Este trabalho foi financiado pelo NIH grant R01 GM113602 (WFM) e NSF 1144247 (AL). Reconhecemos o Mark Slabodnick e Natalie Kirkland para desenvolver as versões iniciais de alguns desses protocolos e discussões informativas. Agradecemos a Karina Perlaza e Greyson Lewis pela leitura crítica do manuscrito.

<ol>
	<li>Kirschner, M., Gerhart, J., Mitchison, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+"vitalism".">Molecular "vitalism".</a> Cell. 100 (1), 79-88 (2000).</li><li>Shulman, J. M., St Johnston, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+formation+in+single+cells.">Pattern formation in single cells.</a> Trends in Cell Biology. 9 (12), M60-M64 (1999).</li><li>Wloga, D., Frankel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+molecules+to+morphology:+cellular+organization+of+Tetrahymena+thermophila.">From molecules to morphology: cellular organization of Tetrahymena thermophila.</a> Methods in Cell Biology. 109, 83-140 (2012).</li><li>Frankel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Pattern Formation: Ciliate Studies and Models. , (1989).</li><li>Tartar, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Grafting+experiments+concerning+primordium+formation+in+Stentor+coeruleus.">Grafting experiments concerning primordium formation in Stentor coeruleus.</a> Journal of Experimental Zoology Part A. 131 (1), 75-121 (1956).</li><li>Lillie, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=On+the+smallest+parts+of+Stentor+capable+of+regeneration;+a+contribution+on+the+limits+of+divisibility+of+living+matter.">On the smallest parts of Stentor capable of regeneration; a contribution on the limits of divisibility of living matter.</a> Journal of Morphology. 12 (1), 239-249 (1896).</li><li>Morgan, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+proportionate+structures+in+Stentor.">Regeneration of proportionate structures in Stentor.</a> The Biological Bulletin. 2 (6), 311-328 (1901).</li><li>Slabodnick, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+macronuclear+genome+of+Stentor+coeruleus+reveals+tiny+introns+in+a+giant+cell.">The macronuclear genome of Stentor coeruleus reveals tiny introns in a giant cell.</a> Current Biology. 27 (4), 569-575 (2017).</li><li>Tang, S. K. Y., Marshall, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Self-repairing+cells:+How+single+cells+heal+membrane+ruptures+and+restore+lost+structures.">Self-repairing cells: How single cells heal membrane ruptures and restore lost structures.</a> Science. 356 (6342), 1022-1025 (2017).</li><li>Slabodnick, M., Prevo, B., Gross, P., Sheung, J., Marshall, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+cytoplasmic+flow+during+single-cell+wound+healing+in+Stentor+coeruleus.">Visualizing cytoplasmic flow during single-cell wound healing in Stentor coeruleus.</a> Journal of Visualized Experiments. 82 (82), 50848 (2013).</li><li>Tartar, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Biology of Stentor. , (1961).</li><li>Slabodnick, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+kinase+regulator+mob1+acts+as+a+patterning+protein+for+stentor+morphogenesis.">The kinase regulator mob1 acts as a patterning protein for stentor morphogenesis.</a> PLOS Biology. 12 (5), e1001861 (2014).</li><li>Harris, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Chlamydomonas sourcebook: Introduction to Chlamydomonas and its laboratory use. 1, (2009).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Cultivo de Stentor apresenta uma série de desafios. Em primeiro lugar, para realizar experimentos que exigem um grande número de células, é necessário manter um grande número de culturas Stentor , como as culturas se tornam insalubres quando Stentor concentração excede 20 células/mL. Em segundo lugar, os organismos que podem contaminar Stentor culturas muitas vezes dividem mais rápido que Stentor e oprimem a cultura (um contaminante comum é rotíferos). Assim, é necessário verificar periodicamente o a cultura sob um microscópio e remover os contaminantes. Ocasionalmente, uma nova cultura precisa ser iniciado a partir de um pequeno número de células manualmente resgatou uma cultura contaminada. Isto aumenta o tempo necessário para se manter saudável Stentor culturas. Em terceiro lugar, expandindo uma única célula em uma cultura de 400 mL requer pelo menos um mês, porque o ciclo celular de Stentor é 3-5 dias. Em quarto lugar, ao contrário de outro modelo ciliados, Stentor raramente entram em forma de cisto e eles não podem ser congelados.
Um aspecto importante de cultivo Stentor é a seleção de um organismo de alimentação adequada. Vários métodos para cultivo Stentor foram descritos anteriormente. Um deles sugere para usar leite desnatado para bactérias de cultura que alimentam então Stentor. Tal técnica é eficaz em cultivo Stentor; no entanto, aplicação de técnicas de genômicas requer amostras puras para evitar confusões resultantes de leituras genômicas de organismos comida indefinido. Usando o protocolo atual, Stentor podem ser cultivadas em massa e, porque a comida deles, Chlamydomonas, foi sequenciada, a presença de contaminação genômica do organismo comida pode ser detectada e controlada para. Por razões desconhecidas, o tártaro tinha que reabastecer seus estoques, retornando para onde ele encontrou Stentor antes. Com o protocolo atual, fomos capazes de manter Stentor por anos.
Experimentos de regeneração com Stentor são geralmente simples, mas existem alguns detalhes importantes para manter em mente. Em relação à seção 2, corte Stentor células ao meio podem ser dominadas em minutos. Dominar os procedimentos mais avançados Microcirurgia de Stentor pode exigir uma semana de treinos. Enquanto realizando um tratamento de sacarose ou de ureia (seção 3), se no início da imagem latente, a maioria das células ainda tem suas bandas membranellar, aumentar o tempo de incubação por 10-30 s para quando o tratamento de sacarose é executado em seguida. Não aumentam o tempo de tratamento de sacarose, além de incubação de 3 min porque ele irá resultar em morte celular.
Imagem de Stentor regeneração requer métodos de grandes células de imagem durante longos períodos de tempo. O método de imagem detalhado na seção 4 só pode ser usado com um microscópio vertical. Se um microscópio invertido está disponível, em vez disso, as células podem ser colocadas em um slide ou lamela em câmaras pequenas. Um método é criar uma câmara sem vaselina e cobrir com outra lamela para evitar a evaporação. Alternativamente, uma câmara para uma célula individual pode ser feita por fazer um buraco com um furador do tamanho desejado em um 1 x 1 cm2 quadrados de espaçador de silicone (tabela de materiais), colocação do espaçador em uma lamela, colocando as células na câmara e cobrindo a câmara com outra lamela. Quando a imagem, se não vai a orientação correta para observar as características de cada etapa de regeneração Stentor , toque a placa firmemente, para fazer o contrato de célula. Assistir a célula estender para identificar o estágio de regeneração (extensão completa leva cerca de 45 s). Se a célula estiver ainda na orientação errada, repita as batidas. As imagens mostradas na Figura 1 e Figura 6 foram tiradas por um microscópio estéreo zoom; no entanto, todos os experimentos detalhados podem ser executados usando um 5 X estéreo microscópio de dissecção.
Outro desafio além de cultivo e imaging Stentor é o rastreamento de regeneração, especificamente a quantidade de tempo necessário para identificar estágios. Se a regeneração celular está perfeitamente orientado com a região do primórdio oral claramente visível, a identificação do estágio leva alguns segundos. Às vezes, no entanto, a célula de Stentor é em uma orientação impedindo a clara atribuição de fase de regeneração, tendo assim mais tempo para identificar. A quantidade significativa de tempo necessário para a fase de regeneração de células individuais podem atrasar a quantificação de todas as células em regeneração, diminuindo assim a precisão temporal do estadiamento e exigir que o observador para esperar e refazer a imagem da célula depois mudou-se para uma nova orientação. Consequentemente, esta experiência é tanto tempo e trabalho intensivo. Por estas razões, seria altamente desejável para desenvolver métodos automatizados para detectar células Stentor e atribuição de estágios de regeneração em dados de vídeo microscopia. Estas também permitiria mais experimentos reprodutíveis, aumenta o tamanho da amostra e a remoção de viés humano.
O surgimento de métodos altamente sensíveis, genômicos e proteômica, começou-se a colocar estudos de células únicas em alcance. Para tais análises de célula única, o tamanho gigante de uma célula de Stentor torna desejável cobaia para experimentos de prova de conceito. Para tais experiências ser possível, cultivo Stentor é fundamental, e então os métodos descritos aqui devem desempenhar um papel no desenvolvimento de técnicas mais avançadas de célula única.

As células não são simples sacos de enzimas, mas prefiro altamente complexas máquinas cujos componentes são cuidadosamente dimensionados para o tamanho correto e dispostos em posições bem definidas. A morfogênese das células individuais representa um processo chave em biologia celular e do desenvolvimento, mas seu mecanismo molecular é desconhecido1,2. Enquanto algumas células cultivadas assemelham-se a bolhas, organismos unicelulares podem ter extremamente complicado arquiteturas, exemplificadas pelos complexos padrões corticais vistos em ciliados3,4.
Talvez o exemplo mais extremo de uma célula altamente estruturado é Stentor coeruleus, um heterotrichous gigante ciliados parente Tetrahymena e Paramecium. Stentor é de 1 mm de comprimento e é coberto com mais de 100 listras longitudinais de pigmento azul, alternando com fileiras de cílios organizados pelo paralelas pilhas de fitas de microtúbulos que correm o comprimento da célula inteira. A célula é trombeta-dadas forma (Figura 1), com uma banda de membranellar e um aparelho oral (OA) em sua extremidade anterior e um holdfast que atribui a célula ao substrato em sua extremidade posterior. Além da polaridade claro ântero-posterior, a célula também mostra uma distintiva padronização quiral, tal que o espaçamento entre linhas ciliares gradualmente aumenta no sentido horário. Isso resulta em uma descontinuidade onde se encontra com a linha mais estreita a linha mais ampla e esta região da superfície celular, conhecida como o locus de contraste de listra, pode induzir a formação do segundo conjunto de estruturas da extremidade anterior quando enxertado em outra cela5, tornando-se formalmente equivalente ao organizador de Spemann. Assim, todos os processos-chave da biologia do desenvolvimento tem seus análogos em Stentor: axiation, formação de padrão e indução. Em um embrião, estes processos são movidos por diferenças de destino entre células diferentes, mas no Stentor, eles devem ser conduzidos por destino as diferenças entre regiões diferentes dentro de uma única célula. O que define as diferenças entre as regiões dentro Stentor é um mistério.
Se qualquer parte de Stentor é cortado, a peça que faltava da célula pode regenerar para produzir uma célula normal em questão de horas. Se uma célula é cortado na metade, ou mesmo em pedaços muito pequenos, cada peça reorganiza em uma célula de aparência normal, mas menor e restaura adequada proporcionalidade entre célula peças6,7. Mesmo pequenos fragmentos, 1/64th o tamanho da célula original, são capazes de regenerar-se em uma célula pequena, mas normalmente proporcionada e então crescer para o tamanho6. Stentor , portanto, apresenta uma oportunidade única para estudar os mecanismos da organela tamanho dimensionamento e célula crescimento Regulamento usando métodos cirúrgicos que geralmente são aplicados a nível de tecidos ou organismos todo.
Uma das propriedades de Stentor que lhe permite regenerar-se de uma ampla gama de operações cirúrgicas é que ele contém um único noduladas Macronúcleo (Figura 1), com cerca de 50.000 cópias do genoma inteiro8. Enquanto um fragmento de célula contém pelo menos um nó macronuclear, tem a capacidade de se regenerar totalmente. Outra propriedade subjacente a capacidade de regeneração do Stentoré sua prodigiosa capacidade de cicatrização de feridas. Embora muitos tipos de células são capazes de curar suas feridas9, Stentor é capaz de recuperar-se de uma extraordinária gama de perturbações físicas. Um exemplo de recuperação de Stentor de uma perturbação drástica, juntamente com os métodos para a visualização fluxo citoplasmático em Stentor10 anteriormente foram relatadas. Estes métodos permitem o estudo do efeito de regeneração como ferindo e subsequentes o estado físico do citoplasma.
Stentordo enorme tamanho, capacidade de regeneração extraordinária e o fato de que ela se manifesta de muitos dos fenômenos do desenvolvimento vistos em embriões multicelulares (como organizadores, axiation e padronização) atraíram muitos biólogos do desenvolvimento durante a virada do século passado, incluindo Thomas Hunt Morgan7. Durante os anos 50 e 60, abordagens microcirúrgicos demonstraram uma variedade surpreendente de processos regenerativos e morfogenéticas neste organismo unicelular11. No entanto, Stentor foi desenvolvido como um sistema modelo de biologia molecular apenas recentemente. Durante os últimos anos, o genoma de Stentor foi sequenciado e montados8, e o método para perturbar a expressão gênica usando RNAi alimentando foi desenvolvido12.
Uma das razões que Stentor foi desenvolvido num organismo modelo para a moderna biologia molecular só recentemente foi a dificuldade de cultivar grandes culturas devido ao seu longo ciclo de célula (3 a 5 dias). No entanto, os métodos modernos de genômica e proteômica exigem menos material do que costumavam, e o volume de uma única célula de Stentor é suficiente para estes métodos, mesmo sem recorrer a métodos ultra-sensível que foram desenvolvidos para a análise do single células que são mais pequenas que Stentor. Secção 1 do protocolo detalha o procedimento para o estabelecimento de uma grande cultura de uma única célula de Stentor . A mesma abordagem pode ser usada para estabelecer uma grande cultura de um fragmento de célula obtida pelo corte de uma célula. Secção 1 também fornece as diretrizes para a manutenção saudável Stentor culturas durante longos períodos de tempo. Secção 2 do protocolo prevê que a metodologia de indução de regeneração celular cortando as células manualmente com uma agulha de vidro. Secção 3 do protocolo é dedicado a dois métodos de induzir a regeneração de estruturas celulares específicos (aparelhos de membranellar banda e oral): tratar as células com sacarose ou ureia conduz ao derramamento destas estruturas, seguido por seus regeneração. Secção 4 do protocolo detalha um método para o tratamento de imagens de regeneração de células individuais durante longos períodos de tempo. Secção 4 termina com a descrição dos estágios de regeneração e dicas sobre a análise da dinâmica de regeneração.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stentor coeruleus live culture</td>
			<td>Carolina Biological Supply</td>
			<td>131598</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Chlamydomonas reinhardtii on agar</td>
			<td>Carolina Biological Supply</td>
			<td>152040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pasteurized springwater, 1-quart bottle</td>
			<td>Carolina Biological Supply</td>
			<td>132458</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl cellulose, 1500 cP</td>
			<td>Millipore Sigma</td>
			<td>M0387</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyrex glass spot plate</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13748B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wide-mouth glass jar with screw cap, 60 mL</td>
			<td>Carolina Biological Supply</td>
			<td>715740</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-cup glass container with glass lid</td>
			<td>Pyrex</td>
			<td>1095600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CultureWell silicone sheet material</td>
			<td>Grace Bio Labs</td>
			<td>664475</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kimwipes</td>
			<td>Kimberly Clark</td>
			<td>34155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Posi-Click 1.7 mL microcentrifuge tube</td>
			<td>Denville</td>
			<td>C2170</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cover Glass</td>
			<td>Fisher finest</td>
			<td>12-548-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TAP Growth Media, optimized for Chlamydomonas culture</td>
			<td>ThermoFisher</td>
			<td>A1379801</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicone spacer, CultureWell Silicone Sheet, 0.25mm Thick/13 cm x 18 cm</td>
			<td>Grace Bio Labs</td>
			<td>664475</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petrolatum, Petroleum Jelly, White</td>
			<td>Spectrum</td>
			<td>P1037</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Borosilicate glass capillary tubes. 
			OD: 1.2 mm, ID: 0.9 mm, length: 10 cm.</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td>B120-90-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Needle puller P-87</td>
			<td>Sutter Instrument</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stemi 2000 stereo microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Axiozoom V16, stereo zoom microscope</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methods for the study of regeneration in stentor

As células precisam ser capazes de regenerar as partes para se recuperar de perturbações externas. Os ciliados unicelulares Stentor coeruleus é um organismo modelo excelente para estudar a cicatrização e regeneração celular subsequente. O genoma de Stentor tornou-se disponível recentemente, juntamente com métodos de biologia molecular moderna, tais como RNAi. Estas ferramentas possibilitam estudar regeneração de célula única a nível molecular. A primeira seção do protocolo abrange estabelecendo Stentor culturas de células de células únicas ou fragmentos de células, juntamente com as orientações gerais para a manutenção de culturas de Stentor . Cultivo de Stentor em grandes quantidades permite a utilização de ferramentas valiosas como bioquímica, sequenciamento e espectrometria de massa. As seções subsequentes do protocolo cobrem diferentes abordagens para a indução de regeneração em Stentor. Manualmente, cortando as células com uma agulha de vidro permite estudar a regeneração de partes de células grandes, enquanto o tratamento de células com sacarose ou ureia permite estudar a regeneração de estruturas específicas, localizadas na extremidade anterior da célula. Um método de imagem células individuais de regeneração é fornecido, juntamente com uma rubrica para encenar e analisar a dinâmica da regeneração. Todo o processo de regeneração é dividido em três fases. Visualizando a dinâmica da progressão de uma população de células através dos estágios, é demonstrada a heterogeneidade no calendário de regeneração.

Stentor culturas foram confiantemente estabelecidas e mantidas de células individuais ou fragmentos de células usando a secção 1 do protocolo. Um exemplo representativo de uma cultura saudável grande é mostrado no vídeo 1.
O curso de tempo de regeneração foi medido em Stentor , usando o método de tratamento de sacarose para iniciar a regeneração descrita no passo 3.1, combinado com a imagem e o método de análise, discutido na seção 4 (Figura 7). Este enredo indica que há uma propagação de uma hora de duração no tempo levado pela população de células para alcançar qualquer estágio particular. Este tipo de análise permite o estudo da heterogeneidade temporal no processo de regeneração em uma população de regenerar as células.
A seguir está um resumo de tempo de regeneração que tem sido observado até agora depois de dezenas de tratamentos de sacarose (Figura 4 e Figura 6). Fase 1 é quando as células Stentor parecem lágrimas sem qualquer banda de membranellar (nesta fase começa imediatamente após o fracasso de sacarose). Este estágio dura de 3-6 h 2 fase é quando uma banda membranellar aparece e cresce (3-6 h após o tratamento de sacarose). Este estágio dura de 3-4 h.. fase 3 é quando um Primórdio oral aparece na extremidade posterior da banda membranellar (6-8 h após o tratamento de sacarose), e ambas as estruturas são movidas em direção a extremidade anterior da célula. Esta fase tem a duração de 1-2h. Quando tanto a banda membranellar e o aparelho oral alcançou a extremidade anterior da célula, isto indica a conclusão da regeneração. A célula adoptou a forma de trombeta-como característica Stentor . As células foram completamente regenerada 8-9h após tratamento de sacarose.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig1.jpg"> Figura 1. Instantâneo de Stentor. A banda membranellar e os aparelhos orais são mostrados na extremidade anterior da célula. O holdfast está na extremidade posterior da célula. Stentor Macronúcleo é noduladas. Um bem alimentados Stentor tem verdes comida vacúolos contendo principalmente Chlamydomonas. Barra de escala é 0,5 mm. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig1large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig2.jpg"> Figura 2. Instalação de corte Stentor . Corte de célula é executada manualmente manipulando uma agulha de vidro enquanto olha para a célula, usando um microscópio estéreo dissecação comercialmente disponível. O propósito o lenço de papel é fornecer o fundo branco para ver melhor as células. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig3.jpg"> Figura 3. Instantâneos de vídeo 3 ilustrando como cortar um Stentor com uma agulha de vidro. (A) A Stentor imediatamente antes da agulha toca nela. (B) A Stentor suavemente espremido entre uma lâmina de vidro e agulha. (C) A contratada Stentor , reagindo à força da agulha. (D) A Stentor corte pressionando suavemente na célula com o lado da agulha. (E) A Stentor agora cortado em dois, mas não separados. Dois fragmentos de Stentor (F). Barra de escala é 0,25 mm. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig3large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig4v2.jpg"> Figura 4. Visualização esquemática da seção 3 e seção 4 do protocolo. Este é um protocolo ilustrado para a realização de sacarose ou tratamento de ureia e observação de regeneração celular. O tempo indicado no painel de fundo é medido desde o início da lavagem 1. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig4v2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig5.jpg"> Figura 5. A configuração para a observação de imagens e/ou direta de regeneração com um microscópio ereto. Em cada gota de µ l 4 pendurados em lamela, há uma célula em fase de regeneração. Água dos poços da placa de vidro local limita a evaporação das gotas. Esta configuração permite que após a regeneração de várias células em paralelo. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig6.jpg"> Figura 6. Instantâneos de Stentor em cada estágio da banda membranellar e a regeneração de aparelho oral. (A) estágio 1 é caracterizado por uma forma de lágrima, como celulares e a ausência da banda membranellar. (B) fase 2 caracteriza-se pelo aparecimento da banda membranellar, uma estrutura baseada em cílios que bate continuamente. Membranellar bandas são marcadas com linhas tracejadas brancas em painéis B - D. (C e D) estágio 3 é caracterizado pelo aparecimento do primórdio oral (marcado com uma seta). Primórdio oral parece uma invaginação na extremidade posterior da banda membranellar. O Primórdio oral então vai subir para a parte anterior da célula tornar-se o aparelho oral. (E) regeneração é concluída quando a célula tem adotado a característica forma de trombeta, como Stentor , e o aparelho bucal (marcado com uma seta) alargou-se na extremidade anterior da célula. Barra de escala é 0,25 mm. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig6large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57759/57759fig7.jpg"> Figura 7. Empilhado apresentando enredo de caixa como proporções de células em todas as fases da regeneração após tratamento de sacarose muda ao longo do tempo. A trama mostra a heterogeneidade no calendário dos estágios de regeneração dentro de uma população de células de regeneração. "Fim de reg." indica a conclusão da regeneração. O número de células: 28. <a href="/files/ftp_upload/57759/57759fig7large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Movie 1" src="/files/ftp_upload/57759/57759video1.jpg"> Vídeo de 1. Exemplo de uma cultura saudável de Stentor . Geralmente, se uma cultura é concentrado, dividindo a cultura é recomendado. <a href="/files/ftp_upload/57759/Video1.mp4" target="_blank">Por favor clique aqui para ver este vídeo. (Botão direito do mouse para fazer o download.)</a>
<img alt="Movie 2" src="/files/ftp_upload/57759/57759video2.jpg"> Vídeo 2. A abrandar Stentor com metilcelulose. <a href="/files/ftp_upload/57759/Video2.mov" target="_blank">Por favor clique aqui para ver este vídeo. (Botão direito do mouse para fazer o download.)</a>
<img alt="Movie 3" src="/files/ftp_upload/57759/57759video3.jpg"> Vídeo de 3. Corte Stentor. Células individuais podem ser cortadas manualmente em várias peças sob um estéreo microscópio de dissecção pressionando uma agulha de vidro através da célula. <a href="/files/ftp_upload/57759/Video3.mov" target="_blank">Por favor clique aqui para ver este vídeo. (Botão direito do mouse para fazer o download.)</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>Problema com cultura</td>
			<td>Possível solução</td>
			<td>Prevenção de possível</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cultura é oprimida por rotíferos ou outros organismos grandes.</td>
			<td>Remova tantos Stentor quanto possível, para uma nova placa de cultura. Em seguida lave as células três vezes.</td>
			<td>Lave Stentor quando recebê-los, mesmo quando compra-los de um fornecedor comercial.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Cultura é oprimida por fungos ou outros organismos pequenos.</td>
			<td>Identificar um canto onde há o mínimo Stentor. Nessa área, remover a mídia tanto quanto possível, sem remover muitos Stentor e adicione novo PSW. Misture delicadamente mas completamente para distrubute os organismos invasores. Saltar a próxima refeição e o Stentor comerem.</td>
			<td>Observar a cultura regularmente e remover contaminantes pequenos através da troca de mídia para fresco PSW.</td>
		</tr>
<tr>
<td>
Stentor está deitado em cima um do outro.</td>
			<td>Dividi a cultura para que a concentração seja inferior a 20 células/mL.</td>
			<td>Dividir as culturas mais vezes.</td>
		</tr>
<tr>
<td>
Células de Stentor estão acasalando.</td>
			<td>Alimente a cada 4 dias em vez da cada 5 dias.</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>A cultura tem um monte de material escuro de resíduos.</td>
			<td>Retire o máximo do material escuro, resíduos de Stentor , quanto possível, sem retirar as células. Se Stentor são anexados ao material escuro, pipete acima e para baixo para liberar as células Stentor de seus resíduos e em seguida, remova a mídia com o lixo sem remover as células. Ou, remover aqueles Stentor e alimentar adequadamente menos.</td>
			<td>Alimentação Stentor 1ml menos comida por 100 mL de cultura.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Insalubre para o futuro (vacuolated/inchado ou arredondados) Stentor.
</td>
			<td>Remover mídia tanto quanto possível, sem remover muitas células Stentor e adicionar novo PSW.</td>
			<td>Troca a mídia regularmente.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabela 1. Guia de solução de problemas para cultivo Stentor.

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Methods for the Study of Regeneration in Stentor

Métodos para o estudo da regeneração em Stentor

A gigante Ciliophora, Stentor coeruleus, é um excelente sistema para estudar regeneração e cicatrização de feridas. Apresentamos os procedimentos para o estabelecimento de culturas de células de Stentor de células únicas ou fragmentos de células, induzindo a regeneração de células de corte, quimicamente, induzindo a regeneração da banda membranellar e aparelhos orais, imagem e análise de célula regeneração.

Cells need to be able to regenerate their parts to recover from external perturbations. The unicellular ciliate Stentor coeruleus is an excellent model ...

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Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Methods for the Study of Regeneration in Stentor

11.6K visualizações.  University of California San Francisco. A gigante Ciliophora, Stentor coeruleus, é um excelente sistema para estudar regeneração e cicatrização de feridas. Apresentamos os procedimentos para o estabelecimento de culturas de células de Stentor de células únicas ou fragmentos de células, induzindo a regeneração de células de corte, quimicamente, induzindo a regeneração da banda membranellar e aparelhos orais, imagem e análise de célula regeneração.

Vídeo: Methods for the Study of Regeneration in Stentor

Use of the TetON System to Study Molecular Mechanisms of Zebrafish Regeneration

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough understanding of the molecular and cellular mechanisms involved requires experimental tools that allow for inducible, tissue-specific manipulation of gene expression or signaling pathways. Therefore, we and others have recently adapted the TetON system for use in zebrafish. The TetON system facilitates temporally and spatially-controlled gene expression and we have recently used this tool to probe for tissue-specific functions of Wnt/beta&#8211;catenin signaling during zebrafish tail fin regeneration. Here we describe the workflow for using the TetON system to achieve inducible, tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin. This includes the generation of stable transgenic TetActivator and TetResponder lines, transgene induction and techniques for verification of tissue-specific gene expression in the fin regenerate. Thus, this protocol serves as blueprint for setting up a functional TetON system in zebrafish and its subsequent use, in particular for studying fin regeneration.

Here we outline the workflow for using the TetON system to achieve tissue-specific gene expression in the adult regenerating zebrafish tail fin.

Uso do Sistema de Teton para estudar os mecanismos moleculares de Regeneração Zebrafish

The zebrafish has become a very important model organism for studying vertebrate development, physiology, disease, and tissue regeneration. A thorough ...

Biologia do Desenvolvimento

Hepatocyte-specific Ablation in Zebrafish to Study Biliary-driven Liver Regeneration

The liver has a great capacity to regenerate. Hepatocytes, the parenchymal cells of the liver, can regenerate in one of two ways: hepatocyte- or biliary-driven liver regeneration. In hepatocyte-driven liver regeneration, regenerating hepatocytes are derived from preexisting hepatocytes, whereas, in biliary-driven regeneration, regenerating hepatocytes are derived from biliary epithelial cells (BECs). For hepatocyte-driven liver regeneration, there are excellent rodent models that have significantly contributed to the current understanding of liver regeneration. However, no such rodent model exists for biliary-driven liver regeneration. We recently reported on a zebrafish liver injury model in which BECs extensively give rise to hepatocytes upon severe hepatocyte loss. In this model, hepatocytes are specifically ablated by a pharmacogenetic means. Here we present in detail the methods to ablate hepatocytes and to analyze the BEC-driven liver regeneration process. This hepatocyte-specific ablation model can be further used to discover the underlying molecular and cellular mechanisms of biliary-driven liver regeneration. Moreover, these methods can be applied to chemical screens to identify small molecules that augment or suppress liver regeneration.

To help assess the molecular mechanisms underlying zebrafish biliary-driven liver regeneration, we established a liver injury model in which the nitroreductase-expressing hepatocytes are genetically ablated upon metronidazole treatment. In this protocol, we describe how to adeptly manipulate, monitor and analyze hepatocyte ablation and biliary-driven liver regeneration.

Ablação específicas do hepatócito em Zebrafish para estudar a regeneração do fígado-driven biliar

The liver has a great capacity to regenerate. Hepatocytes, the parenchymal cells of the liver, can regenerate in one of two ways: hepatocyte- or ...

Methods to Study Mrp4-containing Macromolecular Complexes in the Regulation of Fibroblast Migration

Multidrug resistance protein 4 (MRP4) is a member of the ATP-binding cassette family of membrane transporters and is an endogenous efflux transporter of cyclic nucleotides. By modulating intracellular cyclic nucleotide concentration, MRP4 can regulate multiple cyclic nucleotide-dependent cellular events including cell migration. Previously, we demonstrated that in the absence of MRP4, fibroblast cells contain higher levels of intracellular cyclic nucleotides and can migrate faster. To understand the underlying mechanisms of this finding, we adopted a direct yet multifaceted approach. First, we isolated potential interacting protein complexes of MRP4 from a MRP4 over-expression cell system using immunoprecipitation followed by mass-spectrometry. After identifying unique proteins in the MRP4 interactome, we utilized Ingenuity Pathway Analysis (IPA) to explore the role of these protein-protein interactions in the context of signal transduction. We elucidated the potential role of the MRP4 protein complex in cell migration and identified F-actin as a major mediator of the effect of MRP4 on cell migration. This study also emphasized the role of cAMP and cGMP as key players in the migratory phenomena. Using high-content microscopy, we performed cell-migration assays and observed that the effect of MRP4 on fibroblast migration is completely abolished by disruption of the actin cytoskeleton or inhibition of cAMP-dependent kinase A (PKA). To visualize signaling modulations in a migrating cell in real time, we utilized a FRET-based sensor for measuring PKA activity and found, the presence of more polarized PKA activity near the leading edge of migrating Mrp4-/- fibroblast, compared to Mrp4+/+fibroblasts. This in turn increased cortical actin formation and augmented the process of migration. Our approach enables identification of the proteins acting downstream to MRP4 and provides us with an overview of the mechanism involved in MRP4-dependent regulation of fibroblast migration.

MRP4 regulates various cyclic nucleotide-dependent signaling events including a recently elucidated role in cell migration. We describe a direct, but multifaceted approach to unravel the downstream molecular targets of MRP4 resulting in identification of a unique MRP4 interactome that plays key roles in the fine-tuned regulation of fibroblast migration.

Métodos para estudar MRP4 contendo Complexos Macromoleculares no regulamento de Fibroblasto Migração

Multidrug resistance protein 4 (MRP4) is a member of the ATP-binding cassette family of membrane transporters and is an endogenous efflux transporter of ...

Development of an Ethanol-induced Fibrotic Liver Model in Zebrafish to Study Progenitor Cell-mediated Hepatocyte Regeneration

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading to cirrhosis with hepatocellular dysfunction. Among multiple hepatic insults, alcohol abuse can lead to significant health problems including liver failure and hepatocellular carcinoma. Nonetheless, the identity of endogenous cellular sources that regenerate hepatocytes in response to alcohol has not been properly investigated. Moreover, few studies have effectively modeled hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury. We recently reported on establishing an ethanol (EtOH)-induced fibrotic liver model in zebrafish in which hepatic progenitor cells (HPCs) gave rise to hepatocytes upon near-complete hepatocyte loss in the presence of fibrogenic stimulus. Furthermore, through chemical screens using this model, we identified multiple small molecules that enhance hepatocyte regeneration. Here we describe in detail the procedures to develop an EtOH-induced fibrotic liver model and to perform chemical screens using this model in zebrafish. This protocol will be a critical tool to delineate the molecular and cellular mechanisms of how hepatocyte regenerates in the fibrotic liver. Furthermore, these methods will facilitate potential discovery of novel therapeutic strategies for chronic liver disease in vivo.

Sustained fibrosis with deposition of excessive extracellular matrix proteins leads to cirrhosis. Alcohol abuse is one of the main causes of severe liver disease. We established an ethanol-induced zebrafish fibrotic liver model to study the mechanisms and strategies of promoting hepatocyte regeneration upon alcohol-induced injury.

Desenvolvimento de um modelo de fígado fibrótica induzida por etanol no peixe-zebra para estudar Progenitor mediada por células de regeneração de hepatócitos

Sustained liver fibrosis with continuation of extracellular matrix (ECM) protein build-up results in the loss of cellular competency of the liver, leading ...

Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

Many parallels exist between the Drosophila and mammalian hematopoietic systems, even though Drosophila lack the lymphoid lineage that characterize mammalian adaptive immunity. Drosophila and mammalian hematopoiesis occur in spatially and temporally distinct phases to produce several blood cell lineages. Both systems maintain reservoirs of blood cell progenitors with which to expand or replace mature lineages. The hematopoietic system allows Drosophila and mammals to respond to and to adapt to immune challenges. Importantly, the transcriptional regulators and signaling pathways that control the generation, maintenance, and function of the hematopoietic system are conserved from flies to mammals. These similarities allow Drosophila to be used to genetically model hematopoietic development and disease.
Here we detail assays to examine the hematopoietic system of Drosophila larvae. In particular, we outline methods to measure blood cell numbers and concentration, visualize a specific mature lineage in vivo, and perform immunohistochemistry on blood cells in circulation and in the hematopoietic organ. These assays can reveal changes in gene expression and cellular processes including signaling, survival, proliferation, and differentiation and can be used to investigate a variety of questions concerning hematopoiesis. Combined with the genetic tools available in Drosophila, these assays can be used to evaluate the hematopoietic system upon defined genetic alterations. While not specifically outlined here, these assays can also be used to examine the effect of environmental alterations, such as infection or diet, on the hematopoietic system.

Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae

Drosophila and mammalian hematopoietic systems share many common features, making Drosophila an attractive genetic model to study hematopoiesis. Here we demonstrate dissection and mounting of the major larval hematopoietic organ for immunohistochemistry. We also describe methods to assay various larval hematopoietic compartments including circulating hemocytes and sessile crystal cells.

Métodos para examinar a linfa Gland e Hemócitos em<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvas

Many parallels exist between the Drosophila and mammalian hematopoietic systems, even though Drosophila lack the lymphoid lineage that characterize ...

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Cnidarians, and specifically Hydra, were the first animals shown to regenerate damaged or severed structures, and indeed such studies arguably launched modern biological inquiry through the work of Trembley more than 250 years ago. Presently the study of regeneration has seen a resurgence using both &#34;classic&#34; regenerative organisms, such as the Hydra, planaria and Urodeles, as well as a widening spectrum of species spanning the range of metazoa, from sponges through mammals. Besides its intrinsic interest as a biological phenomenon, understanding how regeneration works in a variety of species will inform us about whether regenerative processes share common features and/or species or context-specific cellular and molecular mechanisms. The starlet sea anemone, Nematostella vectensis, is an emerging model organism for regeneration. Like Hydra, Nematostella is a member of the ancient phylum, cnidaria, but within the class anthozoa, a sister clade to the hydrozoa that is evolutionarily more basal. Thus aspects of regeneration in Nematostella will be interesting to compare and contrast with those of Hydra and other cnidarians. In this article, we present a method to bisect, observe and classify regeneration of the aboral end of the Nematostella adult, which is called the physa. The physa naturally undergoes fission as a means of asexual reproduction, and either natural fission or manual amputation of the physa triggers re-growth and reformation of complex morphologies. Here we have codified these simple morphological changes in a Nematostella Regeneration Staging System (the NRSS). We use the NRSS to test the effects of chloroquine, an inhibitor of lysosomal function that blocks autophagy. The results show that the regeneration of polyp structures, particularly the mesenteries, is abnormal when autophagy is inhibited.

Inducing Complete Polyp Regeneration from the Aboral Physa of the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis

Here we demonstrate how to induce and monitor regeneration in the Starlet Sea Anemone Nematostella vectensis, a model cnidarian anthozoan. We demonstrate how to amputate and categorize regeneration using a morphological staging system, and we use this system to reveal a requirement for autophagy in regenerating polyp structures.

Induzindo completa Polyp Regeneração do aboral Physa da Anémona Starlet<em&gt; Vectensis Nematostella</em

Cnidarians, and specifically Hydra, were the first animals shown to regenerate damaged or severed structures, and indeed such studies arguably launched ...

Isolation of Mouse Endometrial Epithelial and Stromal Cells for In Vitro Decidualization

Decidualization is a progesterone-dependent differentiation process of endometrial stromal cells and is a prerequisite for successful embryo implantation. Although many efforts have been made to reveal the underlying mechanisms of decidualization, the exact signaling between the epithelial cells that are in contact with the embryo and the underlying stromal cells remains poorly understood. Therefore, studying decidualization in a way that takes both the epithelial and stromal cells into account could improve our knowledge about the molecular details of decidualization. For this purpose, in vivo models of artificial decidualization are physiologically the most relevant; however, manipulation of intercellular communication is limited. Currently, in vitro cultures of endometrial stromal cells are being used to investigate the modulation of decidualization by several signaling molecules. Conventionally, human or mouse endometrial stromal cells are used. However, the availability of human samples is very often limited. Furthermore, the use of murine tissues is accompanied with variety in the method of culturing. This study presents a validated and standardized method to obtain pure Endometrial Epithelial Cell (EEC) and Stromal Cell (ESC) cultures using adult intact mice treated with estrogen for three consecutive days. The protocol is optimized to improve the yield, viability, and purity of the cells and was further extended in order to study decidualization in a coculture of EEC and ESC. This model may be suitable to exploit the importance of both cell types in decidualization and to evaluate the contribution of significant signaling molecules secreted by EEC or ESC during the intercellular communication.

Isolation of Mouse Endometrial Epithelial and Stromal Cells for In Vitro Decidualization

This study presents a standardized and validated method for the isolation and culture of primary mouse endometrial stromal and epithelial cells, which can be used in a coculture system to study in vitro decidualization.

Isolamento de rato Endometrial epiteliais e estromais para células<em&gt; In Vitro</em&gt; decidualization

Decidualization is a progesterone-dependent differentiation process of endometrial stromal cells and is a prerequisite for successful embryo implantation. ...

Surgical Ablation Assay for Studying Eye Regeneration in Planarians

In the study of adult stem cells and regenerative mechanisms, planarian flatworms are a staple in vivo model system. This is due in large part to their abundant pluripotent stem cell population and ability to regenerate all cell and tissue types after injuries that would be catastrophic for most animals. Recently, planarians have gained popularity as a model for eye regeneration. Their ability to regenerate the entire eye (comprised of two tissue types: pigment cells and photoreceptors) allows for the dissection of the mechanisms regulating visual system regeneration. Eye ablation has several advantages over other techniques (such as decapitation or hole punch) for examining eye-specific pathways and mechanisms, the most important of which is that regeneration is largely restricted to eye tissues alone. The purpose of this video article is to demonstrate how to reliably remove the planarian optic cup without disturbing the brain or surrounding tissues. The handling of worms and maintenance of an established colony is also described. This technique uses a 31 G, 5/16-inch insulin needle to surgically scoop out the optic cup of planarians immobilized on a cold plate. This method encompasses both single and double eye ablation, with eyes regenerating within 1-2 weeks, allowing for a wide range of applications. In particular, this ablation technique can be easily combined with pharmacological and genetic (RNA interference) screens for a better understanding of regenerative mechanisms and their evolution, eye stem cells and their maintenance, and phototaxic behavioral responses and their neurological basis.

This protocol shows how to consistently excise planarian eyes (optic cups) without disturbing surrounding tissues. Using an insulin needle and syringe, either one or both eyes can be ablated to facilitate investigations into the mechanisms regulating eye regeneration, the evolution of visual regeneration, and the neural basis of light-induced behavior.

Surgical Ablation Ensaio para Estudar Eye Regeneração em Planárias

In the study of adult stem cells and regenerative mechanisms, planarian flatworms are a staple in vivo model system. This is due in large part to their ...

Methods for Analyzing the Impacts of Natural Uranium on In Vitro Osteoclastogenesis

Uranium has been shown to interfere with bone physiology and it is well established that this metal accumulates in bone. However, little is known about the effect of natural uranium on the behavior of bone cells. In particular, the impact of uranium on osteoclasts, the cells responsible for the resorption of the bone matrix, is not documented. To investigate this issue, we have established a new protocol using uranyl acetate as a source of natural uranium and the murine RAW 264.7 cell line as a model of osteoclast precursors. Herein, we detailed all the assays required to test uranium cytotoxicity on osteoclast precursors and to evaluate its impact on the osteoclastogenesis and on the resorbing function of mature osteoclasts. The conditions we have developed, in particular for the preparation of uranyl-containing culture media and for the seeding of RAW 264.7 cells allow to obtain reliable and highly reproductive results. Moreover, we have optimized the use of software tools to facilitate the analysis of various parameters such as the size of osteoclasts or the percentage of resorbed matrix.

Methods for Analyzing the Impacts of Natural Uranium on In Vitro Osteoclastogenesis

Uranium is known to affect bone metabolism. Here, we present a protocol aimed at investigating the effect of natural uranium exposure on the viability, the differentiation, and the function of osteoclasts, the cells in charge of bone resorption.

Métodos para analisar os impactos de urânio Natural em In Vitro Osteoclastogenesis

Uranium has been shown to interfere with bone physiology and it is well established that this metal accumulates in bone. However, little is known about ...

Chemical Amputation and Regeneration of the Pharynx in the Planarian Schmidtea mediterranea

Planarians are flatworms that are extremely efficient at regeneration. They owe this ability to a large number of stem cells that can rapidly respond to any type of injury. Common injury models in these animals remove large amounts of tissue, which damages multiple organs. To overcome this broad tissue damage, we describe here a method to selectively remove a single organ, the pharynx, in the planarian Schmidtea mediterranea. We achieve this by soaking animals in a solution containing the cytochrome oxidase inhibitor sodium azide. Brief exposure to sodium azide causes extrusion of the pharynx from the animal, which we call &#34;chemical amputation.&#34;&#160;Chemical amputation removes the entire pharynx, and generates a small wound where the pharynx attaches to the intestine. After extensive rinsing, all amputated animals regenerate a fully functional pharynx in approximately one week. Stem cells in the rest of the body drive regeneration of the new pharynx. Here, we provide a detailed protocol for chemical amputation, and describe both histological and behavioral methods to assess successful amputation and regeneration.

Chemical Amputation and Regeneration of the Pharynx in the Planarian Schmidtea mediterranea

The planarian Schmidtea mediterranea is an excellent model for studying stem cells and tissue regeneration. This publication describes a method to selectively remove one organ, the pharynx, by exposing animals to the chemical sodium azide. This protocol also outlines methods for monitoring pharynx regeneration.

Química amputação e regeneração da faringe nos Turbellaria mediterranea Schmidtea

Planarians are flatworms that are extremely efficient at regeneration. They owe this ability to a large number of stem cells that can rapidly respond to ...