登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

该协议描述了通过CCl4暴露通过奥胃管诱导急性肝损伤(ALI)的一种常见和可行的方法。CCl4暴露在肝脏生物转化过程中通过活性氧物种的形成诱导 ALI。该方法用于分析ALI的病理生理学,并研究不同的肝保护策略。

摘要

急性肝损伤(ALI)在肝功能衰竭的发展中起着至关重要的作用,肝功能障碍的特点是严重的肝功能障碍,包括肝脑病和蛋白质合成受损等并发症。适当的动物模型对于测试ALI的机制和病理生理学以及研究不同的肝保护策略至关重要。由于其进行化学转化的能力,四氯化碳(CCl4)在肝脏中被广泛用于通过活性氧物种的形成诱导ALI。CCl4暴露可以通过腹内、吸入或通过鼻胃或奥胃管进行。在这里,我们描述了一个啮齿动物模型,其中ALI是由CCl4通过奥胃管暴露诱导的。该方法价格低廉,易于执行,风险最小。该模型具有很高的可重复性,可广泛用于确定潜在的肝保护策略的有效性和评估肝损伤的标记。

引言

对肝脏的毒性侮辱的频率正在增加,特别是由于酗酒和吸毒。急性肝损伤(ALI)与高死亡率相关,并引起临床关注11,2。2毒性损伤导致肝脏死亡信号通路,导致肝细胞凋亡、坏死或肺气肿。ALI在肝功能衰竭的发展中起着至关重要的作用,其特征是严重的肝功能障碍,包括肝脑病和蛋白质合成受损等并发症3、4。4虽然最近的研究增加了我们对肝衰竭伴随的生理和病理变化的认识,但它并没有完全解释影响细胞死亡机制的病理分子特征。此外,目前尚无药物来扭转ALI患者的逐渐恶化。目前,唯一有效治疗的是肝移植55、6。6

为了研究ALI的机制和病理生理学,并测试不同的肝保护策略,使用不同的动物模型来诱导ALI。ALI的可取动物模型应该通过可靠、验证、廉价和易于应用的方法模拟疾病的病理过程。实验模型的例子包括肝毒性剂、手术程序,如完全或部分肝切除术,完全或暂时脱血管,以及感染性手术77,8,9。8,9已知的肝毒性物质包括甲酰胺、对乙酰氨基酚、硫酰胺、阿氧西甲烷和CCl4。其中,CCl4虽然尚未得到很好的应用,但其特征尚未得到很好的10、11、12、13。10,11,12,13

CCl4是一种有机无色液体化合物,气味甜美,在低温下几乎无可燃性。暴露于高浓度的CCl4可对中枢神经系统造成损伤,包括肝脏和肾脏的恶化。CCl4通过肝脏的生物转化诱导ALI,形成活性氧物种。这通过P450细胞色素酶2E1发生,形成活性代谢物,通过大分子结合、增强脂质过氧化和细胞内钙平衡扰动14引起细胞损伤。此外,CCl4模型可用于刺激在RNA合成15水平上的星细胞。这种肝毒素由腹腔内、门内、口腔和胃内途径16管理。

在此协议中,我们详细描述了CCl4诱导的ALI在大鼠通过奥胃管。该方法诱导健壮和可重复的ALI,可用于研究ALI的发病机制。通过血清谷氨酸-丙酮酶转氨酶(GPT)、谷胱甘肽转氨酶(GOT)酶和总胆红素(TB)的测量,以及通过血氧林和欧辛(H&E)染色肝组织进行明确的组织学诊断,监测肝病严重程度的确定。通过胃内访问接触 CCl4,可以采用实用、廉价、微创的方法,风险最小。

研究方案

这些实验是根据《赫尔辛基和东京宣言》的建议和欧洲共同体《实验动物使用准则》进行的。这些实验得到了内盖夫本-古里安大学动物护理委员会的批准。

注:CCl4模型已经生成并用于以前的研究17。协议时间表在表 1中演示。

1. 为实验程序准备大鼠

注:选择成年雄性斯普拉格道利大鼠体重300~350克。

  1. 获得机构动物护理和使用委员会 (IACUC) 的批准实验。
  2. 在室温(22 °C ± 1 °C)下保持大鼠,12 小时光线和 12 小时暗循环。提供鼠肉和水的盐水。
  3. 在上午 6:00 到下午 12:00 之间执行所有实验。
  4. 用酒精对老鼠进行消毒。

2. 确定血清 GOT、GPT 和结核病基线水平

  1. 麻醉
    1. 准备连续的麻醉管理系统,诱导麻醉。确保蒸发器系统充满等体。
    2. 用2%的二氧体麻醉大鼠。通过观察运动和踏板反射来响应外部刺激,确认大鼠完全麻醉。
      注:使用1~5%的西沙兰用于麻醉诱导和维护。
  2. 用22 G导管对尾静脉进行加核。
  3. 在基线处采集 0.5 mL 血液样本。确保检索到的血量不超过 IACUC 指南。
  4. 执行血液生化分析,包括血清GOT、GPT和结核病的测量,如前所述的18
    注:在索罗卡医疗中心的生化实验室对肝酶和结核病水平进行了检查。在化学分析仪(材料表)上使用荧光方法对血液样本进行了分析。

3. 大鼠急性肝损伤的诱导

注意:暴露于高浓度的CCl4,包括通过蒸汽或皮肤吸收,可能对中枢神经系统产生负面影响,并导致肝脏和肾脏退化。长时间接触可能导致昏迷或死亡。

  1. 准备CCl4(材料表)的50%溶液,将CCl4与橄榄油混合为1:1的比例。
    注:应根据IACUC非药物级化合物指南制备该解决方案。
  2. 通过CCl4管理通过奥胃管诱导体内肝毒性。
    1. 通过大鼠的口腔插入一个16 G的胃管(3英寸深)。
    2. 将带有以下稀释溶液之一的注射器注射到大鼠胃中,将大鼠暴露于不同剂量的CCl4:1 mL/kg(轻度ALI)、2.5 mL/kg(中度ALI)或50%溶液中的5 mL/kg(严重ALI)。对于操作不自明的对照组,仅将大鼠暴露在 5 mL/kg 橄榄油中。

4. 24小时后测定血清GOT、GPT和结核病水平

  1. 麻醉
    1. 准备连续的麻醉管理系统,诱导麻醉。确保蒸发器系统充满等体。
    2. 用2%的二分之一类物麻醉大鼠。通过观察运动和踏板反射来响应外部刺激,确认大鼠完全麻醉。
  2. 从CCl4暴露中采集24小时的血液样本。
  3. 进行血液生化分析,包括血清GOT、GPT和结核病的测量。

5. 用于组织学检查的肝脏收集

  1. 将激发的气体混合物替换为 20% O2/80% CO2,使大鼠安乐死。确保 CO2按照 IACUC 准则以预定速率交付。
  2. 通过检查心跳不足,并根据IACUC指南通过辅助方法确认死亡。
  3. 将大鼠放在解剖板上,其背面朝下,腹部朝上。把老鼠的腹部都当过。
  4. 用手术刀,将腹腔皮肤从anus到下巴的全长切开。分离皮肤。用手术刀从anus到xyphoe软骨切开腹壁,露出腹部内脏。
  5. 使用剪刀和钳子,通过解剖肝脏的韧带和附件来分离肝脏。从肝高卢开始,通过释放附件中的所有肝叶,仔细进行肝切除术。切除和切断所有韧带和血管。
  6. 将肝脏转移到培养皿中。将肝脏固定在4%缓冲甲醛溶液中(材料表),至少24小时。

6. 组织学考试

  1. 样品制备
    1. 固定后,通过微缩切将样品切成5μm厚切片系列。
    2. 用软刷轻轻将切片放在玻璃幻灯片上,每张幻灯片 1 片。
    3. 执行 H&E 染色,如前所述的 19
  2. 使用20毫米客观透镜(材料表)在显微镜下以200倍放大倍率检查切片。
    注:肝脏部分应由对治疗方案视而不见的专门病理学家分级。评分为0表示无肝异常,1⁄2表示轻度肝损伤,3⁄4表示中度肝损伤,5~6表示严重肝损伤20、21、22。21,2220

结果

与假操作对照(p < 0.001)相比,诱导 ALI(在较高CCl 4剂量下更多)后,结核病、GOT 和 GPT 水平显著增加 24小时(更多为较高 CCl4剂量)。基线的结核病、GOT 和 GPT 水平是正常的,与虚假操作的控制没有显著差异。在24小时时,所有三个介入组,1 mL/kg CCl4 (1, 1⁄2), 2.5 mL/kg CCl4 (3, 3+4) 和 5 mL/kg CCl4 (4, 4, 4+5.75), 具有明显高于假操作...

讨论

在此协议中,CCl4用作肝脏毒素,诱导大鼠体内的ALI。ALI的特点是肝胆痛的丧失以及肝脏代谢和合成功能的后续调节。药物、病毒、毒素、自身免疫性疾病、代谢疾病和血管疾病都诱发肝细胞死亡,随后的炎症反应有助于ALI的发病机制。

对肝脏的最初侮辱导致细胞因子的产生,化学基质释放,以及随后炎症细胞渗入肝脏。用于 ALI 评估的三种常见测试的生物标志物是 GP...

披露声明

作者没有什么可透露的。

致谢

作者感谢内盖夫大学索罗卡医学中心病理学系的伯莎·德尔加多在实验室和组织学分析方面的帮助。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
22 G catheter BD Neoflon TMBecton Dickinson Infusion Therapy AB
4% buffered formaldehyde solutionSigma - Aldrich lab materials technologies
BD Microtainer SST TM TubesBecton Dickinson and Company
Carbone tetrachlorideSigma - Aldrich lab materials technologiesCAS 56-23-5
Isofluran, USP 100%Piramamal Critical Care, Inc
Olympus AU2700 Chemistry-Immuno AnalyzerOlympus (MN, USA)Analysis of blood samples was done by the fluorescence method
Olympus BX 40 microscopeOlympus
RAT Feeding NeedlesORCHID SCIENTIFICS
SYRINGE SET 1 and 2 ml MEDI -PLUSShandong Zibo Shanchuan Medical Instruments Co., Ltd

参考文献

  1. Hoofnagle, J. H., Carithers, R. L., Shapiro, C., Ascher, N. Fulminant hepatic failure: Summary of a workshop. Hepatology. 21 (1), 240-252 (1995).
  2. Rakela, J., Lange, S. M., Ludwig, J., Baldus, W. P. Fulminant hepatitis: Mayo clinic experience with 34 cases. Mayo Clinic Proceedings. 60 (5), 289-292 (1985).
  3. Riordan, S. M., Williams, R. Treatment of hepatic encephalopathy. New England Journal of Medicine. 337, 473-479 (1997).
  4. Bernuau, J., Rueff, B., Benhamou, J. Fulminant and subfulminant liver failure: Definitions and causes. Seminars in Liver Disease. 6 (2), 97-106 (1986).
  5. Lidofsky, S. D. Liver transplantation for fulminant hepatic failure. Gastroenterology Clinics of North America. 22 (2), 257-269 (1993).
  6. Auzinger, G., Wendon, J. Intensive care management of acute liver failure. Current opinion in critical care. 14 (2), 179-188 (2008).
  7. Wu, Q., et al. Protection of regenerating liver after partial hepatectomy from carbon tetrachloride hepatotoxicity in rats: Roles of mitochondrial uncoupling protein 2 and ATP stores. Digestive Diseases and Sciences. 54 (9), 1918-1925 (2009).
  8. Tuñón, M. J., Alvarez, M., Culebras, J. M., González-Gallego, J. An overview of animal models for investigating the pathogenesis and therapeutic strategies in acute hepatic failure. World Journal of Gastroenterologyl. 15 (25), 3086-3098 (2009).
  9. van de Kerkhove, M. P., Hoekstra, R., van Gulik, T. M., Chamuleau, R. A. Large animal models of fulminant hepatic failure in artificial and bioartificial liver support research. Biomaterials. 25 (9), 1613-1625 (2004).
  10. Butterworth, R. F., et al. Experimental models of hepatic encephalopathy: ISHEN guidelines. Liver International. 29 (6), 783-788 (2009).
  11. Zhang, B., Gong, D., Mei, M. Protection of regenerating liver after partial hepatectomy from carbon tetrachloride hepatotoxicity in rats: Role of hepatic stimulator substance. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 14 (10), 1010-1017 (1999).
  12. Ugazio, G., Danni, O., Milillo, P., Burdino, E., Congiu, A. M. Mechanism of protection against carbon tetrachloride toxicity. I. prevention of lethal effects by partial surgical hepatectomy. Drug and Chemical Toxicology. 5 (2), 115-124 (1982).
  13. Taniguchi, M., Takeuchi, T., Nakatsuka, R., Watanabe, T., Sato, K. Molecular process in acute liver injury and regeneration induced by carbon tetrachloride. Life Science. 75 (13), 1539-1549 (2004).
  14. Gordis, E. Lipid metabolites of carbon tetrachloride. Journal of Clinical Investigation. 48 (1), 203-209 (1969).
  15. Albrecht, J. Cerebral RNA synthesis in experimental hepatogenic encephalopathy. Journal of Neuroscience Research. 6 (4), 553-558 (1981).
  16. Terblanche, J., Hickman, R. Animal models of fulminant hepatic failure. Digestive Diseases and Sciences. 36 (6), 770-774 (1991).
  17. Gruenbaum, B. F., et al. Cell-free DNA as a potential marker to predict carbon tetrachloride-induced acute liver injury in rats. Hepatology International. 7 (2), 721-727 (2013).
  18. Juricek, J., et al. Analytical evaluation of the clinical chemistry analyzer Olympus AU2700 plus. Biochemia Medica. 20 (3), 334-340 (2010).
  19. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods in Molecular Biology. 1180, 31-43 (2014).
  20. Wang, T., et al. Protective effects of dehydrocavidine on carbon tetrachloride-induced acute hepatotoxicity in rats. Journal of Ethnopharmacology. 117 (2), 300-308 (2008).
  21. Ye, X., et al. Hepatoprotective effects of coptidis rhizoma aqueous extract on carbon tetrachloride-induced acute liver hepatotoxicity in rats. Journal of Ethnopharmacology. 124 (1), 130-136 (2009).
  22. Wills, P. J., Asha, V. V. Protective effect of lygodium flexuosum (L.) sw. extract against carbon tetrachloride-induced acute liver injury in rats. Journal of Ethnopharmacology. 108 (3), 320-326 (2006).
  23. Senior, J. R. Monitoring for hepatotoxicity: What is the predictive value of liver "function" tests. Clinical Pharmacology & Therapeutics. 85 (3), 331-334 (2009).
  24. Karmen, A. A note on the spectrometric assay of glutamic-oxalacetic transaminase in human blood serum. Journal of Clinical Investigation. 34 (1), 131-133 (1955).
  25. Hubner, G. Ultrastructural liver damage caused by direct action of carbon tetrachloride in vivo and in vitro. Virchows Archiv fur Pathologische Anatomie und Physiologie und fur Klinische Medizin. 339 (3), 187-197 (1965).
  26. Newsome, P. N., Plevris, J. N., Nelson, L. J., Hayes, P. C. Animal models of fulminant hepatic failure: A critical evaluation. Liver Transplantation. 6 (1), 21-31 (2000).

转载和许可

请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

请求许可

探索更多文章

158 ALI CCl4

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

政策

使用条款

隐私

科研

教育

关于 JoVE

版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有,本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。