鞘内导管插入术已广泛应用于动物实验,尤其是神经性疼痛的实验。但是,传统方法仍然存在一些限制。尽管一些研究人员试图改进传统方法,但现有方法仍需要修改。
在此,我们介绍了一种改进的大鼠鞘内导管插入术方法,该方法代表了一种简单、方便和可靠的重复鞘内给药方法。准备一根 15 厘米长的 PE10 管。将一根 20 厘米长、两端抛光的不锈钢丝插入 PE10 管中作为支撑,并在管子上标记距一端 2 厘米。
剪断 22G 针的锋利尖端,用一对镊子密封远端。将硬膜外导管切成一厘米的碎片。然后将这些碎片插入 sharptipfree 22G 针头中,并用一对加热的直镊子密封远端。
这种装置称为管密封帽。用一把剪刀准备一条 0.3 厘米乘以 0.5 厘米的抗过敏带。准备用于鞘内导管插入术的器械,手术前已消毒。
包括齿形镊子、剪刀、管饲器、手术刀手柄和 10 号刀片。用乙醇对 PE10 管和导丝消毒约两小时。用 3% 异氟醚以每分钟 3 升的流速麻醉大鼠。
将一只大鼠放在手术台上,用一对镊子夹住后爪。对刺激没有反应的后杆运动证实了麻醉成功。在鞘内导管插入术前,通过肌内注射 1 毫克/千克美洛昔康进行充分镇痛。
用剃须刀去除背部腰椎区域和两只耳朵之间区域的毛发。将离心管放在大鼠腹部下方的腰部交界处。用聚维酮碘溶液和乙醇溶液对手术部位消毒 3 次。
用无菌敷料覆盖大鼠并暴露手术部位。然后在手术前用生理盐水洗涤。通过将 L6 的脊柱突定位在左右双侧髂嵴之间的中点,确定 L5 和 L6 之间的椎间隙位置。
用左手拇指和作者的食指固定皮肤,然后在 L4 和 S1 之间的棘突上方做一个 3 到 4 厘米长的中线切口。用剪刀钝地分离皮下组织。再次找到 L5 和 L6 之间的椎间隙。用一对齿形镊子夹住并抬起 L5 背突,以扩大椎间空间。
然后用一把剪刀钝地将椎体周围的肌肉分离到顶部,L6 背突完全暴露出来。当用一对齿形镊子抬起 L5 背突,另一对镊子扩大椎间隙时,用棉球清洁 L5 至 6 椎间隙,直到倒 V 区完全暴露。用 23G 针在倒 V 区域刺穿脊柱,就在 L6 背突顶部下方。
小心地将含有不锈钢丝的 PE10 管插入穿刺部位的椎管中,向尾部倾斜 30 度。调整插入角度,直到 PE10 管可以无任何阻力地成功插入。当 PE10 管的标记区域到达后肌时,停止导管插入术。
慢慢从 PE10 管中取出不锈钢丝,然后将 PE10 管连接到注射器上,通过注射器注射 20 微升生理盐水。取出注射器后,生理盐水可能不断从 PE10 管中流出,表明 PE10 管成功插入蛛网膜下腔。一旦确认 PE10 二通畅,用四零缝合线缝合椎体一侧的肌肉并打结。
然后将缝合线系在 PE10 管上并打另一个结。不要剪断缝合线,缝合另一侧的肌肉。再次将缝合线系在 PE10 管上。
打第三个结并剪断缝合线。在耳朵之间中点下方 1 厘米处做一个 0.5 厘米长的切口。用剪刀钝地分离皮下组织。
并通过切口将金属管插入尾部。直到尖端在腰部切口可见。将 PE10 管的远端插入管饲管,直到 PE10 管从管饲管的另一端退出。
然后轻轻地退出管饲法。当确认 PE10 管再次通畅时,用四零缝合线缝合腰部切口周围的剩余肌肉。将缝合线系在 PE10 管上并打另一个结。
再次固定 PE10 管。缝合皮肤,避免损坏 PE10 管,然后用四零缝合线缝合颈部皮肤。将缝合线系在 PE10 管上并打结以固定 PE10 管。
一旦确认 PE10 管再次畅通无阻,用密封帽密封 PE10 管的体外端。用一块纸巾干燥 PE10 管,并在 PE10 管周围系上抗过敏带数次,以防止大鼠运动时 PE10 管回缩。手术后,将大鼠放回笼子中,并在麻醉恢复期间密切监测它,直到它恢复意识。
大鼠完全清醒后,取下密封帽,通过 Hamilton 注射器以每秒 0.2 微升的速度将 20 微升 2% 利多卡因注入 PE10 管中,然后注射 10 微升生理盐水。用密封帽密封 PE10 管。将一只老鼠放在桌子上并仔细观察。
鞘内注射利多卡因后下肢麻痹,表明导管插入成功。后肢麻痹通常持续约 30 分钟。在恢复期密切监测大鼠,直到肢体功能完全恢复。
利多卡因鞘内禁制后大鼠双侧下肢完全截瘫表明导管插入成功。我们修改后的方法与先前报道的方法之间的导管插入成功率比较。我们改良方法的鞘内导管插入成功率为 95%,高于 Hou 等人报告的方法达到的 88% 率。
我们修改后的方法与之前报道的方法之间的长留置导管率的比较。在 Storkson 等人的一项研究中,鞘内导管插入术后第 2 天、第 5 天和第 7 天的留置导管率分别为 94%、81% 和 65%。我们的方法鞘内置管后 2 、 5 和 7 天的长留置导管率分别为 95%、90% 和 85%。
总之,改进的鞘内导管插入术方法可作为重复鞘内注射和给药的有用工具,代表了一种简单、方便、可靠的缩短实验持续时间的方法。