We thank Yixian Zheng (Carnegie Institution of Washington, Baltimore, MD) for the original protocol and assistance in initial setup and members of the Lei laboratory for critical reading of the manuscript. This work was funded by the Intramural Research Program of the National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases.

1. Démarrage du cycle: Embryons Semis NOTE: Le cycle débute par 1,5 g de matière recueillie (un mélange composé d&#39;embryons et / ou certaines larves au premier stade larvaire) du cycle précédent. Ce matériel sera placé dans un récipient en plastique (voir tableau des matériaux / équipements spécifiques) avec un mélange de levure active jusqu&#39;à ce que la phase de chrysalide. Le récipient est fermé après l&#39;introduction du mélange biologique des embryons et des larves avec le couvercle pour éviter de laisser échapper les larves. Il est nécessaire de faire des trous dans le couvercle afin de permettre la circulation de l&#39;air. Pour éviter d&#39;avoir des larves échapper à travers les trous des bouchons en mousse sont utilisés. Enfin, il est recommandé de porter des gants et une blouse de laboratoire, non seulement dans cette section, mais aussi dans le protocole entier, pour éviter d&#39;avoir des vêtements sales ou coloration avec l&#39;eau de Javel. <ol><li> Mettre en place le récipient en plastique. <ol><li> Faites trois trous carrés avec une lame de rasoir dans le couvercle du récipient en plastique d&#39;unnviron 2,2 cm. Ajouter bande (étiquetage de bande 3/4 de pouce) aux quatre coins de chaque trou pour assurer un ajustement serré pour les bouchons en mousse (50 x 55 mm, DXL), puis placer un bouchon de mousse dans chaque trou. </li><li> Couvrir l&#39;intérieur du récipient en plastique avec une pellicule de plastique. Au-dessus de ce film, ajouter une couche de coton pour couvrir le fond du récipient en plastique. Déchirer le coton avec vos doigts. </li></ol></li><li> Préparer la nourriture à la mouche. <ol><li> Ajouter 333 ml d&#39;eau déminéralisée dans un bêcher de 500 ml. Tout en agitant le bécher avec un barreau magnétique, ajouter 167 pi d&#39;acide propionique et 1,08 ml d&#39;acide phosphorique, des solutions d&#39;achat d&#39;actions (99,96% de 85%, respectivement). </li><li> Ajouter lentement 77,5 g de levure sèche active, évitant les grandes touffes. Après la dissolution de la levure sèche, ajouter 38,8 g de saccharose. NOTE: sucrose devrait être le dernier ingrédient à ajouter, car immédiatement après l&#39;ajout de cette composante, la fermentation commence. </li></ol></li><li> Immédiatement après la dissolution du saccharose, versez lela nourriture sur le coton, et assurez-vous de couvrir le coton uniformément. Fermer le récipient en plastique avec le couvercle pour éviter les mouches échappées au sein du laboratoire de contaminer la nourriture. </li><li> Remettre en suspension 1,5 g des embryons récoltés (non dechorionated) du cycle précédent avec 5 ml d&#39;éthanol à 70%. Couper en deux deux papiers filtres et distribuer le mélange biologique uniformément sur les 4 morceaux à l&#39;aide d&#39;une spatule ou d&#39;une pipette de transfert avec une pointe large (couper si nécessaire). Jeter les papiers filtres sur le dessus du coton imbibé et fermer le couvercle. Enfin, incuber le récipient en plastique à température ambiante (24ºC) et d&#39;humidité (35%) jusqu&#39;à ce que le stade de pupe. NOTE: Le récipient en plastique ne doit pas être placé dans une chambre humide, sinon cela va encourager la croissance des bactéries. </li></ol> 2. Poursuite du cycle: De Embryons à mouches. NOTE: Cette partie du cycle va des embryons placés dans le récipient en plastique le jour 1 jusqu&#39;à 9 jours plus tard, lorsque les mouches adultes émergerontdes chrysalides. Pendant ces 8 jours , rien n&#39;a à faire , mais la surveillance que les embryons progressent correctement aux prochaines étapes du cycle de vie de Drosophila jusqu&#39;à eclosion. Si les larves commencent à mourir et devient noir pendant ce temps, vérifier que les bouchons en mousse ne sont pas trop serrés et que la ventilation est adéquate. Cette période est un bon moment pour nettoyer la cage de population de mouches du cycle précédent. <ol><li> Observer les embryons deviennent 1 er stade larvaire environ 24 heures après la femelle adulte les a déposés dans la nourriture à la mouche (voir l&#39; étape 3). Les larves résultant nourrir de la nourriture à la mouche préparée à l&#39; étape 1 pendant 4 jours, la croissance et la mue deux fois en 2 ème et 3 ème larves larvaire. </li><li> Nettoyez la cage de population de mouches. <ol><li> Placez la cage à 4 ° C pendant au moins 30 minutes pour ralentir l&#39;activité des mouches. Retirer le filet qui recouvre un côté de la cage, et avec un mouvement rapide, plafonner le côté ouvert avec un grand plastique biohazardsac. Verser le contenu de la cage dans le sac. </li><li> Avec le sac biohazard couvrant toujours un côté de la cage, positionner la cage verticalement au-dessus d&#39;un évier avec le sac côté biohazard vers le bas. Retirez délicatement le sac en plastique pour empêcher les mouches qui fuient et le jeter dans un conteneur de déchets biologiques dangereux. </li><li> Ouvrez soigneusement le filet supérieur suffisant pour créer un petit trou, rincer l&#39;intérieur de la cage avec de l&#39;eau, qui va se laver les mouches dans l&#39;évier. Lentement augmenter la taille du trou et éliminer toutes les mouches à l&#39;intérieur de la cage. </li><li> Nettoyez la cage et les deux filets avec de l&#39;eau et du savon. Alors que les filets sont encore humides les fixer sur les deux côtés de la cage propre et sec, et enfin mettre à l&#39;intérieur d&#39;un papier de laboratoire suintant, qui empêchera le film plastique préparé à l&#39;étape 1.1.2 de coller à la cage. Maintenant, la cage est prêt pour le cycle suivant. </li></ol></li><li> Quatre jours après l&#39;installation initiale, observer la nymphose. Les larves restera dans ce stade pendant 4 jours. C&#39;EST NOTÉurant cette phase, le pupes couvrira toute la surface de coton à l&#39;intérieur du récipient en plastique. </li><li> Pendant la phase de chrysalide et avant les premières mouches émergent, ouvrir le récipient en plastique et placer le film plastique contenant le coton avec tous les pupes sur le papier laboratoire suintant l&#39;intérieur de la propre cage de population. Fermez le filet avec un double nœud et nettoyer le récipient en plastique et le couvercle pour le prochain cycle. NOTE: pupes apposé sur le couvercle doit être jeté et détruit par autoclavage ou le gel avant l&#39;éclosion. </li></ol> 3. mouches adultes. NOTE: Après les 4 jours de la chrysalide en scène les premières mouches vont émerger de la pupes. Dans 24-48 h toutes les mouches devraient avoir éclos. Dans cette partie du cycle, il est important de leur fournir de la nourriture dans le but de créer un environnement propice pour la reproduction. <ol><li> Préparer les plateaux de mélasse. <ol><li> Mélanger dans un ballon de 1 L 556,25 ml de H 2 O désionisée, 90 ml de mélasse, et 22 g d&#39;agar - agar. Autoclave avec une barre d&#39;agitation pendant 30 minutes, refroidir et ajouter 9,25 ml de 10% Tegosept dans 95% EtOH. </li><li> Verser le mélange dans un plateau de viande de 21 x 14,5 cm. Assurez-vous que le volume est suffisant pour couvrir 15 - 17 plateaux. Attendre 10 - 20 min pour solidifier et couvrir chaque plateau d&#39;un film plastique pour éviter le séchage. Plusieurs flacons de 1 L peuvent être préparés en même temps. Stocker les mélasse plateaux à 4 ºC enveloppés dans du plastique jusqu&#39;à ce que nécessaire. </li></ol></li><li> Ajouter un plateau de mélasse couvert avec de la levure humide dans la cage avec les mouches adultes. <ol><li> Avant d&#39;ajouter la plaque, placer la cage à 4 ° C dans la chambre froide pendant 30 min. </li><li> Ajouter 200 ml de H 2 O désionisée dans un bêcher et versez lentement la levure sèche en remuant avec une cuillère. Arrêter l&#39;addition de levure sèche lorsque le mélange devient à peu près la consistance du beurre d&#39;arachide pour empêcher les mouches de se coincer dans la nourriture. NOTE: Il est important de ne pas laisser la solution alimentaire pour solidifier sinon il sera très difficile de couvrirla mélasse plateau et d&#39;extraire les oeufs pendant le processus de récolte (voir rubrique 4.3). </li><li> Retirez le film plastique d&#39;une mélasse plateau et recouvrir d&#39;une couche de la levure humide préparée frais à l&#39;aide d&#39;une cuillère ou d&#39;une spatule. Assurez-vous que toute la surface est couverte. </li><li> Alors que la cage est encore dans la chambre froide, ouvrez le net et soigneusement ajoutez la mélasse plateau avec de la levure humide dans la cage. Fermez le filet et placer la cage à la température ambiante. NOTE: Il peut être utile pour couvrir la plaque avec un plateau de viande vide lors de l&#39;insertion, mais veillez à ne pas bloquer l&#39;accès des mouches à la mélasse plateau. </li></ol></li><li> Changer la plaque de nourriture tous les 24-48 heures pour éviter la levure pour obtenir trop sec. Les mouches adultes sont très sensibles à la dessiccation. </li></ol> 4. Fin du cycle: La récolte du Embryons NOTE: La meilleure fertilité des mouches est 3 - 5 jours après l&#39;éclosion. Par conséquent, la récolte pendant ce temps va obtenir le meilleur rendement de l&#39;embryon. collections Après désirées sont completed, le cycle est terminé. Les mouches doivent être sacrifiés et la cage nettoyée comme spécifié à l&#39;étape 2.2. <ol><li> En règle générale, 2 jours après la mouche eclosion, introduire une nouvelle mélasse plateau avec des aliments frais humide dans la cage, comme expliqué dans la section 3.2.5. Pour augmenter le rendement des oeufs dépôt, avec l&#39;aide des doigts, rendre la surface de la levure humide aussi irrégulière que possible. Si un vieux plateau de nourriture est présente dans la cage, avant d&#39;ajouter la nouvelle plaque, retirez soigneusement et jetez-le dans un sac biohazard. Une autre astuce pour augmenter le rendement est d&#39;enlever la couche de coton de sorte que tous les oeufs seront pondus dans la nourriture. Maintenir la cage à la température ambiante. </li><li> Observer les embryons que de petits points blancs. NOTE: Les œufs sont prêts à être collectés. Pour l&#39;entretien de routine de la cage à la mouche, 2 collection de jour est le temps recommandé. Cette collection contient principalement des embryons et quelques 1 er stade larvaire. Voir les résultats représentatifs des rendements typiques d&#39;embryons récoltés pour divers COLLEdes points de temps ction. </li><li> Récolter les embryons <ol><li> Placer la cage dans la chambre froide pendant environ 30 min. Dans le même temps préparer le récipient en plastique et de la nourriture à la mouche pour le prochain cycle, comme expliqué dans la section 1. </li><li> Dans un bac autoclave 8 L ajouter de l&#39;eau à ¼ de la capacité totale, puis ajouter 1 ml de 10% de Triton X-100. Alors que la cage est dans la chambre froide retirer soigneusement la plaque de mélasse et le placer dans un sac biohazard. </li><li> Retirez le plateau du sac et le plonger rapidement (pour empêcher les mouches de s&#39;échapper) dans la solution de détergent dans le bac d&#39;autoclave. Fermez le sac biohazard et mis dans un container prévu. Les mouches ne se noyer dans l&#39;eau qui ne contient pas de détergent. </li><li> Utilisez un pinceau large et distillé pistolet à eau pour se laver les embryons et la levure hors de la mélasse. Jeter des plaques et de la mélasse dans la boîte de biohazard. </li><li> Verser la solution soigneusement à travers un ensemble tamis trois (tamis grossier 30 sur le dessus, 40 au milieu et 100 sur le fond). grumeaux Laver on top niveau distillée pistolet à eau jusqu&#39;à ce qu&#39;il ne reste des touffes. NOTE: L&#39;adulte vole et 3 ème stade larvaire sera retenu dans le tamis 30. <ol><li> Rincez le plateau de l&#39;autoclave avec de l&#39;eau distillée et verser l&#39;eau de rinçage à travers les tamis. Retirer le dessus tamis et répéter le processus si des touffes de levure restent. La plupart d&#39; entre le 1 er et toutes les larves du 2 ème restera dans le tamis 40. </li></ol></li><li> Retirez le second tamis. Le matériau jaunâtre dans le troisième (inférieur) tamis est le mélange des embryons et des petits 1 er stade larvaire. Utiliser un pistolet à eau distillée pour déplacer tous les oeufs sur un côté du tamis. les Collecter avec une spatule et peser. </li><li> Pendant ces cycles, le rendement de la collecte d&#39;embryons / larves se situe entre 7 et 13 g. Utilisez seulement 1,5 g de ce matériau pour démarrer un nouveau cycle (section 1). Utilisez le reste des embryons pour un traitement ultérieur ou peut être mis au rebut. </li></ol></li></ol> 5. AutresEn traitement NOTE: Les embryons non utilisés pour la poursuite de la population peuvent être utilisées immédiatement pour des expériences ou bien peut être congelé à -80 ° C. Pour les deux options, il faudra peut d&#39;abord être dechorionated les embryons. <ol><li> Pour dechorionation, laver les embryons pendant 2 min dans une solution d&#39;eau de Javel à 50% et rincer abondamment à l&#39;eau distillée. </li><li> Pour congeler les embryons, d&#39;abord à sec en appuyant fermement avec une serviette en papier, puis peser et les placer, avec l&#39;aide d&#39;une spatule, dans un tube conique de 15 ou 50 ml. Enfin immerger le tube conique dans N2 liquide pendant quelques secondes. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

À partir de 1,5 g de matière on peut obtenir un rendement d&#39;embryons collectés entre 7 et 13 g par cycle. Pour obtenir une telle quantité de matériau, il est essentiel de maintenir les conditions de culture adéquates pour tous les stades du cycle de mouche. Les paramètres les plus importants sont la température et l&#39;humidité, ce qui devrait être de 24 ° C et 35% respectivement. Si ces deux paramètres ne peuvent pas être maintenus constants dans l&#39;environnement normal du laboratoire, une possibilité serait de placer la cage à la mouche dans un incubateur ou une chambre environnementale. D&#39; autres protocoles recommandent 70% d&#39; humidité et aussi un cycle constant de lumière-obscurité de 24 heures pour augmenter le rendement des œufs produits 9,10. Cependant en gardant l&#39;humidité autour de 35% évite la contamination bactérienne, et puisque le but de ce protocole est que le maintien d&#39;une cage de la population, les mouches sont conservés dans l&#39;environnement lumière normale du laboratoire. Un autre point important est de garder disturbances à l&#39;adulte vole aussi bas que possible. Il peut être conseillé de garder la cage dans un endroit séparé de la salle de volée pour éviter la contamination croisée d&#39;autres mouches. La mise en culture de grandes populations de mouches mutantes transgéniques et est déconseillé, car il est très difficile de maintenir leur pureté et elles peuvent présenter un comportement anormal d&#39;accouplement prononcé dans les grandes cages de population 14. Un problème possible en culture de Drosophila en grandes quantités est la présence d&#39;autres organismes tels que les acariens et / ou de moisissures, qui seront en compétition pour la nourriture et donc de réduire le rendement des œufs produits. Pour éviter cela, il est très important de garder tout l&#39;équipement propre, le lavage de la cage, filets et voler des boîtes avec de l&#39;eau et du savon, et à rejeter le matériel jetable (des bouchons en mousse) après chaque cycle. Pour réduire la moisissure, propionique et l&#39;acide phosphorique sont ajoutés dans la levure humide lors de la préparation de la nourriture à la mouche dans l&#39;étape1.2 et Tegosept lors de la préparation de la mélasse plateau dans l&#39;étape 3.1. Il est parfois utile de placer des matériaux tels que la boîte en plastique ou en tamis -20 ° C lorsque le temps est court et les matériaux ne peut pas être nettoyé immédiatement. Un cycle de toute la collection se produit dans 14 - 15 jours, en commençant lorsque les embryons sont ensemencées dans la boîte de mouche et se terminant le dernier jour de la collecte. Pendant cette période de temps, il est recommandé d&#39;organiser un calendrier afin de se rappeler toutes les étapes nécessaires à l&#39;entretien d&#39;une cage à la mouche de la population (Fig. 2), détaillées dans la section de protocole. Depuis le jour où les œufs sont ensemencées, jusqu&#39;à ce que les mouches adultes émergent, il est seulement nécessaire d&#39;inspecter la boîte en plastique, et quand la nymphose a lieu, pour les placer dans la cage. Après cela, les mouches doivent être alimentés tous les 2 - 3 jours jusqu&#39;à ce que les embryons sont ensemencés pour un nouveau cycle. Dans le protocole ensemble, est le plus long jour lors de la collecte et l&#39;ensemencement des embryons pour le démarrage d&#39;un nouveau cycle. UNEs commenté dans le protocole, le meilleur rendement de l&#39;œuf est 3 - 5 jours après l&#39;éclosion des adultes, et diminue finalement 2 jours plus tard. Cela nous donne une certaine souplesse afin de choisir le jour où la récolte des oeufs sera effectuée. Si pour une raison quelconque, le rendement des embryons collectés est inférieur au montant de départ souhaité (1,5 g), on peut toujours ajouter une nouvelle mélasse plateau et de recueillir plus d&#39;oeufs le lendemain. Pour les collections constants, il est recommandé de maintenir 2 cages en parallèle, et si des quantités plus élevées d&#39;embryons sont nécessaires, il est également possible d&#39;utiliser de plus grandes cages. En cas de faire des collections de courte durée, une façon d&#39;augmenter le rendement est de tirer parti de l&#39;éclatement de la ponte dans la matinée. Il existe de nombreux avantages de la collecte de grandes quantités de divers stades de développement. Par exemple, les embryons prélevés dans les cages de la population ont été utilisées avec succès dans des essais d&#39;immunoprécipitation 6-8, collectio massen des tissus larvaires de larves dissocié a démontré être une très bonne source pour 3C expériences 4 et préparations d&#39;ARN 15 et têtes de mouches adultes ont été utilisées pour des expériences de ChIP 16. En outre, les adultes sont souvent nécessaires pour faire des extraits de mouches pour la culture de tissus 17. L&#39;une des applications les plus prometteuses de la cage est de fournir du matériel pour des essais à haut débit qui permettent l&#39;analyse et le dépistage des gènes, des transcriptions, des protéines et des métabolites en réponse à l&#39;exposition des agents pathogènes, des molécules biologiques, des substances chimiques et des rayonnements ionisants. Dans ces essais à grande échelle un grand nombre de personnes sont nécessaires, et la cage de population de mouches décrit ici peuvent être très utiles pour obtenir de grandes quantités de matériel au cours des différentes phases du cycle de vie de Drosophila pour leur analyse et de dépistage 18.

La capacité de combiner des approches génétiques et biochimiques a Drosophila un organisme particulièrement adapté pour biochimie et biologie moléculaire des études 1-3. Ces études nécessitent souvent de grandes quantités de matériel biologique, non seulement des mouches adultes, mais aussi des larves 4, 5 et pupes embryons 6-8. Pour obtenir de grandes quantités de matériaux, les chercheurs ont mouches cultivées en utilisant de grands conteneurs connus comme voler &quot;cages de population». Ces cages sont constitués d&#39;un cylindre en matière plastique recouverte d&#39;un filet sur les deux côtés pour permettre l&#39;introduction de la denrée alimentaire à l&#39;intérieur de la cage sans que les mouches qui fuient. Ces cages peuvent être faits maison 9-11 ou achetés auprès d&#39; une société (voir tableau des matériaux / équipements spécifiques). Un avantage majeur de l&#39; utilisation de ce système pour développer un grand nombre de mouches est que le cycle de la mouche à fruit 12 peut être contrôlée de manière à ce que tous les mouches se développent dans une rélativement synchronisée manière. Cette synchronisation est réalisée par ensemencement de nouveaux embryons, se nourrissant de larves / mouches et sacrifier les mouches adultes à des moments précis. L&#39; utilisation d&#39; une population de mouches synchronisée est particulièrement utile pour les études de développement 13. Le début d&#39;une nouvelle cage de population de quelques mouches est un processus de longue haleine nécessitant de nombreux cycles d&#39;amplification 9-11. Même en utilisant de plus grands récipients comme des bouteilles de culture de mouche ou minicages, l&#39;ensemble du processus peut durer des mois. Pour éviter ce pas de temps long, de nombreux laboratoires de Drosophila maintiennent régulièrement ces cages. Il est plus commode de commencer une nouvelle cage à partir d&#39;une collecte d&#39;embryons à partir d&#39;une cage de population déjà établie. En général, la plupart des laboratoires maintiennent des cages de type sauvage population, comme l&#39;Oregon R ou Canton S. Ce manuscrit présente un protocole détaillé pour maintenir la mouche des cages de population.

<table><tbody><tr><td>Bacto-Agar</td><td>Beckton Dickinson</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Curity practical cotton roll</td><td>Kendall</td><td>2287</td><td></td></tr><tr><td>Dry yeast</td><td>Affymetrix</td><td>23540</td><td></td></tr><tr><td>Filter paper</td><td>GE Healthcare Life Science</td><td>1001-085</td><td></td></tr><tr><td>Foam tube plugs</td><td>Jaece</td><td>L800-D2</td><td>50 mm Diameter x 55 mm Length</td></tr><tr><td>Fly population cage</td><td>Flystuff</td><td>59-116</td><td>9&amp;Prime; Diameter x 14.4&amp;Prime; Length. Includes the nets for the cage.</td></tr><tr><td>Meat tray</td><td>Genpak</td><td>1002S (#2S)</td><td>8.25 x 5.75 x 0.5 inches</td></tr><tr><td>Molasses</td><td>Grandma&amp;acute;s</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Plastic container</td><td>Rubbermaid</td><td>4022-00</td><td></td></tr><tr><td>Plastic film</td><td>Glad</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Phosphoric acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>S 93326</td><td>Toxic. Handle in Chemistry Hood</td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td>Fisher Scientific</td><td>A258-500</td><td>Toxic. Handle in Chemistry Hood</td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #100</td><td>VWR</td><td>57324-400</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #40</td><td>VWR</td><td>57324-272</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel&amp;nbsp; sieve #30</td><td>VWR</td><td>57324-240</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>MP</td><td>152584</td><td></td></tr><tr><td>Tegasept</td><td>LabScientific</td><td>FLY5501</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X100</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP151-500</td><td></td></tr></tbody></table>

maintenance of a drosophila melanogaster population cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Le maintien d&#39;une population mouche de la cage est basé sur le cycle de vie de mouche. Par conséquent, après avoir placé le mélange biologique initial des embryons et des larves dans le récipient en matière plastique (figure 1A) , les oeufs fécondés vont devenir larves dans pas plus de 2 jours , et les larves se développeront pendant 4 jours, relativement synchronisées à travers les différentes étapes du stade larvaire ( voir la figure 1B). Après les larves ont complété le stade 3 e stade larvaire ils pupifier et couvrir la surface du coton à l&#39; intérieur du récipient en plastique avec un peu sur la surface interne du couvercle (figure 1C). Cette période de nymphose ira pour les 4 prochains jours jusqu&#39;à ce que les mouches terminer le processus de métamorphose. Pendant cette période, il est fortement recommandé de transférer les mouches dans la cage. Les premières mouches adultes vont commencer à Eclose au jour 9 - 10 après lainitiation du cycle (figure 1D) et par jour 11 chacun d&#39;entre eux aura émergé des pupes. Le meilleur rendement de la collecte d&#39;embryons est obtenu 3 - 5 jours après l&#39;éclosion (jour 13 à 15) et diminue enfin en 17 jours (7 jours après l&#39;éclosion). Par conséquent, il est recommandé d&#39;ajouter le dernier plateau d&#39;aliments frais au jour 13 et ramasser les oeufs au jour 15 (Figure 1E et F). Cela va permettre la collecte du nombre maximal d&#39;embryons. L&#39; ajout d&#39; un troisième jour supplémentaire avant la collecte peut conduire à la nourriture est trop sec et par conséquent , va diminuer le rendement en embryons collectés. Le tableau 1 indique le rendement en 6 collections de cycles consécutifs, avec un matériau de départ de 1,5 g dans chaque cycle, et la figure 2 est le calendrier recommandé pour une collection de cycle entier. Le matériel récolté en deux jours60; périodes est principalement composée d&#39;embryons. Cependant, un petit nombre de larves sont également présents. À des fins d&#39;entretien de la cage de ces larves ne sont pas un problème car un certain degré d&#39;asynchronisme est attendue. Néanmoins, pour certaines expériences, de biochimie, de la pureté de ces embryons est très important, mais en même temps, il est également nécessaire de recueillir de grandes quantités d&#39;oeufs pour effectuer ces expériences. Pour cette raison , plusieurs collections consécutives courtes ont été effectuées à 1 h et 3 h, après avoir ajouté rapidement à la température ambiante une nouvelle plaque avec de la nourriture, de fournir une estimation du rendement et la pureté qui peut être obtenu avec cette méthode (tableau 2 et figure 3) . Les 1 h collections consécutives ont commencé avec un rendement très faible (14,5 mg) mais les quantités d&#39;embryons a augmenté pour chaque fois collectés, mais la dernière fois. Le faible rendement à première peut être due à vol étant souligné au cours du processus de changement de la nourriture, mais plus tard, l&#39;acclimatation. D&#39;autre part, aucune larvae ont été observées dans les cinq collections séquentielles (figure 3A), montrant que les collections plus courtes donnent une plus grande pureté. Si le coton est pas retiré de la cage, la probabilité que les larves de points de temps antérieurs restera et entrez la nouvelle plaque est augmentée. Même lorsque le coton est enlevé, parfois les larves vont se promener sur le côté de la cage et entrer dans la nourriture pendant une collection. Pour les 3 h collections consécutives, le rendement varie de 840 à 1250 mg, ce qui est environ 10 fois plus que les rendements obtenus dans les collections 1 hr. La pureté de ces embryons était proche de 100% (figure 3B). Les larves occasionnels ont été observées. Certaines études de développement nécessitent une synchronisation très stricte pour les embryons collectés. Pour augmenter la pureté de synchronisation, il est recommandé de jeter la première plaque de collecte parce que si les conditions ne sont pas idéales, les femelles peuvent conserver les œufs plus matures et déposent lam lorsque les conditions améliorent, par exemple avec l&#39;introduction d&#39;une nouvelle plaque. En outre, il est important de savoir que plus âgés mouches adultes (&gt; 6 jours) produisent des embryons moins synchronisés. Pour vérifier le degré de synchronisation avec une grande précision, une coloration DAPI des embryons collectés est recommandé. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig1.jpg" /> Figure 1. Le cycle Drosophila melanogaster vie dans une mouche Population Cage. (A) Initiation du cycle d&#39; ensemencement de 1,5 g d&#39;embryons dans le récipient de boîte en plastique. A titre de référence, dans le panneau inférieur, la longueur du papier filtre est de 8,5 cm. (B) Larves croissance relativement synchronisée 5 jours après le début du cycle. (C) Au jour 8, la plupart des mouches sont au stade de la chrysalide. Les panneaux inférieurs B (B &#39;) et C<html> (C &#39;) sont grossissements des zones indiquées dans les panneaux supérieurs. Mouches (D) adultes ont émergé des pupes 10 jours après le début du cycle. (E) mouches adultes dans la cage de la population avant de commencer le processus de collecte des embryons, au jour 15. Le matériau jaunâtre sur la nourriture à la mouche sont des œufs fécondés. (F) Embryons (et quelques larves) recueilli au fond du tamis 100 grossier, après un cycle de cage ensemble. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53756/53756fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig2.jpg" /> Figure 2. Le total de l&#39; annexe de la collection de Cycle. La figure 2 montre le calendrier recommandé pour une collection complète de cycle.<html> t = &quot;_ blank&quot;&gt; S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure. <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/53756/53756fig3.jpg" /> Figure 3. Pureté de 1 h et 3 h collections consécutives. Représentant l&#39; image des embryons collectés à 1 h (A) et 3 h (B) après avoir ajouté un nouveau plateau de nourriture. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53756/53756fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <table><tbody><tr><td> Numéro de cycle </td><td> Rendement (g) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 10.3 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 9.5 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 10.3 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 12.7 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> dix </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 7.1 </td></tr></tbody></table>ntent &quot;fo: keep-together.within-page =&quot;. 1 &quot;&gt; Tableau 1. Rendement de plusieurs collections de cycle Le tableau 1 montre le rendement de 6 collections de cycle consécutives, avec un matériau de départ de 1,5 g Dans chaque cycle, la dernière. plateau de nourriture a été ajouté au jour 13 et la récolte a été faite à 15 jours. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Collection # </td><td> Durée de la collection (hr) </td><td> Rendement (mg) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 14.5 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 1 </td><td> 21,6 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 1 </td><td> 56.1 </td></tr><tr><td> 4 </td><td> 1 </td><td> 160,1 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 1 </td><td> 106,1 </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 3 </td><td> 960 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 3 </td><td> 840 </td&gt; </tr><tr><td> 3 </td><td> 3 </td><td> 1250 </td></tr></tbody></table> Tableau 2. Rendement de 1 h et 3 h Collections consécutives. Le tableau 2 montre le rendement de 5 collections consécutives 1 h après l&#39; ajout de nouveaux aliments et de 3 collections consécutives 3 heures après avoir placé une nouvelle plaque de mélasse.

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Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Le maintien d&#39;un<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

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Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

13.1K vues.  National Institutes of Health. This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Vidéo: Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is a model for understanding microbial interactions with animal hosts, facilitated by approaches to rear large sample sizes of Drosophila under microorganism-free (axenic) conditions, or with defined microbial communities (gnotobiotic). This work outlines a method for collection of Drosophila embryos, hypochlorite dechorionation and sterilization, and transfer to sterile diet. Sterilized embryos are transferred to sterile diet in 50 ml centrifuge tubes, and developing larvae and adults remain free of any exogenous microbes until the vials are opened. Alternatively, flies with a defined microbiota can be reared by inoculating sterile diet and embryos with microbial species of interest. We describe the introduction of 4 bacterial species to establish a representative gnotobiotic microbiota in Drosophila. Finally, we describe approaches for confirming bacterial community composition, including testing if axenic Drosophila remain bacteria-free into adulthood.

Rearing the Fruit Fly Drosophila melanogaster Under Axenic and Gnotobiotic Conditions

A method for rearing Drosophila melanogaster under axenic and gnotobiotic conditions is presented. Fly embryos are dechorionated in sodium hypochlorite, transferred aseptically to sterile diet, and reared in closed containers. Inoculating diet and embryos with bacteria leads to gnotobiotic associations, and bacterial presence is confirmed by plating whole-body Drosophila homogenates.

L&#39;élevage du Fruit Fly<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Sous axéniques et gnotobiotique Conditions

The influence of microbes on myriad animal traits and behaviors has been increasingly recognized in recent years. The fruit fly Drosophila melanogaster is ...

Recherche

Biologie du développement

An Automated Method to Determine the Performance of Drosophila in Response to Temperature Changes in Space and Time

Temperature is a ubiquitous environmental factor that affects how species distribute and behave. Different species of Drosophila fruit flies have specific responses to changing temperatures according to their physiological tolerance and adaptability. Drosophila flies also possess a temperature sensing system that has become fundamental to understanding the neural basis of temperature processing in ectotherms. We present here a temperature-controlled arena that permits fast and precise temperature changes with temporal and spatial control to explore the response of individual flies to changing temperatures. Individual flies are placed in the arena and exposed to pre-programmed temperature challenges, such as uniform gradual increases in temperature to determine reaction norms or spatially distributed temperatures at the same time to determine preferences. Individuals are automatically tracked, allowing the quantification of speed or location preference. This method can be used to rapidly quantify the response over a large range of temperatures to determine temperature performance curves in Drosophila or other insects of similar size. In addition, it can be used for genetic studies to quantify temperature preferences and reactions of mutants or wild-type flies. This method can help uncover the basis of thermal speciation and adaptation, as well as the neural mechanisms behind temperature processing.

An Automated Method to Determine the Performance of Drosophila in Response to Temperature Changes in Space and Time

Here we present a protocol to automatically determine the locomotor performance of Drosophila at changing temperatures using a programmable temperature-controlled arena that produces fast and accurate temperature changes in time and space.

Une méthode automatisée pour déterminer la Performance de la drosophile en réponse aux changements de température dans l’espace et le temps

Temperature is a ubiquitous environmental factor that affects how species distribute and behave. Different species of Drosophila fruit flies have specific ...

Sciences du comportement

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Détermination de l&#39;activité locomotrice spontanée,<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Neurosciences

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Conditions affectant espace social<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Foraging Protocole Chemin de longueur pour<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; larves

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

Mesure de la durée de vie en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Biologie

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

Oral Infection bactérienne et excrétion chez Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...

Circadian Entrainment of Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this rhythm and to understand the resulting outputs, entrainment of model organisms to defined circadian time-points is required. Here we detail a procedure to entrain many Drosophila to a defined circadian rhythm. Furthermore, we detail post-entrainment steps to prepare samples for immunofluorescence, nucleic acid, or protein extraction-based analysis.

Here, we detail how to synchronize Drosophila to a circadian day. This is the first, and most important step necessary for studying biological rhythms and chronobiology.

Formation circadienne de Drosophila Melanogaster

Nearly universal among organisms, circadian rhythms coordinate biological activity to earth&#39;s orbit around the sun. To identify factors creating this ...

Drosophila Maintenance

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of these critters may seem as easy as leaving a banana on your kitchen counter for too long, a productive fly colony in the lab requires careful husbandry and maintenance.
This video demonstrates the necessary steps for maintaining a healthy fly stock. The overview begins with the preparation and storage of the yeast and sugar-containing media on which flies feed. Next, the vessels most commonly used for housing Drosophila are shown, as well as how and when to move flies between these containers. Finally, the presentation also includes examples of the ways in which housing and feeding conditions are manipulated for biological experiments.

Maintenance and Husbandry of Drosophila melanogaster

Maintien et élevage de la drosophile

Drosophila melanogaster, commonly known as fruit flies, are a frequently used model organism for life science research. Although starting a collection of ...

Enseignement

JoVE Science Education

Bases de la biologie

Biologie I : levure, drosophile et C. elegans

Drosophila Courtship Conditioning: A Method to Test Learning and Memory In Flies

Source: Koemans, T. S., et al. <a href="https://www.jove.com/video/55808/" target="_blank">Drosophila Courtship Conditioning As a Measure of Learning and Memory</a>. J. Vis. Exp. (2017).
This video describes a classical conditioning assay that tests learning and memory in Drosophila, called courtship conditioning. The assay is based on the reduction of male courtship after experiencing a rejection by a non-receptive premated female. The example protocol shows a setup for the procedure that can be used to assess short- and long-term memory.

Le maintien d'un

Résumé

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L'élevage du Fruit Fly

Une méthode automatisée pour déterminer la Performance de la drosophile en réponse aux changements de température dans l’espace et le temps

Détermination de l'activité locomotrice spontanée,

Conditions affectant espace social

Foraging Protocole Chemin de longueur pour

Mesure de la durée de vie en

Oral Infection bactérienne et excrétion chez Drosophila melanogaster

Formation circadienne de Drosophila Melanogaster

Maintien et élevage de la drosophile

drosophile Conditionnement de parade nuptiale : une méthode pour tester l’apprentissage et la mémoire chez les mouches