أيد هذا العمل المعاهد الوطنية للصحة المنحة R01 GM113602 (الحركة) وجبهة الخلاص الوطني 1144247 (AL). ونعترف سلابودنيك مارك وناتالي كيركلاند لتطوير الإصدارات الأولية من بعض من هذه البروتوكولات ومناقشات غنية بالمعلومات. ونحن نشكر بيرلازا كارينا ولويس غريسون لقراءة نقدية من المخطوطة.

<ol>
	<li>Kirschner, M., Gerhart, J., Mitchison, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+"vitalism".">Molecular "vitalism".</a> Cell. 100 (1), 79-88 (2000).</li><li>Shulman, J. M., St Johnston, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+formation+in+single+cells.">Pattern formation in single cells.</a> Trends in Cell Biology. 9 (12), M60-M64 (1999).</li><li>Wloga, D., Frankel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+molecules+to+morphology:+cellular+organization+of+Tetrahymena+thermophila.">From molecules to morphology: cellular organization of Tetrahymena thermophila.</a> Methods in Cell Biology. 109, 83-140 (2012).</li><li>Frankel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Pattern Formation: Ciliate Studies and Models. , (1989).</li><li>Tartar, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grafting+experiments+concerning+primordium+formation+in+Stentor+coeruleus.">Grafting experiments concerning primordium formation in Stentor coeruleus.</a> Journal of Experimental Zoology Part A. 131 (1), 75-121 (1956).</li><li>Lillie, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+smallest+parts+of+Stentor+capable+of+regeneration;+a+contribution+on+the+limits+of+divisibility+of+living+matter.">On the smallest parts of Stentor capable of regeneration; a contribution on the limits of divisibility of living matter.</a> Journal of Morphology. 12 (1), 239-249 (1896).</li><li>Morgan, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+proportionate+structures+in+Stentor.">Regeneration of proportionate structures in Stentor.</a> The Biological Bulletin. 2 (6), 311-328 (1901).</li><li>Slabodnick, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+macronuclear+genome+of+Stentor+coeruleus+reveals+tiny+introns+in+a+giant+cell.">The macronuclear genome of Stentor coeruleus reveals tiny introns in a giant cell.</a> Current Biology. 27 (4), 569-575 (2017).</li><li>Tang, S. K. Y., Marshall, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-repairing+cells:+How+single+cells+heal+membrane+ruptures+and+restore+lost+structures.">Self-repairing cells: How single cells heal membrane ruptures and restore lost structures.</a> Science. 356 (6342), 1022-1025 (2017).</li><li>Slabodnick, M., Prevo, B., Gross, P., Sheung, J., Marshall, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+cytoplasmic+flow+during+single-cell+wound+healing+in+Stentor+coeruleus.">Visualizing cytoplasmic flow during single-cell wound healing in Stentor coeruleus.</a> Journal of Visualized Experiments. 82 (82), 50848 (2013).</li><li>Tartar, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Stentor. , (1961).</li><li>Slabodnick, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+kinase+regulator+mob1+acts+as+a+patterning+protein+for+stentor+morphogenesis.">The kinase regulator mob1 acts as a patterning protein for stentor morphogenesis.</a> PLOS Biology. 12 (5), e1001861 (2014).</li><li>Harris, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Chlamydomonas sourcebook: Introduction to Chlamydomonas and its laboratory use. 1, (2009).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

استزراع ستنتور يعرض عددا من التحديات. أولاً، لإجراء التجارب التي تتطلب أعدادا كبيرة من الخلايا، يحتاج المرء الإبقاء على عدد كبير من الثقافات ستنتور ، كثقافات تصبح غير صحية عندما يتجاوز تركيز ستنتور 20 خلايا/مل. ثانيا، الكائنات الحية التي يمكن أن تلوث الثقافات ستنتور غالباً ما تقسم أسرع من ستنتور وتطغى الثقافة (وهو الملوثات شائعة الروتيفر). وبالتالي، من الضروري أن تفقد الثقافة تحت مجهر بشكل دوري وإزالة الملوثات. في بعض الأحيان، يحتاج ثقافة جديدة ليبدأ من عدد صغير من الخلايا التي أنقذت يدوياً من ثقافة ملوثة. وهذا يزيد من الوقت اللازم للمحافظة على صحة جيدة ستنتور الثقافات. ثالثا، توسيع خلية واحدة إلى ثقافة 400 مل يتطلب شهر واحد على الأقل لدورة الخلية ستنتور من 3-5 أيام. رابعا، خلافا للنموذج الآخر سيلياتيس، ستنتور نادراً ما تذهب إلى شكل كيسه وأنهم لا يمكن أن تجمد.
جانبا مهما من استزراع ستنتور هو اختيار كائن حي الغذاء المناسب. أساليب مختلفة لاستزراع ستنتور وصفت سابقا. واحد منهم يقترح استخدام اللبن المقشود للبكتيريا الثقافة التي تغذي ثم ستنتور. هذه تقنية فعالة في استزراع ستنتور؛ ومع ذلك، يتطلب تطبيق تقنيات الجينوم عينات نقية لتجنب الارتباك الناجم عن قراءة الجينوم من الكائنات الحية الغذاء غير معروف. استخدام البروتوكول الحالي، يمكن زراعتها ستنتور في الكتلة و، لأنه قد تم تعيين تسلسل طعامهم، تشلاميدوموناس،، يمكن الكشف عن وجود تلوث الجينوم من الكائنات الحية الغذاء وتسيطر عليها. لأسباب غير معروفة، كان التكلس تجديد المخزونات له بالعودة إلى حيث وجد ستنتور قبل. مع البروتوكول الحالي، وقد تمكنا من إبقاء ستنتور لسنوات.
تجارب التجديد مع ستنتور واضحة عموما، ولكن هناك بعض التفاصيل الهامة نضع في اعتبارنا. وفيما يتعلق بالمادة 2، قطع ستنتور يمكن أن يتقن الخلايا في نصف دقيقة. وقد يتطلب إتقان إجراءات الجراحة أكثر تقدما من ستنتور أسبوع ممارسة. وفي حين أداء علاج السكروز أو اليوريا (الجزء 3)، إذا في بداية تصوير معظم الخلايا لا تزال تلك العصابات ميمبرانيلار، زيادة وقت الحضانة من 10-30 ثانية لعندما يتم تنفيذ المعاملة السكروز التالية. لا تزيد وقت المعاملة السكروز خارج الحضانة 3 دقيقة نظراً لأنه سوف يؤدي إلى موت الخلية.
التصوير من ستنتور يتطلب تجديد الأساليب بصورة كبيرة الخلايا على مدى فترات طويلة من الزمن. يمكن استخدام أسلوب التصوير بالتفصيل في القسم 4 فقط مع مجهر تستقيم. ثم إذا كان متوفراً مجهر مقلوب بدلاً من ذلك، يمكن وضع الخلايا على الشريحة أو ساترة في الدوائر الصغيرة. أسلوب واحد إنشاء دائرة من فازلين وتغطي مع آخر ساترة لمنع التبخر. وبدلاً من ذلك، يمكن إجراء دائرة لخلية مفردة بصنع حفرة لكمه ثقب من الحجم المطلوب في 1 × 1 سم2 مربعة من مباعدة السيليكون (الجدول للمواد)، وضع فاصل على ساترة، ووضع الخلايا في قاعة ، والتي تغطي الدائرة مع ساترة آخر. عند التصوير، وإذا لم ستنتور في الاتجاه الصحيح مراعاة السمات المميزة لكل مرحلة من التجدد، اضغط على لوحة بحزم لجعل العقد من الخلية. مشاهدة الخلية تمتد إلى تحديد مرحلة التجديد (ملحق كامل يأخذ حوالي 45 ثانية). إذا كانت الخلية لا تزال في اتجاه خاطئ، كرر التنصت. واتخذت هذه الصور هو مبين في الشكل 1 و الشكل 6 مجهر تكبير ستيريو؛ ومع ذلك، يمكن إجراء جميع التجارب بالتفصيل استخدام 5 × تشريح مجهر ستيريو.
يتمثل التحدي الآخر إلى جانب استزراع والتصوير ستنتور تتبع للتجديد، على وجه التحديد مقدار الوقت اللازم التعرف على مراحل. إذا كانت الخلية تجديد المنحى تماما مع منطقة بريمورديوم الشفوية واضحة للعيان، تحديد المرحلة التي تستغرق بضع ثوان. في بعض الأحيان، ومع ذلك، الخلية ستنتور في اتجاه الحيلولة دون تحديد واضح لمرحلة التجديد، ومن ثم أخذ مزيد من الوقت لتحديد. القدر الكبير من الوقت المطلوب لمرحلة الخلايا تجديد الفردية قد يؤخر التقدير الكمي للخلايا تجديد كافة، وبالتالي تقليل الدقة الزمنية التدريج والتي تتطلب المراقب الانتظار وإعادة الصورة الخلية بعد ذلك انتقل إلى توجه جديد. ونتيجة لذلك، هي هذه التجربة المرة وكثيفة العمالة. لهذه الأسباب، سيكون من المرغوب فيه جداً لتطوير أساليب مؤتمتة للكشف عن الخلايا ستنتور وتعيين مراحل التجديد في بيانات الفيديو مجهرية. هذه سوف تسمح أيضا لمزيد من التجارب استنساخه، زيادة في حجم العينة، وإزالة التحيز القائم على البشرية.
قد بدأ ظهور أساليب الجينوم والبروتين حساسة للغاية لوضع دراسات للخلايا المفردة في الوصول. لمثل هذه التحليلات خلية واحدة، يجعل حجم خلية ستنتور العملاقة موضوع اختبار المرغوب فيه لتجارب إثبات المفهوم. لهذه التجارب وذلك يكون من الممكن، استزراع ستنتور هو أمر أساسي، ومن ذلك الأساليب الموصوفة هنا ينبغي أن تلعب دوراً في زيادة تطوير تقنيات أكثر تقدما من خلية واحدة.

الخلايا غير أكياس بسيطة من الإنزيمات، ولكن آلات معقدة للغاية بدلاً من عناصرها يتم تحجيمها إلى الحجم الصحيح بعناية ومرتبة في مواقف محددة تحديداً جيدا. Morphogenesis الخلايا الفردية يمثل عملية رئيسية في الخلية وعلم الأحياء التنموي، لكن آليتها الجزيئية غير معروف1،2. في حين تشبه بعض الخلايا المستزرعة النقط، الكائنات الحية أحادي الخلية يمكن أن يكون معقداً للغاية أبنية، يتجلى في أنماط معقدة القشرية ينظر في سيلياتيس3،4.
ربما هو المثال الأكثر تطرفاً لخلية التنظيم كويروليوس ستنتور، بعيد تتصل هيتيروتريتشوس عملاقة سيلياتي تيتراهيمينا و براميسيوم. ستنتور 1 مم طويل ومغطى بشرائط طولية أكثر من 100 من صبغة زرقاء بالتناوب مع صفوف من أهداب تنظمها المكدسات المتوازية من شرائط ميكروتوبولي التي تعمل طول الخلية بأكملها. الخلية البوق-يتشكل (الشكل 1)، مع عصابة ميمبرانيلار وجهاز عن طريق الفم (الزراعة العضوية) في نهايته الأمامية، وهولدفاست التي تعلق الخلية إلى الركيزة في نهايته الخلفية. الخلية بالإضافة إلى قطبية واضحة الأمامي الخلفي، كما يبين الزخرفة مراوان مميزة، مثل أن التباعد بين صفوف الهدبية تدريجيا الزيادات في اتجاه عقارب الساعة. ينتج عن هذا انقطاع حيث يجتمع الصف أضيق الصف أوسع، وهذه المنطقة من سطح الخلية، المعروفة باسم محور التباين شريطية، يمكن أن يؤدي إلى تشكيل المجموعة الثانية من هياكل نهاية الأمامي عند المطعمة على آخر خلية5، مما يعادل رسميا منظم سبيمان. وهكذا، يكون جميع العمليات الرئيسية لعلم الأحياء التنموي على النظير في ستنتور: أكسياتيون وتشكيل نمط التعريفي. في جنين، هذه العمليات هي مدفوعة بمصير الاختلافات بين خلايا مختلفة، ولكن في ستنتور، وأنهم يجب أن يكون مدفوعا بمصير الفروق بين المناطق المختلفة داخل خلية واحدة. ما يحدد الاختلافات بين المناطق داخل ستنتور لغزا.
إذا تم اقتطاع أي جزء من ستنتور ، يمكن تجديد القطعة المفقودة من الخلية تسفر عن خلية عادية في غضون ساعات. إذا كانت خلية قطع في نصف، أو حتى إلى قطع أصغر بكثير، كل قطعة يعيد إلى خلية يبحث عادي ولكن أصغر حجماً ويعيد التناسب الصحيح بين خلية أجزاء6،7. أجزاء صغيرة حتى، 1/64th حجم الخلية الأصلية، وقادرة على التجدد في زنزانة صغيرة ولكنها تتناسب عادة ومن ثم تنمو إلى الحجم الكامل6. ستنتور وبالتالي من فرصة فريدة لدراسة آليات عضية الحجم التحجيم خلية نمو التنظيم واستخدام الطرق الجراحية التي تطبق عادة على مستوى الأنسجة أو الكائنات الحية كلها.
واحدة من خصائص ستنتور التي يسمح لها بتجديد من طائفة واسعة من العمليات الجراحية يحتوي ماكرونوكليوس نودولاتيد واحد (الشكل 1) مع حوالي 50 ألف نسخة ل الجينوم الكامل8. ما دام جزء من خلية تحتوي على عقده واحدة على الأقل ماكرونوكلير، لديها القدرة على تجديد تماما. خاصية أخرى الكامنة وراء قدرة التجدد ستنتورهو قدرته المذهلة التئام الجروح. وعلى الرغم من العديد من أنواع الخلايا قادرة على شفاء الجروح على9، ستنتور قادراً على استرداد من مجموعة غير عادية من الاضطرابات الجسدية. وأفيد سابقا مثالاً لاسترداد ستنتور من اضطراب جذري، جنبا إلى جنب مع الأساليب لتصور تدفق هيولى في ستنتور10 . تسمح هذه الطرق دراسة كيفية إصابة واللاحقة تؤثر تجديد الحالة المادية السيتوبلازم.
ستنتورضخمة الحجم والقدرة على التجديد غير عادية، وحقيقة أن ذلك يظهر العديد من الظواهر الإنمائية التي ينظر في أجنة متعددة الخلايا (مثل المنظمين، أكسياتيون، والزخرفة) اجتذبت العديد من علماء الأحياء التنموي خلال مطلع القرن الماضي، بما في ذلك "توماس هانت مورغان"7. خلال 50 عاماً وال 60، أثبت النهج microsurgical مجموعة مذهلة من عمليات التجدد ومورفوجينيتيك في هذا الحي وحيدة11. ومع ذلك، ستنتور قد وضعت كنظام نموذجي لبيولوجيا الجزيئية إلا في الآونة الأخيرة. خلال السنوات القليلة الماضية، كان تسلسل جينوم ستنتور وجمعت8، وكان الأسلوب للتشويش التعبير الجيني باستخدام [رني] عن طريق تغذية المتقدمة12.
وكان أحد الأسباب أن ستنتور قد تطورت إلى كائن نموذج للبيولوجيا الجزيئية الحديثة فقط مؤخرا صعوبة متزايدة الثقافات الكبيرة نظراً لدورة الخلية طويلة (3 إلى 5 أيام). ومع ذلك، تتطلب أساليب الجينوم والبروتين الحديثة المواد أقل مما كانوا، وحجم خلية ستنتور واحدة كافية لهذه الأساليب، حتى بدون اللجوء إلى أساليب أولتراسينسيتيفي التي تم تطويرها لتحليل واحد الخلايا التي أصغر بكثير من ستنتور. المادة 1 من البروتوكول تفاصيل الإجراءات المتعلقة بإرساء ثقافة كبيرة من خلية واحدة ستنتور . يمكن استخدام نفس النهج لإرساء ثقافة كبيرة من جزء خلية التي تم الحصول عليها عن طريق خفض خلية. كما يقدم الفرع 1 المبادئ التوجيهية للحفاظ على صحة ستنتور الثقافات على مدى فترات طويلة من الزمن. تنص المادة 2 من البروتوكول المنهجية لحفز التجدد الخليوي بقطع الخلايا يدوياً بإبرة زجاج. المادة 3 من البروتوكول مكرس لطريقتين لحفز تجديد هياكل خلية معينة (جهاز ميمبرانيلار الفرقة والفم): علاج الخلايا مع السكروز أو اليوريا يؤدي إلى سفك هذه الهياكل، تليها بهم التجديد. المادة 4 من البروتوكول تفاصيل طريقة لتصوير الخلايا تجديد الفردية على مدى فترات طويلة من الزمن. وينتهي القسم 4 مع وصف مراحل التجديد ونصائح حول تحليل ديناميات التجديد.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Stentor coeruleus&lt;/em&gt; live culture</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>131598</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Chlamydomonas&lt;/em&gt; &lt;em&gt;reinhardtii&lt;/em&gt; on agar</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>152040</td><td></td></tr><tr><td>Pasteurized springwater, 1-quart bottle</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>132458</td><td></td></tr><tr><td>Methyl cellulose, 1500 cP</td><td>Millipore Sigma</td><td>M0387</td><td></td></tr><tr><td>Pyrex glass spot plate</td><td>Fisher Scientific</td><td>13748B</td><td></td></tr><tr><td>Wide-mouth glass jar with screw cap, 60 mL</td><td>Carolina Biological Supply</td><td>715740</td><td></td></tr><tr><td>2-cup glass container with glass lid</td><td>Pyrex</td><td>1095600</td><td></td></tr><tr><td>CultureWell silicone sheet material</td><td>Grace Bio Labs</td><td>664475</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimberly Clark</td><td>34155</td><td></td></tr><tr><td>Posi-Click 1.7 mL microcentrifuge tube</td><td>Denville</td><td>C2170</td><td></td></tr><tr><td>Cover Glass</td><td>Fisher finest</td><td>12-548-B</td><td></td></tr><tr><td>TAP Growth Media, optimized for &lt;em&gt;Chlamydomonas&lt;/em&gt; culture</td><td>ThermoFisher</td><td>A1379801</td><td></td></tr><tr><td>Silicone spacer, CultureWell Silicone Sheet, 0.25mm Thick/13 cm x 18 cm</td><td>Grace Bio Labs</td><td>664475</td><td></td></tr><tr><td>Petrolatum, Petroleum Jelly, White</td><td>Spectrum</td><td>P1037</td><td></td></tr><tr><td>Borosilicate glass capillary tubes.&lt;br/&gt; OD: 1.2 mm, ID: 0.9 mm, length: 10 cm.</td><td>Sutter Instrument</td><td>B120-90-10</td><td></td></tr><tr><td>Needle puller P-87</td><td>Sutter Instrument</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stemi 2000 stereo microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Axiozoom V16, stereo zoom microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

methods for the study of regeneration in stentor

الخلايا بحاجة إلى أن تكون قادرة على تجديد أجزائها على التعافي من الاضطرابات الخارجية. سيلياتي أحادي الخلية كوروليس ستنتور هو الكائن نموذجا ممتازا لدراسة التئام الجروح وتجديد الخلايا اللاحقة. أن الجينوم ستنتور أصبح متاحاً في الآونة الأخيرة، جنبا إلى جنب مع طرق البيولوجيا الجزيئية الحديثة، مثل [رني]. هذه الأدوات تجعل من الممكن لدراسة تجديد خلية واحدة على المستوى الجزيئي. ويغطي الجزء الأول من البروتوكول ستنتور إنشاء خلية الثقافات من الخلايا المفردة أو أجزاء الخلية، جنبا إلى جنب مع المبادئ التوجيهية العامة للحفاظ على الثقافات ستنتور . استزراع ستنتور بكميات كبيرة تسمح باستخدام أدوات قيمة مثل الكيمياء الحيوية، وتسلسلها، والطيف الكتلي. وتغطي الأجزاء اللاحقة من البروتوكول نهج مختلفة لحفز التجدد في ستنتور. قص الخلايا يدوياً بإبرة زجاجية تسمح دراسة تجديد أجزاء الخلية الكبيرة، بينما علاج الخلايا مع السكروز أو اليوريا يسمح لدراسة تجديد هياكل محددة تقع في نهاية الأمامي للخلية. يتم توفير طريقة لتصوير الخلايا تجديد الفردية، جنبا إلى جنب مع شعار التدريج وتحليل ديناميات التجديد. وتنقسم العملية برمتها من التجدد في ثلاث مراحل. بتصور ديناميات تطور عدد سكان خلايا عبر المراحل، يتضح عدم التجانس في توقيت التجدد.

أنشئت الثقافات ستنتور موثوق بها والحفاظ على من خلايا فردية أو أجزاء الخلية باستخدام المادة 1 من البروتوكول. ويرد مثال ممثل لثقافة صحية كبيرة في الفيديو 1.
وتم قياس مسار وقت التجديد في ستنتور استخدام أسلوب العلاج السكروز من أجل الشروع في تجديد المذكورة في "الخطوة 3-1"، جنبا إلى جنب مع التصوير وطريقة التحليل التي نوقشت في الفرع 4 (الشكل 7). هذه المؤامرة تشير إلى أن هناك فرقا استمرت ساعة واحدة في الوقت الذي يستغرقه السكان للخلايا للوصول إلى أي مرحلة معينة. يسمح هذا النوع من التحليل دراسة التغاير الزماني في عملية التجديد في عدد سكان لتجديد الخلايا.
ما يلي هو موجز لتوقيت التجديد التي لوحظت حتى الآن بعد عشرات من العلاجات السكروز (الشكل 4 و الشكل 6). المرحلة الأولى عندما الخلايا ستنتور تبدو وكأنها الدموع دون أي الفرقة ميمبرانيلار (هذه المرحلة يبدأ فورا بعد تبييض السكروز). وتستمر هذه المرحلة هو حاء 3-6 المرحلة 2 عند عصابة ميمبرانيلار يظهر وينمو (3-6 ح بعد العلاج السكروز). تستمر هذه المرحلة 3-4 ﻫ. المرحلة 3 هو عند بريمورديوم عن طريق الفم يظهر في نهاية مؤخرة الفرقة ميمبرانيلار (6-8 ح بعد العلاج السكروز)، ويتم نقل كل الهياكل نهاية الأمامي للخلية. وتستمر هذه المرحلة ح 1-2. عند الفرقة ميمبرانيلار وجهاز الشفوي، الذي تم التوصل إليه نهاية الأمامي للخلية، هذا وأشارت إلى انتهاء تجديد. وقد اعتمدت الخلية الشكل يشبه البوق ستنتور المميزة. وكانت الزنزانات تماما المجددة 8-9 ح بعد العلاج السكروز.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig1.jpg"> الشكل 1. لقطة من ستنتور- وترد الفرقة ميمبرانيلار وجهاز الشفوي في نهاية الأمامي للخلية. هولدفاست نهاية الخلفي من الخلية. ماكرونوكليوس ستنتور نودولاتيد. وقد جيدا تغذية ستنتور الأخضر vacuoles الأغذية المحتوية على الأغلب Chlamydomonas. شريط مقياس هو 0.5 ملم. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig1large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig2.jpg"> رقم 2. إنشاء قطع ستنتور - قطع الخلية يتم عن طريق التلاعب إبرة زجاج يدوياً بينما تبحث في الخلية باستخدام مجهر ستيريو تشريح متاحة تجارياً. والغرض من المناديل الورقية توفير خلفية بيضاء لرؤية خلايا الأفضل. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig3.jpg"> الشكل 3. لقطات من الفيديو 3 توضح كيفية قص ستنتور بإبرة زجاجية. (A) A ستنتور فورا قبل الإبرة اللمسات عليه. (ب) ستنتور بلطف محشورة بين شريحة الإبرة والزجاج. A (ج) التعاقد مع ستنتور الرد على قوة الإبرة. (د) A ستنتور يجري خفض الضغط بلطف على الخلية مع الجانب من الإبرة. (ﻫ) A ستنتور قطع الآن في اثنين ولكن لا يفصل. (و) هما ستنتور الشظايا. هو شريط مقياس 0.25 مم. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig3large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig4v2.jpg"> الشكل 4. التصور التخطيطي للمادة 3 والمادة 4 من البروتوكول. هذا بروتوكول مصورة لأداء السكروز أو علاج اليوريا والمراقبة لتجديد الخلايا. الوقت المحدد في أسفل لوحة تقاس من بداية الغسيل 1. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig4v2large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig5.jpg"> الرقم 5. الإعداد للمراقبة التصوير و/أو مباشرة للتجديد مع مجهر تستقيم. في كل قطره 4 ميليلتر تتدلى من ساترة، وهناك خلية واحدة قيد التجديد. المياه في الآبار التي بليت بقعة الزجاج يحد تبخر القطرات. يسمح هذا الإعداد في أعقاب تجديد خلايا متعددة في نفس الوقت. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig5large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig6.jpg"> الشكل 6. لقطات من ستنتور في كل مرحلة من الفرقة ميمبرانيلار وتجديد أجهزة الفم. (أ) المرحلة 1 تتميز بشكل خلية مثل الدمعة وغياب الفرقة ميمبرانيلار. (ب) المرحلة 2 يتميز بمظهر الفرقة ميمبرانيلار، وهيكل القائم على أهداب أن يدق باستمرار. عصابات ميمبرانيلار تتميز بخطوط متقطعة بيضاء في لوحات ب-دال (C و D) المرحلة 3 يتميز بمظهر بريمورديوم عن طريق الفم (ملحوظ مع سهم). بريمورديوم الشفوية يبدو وكأنه إينفاجينيشن في نهاية مؤخرة الفرقة ميمبرانيلار. سوف يتقدم بريمورديوم عن طريق الفم ثم صوب الأمامي للخلية ليصبح الجهاز عن طريق الفم. يتم إكمال التجديد (ه) عند الخلية قد اعتمد خاصية الشكل يشبه البوق ستنتور ، واتسعت على الجهاز عن طريق الفم (ملحوظ مع سهم) في نهاية الأمامي للخلية. هو شريط مقياس 0.25 مم. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig6large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig7.jpg"> رقم 7. مكدس ارسم مربع إظهار كيفية تغيير أبعاد الخلايا في جميع مراحل التجديد بعد العلاج السكروز مع مرور الوقت. المؤامرة يظهر التباين في توقيت مراحل التجديد داخل سكان لتجديد الخلايا. "نهاية الصنع" يشير إلى انتهاء التجديد. عدد الخلايا: 28. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig7large.jpg" target="_blank">الرجاء انقر هنا لمشاهدة نسخة أكبر من هذا الرقم-</a>
<img alt="Movie 1" src="/files/ftp_upload/57759/57759video1.jpg"> الفيديو 1 من . مثال على ثقافة صحية ستنتور - عموما، إذا ثقافة مركزة، تقسيم الثقافة من المستحسن. <a href="/files/ftp_upload/57759/Video1.mp4" target="_blank">من فضلك انقر هنا لمشاهدة هذا الفيديو. (انقر بالزر الأيمن التحميل.)</a>
<img alt="Movie 2" src="/files/ftp_upload/57759/57759video2.jpg"> الفيديو 2 من . تباطؤ ستنتور مع ميثيلسيلولوسي- <a href="/files/ftp_upload/57759/Video2.mov" target="_blank">من فضلك انقر هنا لمشاهدة هذا الفيديو. (انقر بالزر الأيمن التحميل.)</a>
<img alt="Movie 3" src="/files/ftp_upload/57759/57759video3.jpg"> الفيديو 3 من . قطع ستنتور- ويمكن خفض الخلايا الفردية يدوياً إلى قطع متعددة تحت ستيريو تشريح مجهر بضغط إبرة زجاج عن طريق الخلية. <a href="/files/ftp_upload/57759/Video3.mov" target="_blank">من فضلك انقر هنا لمشاهدة هذا الفيديو. (انقر بالزر الأيمن التحميل.)</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>مشكلة مع الثقافة</td>
			<td>علاج ممكن</td>
			<td>الوقاية الممكنة</td>
		</tr>
<tr>
<td>هو طغت الثقافة الروتيفر أو غيرها من الكائنات الكبيرة.</td>
			<td>إزالة العديد من ستنتور قدر الإمكان إلى طبق ثقافة جديدة. ثم تغسل الخلايا ثلاث مرات.</td>
			<td>يغسل ستنتور جيدا عند استلامها، حتى عند شرائها من مورد تجاري.</td>
		</tr>
<tr>
<td>الثقافة هي غارقة في الفطريات أو الكائنات الحية الصغيرة الأخرى.</td>
			<td>تحديد زاوية التي توجد فيها الأقل ستنتور. في هذا المجال، قم بإزالة الوسائط قدر ممكن دون إزالة العديد من ستنتور وإضافة كلمة جديدة. المزيج بلطف ولكن شاملة إلى ديستروبوتي الكائنات الغازية. تخطي تغذية القادم وسوف يأكل ستنتور لهم.</td>
			<td>مراقبة الثقافة بانتظام وإزالة الملوثات الصغيرة عن طريق تبادل الوسائط لكلمة جديدة.</td>
		</tr>
<tr>
<td>
يتم وضع ستنتور فوق بعضها البعض.</td>
			<td>تقسيم الثقافة حيث يكون التركيز أقل من 20 خلايا/مل.</td>
			<td>تقسيم الثقافات أكثر في كثير من الأحيان.</td>
		</tr>
<tr>
<td>
يتم التزاوج ستنتور الخلايا.</td>
			<td>تغذية كل 4 أيام بدلاً من كل 5 أيام.</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>الثقافة لديها الكثير من مواد النفايات الظلام.</td>
			<td>إزالة الكثير من المواد الداكنة، النفايات ستنتور بقدر الإمكان دون إزالة الخلايا. إذا تم إرفاق ستنتور مادة مظلمة، "الماصة؛" صعودا وهبوطاً الإفراج عن الخلايا ستنتور من نفاياتها ثم قم بإزالة وسائط الإعلام مع النفايات دون إزالة الخلايا. أو إزالة تلك ستنتور وتغذية تبعاً لذلك أقل.</td>
			<td>تغذية ستنتور 1 مل أقل الغذائية في 100 مل ثقافة.</td>
		</tr>
<tr>
<td>يبحث الصحية (الرغوة/المتضخمة أو مقربة) ستنتور.
</td>
			<td>قم بإزالة الوسائط قدر ممكن دون إزالة الخلايا ستنتور كثيرة وإضافة كلمة جديدة.</td>
			<td>تبادل وسائل الإعلام بانتظام.</td>
		</tr>
</tbody></table>الجدول 1. دليل استكشاف الأخطاء وإصلاحها لاستزراع ستنتور.

Watch this Scientific Journal Video about Methods for the Study of Regeneration in Stentor at JoVE.com

Methods for the Study of Regeneration in Stentor

أساليب لدراسة التجديد في ستنتور

سيلياتي العملاقة، كوروليس ستنتور، نظام ممتاز لدراسة تجديد والتئام الجروح. نقدم الإجراءات لإنشاء ستنتور الثقافات الخلية من الخلايا المفردة أو أجزاء الخلية، وحفز التجدد بقطع الخلايا، كيميائيا حفز التجديد للفرقة ميمبرانيلار والجهاز عن طريق الفم، والتصوير، وتحليل للخلية التجديد.

Cells need to be able to regenerate their parts to recover from external perturbations. The unicellular ciliate Stentor coeruleus is an excellent model ...

methods-for-the-study-of-regeneration-in-stentor

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Methods for the Study of Regeneration in Stentor

11.7K Views.  University of California San Francisco. سيلياتي العملاقة، كوروليس ستنتور، نظام ممتاز لدراسة تجديد والتئام الجروح. نقدم الإجراءات لإنشاء ستنتور الثقافات الخلية من الخلايا المفردة أو أجزاء الخلية، وحفز التجدد بقطع الخلايا، كيميائيا حفز التجديد للفرقة ميمبرانيلار والجهاز عن طريق الفم، والت...

Video: Methods for the Study of Regeneration in Stentor

Use of the TetON System to Study Molecular Mechanisms of Zebrafish Regeneration

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough understanding of the molecular and cellular mechanisms involved requires experimental tools that allow for inducible, tissue-specific manipulation of gene expression or signaling pathways. Therefore, we and others have recently adapted the TetON system for use in zebrafish. The TetON system facilitates temporally and spatially-controlled gene expression and we have recently used this tool to probe for tissue-specific functions of Wnt/beta&#8211;catenin signaling during zebrafish tail fin regeneration. Here we describe the workflow for using the TetON system to achieve inducible, tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin. This includes the generation of stable transgenic TetActivator and TetResponder lines, transgene induction and techniques for verification of tissue-specific gene expression in the fin regenerate. Thus, this protocol serves as blueprint for setting up a functional TetON system in zebrafish and its subsequent use, in particular for studying fin regeneration.

Here we outline the workflow for using the TetON system to achieve tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin.

استخدام نظام تيتون لدراسة الآليات الجزيئية لتجديد الزرد

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough ...

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Cnidarians, and specifically Hydra, were the first animals shown to regenerate damaged or severed structures, and indeed such studies arguably launched modern biological inquiry through the work of Trembley more than 250 years ago. Presently the study of regeneration has seen a resurgence using both &#34;classic&#34; regenerative organisms, such as the Hydra, planaria and Urodeles, as well as a widening spectrum of species spanning the range of metazoa, from sponges through mammals. Besides its intrinsic interest as a biological phenomenon, understanding how regeneration works in a variety of species will inform us about whether regenerative processes share common features and/or species or context-specific cellular and molecular mechanisms. The starlet sea anemone, Nematostella vectensis, is an emerging model organism for regeneration. Like Hydra, Nematostella is a member of the ancient phylum, cnidaria, but within the class anthozoa, a sister clade to the hydrozoa that is evolutionarily more basal. Thus aspects of regeneration in Nematostella will be interesting to compare and contrast with those of Hydra and other cnidarians. In this article, we present a method to bisect, observe and classify regeneration of the aboral end of the Nematostella adult, which is called the physa. The physa naturally undergoes fission as a means of asexual reproduction, and either natural fission or manual amputation of the physa triggers re-growth and reformation of complex morphologies. Here we have codified these simple morphological changes in a Nematostella Regeneration Staging System (the NRSS). We use the NRSS to test the effects of chloroquine, an inhibitor of lysosomal function that blocks autophagy. The results show that the regeneration of polyp structures, particularly the mesenteries, is abnormal when autophagy is inhibited.

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Here we demonstrate how to induce and monitor regeneration in the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis, a model cnidarian anthozoan. We demonstrate how to amputate and categorize regeneration using a morphological staging system, and we use this system to reveal a requirement for autophagy in regenerating polyp structures.

حمل كاملة ورم التجديد من مجافي الفم المنفخة من البحر شقائق النعمان النجيم<em&gt; Nematostella vectensis</em

Cnidarians, and specifically Hydra, were the first animals shown to regenerate damaged or severed structures, and indeed such studies arguably launched ...

A Murine Model of Stent Implantation in the Carotid Artery for the Study of Restenosis

Despite the considerable progress made in the stent development in the last decades, cardiovascular diseases remain the main cause of death in western countries. Beside the benefits offered by the development of different drug-eluting stents, the coronary revascularization bears also the life-threatening risks of in-stent thrombosis and restenosis. Research on new therapeutic strategies is impaired by the lack of appropriate methods to study stent implantation and restenosis processes. Here, we describe a rapid and accessible procedure of stent implantation in mouse carotid artery, which offers the possibility to study in a convenient way the molecular mechanisms of vessel remodeling and the effects of different drug coatings.

A model of stent implantation in mouse carotid artery is described. Compared to other similar methods, this procedure is very rapid, simple and accessible, offering the possibility to study in a convenient way the vascular wall reaction to different drug-eluting stents and the molecular mechanisms of restenosis.

نموذج الفئران من زرع دعامات في الشريان السباتي لدراسة عودة التضيق

Despite  the considerable progress made in the stent development in the last decades,  cardiovascular diseases remain the main cause of death in western ...

Medicine

Investigating Functional Regeneration in Organotypic Spinal Cord Co-cultures Grown on Multi-electrode Arrays

Adult higher vertebrates have a limited potential to recover from spinal cord injury. Recently, evidence emerged that propriospinal connections are a promising target for intervention to improve functional regeneration. So far, no in vitro model exists that grants the possibility to examine functional recovery of propriospinal fibers. Therefore, a representative model that is based on two organotypic spinal cord sections of embryonic rat, cultured next to each other on multi-electrode arrays (MEAs) was developed. These slices grow and, within a few days in vitro, fuse along the sides facing each other. The design of the used MEAs permits the performance of lesions with a scalpel blade through this fusion site without inflicting damage on the MEAs. The slices show spontaneous activity, usually organized in network activity bursts, and spatial and temporal activity parameters such as the location of burst origins, speed and direction of their propagation and latencies between bursts can be characterized. Using these features, it is also possible to assess functional connection of the slices by calculating the amount of synchronized bursts between the two sides. Furthermore, the slices can be morphologically analyzed by performing immunohistochemical stainings after the recordings. 
Several advantages of the used techniques are combined in this model: the slices largely preserve the original tissue architecture with intact local synaptic circuitry, the tissue is easily and repeatedly accessible and neuronal activity can be detected simultaneously and non-invasively in a large number of spots at high temporal resolution. These features allow the investigation of functional regeneration of intraspinal connections in isolation in vitro in a sophisticated and efficient way.

Here we present a protocol that is based on spinal cord slices cultured on multi-electrode arrays to study functional regeneration of propriospinal connections in vitro.

التحقيق التجديد الوظيفي في الحبل الشوكي عضوي النمط المشارك الثقافات نمت على صفائف متعدد القطب

Adult higher vertebrates have a limited potential to recover from spinal cord injury. Recently, evidence emerged that propriospinal connections are a ...

Neuroscience

Planarian Immobilization, Partial Irradiation, and Tissue Transplantation

The planarian, a freshwater flatworm, has proven to be a powerful system for dissecting metazoan regeneration and stem cell biology1,2. Planarian regeneration of any missing or damaged tissues is made possible by adult stem cells termed neoblasts3. Although these stem cells have been definitively shown to be pluripotent and singularly capable of reconstituting an entire animal4, the heterogeneity within the stem cell population and the dynamics of their cellular behaviors remain largely unresolved. Due to the large number and wide distribution of stem cells throughout the planarian body plan, advanced methods for manipulating subpopulations of stem cells for molecular and functional study in vivo are needed.
Tissue transplantation and partial irradiation are two methods by which a subpopulation of planarian stem cells can be isolated for further study. Each technique has distinct advantages. Tissue transplantation allows for the introduction of stem cells, into a na&iuml;ve host, that are either inherently genetically distinct or have been previously treated pharmacologically. Alternatively, partial irradiation allows for the isolation of stem cells within a host, juxtaposed to tissue devoid of stem cells, without the introduction of a wound or any breech in tissue integrity. Using these two methods, one can investigate the cell autonomous and non-autonomous factors that control stem cell functions, such as proliferation, differentiation, and migration.
Both tissue transplantation5,6 and partial irradiation7 have been used historically in defining many of the questions about planarian regeneration that remain under study today. However, these techniques have remained underused due to the laborious and inconsistent nature of previous methods. The protocols presented here represent a large step forward in decreasing the time and effort necessary to reproducibly generate large numbers of grafted or partially irradiated animals with efficacies approaching 100 percent. We cover the culture of large animals, immobilization, preparation for partial irradiation, tissue transplantation, and the optimization of animal recovery. Furthermore, the work described here demonstrates the first application of the partial irradiation method for use with the most widely studied planarian, Schmidtea mediterranea. Additionally, efficient tissue grafting in planaria opens the door for the functional testing of subpopulations of na&iuml;ve or treated stem cells in repopulation assays, which has long been the gold-standard method of assaying adult stem cell potential in mammals8. Broad adoption of these techniques will no doubt lead to a better understanding of the cellular behaviors of adult stem cells during tissue homeostasis and regeneration.

An effective method for grafting tissue of defined and consistent size between planaria is described. Also included is a description of how the immobilization technique used for transplantation can be adapted, in conjunction with lead shields, for the partial irradiation of live animals.

تجميد مستورقة، التشعيع جزئي، والنسج

The planarian, a freshwater flatworm, has proven to be a powerful system for dissecting metazoan regeneration and stem cell biology1,2. Planarian ...

Biology

Visualizing Cytoplasmic Flow During Single-cell Wound Healing in Stentor coeruleus

Although wound-healing is often addressed at the level of whole tissues, in many cases individual cells are able to heal wounds within themselves, repairing broken cell membrane before the cellular contents leak out. The giant unicellular organism Stentor coeruleus, in which cells can be more than one millimeter in size, have been a classical model organism for studying wound healing in single cells. Stentor cells can be cut in half without loss of viability, and can even be cut and grafted together. But this high tolerance to cutting raises the question of why the cytoplasm does not simply flow out from the size of the cut. Here we present a method for cutting Stentor cells while simultaneously imaging the movement of cytoplasm in the vicinity of the cut at high spatial and temporal resolution. The key to our method is to use a &#34;double decker&#34; microscope configuration in which the surgery is performed under a dissecting microscope focused on a chamber that is simultaneously viewed from below at high resolution using an inverted microscope with a high NA lens. This setup allows a high level of control over the surgical procedure while still permitting high resolution tracking of cytoplasm.

Visualizing Cytoplasmic Flow During Single-cell Wound Healing in Stentor coeruleus

The giant ciliate Stentor coeruleus is a classical system for studying regeneration and wound healing in single cells.&#160;By imaging Stentor cells simultaneously at low and high magnification it is possible to measure cytoplasmic flows before, during, and after wounding.

Although wound-healing is often addressed at the level of whole tissues, in many cases individual cells are able to heal wounds within themselves, ...

An Assay for Lateral Line Regeneration in Adult Zebrafish

Due to the clinical importance of hearing and balance disorders in man, model organisms such as the zebrafish have been used to study lateral line development and regeneration. The zebrafish is particularly attractive for such studies because of its rapid development time and its high regenerative capacity. To date, zebrafish studies of lateral line regeneration have mainly utilized fish of the embryonic and larval stages because of the lower number of neuromasts at these stages. This has made quantitative analysis of lateral line regeneration/and or development easier in the earlier developmental stages. Because many zebrafish models of neurological and non-neurological diseases are studied in the adult fish and not in the embryo/larvae, we focused on developing a quantitative lateral line regenerative assay in adult zebrafish so that an assay was available that could be applied to current adult zebrafish disease models. Building on previous studies by Van Trump et al.17&#160;that described procedures for ablation of hair cells in adult Mexican blind cave fish and zebrafish (Danio rerio), our assay was designed to allow quantitative comparison between control and experimental groups. This was accomplished by developing a regenerative neuromast standard curve based on the percent of neuromast reappearance over a 24 hr time period following gentamicin-induced necrosis of hair cells in a defined region of the lateral line. The assay was also designed to allow extension of the analysis to the individual hair cell level when a higher level of resolution is required.

Because many zebrafish models of neurological and non-neurological diseases are studied in the adult fish rather than the embryo/larvae, we developed a quantitative lateral line regenerative assay that can be applied to adult zebrafish disease models. The assay involved resolution at the 1) neuromast and 2) individual hair cell levels.

على الفحص لتجديد الخط الجانبي في اسماك الزرد الكبار

Due to the clinical importance of hearing and balance disorders in man, model organisms such as the zebrafish have been used to study lateral line ...

A Standardized Murine Model of Extracorporeal Shockwave Therapy Induced Soft Tissue Regeneration

Shockwave therapy (SWT) shows promising regenerative effects in several different tissues. However, the underlying molecular mechanisms are poorly understood. Angiogenesis, a process of new blood vessel formation is a leading driver of regeneration in softer tissues as well as a recently discovered effect of SWT. How the mechanical stimulus of SWT induces angiogenesis and regeneration and which pathways are involved is not fully understood. To further improve the clinical use of SWT and gain valuable information about how mechanical stimulation can affect tissue and tissue regeneration, a standardized model of SWT is needed. We, hereby, describe a standardized, easy to implement murine model of shockwave therapy induced regeneration, utilizing the hind-limb ischemia model.

<meta charset="utf8"></head><body>نموذج الفئران الموحد للعلاج بالموجات الصدمية خارج الجسم الناجم عن تجديد الأنسجة الرخوة

This article describes a standardized murine model of tissue regeneration via shockwave treatment.

نموذج الفئران الموحد للعلاج بالموجات الصدمية خارج الجسم الناجم عن تجديد الأنسجة الرخوة

Shockwave therapy (SWT) shows promising regenerative effects in several different tissues. However, the underlying molecular mechanisms are poorly ...

DiI Perfusion as a Method for Vascular Visualization in Ambystoma mexicanum

Perfusion techniques have been used for centuries to visualize the circulation of tissues. Axolotl (Ambystoma mexicanum) is a species of salamander that has emerged as an essential model for regeneration studies. Little is known about how revascularization occurs in the context of regeneration in these animals. Here we report a simple method for visualization of the vasculature in axolotl via perfusion of 1,1&#8217;-Dioctadecy-3,3,3&#8217;,3&#8217;-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (DiI). DiI is a lipophilic carbocyanine dye that inserts into the plasma membrane of endothelial cells instantaneously. Perfusion is done using a peristaltic pump such that DiI enters the circulation through the aorta. During perfusion, dye flows through the axolotl&#8217;s blood vessels and incorporates into the lipid bilayer of vascular endothelial cells upon contact. The perfusion procedure takes approximately one hour for an eight-inch axolotl. Immediately after perfusion with DiI, the axolotl can be visualized with a confocal fluorescent microscope. The DiI emits light in the red-orange range when excited with a green fluorescent filter. This DiI perfusion procedure can be used to visualize the vascular structure of axolotls or to demonstrate patterns of revascularization in regenerating tissues.

DiI Perfusion as a Method for Vascular Visualization in Ambystoma mexicanum

Using a lipophilic 1,1&#39;-Dioctadecy-3,3,3&#39;,3&#39;-tetramethylindocarbocyanine perchlorate (DiI) staining technique, Ambystoma mexicanum can undergo vascular perfusion to allow for easy visualization of the vasculature.

الجاذبة الإرواء كطريقة لتصور الأوعية الدموية في<em&gt; أمبيستوما ميكسيكانوم</em

Perfusion techniques have been used for centuries to visualize the circulation of tissues. Axolotl (Ambystoma mexicanum) is a species of salamander that ...

أساليب لدراسة التجديد في ستنتور

Summary

Explore More Videos

Chapters in this video

استخدام نظام تيتون لدراسة الآليات الجزيئية لتجديد الزرد

حمل كاملة ورم التجديد من مجافي الفم المنفخة من البحر شقائق النعمان النجيم

نموذج الفئران من زرع دعامات في الشريان السباتي لدراسة عودة التضيق

التحقيق التجديد الوظيفي في الحبل الشوكي عضوي النمط المشارك الثقافات نمت على صفائف متعدد القطب

تجميد مستورقة، التشعيع جزئي، والنسج

Visualizing Cytoplasmic Flow During Single-cell Wound Healing in Stentor coeruleus

على الفحص لتجديد الخط الجانبي في اسماك الزرد الكبار

نموذج الفئران الموحد للعلاج بالموجات الصدمية خارج الجسم الناجم عن تجديد الأنسجة الرخوة

نموذج الفئران الموحد للعلاج بالموجات الصدمية خارج الجسم الناجم عن تجديد الأنسجة الرخوة

الجاذبة الإرواء كطريقة لتصور الأوعية الدموية في