Dissektion und Immunhistochemie von Larven, Puppen und Erwachsenenbildung<em&gt; Drosophila</em&gt; Netzhäute

Zusammenfassung

Die Drosophila Netzhaut ist eine kristallartige Gitter aus einer kleinen Anzahl von Zelltypen, die in einer stereotypen Art und Weise erzeugt werden zusammengesetzt ¹. Seine Eignung für anspruchsvolle genetische Analyse ermöglicht die Untersuchung von komplexen Entwicklungs-Programme. Dieses Protokoll beschreibt Dissektionen und Immunhistochemie von Netzhaut an drei diskrete Entwicklungsstufen, mit einem Fokus auf Photorezeptor Differenzierung.

Zusammenfassung

Das Facettenauge von Drosophila melanogaster besteht aus etwa 750 Ommatidien (Einheit Augen). Jeder Ommatidium wird von etwa 20 Zellen, einschließlich Objektiv-sezernierenden Zapfenzellen, Pigmentzellen, einer Borste Zelle und acht Photorezeptoren (PRs) R1-R8 ² zusammen. Die PRs spezialisiert haben microvillar Strukturen, die Rhabdomeren, die lichtempfindliche Pigmente, die Rhodopsine (RHS) enthalten. Die Rhabdomere sechs PRs (R1-R6) ein Trapez bilden und enthalten Rh1 ^{3 4.} Die Rhabdomere von R7 und R8 im Tandem in die Mitte des Trapezes positioniert und den gleichen Weg des Lichtes. R7 und R8 PRs stochastisch exprimieren verschiedene Kombinationen von Rhs in zwei Subtypen ^5: Im 'p' Subtyp, Rh3 in p R7s mit RH5 in p R8S gekoppelt ist, während in der 'y' Subtyp, Rh4 in y R7s zugeordnet ist Rh6 in y R8S ^{6 7 8.}

Frühe Angabe PRs und Entwicklung Ommatidien beginnt in der larvalen Auge antennalen Imaginalscheibe eine Monoschicht von Epithelzellen. Eine Welle der Differenzierung fegt über die Scheibe ⁹ und initiiert den Aufbau von undifferenzierten Zellen in Ommatidien ^10-11. Die Gründer Zelle R8 wird in erster angegebenen rekrutiert R1-6 und dann R7 ^12-14. Anschließend, während Puppenentwicklung führt PR Differenzierung umfangreiche morphologische Veränderungen ^15, einschließlich rhabdomere Bildung, Synaptogenese und schließlich rh Ausdruck.

In diesem Protokoll beschreiben wir Methoden zur Netzhaut Dissektionen und Immunhistochemie an drei definierten Zeiträume der Netzhaut Entwicklung, die Anwendung auf eine Vielzahl von Fragen Netzhaut Bildung und Entwicklungswege angesprochen werden können. Hier verwenden wir diese Methoden, um die schrittweise PR Differenzierung am Ebene einzelner Zellen in whole mount Larven, midpupal und erwachsenen Netzhaut visualisieren (

Protokoll

Ein. Einführung

In diesem Video beschreiben wir Methoden zur Netzhaut Dissektionen und Immunhistochemie an drei definierten Entwicklungszeiten: die dritte Larvenstadium Larvenstadium, das midpupal und die erwachsenen Stadium. Obwohl unser Protokoll auch für andere Puppen Stufen (für Details auf die früheren Stadien, siehe ^16), wählten wir die midpupal Bühne, wie es optimal für die Bildgebung ist alles PRs in einer Brennebene und ihre Kerne sind leicht zu identifizieren, die erleichtert die Visualisierung von Transkriptionsfaktor Expressionsmuster. Die Dissektion der späten Puppenstadium Netzhaut ist sehr ähnlich zu der Präparation der erwachsenen Netzhaut.

Zuerst zeigen wir, wie man Larven und Puppen an den gewünschten Stufen zu sammeln. Dann erklären wir, wie die optimale Dissektionen der Larven ^17-18, midpupal und erwachsenen Netzhaut erhalten. Zweitens zeigen wir, wie man PR Entwicklung in diesen Stadien mittels Immunhistochemie und konfokale Mikroskopie visualisieren.

2. Staging und Vorbereitung der Proben

Die Entwicklungszeit von Insekten ist temperaturabhängig. Um reproduzierbare Inszenierung von Larven und Puppen zu erleichtern, empfehlen wir erhöhen alle fly Aktien bei 25 ° C unter einem 12 hr/12 Stunden Licht / Dunkel-Zyklus.

Third-Larven: Über 96 Stunden nach der Eiablage (bei ​​25 ° C), späten dritten Larvenstadium Stop Fütterung und wandern an den Wänden der Lebensmittel Fläschchen, wo sie schließlich verpuppen. Verwenden Sie einen weichen Pinsel oder einer Pinzette vorsichtig entfernen wandernden dritten Larvenstadium Larve aus der Wand des Lebensmittel Fläschchen.

50% Puppen ('midpupae') sind etwa 48 Stunden nach der Verpuppung beobachtet. Für exaktes Timing, können Sie einfach geformten weißen Puppen mit einem Marker auf die Lebensmittel Flasche kreisen. Alternativ dazu können Sie alle weißen Puppen zu einem neuen Fläschchen ein Fläschchen einheitlichen Inszenierung (für die Inszenierung der Puppen anhand morphologischer Kriterien, siehe ¹⁹⁾ zu erhalten. Nach 48 Stunden, sorgfältig remove der midpupae aus dem Fläschchen mit einer Pinzette.

Erwachsenen Fliegen: Anesthetize jungen erwachsenen Fliegen (2-5 Tage nach Schlüpfen) auf einem CO _2-Pad. Entfernen Kopf mit einer Pinzette und speichern sie in einem Glas gut austeilen mit kaltem 1x PBS.

3. Dissection Procedure (ca. 1-2 h pro Experiment)

Nach dem Sammeln der Probe, legen Sie sie in einem Tropfen kaltem PBS auf einem Sylgard Dissektion Gericht. Dissect etwa 10-15 Netzhaut pro Genotyp.

Bitte beachten Sie die Material Safety Data Sheets sowie Ihre Institution Environmental Health and Safety Office für die richtige Handhabung der Reagenzien und Geräte (siehe Tabellen am Ende dieses Protokolls).

Ein. Larven Eye Imaginalscheiben

1. Suchen Sie das vordere Ende der Larve, die die Mundhaken enthält. Verwenden Sie eine Zange, um den mittleren Teil der Larve drücken Sie vorsichtig gegen die Basis des Sylgard Gericht. Verwenden Another Zange, um die Mundhaken packen und ziehen Sie vorsichtig und langsam vom Körper weg. Entsorgen Sie die wichtigsten Teil des Körpers und nutzen Sie die Mundwerkzeuge, um den vorderen Teil halten, um fremde Gewebe aus den Imaginalscheiben die beigefügte an das Gehirn bleibt entfernen.
2. Übertragen Gehirn mit Imaginalscheiben durch Greifen die Mundhaken mit einer Pinzette auf 1x PBS in einem Drei-well Glasschale. Führen Fixierung (Schritt 4.1.).
3. Nach der Fixierung, entfernen Speicheldrüsen, Fettgewebe und ziehen das Gehirn vom Auge weg-antennalen Imaginalscheibe. Um die Zugänglichkeit zu der "schwierig" Antikörper zu verbessern, kann die peripodial Membran, die auf der Oberfläche des Epithels liegt, durch Halten der antennalen Teil der Scheibe und Ablösung der Membran weg mit einem Präpariermikroskop Stift entfernt werden. Als nächstes führen Immunhistochemie (Schritt 5.1.).

2. 50% Verpuppung / Midpupal Netzhäute

1. Halten hinteren Ende des Kokons mit einer Pinzette.Entfernen Sie vorsichtig die vordere Oberfläche des Kokons durch Greifen die Nagelhaut mit einem anderen Pinzette und ziehen weg von der Puparium. Peel entfernt restliche Schuppenschicht, um den Kopf freizulegen.
2. Verwenden Sie die Zange "Tipps zum Durchstoßen der zugrunde liegenden, weichen Sack in der dorsalen Frontzahnbereich. Dies ermöglicht den Zugang zum Kopf. Vorsichtig trennen den Kopf aus dem Thorax durch langsames Ansaugen der Kopf mit einem P20 Pipette. Vertreibt Kopf Pipettenspitze in frischem, kaltem 1x PBS und entfernen überschüssiges Gewebe, kaufen Sie den Kopf Nagelhaut und entfernen Rüssel. Gehen Sie zur Fixierung (Schritt 4.1.).
3. Pierce die Optik lobe mit einem Sezieren pin zu stabilisieren das Gewebe. Stecken Sie das andere Sezieren Stift zwischen der Lamina und der Retina, um die Netzhaut von der Lamina / optic Lappens trennen. Führen Immunhistochemie (Schritt 5.1.).

3. Adult Augen

1. Besorgen Sie sich die Mitte des hinteren Kopfkapsel mit einer Zange und entfernen Mundwerkzeuge (Rüssel), Fett tissue und Tracheen.
2. Besorgen Sie sich die dorsale Kopf Nagelhaut mit einer Zange und mit der anderen die Augen aus Hirngewebe durch leichtes Ziehen seitwärts zu trennen. In den meisten Fällen wird die Lamelle eine dünne und transparente Hülle aus Gehirn Neuropil, zur Retina befestigt bleiben. Es ist einfacher, die Lamina nach Fixierung entfernen.
3. Entfernen Cuticula am Auge Rand, sondern lassen ein kleines Stück zurück, um die Übertragung der Netzhaut, verschiedene Lösungen zu erleichtern. Führen Fixierung (Schritt 4.1.).
4. Entfernen der Lamina durch Greifen es an einer Seite mit einer Pinzette vorsichtig und seitlich mit der anderen Zange ohne Beeinträchtigung der Netzhaut. Rückstände von Nagelhaut, wie es auf die Netzhaut während der Montage klappen könnte. Diese beiden Schritte sind kritisch für die Visualisierung Photorezeptoren, die andernfalls durch die Lamina verdeckt werden würde und bleibt der Kutikula während des bildgebenden Verfahrens. Gehen Sie zur Immunhistochemie (Schritt 5.1.).

4. Fixierung und Washing (ca. 1 Std.)

1. Bewahren Sie die seziert Netzhaut in 1x PBS in einem Drei-well Glasschale auf Eis gelegt, während frisch bereitet das Fixiermittel (Verdünnung 40 Mikroliter 37% Formaldehyd-Lösung mit 360 ul 1x PBS, vortexen und auf Eis). Wir empfehlen, mit der Fixierung Protokoll vorzugehen und lange Lagerzeiten auf Eis (> 15 min) zu vermeiden.
2. Ersetzen 1x PBS mit 200 ul 3,7% Formaldehyd-Lösung. Stellen Sie sicher, dass das Gewebe in Fixierlösung eingetaucht ist. Dies ist kritisch, da es sonst nicht richtig befestigt werden. Falls notwendig, entfernen Luftblasen und Tracheen mit der Pinzette.
3. Inkubieren am Schüttler für 15 min bei Raumtemperatur.
4. Ersetzen Fixiermittel mit 1x PBS und spülen zweimal mit 1x PBS. Weiterhin Waschen in PBS 30 min (auf Schüttelmaschinen, bei Raumtemperatur).
5. Ersetzen PBS mit PBST. Spülen zweimal mit PBST.
6. Fahren Sie mit dem Entfernen der peripodial Membran von Larven Auge Discs (3.1.3.) Und die Lamellen aus midpupal / Erwachsene Netzhaut (3.2.3., 3.3.4.).

5. Immunhistochemie

1. Sperrung: Ersetzen PBS mit 200 ul 5% normalem Serum in PBST und inkubieren Netzhaut für 20 min auf Schüttler bei Raumtemperatur.
2. Ersetzen Blockierungslösung mit primärer Antikörperlösung. Verschließen Sie die Drei-Well-Platte mit Parafilm und über Nacht auf Schüttler bei Raumtemperatur.
3. Ersetzen Lösung mit PBST und spülen 3 mal. Weiterhin Waschen mit PBST für mindestens 1 Stunde am Schüttler bei Raumtemperatur.
4. Transfer in sekundären Antikörper-Lösung und Inkubation in einem Parafilm verschlossenen Glas gut Schale auf Schüttler über Nacht bei Raumtemperatur.
5. Ersetzen Antikörper-Lösung mit PBST und spülen dreimal. Weiterhin Waschen mit PBST für mindestens ein hr am Schüttler bei Raumtemperatur. Die Proben können in PBST für mehrere Tage aufbewahrt werden, aber es ist wichtig, an die frische PBST mindestens einmal pro Tag hinzu, um sie vor dem Austrocknen zu verhindern.

6. Montage

1. Für die Montage Larven und midpupal Netzhaut, mit der P20 Netzhaut in die Mitte eines sauberen Glasobjektträger übertragen. Entfernen Sie überschüssiges PBST. Verwenden Sie eine Pinzette Netzhaut auszurichten, um Bildgebung erleichtern.
2. Fügen Sie 10 ul Eindeckmedium auf der Netzhaut. Cover sie vorsichtig mit einem 24x40-1 Deckglas und Dichtung mit klarem Nagellack.
3. Für die Montage erwachsenen Netzhaut, bereiten "Brücken" ^20: In zwei 5 ul Tröpfchen von 50% Glycerin an beiden Enden eines Glases Seite und decken Sie sie mit 22x22-1 Deckgläser (0,13 bis 0,17 mm dick).
4. Entfernen Sie die PBST mit einem P20-Pipette, stellen Sie sicher, dass die Netzhaut nicht austrocknen. Fügen Sie 20 ul Eindeckmedium zum Brunnen. Verwenden Eindeckmedium auf Netzhaut mit dem P20 der "Brücke" Glasträger übertragen.
5. Verwenden Sie eine Zange zu orientieren (Linsen sollte das Glas Gleitfläche) und richten Netzhaut, um Bildgebung erleichtern. Falls notwendig, entfernen Luftblasen mit dem P20.
6. LangsamOrt 24x40-1 Deckglas (0,13 bis 0,17 mm dick) von einer Seite auf die Kanten und dichten mit klarem Nagellack oder Klebeband. Proben bei 4 ° C in einem Objektträger saver box (halten im Dunkeln).

7. Repräsentative Ergebnisse

Als ein Beispiel für die Anwendung dieses Protokolls, zeigen wir repräsentative Ergebnisse zur Visualisierung Photorezeptor Differenzierung bei den drei Entwicklungsstadien in dem Video. Ein larvalen Auge antennalen Scheibe und eine midpupal Netzhaut wurden mit Antikörpern, die verschiedene Typen beschriften Photorezeptor während der Entwicklung (1A, B) und ein Erwachsener Netzhaut wurde mit zwei Rhodopsin-Antikörper angefärbt, um zwei Subtypen Photorezeptor (1C) visualisieren angefärbt.

Diskussion

Ein. Fehlerbehebung

Nach unserer Erfahrung erfordern Dissektionen Praxis (bis zu mehreren Wochen) und werden durch das Erreichen eine bequeme Handhaltung ²¹ durch ruhen die Ellenbogen und Unterarme auf den Tisch und mit den Fingern in Kontakt mit der Dissektion Gericht erleichtert. Auf diese Weise wird nur der Daumen, Zeigefinger und Mittelfinger durchführen subtilen Bewegungen.

Entfernen der Lamina ohne Beschädigung der Photorezeptoren ist wahrscheinli...

Materialien

			Reagens
Phosphat-gepufferte Salzlösung (PBS1x, pH 7,4)	Sigma		Bereiten 10x Stammlösung 20. Verdünnen mit destilliertem Wasser auf 1x PBS und bei Raumtemperatur lagern zu erhalten. Kühlen auf Eis, bevor Dissektionen.
Triton X-100	Sigma	9002-93-1	Achtung: Reizend Handschuhe tragen. Planen 50 ml 1xPBS mit 0,3% Triton X-100 (PBST). Lagerung bei Raumtemperatur.
37% Formaldehyd-Lösung	Fisher Scientific	F75P1GAL	Achtung: Giftig, wahrscheinlich krebserzeugend für den Menschen Handschuhe tragen. Vor der Fixierung, frisch zubereiten 3,7% ige Lösung in einer chemischen Abzugshaube durch Verdünnen mit PBS, auf Eis lagern.
5% normalem Pferdeserum	Jackson Immuno Research	008-000-001	Planen 5% v / v verdünnt in PBST. Bewahren Sie bei vier Grad.
Primäre und sekundäre Antikörper (zB Esel anti-Schaf Alexa Fluor 488, Esel-Anti-Kaninchen-Alexa Fluor 555, Esel anti-Maus Alexa Fluor 647)	Invitrogen Molecular Probes	A11015 A31572 A31571	Verdünnen Sekundärantikörper 1:800 in PBST und lagern bei vier Grad.
Alexa Fluor 488 Phalloidin		A12379	Verdünnen 1:100 in sekundären Antikörper-Lösung.
Slowfade Gold-Antifade Reagenz	Invitrogen Molecular Probes	S36936	Eindeckmedium. Lagerung bei -20 Grad.
Glycerol	Fisher Scientific	G31-1	Für die Montage. Bereiten 10 ml 50% iger Verdünnung mit destilliertem Wasser, Lagerung bei Raumtemperatur.
CO 2			Für Betäubung erwachsenen Fliegen.
			Ausrüstung
Zwei scharfe Pinzette (Dumont # 55)	Fine Science Tools	11255-20
Sylgard 184 Silikon-Elastomer Kit	Dow Corning		Planen Sylgard Dissektion Schale durch Füllen einer Kunststoff-Petrischale mit Sylgard Mischung.
Drei-well Glas Dissektion Gerichten	Fisher Scientific	21-379
Two minutien Sezieren Stifte (0,1 mm Durchmesser) und zwei pinholders (12 cm)	Fine Science Tools	26002-10	Legen ein minutien Stiftes in jeder der beiden pinholders und beugen einer der Stifte, um einen Haken zu bilden.
Microscope Deckgläschen (22x22-1 und 24x40-1)	Fisher Scientific	12-542A
Objektträger (25x75x1.0 mm; vorgereinigt)	Fisher Scientific	12-550-143
1,5 ml Reaktionsgefäße
Klaren Nagellack oder Klebeband
Kreisschüttler	Bellco
Diahalter box	Fisher Scientific
Parafilm	Bemis	PM996
Dünnen Pinsel
P20 und P200 Mikropipetten und Tipps
Seziermikroskop
Kleine Eimer mit Eis			Zur Kühlung der Glas-Well-Platten, seziert Netzhaut und Lösungen.