</li><li>Promislow, , Tatar, , Pletcher, , Carey, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Below-threshold+mortality:+implications+for+studies+in+evolution,+ecology+and+demography.">Below-threshold mortality: implications for studies in evolution, ecology and demography.</a> Journal of Evolutionary Biology. 12, 314-328 (1999).</li><li>Pletcher, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Model+fitting+and+hypothesis+testing+for+age-specific+mortality+data.">Model fitting and hypothesis testing for age-specific mortality data.</a> Journal of Evolutionary Biology. 12, 430-439 (1999).</li><li>Partridge, L., Gems, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Benchmarks+for+ageing+studies.">Benchmarks for ageing studies.</a> Nature. 450, 165-167 (2007).</li><li>Roman, G., Endo, K., Zong, L., Davis, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=P[Switch],+a+system+for+spatial+and+temporal+control+of+gene+expression+in+Drosophila+melanogaster.">P[Switch], a system for spatial and temporal control of gene expression in Drosophila melanogaster.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98, 12602-12607 (2001).</li><li>Ford, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Alteration+of+Drosophila+life+span+using+conditional,+tissue-specific+expression+of+transgenes+triggered+by+doxycyline+or+RU486/Mifepristone.">Alteration of Drosophila life span using conditional, tissue-specific expression of transgenes triggered by doxycyline or RU486/Mifepristone.</a> Exp. Gerontol. 42, 483-497 (2007).</li><li>Priest, N. K., Mackowiak, B., Promislow, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+parental+age+effects+on+the+evolution+of+aging.">The role of parental age effects on the evolution of aging.</a> Evolution. 56, 927-935 (2002).</li><li>Smith, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feeding+Drosophila+a+biotin-deficient+diet+for+multiple+generations+increases+stress+resistance+and+lifespan+and+alters+gene+expression+and+histone+biotinylation+patterns.">Feeding Drosophila a biotin-deficient diet for multiple generations increases stress resistance and lifespan and alters gene expression and histone biotinylation patterns.</a> J. Nutr. 137, 2006-2012 (2007).</li><li>Sorensen, J. G., Loeschcke, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+crowding+in+Drosophila+melanogaster+induces+Hsp70+expression,+and+leads+to+increased+adult+longevity+and+adult+thermal+stress+resistance.">Larval crowding in Drosophila melanogaster induces Hsp70 expression, and leads to increased adult longevity and adult thermal stress resistance.</a> J. Insect Physiol. 47, 1301-1307 (2001).</li><li>Bass, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+dietary+restriction+protocols+in+Drosophila.">Optimization of dietary restriction protocols in Drosophila.</a> J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 62, 1071-1081 (2007).</li><li>Miquel, J., Lundgren, P. R., Bensch, K. G., Atlan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+temperature+on+the+life+span,+vitality+and+fine+structure+of+Drosophila+melanogaster.">Effects of temperature on the life span, vitality and fine structure of Drosophila melanogaster.</a> Mechanisms of Ageing and Development. 5, 347-370 (1976).</li><li>Pittendrigh, C. S., Minis, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+systems:+longevity+as+a+function+of+circadian+resonance+in+Drosophila+melanogaster.">Circadian systems: longevity as a function of circadian resonance in Drosophila melanogaster.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 69, 1537-1539 (1972).</li><li>Joshi, A., Mueller, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+crowding+effects+on+longevity+in+Drosophila+melanogaster:+Increase+in+age-dependent+mortality.">Adult crowding effects on longevity in Drosophila melanogaster: Increase in age-dependent mortality.</a> Current Science. 72, 255-260 (1997).</li><li>Ja, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prandiology+of+Drosophila+and+the+CAFE+assay.">Prandiology of Drosophila and the CAFE assay.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104, 8253-8256 (2007).</li><li>Lee, K. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lifespan+and+reproduction+in+Drosophila:+New+insights+from+nutritional+geometry.">Lifespan and reproduction in Drosophila: New insights from nutritional geometry.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 2498-2503 (2008).</li><li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+iterative+negative+geotaxis+(RING):+a+new+method+for+assessing+age-related+locomotor+decline+in+Drosophila.">Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila.</a> Experimental gerontology. 40, 386-395 (2005).</li></ol>

الإعلان عن أي تضارب في المصالح.

بروتوكول المعروضة هنا يصف طريقة لإنتاج قياسات متكررة طول العمر الكبار في ذبابة الفاكهة التي هي قابلة للتكيف لتقييم التدخلات والجينية الدوائية، والبيئية. الجوانب الحاسمة للبروتوكول تتضمن التحكم بعناية في بيئة نمو اليرقات، والتقليل من الإجهاد الكبار، والتقليل...

<table border="1" style=";text-align:right;direction:rtl"><tbody><tr><td> اسم كاشف </td><td> شركة </td><td> كتالوج رقم </td><td> التعليقات (اختياري) </td></tr><tr><td> الخميرة الجافة النشطة </td><td> Fleishmann في الخميرة </td><td> 2192 </td><td></td></tr><tr><td> العنب خلائط جاهزة آجار مسحوق </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 47-102 </td><td></td></tr><tr><td> أقفاص كبيرة الأجنة كوكتيل </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 59-101 </td><td></td></tr><tr><td> قبعات كبيرة استبدال النهاية </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 59-103 </td><td></td></tr><tr><td> 6 زجاجات أسفل ساحة أوقية، والبولي بروبيلين </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 32-130 </td><td></td></tr><tr><td> Flugs الإغلاق لأسهم زجاجات </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 49-100 </td><td></td></tr><tr><td> ذبابة الفاكهةقوارير، واسعة، Polystrene </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 32-117 </td><td></td></tr><tr><td> Flugs الإغلاق للقوارير واسعة </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 49-101 </td><td></td></tr><tr><td> نصائح الماصة واسعة الفوهة خنزير الأرض، 200 UL </td><td> Denville العلمية </td><td> P1105-CP </td><td></td></tr><tr><td> Flystuff Flypad، حجم قياسي </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 59-114 </td><td></td></tr><tr><td> BD فالكون 15 مل أنابيب الطرد المركزي مخروطي </td><td> فيشر العلمية </td><td> 14-959-70C </td><td></td></tr><tr><td> أثار Fisherbrand أطباق بتري مع اغطية واضح، ريدج و 100 OD × 15 مم H؛ </td><td> فيشر العلمية </td><td> 08-757-12 </td><td></td></tr><tr><td> * Kimax Colorware قوارير 1000 مل الصفراء </td><td> فيشر العلمية </td><td> 10-200-47 </td><td></td></tr><tr><td> PBS درجة الحموضة 7.4 10X </td><td> فيvitrogen </td><td> 70011044 </td><td></td></tr><tr><td> Gelidium آجار </td><td> Mooragar </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> خميرة البيرة </td><td> النائب Biomedicals </td><td> 0290331280 </td><td></td></tr><tr><td> حبيبات السكر </td><td> كروجر </td><td> N / A </td><td></td></tr><tr><td> Tegosept </td><td> جينيسي العلمية </td><td> 20-266 </td><td> يطير حافظة للأغذية </td></tr><tr><td> البروبيونيك حامض، 99٪ </td><td> العضوية أكروس </td><td> 149300025 </td><td> يطير حافظة للأغذية </td></tr><tr><td> الكاناميسين كبريتات </td><td> ISC BioExpress </td><td> 0408-10G </td><td></td></tr><tr><td> التتراسيكلين هيدروكلوريد </td><td> VWR </td><td> 80058-724 </td><td></td></tr></tbody></table>

measurement of lifespan in drosophila melanogaster

الشيخوخة هي ظاهرة في ذلك من تدهور مطرد في الكائنات الفسيولوجية جميع تقريبا التي تم فحصها، مما أدى إلى انخفاض الأداء البدني وزيادة خطر المرض. الشيخوخة الفردية هو واضح في مستوى السكان وزيادة في العمر التي تعتمد على وفيات، والتي غالبا ما يتم قياس في المختبر بواسطة عمر الرصد في الأفواج كبير من الأفراد في سن المتطابقة. التجارب التي تسعى لتحديد مدى وراثية أو بيئية التلاعب في الكائنات أثر عمر نموذج بسيط نجحت بشكل ملحوظ لفهم جوانب الشيخوخة التي من الحفظ عبر الأنواع واستراتيجيات جديدة لالملهم لتمديد عمر ومنع الأمراض المرتبطة بالسن في الثدييات . الطاير الخل، ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا، هو كائن حي نموذج جذاب لدراسة آليات الشيخوخة بسبب بقائه قصيرة نسبيا، وتربية مريحة، وعلم الوراثة السهل.ومع ذلك، التدابير الديموغرافية للشيخوخة، بما في ذلك سن محددة البقاء وفيات، هي عرضة للتغيرات غير عادية حتى طفيفة في التصميم التجريبي والبيئة، ومطلوب الحفاظ على الممارسات المختبرية صارمة لمدة من التجارب الشيخوخة. هذه الاعتبارات، إلى جانب الحاجة لممارسة السيطرة حذرا من الخلفية الوراثية، ضرورية لتوليد قياسات قوية. في الواقع، هناك العديد من الخلافات البارزة المحيطة الاستدلال من التجارب طول العمر في الخميرة والديدان والذباب والفئران التي تم ارجاعها الى التحف البيئية أو الوراثية 1-4. في هذا البروتوكول، ونحن تصف مجموعة من الإجراءات التي تم الأمثل على مدى سنوات عديدة لقياس طول العمر في ذبابة الفاكهة باستخدام قارورة المختبر. وصفنا أيضا استخدام البرنامج dLife، الذي تم تطويره من قبل مختبر لدينا، وهي متاحة للتحميل ( <a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/ple</a>tcherlab / سوفت وير). dLife يسرع ويعزز الإنتاجية حسب التصميم الممارسات الجيدة إدماج التجريبية الأمثل، وتبسيط التعامل مع ذبابة وجمع البيانات، وتوحيد تحليل البيانات. وسوف نناقش أيضا كثير من المزالق المحتملة في تصميم وجمع وتفسير البيانات وعمر، ونحن نقدم خطوات لتجنب هذه المخاطر.

ويرد مخطط مبسط للبروتوكول في الشكل 1، حيث ترد الخطوات الرئيسية. ويمكن استخدام الجزء تزامن بروتوكول للفحوصات التي تتطلب مختلف الذباب الكبار بالسن المتطابقة. وتظهر منحنيات البقاء على قيد الحياة البرية نموذجية من نوع الذب...

Watch this Scientific Journal Video about Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster at JoVE.com

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا هو كائن نموذج قوية لاستكشاف الأساس الجزيئي للتنظيم طول العمر. وهذا البروتوكول مناقشة الخطوات المتبعة في توليد استنساخه، على أساس السكان قياس طول العمر وكذلك المزالق المحتملة وكيفية تجنبها.

قياس عمر في<em&gt; ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

measurement-of-lifespan-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

33.9K Views.  University of Michigan. ذبابة الفاكهة الدروسوفيلا هو كائن نموذج قوية لاستكشاف الأساس الجزيئي للتنظيم طول العمر. وهذا البروتوكول مناقشة الخطوات المتبعة في توليد استنساخه، على أساس السكان قياس طول العمر وكذلك المزالق المحتملة وكيفية تجنبها.

Video: Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

تشريح الجهاز العصبي المركزي اليرقات في Melanogaster ذبابة الفاكهة

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

عالية الدقة تعقب الفيديو للتنقل في الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained and restrained whole larvae. For direct control of the environment around the heart another approach utilizes the dissected larvae and removal of the internal organs in order to bathe the heart in desired compounds. The exposed heart also allows membrane potentials to be monitored which can give insight of the ionic currents generated by the myocytes and for electrical conduction along the heart tube. These approaches have various advantages and disadvantages for future experiments that are discussed. The larval heart preparation provides an additional model besides the Drosophila skeletal NMJ to investigate the role of intracellular calcium regulation on cellular function. Learning more about the underlying ionic currents that shape the action potentials in myocytes in various species, one can hope to get a handle on the known ionic dysfunctions associated to specific genes responsible for various diseases in mammals.

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

We present various ways to monitor heart function in the larva of Drosophila for assessing questions dealing with the function of gap junctions, ion channel mutations, modulation of pacemaker activity and pharmacological studies.

رصد وظيفة القلب في اليرقات ذبابة الفاكهة السوداء البطن للدراسات فسيولوجية

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

يعيش تصوير ذبابة الفاكهة السوداء البطن هجرات كرية دموية الجنينية

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

تشريح Oenocytes من الكبار ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

عزلة ذبابة الفاكهة السوداء البطن الخصيات

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled analysis of cell and developmental biology from a variety of methodological angles. Live imaging is an emerging method for observing dynamic cell processes, such as cell division or cell motility. Having isolated mutations in uncharacterized putative cell cycle proteins it became essential to observe mitosis in situ using live imaging. Most live imaging studies in Drosophila have focused on the embryonic stages that are accessible to manipulation and observation because of their small size and optical clarity. However, in these stages the cell cycle is unusual in that it lacks one or both of the gap phases. By contrast, cells of the pupal wing of Drosophila have a typical cell cycle and undergo a period of rapid mitosis spanning about 20 hr of pupal development. It is easy to identify and isolate pupae of the appropriate stage to catch mitosis in situ. Mounting intact pupae provided the best combination of tractability and durability during imaging, allowing experiments to run for several hours with minimal impact on cell and animal viability. The method allows observation of features as small as, or smaller than, fly chromosomes. Adjustment of microscope settings and the details of mounting, allowed extension of the preparation to visualize membrane dynamics of adjacent cells and fluorescently labeled proteins such as tubulin. This method works for all tested fluorescent proteins and can capture submicron scale features over a variety of time scales. While limited to the outer 20 &#181;m of the pupa with a conventional confocal microscope, this approach to observing protein and cellular dynamics in pupal tissues in vivo may be generally useful in the study of cell and developmental biology in these tissues.

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

This paper demonstrates the use of a fast scanning confocal microscope to image cell behavior directly through the puparium. By leaving the pupal case intact, this method allows observation and measurement of dynamic cell processes at a stage of Drosophila development that is difficult to study directly.

التصوير من خلال حالة العذراء من<em&gt; ذبابة الفاكهة السوداء البطن</em

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled ...

Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry

Metabolic disorders are a frequent problem affecting human health. Therefore, understanding the mechanisms that regulate metabolism is a crucial scientific task. Many disease causing genes in humans have a fly homologue, making Drosophila a good model to study signaling pathways involved in the development of different disorders. Additionally, the tractability of Drosophila simplifies genetic screens to aid in identifying novel therapeutic targets that may regulate metabolism. In order to perform such a screen a simple and fast method to identify changes in the metabolic state of flies is necessary. In general, carbon dioxide production is a good indicator of substrate oxidation and energy expenditure providing information about metabolic state. In this protocol we introduce a simple method to measure CO2 output from flies. This technique can potentially aid in the identification of genetic perturbations affecting metabolic rate.

Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry

Metabolic disorders are among one of the most common diseases in humans. The genetically tractable model organism D. melanogaster can be used to identify novel genes that regulate metabolism. This paper describes a relatively simple method which allows studying the metabolic rate in flies by measuring their CO2 production.

قياس معدل الأيض في<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; باستخدام قياس التنفس

Metabolic disorders are a frequent problem affecting human health. Therefore, understanding the mechanisms that regulate metabolism is a crucial ...

Enhanced Northern Blot Detection of Small RNA Species in Drosophila Melanogaster

The last decades have witnessed the explosion of scientific interest around gene expression control mechanisms at the RNA level. This branch of molecular biology has been greatly fueled by the discovery of noncoding RNAs as major players in post-transcriptional regulation. Such a revolutionary perspective has been accompanied and triggered by the development of powerful technologies for profiling short RNAs expression, both at the high-throughput level (genome-wide identification) or as single-candidate analysis (steady state accumulation of specific species). Although several state-of-art strategies are currently available for dosing or visualizing such fleeing molecules, Northern Blot assay remains the eligible approach in molecular biology for immediate and accurate evaluation of RNA expression. It represents a first step toward the application of more sophisticated, costly technologies and, in many cases, remains a preferential method to easily gain insights into RNA biology. Here we overview an efficient protocol (Enhanced Northern Blot) for detecting weakly expressed microRNAs (or other small regulatory RNA species) from Drosophila melanogaster whole embryos, manually dissected larval/adult tissues or in vitro cultured cells. A very limited amount of RNA is required and the use of material from flow cytometry-isolated cells can be also envisaged.

Enhanced Northern Blot Detection of Small RNA Species in Drosophila Melanogaster

The aim of this publication is to visualize and discuss the operative steps of an Enhanced Northern Blot protocol on RNA extracted from Drosophila melanogaster embryos, cells, and tissues. This protocol is particularly useful for the efficient detection of small RNA species.

تعزيز الشمالية كشف طخة الأنواع RNA الصغيرة في<em&gt; الدروسوفيلاميلانوجاستر</em

The last decades have witnessed the explosion of scientific interest around gene expression control mechanisms at the RNA level. This branch of molecular ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

صيانة<em&gt; ذبابة الفاكهة</em&gt; عدد السكان قفص

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...