JoVE Logo

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Murine Vollhauttransplantation ist ein gut etabliertes Modell Ablehnung in einer alloimmune Einstellung zu studieren. Hier bieten wir ein Tutorial von jedem Schritt beteiligt bei der Durchführung einer Balb / c -> C57BL / 6 Vollhauttransplantation.

Zusammenfassung

Murine Vollhauttransplantation ist ein gut etabliertes in vivo - Modell alloimmune Antwort und Transplantatabstoßung zu studieren. Trotz seiner begrenzten Anwendung auf den Menschen, Hauttransplantation bei Mäusen wurde für Transplantationsforschung weit verbreitet eingesetzt. Das Verfahren ist einfach zu erlernen und durchzuführen, und es erfordert keine empfindliche mikrochirurgischer Techniken noch eine umfassende Ausbildung. Darüber hinaus tritt Ablehnung Transplantat in diesem Modell in einer sehr reproduzierbaren immunologischen Reaktion und leicht durch direkte Inspektion und Palpation überwacht wird. Darüber hinaus können sekundäre Hauttransplantation mit Spender abgestimmt oder von Drittanbietern Hauttransplantationen auf komplexere Transplantationsmodelle als Alternative und unkomplizierte Methode durchgeführt werden spenderspezifischen Toleranz zu beurteilen. Die Komplikationen sind niedrig und sind in der Regel auf die Anästhesie Überdosierung oder Atemnot nach dem Verfahren beschränkt. Transplantatversagen, auf der anderen Seite, tritt häufig als Folge der schlechten Vorbereitung der grachtern, falsche Positionierung im Transplantat-Bett, oder unangemessene Platzierung der Bandage. In diesem Artikel präsentieren wir ein Protokoll für Vollhauttransplantation bei Mäusen und beschreiben die wichtigen Schritte, die für eine erfolgreiche Prozedur.

Einleitung

Organtransplantation ist die Behandlung der Wahl für Patienten im Endstadium einer Organversagen, und die Ergebnisse haben sich verbessert bemerkenswert mit den Fortschritten bei chirurgischen Eingriffen und Immunsuppression Protokolle. Allerdings ist die langfristige Immunsuppression mit erheblichen Nebenwirkungen verbunden sind, und die Entwicklung neuer Strategien, die Toleranz bleibt das Ziel der modernen Transplantationsforschung fördern.

Zahlreiche Tiermodelle wurden für die Grundlagenforschung in der Transplantationsmedizin entwickelt, die Mechanismen der Abstoßungsreaktionen zu untersuchen und zur Verhinderung einer Transplantatabstoßung Immunsuppression Ansätze zu testen und 1-3 langfristige Toleranz zu fördern. Mausmodelle sind die tragende Säule der immunologischen Forschung aufgrund der exklusiven, großen Verfügbarkeit von diagnostischen und therapeutischen Antikörpern und gut definierten Inzucht und transgenen Stämme werden. Hauttransplantation ist ein einfaches Verfahren, das keine spezielle mikrochirurgische Fähigkeiten erfordert und kannleicht postoperativ überwacht. Zusammengenommen Maus Hauttransplantation hat in der alloimmune Antwort beteiligt ein hervorragendes Instrument zu studieren viele Aspekte, einschließlich der Antigenabgabe, Zellhandel und Gewebezerstörung bei Transplantatabstoßung 4,5.

Hier zeigen wir den Schritt-für-Schritt-Verfahren für Vollhauttransplantation das Maus-Modell, und wir beschreiben die wichtigen Schritte, die für eine erfolgreiche Verpflanzung der transplantierten Haut.

Protokoll

Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren des National Institute of Health (NIH) durchgeführt und wurden von der Johns Hopkins University Animal Care und Use Committee (JHUACUC) zugelassen. Die spezifischen Verfahren wurden im Rahmen der genehmigten ACUC Protokolle MO13M292 und MO13M370 ausgeführt.

1. Spenderhaut-Ernte

  1. Anesthetize die Spendermaus mit Isofluran (Induktionsverdampfer bei 4%, Wartung mit einem 1 - 2% durch die Maus Kegel). Verwenden Sie die Zehe Prise Rückzug Reflex die Tiefe der Narkose zu überwachen.
  2. Mit einem elektrischen Rasierer, rasieren den Rücken des Tieres und desinfizieren sie mit 10% Povidon - Iod (zB Betadine).
  3. Mit einer sterilen Schere, Handschuhe und aseptischer Technik, Ernte Spender Rückenhaut von der Hüfte bis zum Hals, mit stumpfer Präparation auf der Ebene des areolar Bindegewebe.
  4. Euthanize das Tier durch Genickbruch nach der Ernte derHauttransplantation.
  5. Unter einem Mikroskop, trennen das Bindegewebe, Fettgewebe und panniculus carnosus von der Rückseite Haut fein tenotomy Schere. Die panniculus carnosus ist eine dünne, transparente Muskel verantwortlich für die Haut Zucken Bewegungen.
  6. Mit einer sterilen Instrumenten Technik, ausschneiden 15 mm x 15 mm Transplantate von der Rückseite Haut für einen 10-mm x 10 mm bis 15 mm x 15 mm Transplantats Bett.
  7. Speichern der Transplantate auf Gazen getränkt mit steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) in einer Petrischale auf Eis.
    HINWEIS: 8 - 10 Transplantate können von einem Spender Maus erhalten werden.

2. Empfänger Hauttransplantat

  1. Anesthetize die Empfängermaus mit Isofluran (Induktionsverdampfer bei 4%, Wartung mit einem 1 - 2% durch die Maus Kegel). Verwenden Sie die Zehe Prise Rückzug Reflex die Tiefe der Narkose zu überwachen.
  2. Verwalten 0,02 mg / kg KG von Buprenorphin zur postoperativen Schmerzlinderung.
  3. Rasur auf die Seite der Rücken des Tieres, wo das Transplantat will eingeführt werden und mit 10% Povidon-Jod desinfizieren.
  4. Mit einer Schere, schneiden Sie ein 10-mm x 10 mm bis 15 mm x 15 mm im Quadrat der Haut. Die Defektgröße sollte etwas größer (10%) als das Transplantat sein. Schneiden Sie so oberflächlich wie möglich. Achten Sie darauf, die panniculus carnosus und Gefäße zu erhalten. Die panniculus carnosus kann von der darunter liegenden Faszie durch seine Beweglichkeit und die Blutgefäße zu unterscheiden, die es oberflächlich laufen.
  5. Positionieren Sie das Transplantat auf dem Transplantat-Bett, zu vermeiden Falten entlang der Kanten.
  6. Platzieren 8 Nähte an den Ecken und auf der Mitte jeder Kante. Für jede Naht, die Nadel durch das Transplantat und dann durch die panniculus carnosus der unterhalb der umgebenden Haut Empfängerbett Transplantat.
  7. Entfernen Sie die Narkosemaske und lassen Sie das Tier erholen teilweise aus der Narkose, bevor der Klebstoff Verband angelegt wird.
  8. Wickeln Sie die Empfängermaus in einem Pflaster mit gefalteten Gaze über das Transplantat. Machen Sie den Verband zwei Bandagen durch Kombinieren, Schneidender Klebstoff Teil ein und die beiden saugfähigen Kissen zusammen setzt.
  9. Überwachen Sie die Maus genau während der Wiederherstellung, um sicherzustellen, dass der Verband nicht Thorax Exkursion einschränkt und zu atmen. Entfernen Sie den Verband, wenn die Atemfrequenz verringert oder das Tier beginnt zu seicht nach Luft schnappen oder Atem.

3. Nachsorge

  1. Verabreichen Enrofloxacin 5 mg / kg nach der Operation zur Infektionsprophylaxe.
  2. Legen Sie die transplantierten Maus in einem sauberen Käfig über einen mikrowellentauglichen Heizkissen, bis sie vollständig aus der Narkose erholt.
  3. Beachten Sie die Maus für 1 Stunde der Operation, bevor es in das Gehäuse Anlage zurück.
  4. Sieben Tage nach der Operation, anästhesieren der Maus, wie in Schritt 2.1. Entfernen Sie den Verband nur durch die Bauchseite der Bandage zu schneiden.
  5. Bitte beachten und das Transplantat am folgenden Tag auf Anzeichen von Schorf, Kontraktion oder Härte abtasten. Falls vorhanden, kann das Transplantat nicht ordnungsgemäße vasculariza erreicht habention und sollte ein technisches Versagen in Betracht gezogen werden.
  6. Überwachen täglich auf Anzeichen von Abstoßung. Betrachten wir Transplantate abgelehnt, wenn ≥90% des Transplantats Gewebe nekrotisch wird.
  7. Euthanize die zurückgewiesenen Tiere und ernten sie für die Analyse.

Ergebnisse

Die Platzierung der Verband auf der Empfängermaus ist ein wichtiger Schritt des Verfahrens. Die Hauttransplantation ist auf dem Empfängerstamm positioniert, zwischen der Schulter, Hüfte und Wirbelsäule (Abbildung 1). Die Binde wird mit gefalteten Gaze und die Kombination von zwei Kunststoffklebeverbänden hergestellt. Die Empfängermaus wird mit dem Transplantat nach unten über die Gaze auf die Mitte der Binde angeordnet. Verwendung von zwei gekrümmten Mikropinzett...

Diskussion

Seit seiner Einführung durch Medawar, zuerst in Studien am Menschen und dann bei Kaninchen und Mäusen hat Hauttransplantation ein unschätzbares Modell für die Untersuchung von allogenen Immunantworten 6,7 gewesen. In diesem Manuskript präsentieren wir ein Modell von großen, nicht-gefäß, Vollhauttransplantation die oberen und unteren Rückenhaut verwendet wird. Verschiedene alternative Methoden, einschließlich der Schwanzhaut oder Ohrhaut der Maus als Transplantatgewebe Quelle, wurde berichtet , ...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von NIH Zuschusses R01AI077610 finanziert.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Straight micro forcepsSigmaF4017
Curved micro forcepsAesculapBD333R
Curved Stevens tenotomy scissorsAesculapBC905R
Mayo dissecting scissorsSigmaS3146
Micro needle holderAesculapBM563R
Sterile gauzeCovidien441218
6-0 Nylon sutureMWI31849
Plastic Strips Band-AidJohnson & JohnsonObtained from pharmacy
10 cm Petri dishFisherbrandFB0875712
PBSQuality Biological119069131
BuprenorphineDEA Number required; Obtained from hospital pharmacy
EnrofloxacinBayer Health Care186599

Referenzen

  1. Furtmuller, G. J., et al. Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse. J Vis Exp. , (2016).
  2. Oh, B., et al. A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice. J Vis Exp. , (2016).
  3. Oberhuber, R., et al. Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique. J Vis Exp. , e50753 (2014).
  4. Jones, T. R., Shirasugi, N., Adams, A. B., Pearson, T. C., Larsen, C. P. Intravital microscopy identifies selectins that regulate T cell traffic into allografts. J Clin Invest. 112, 1714-1723 (2003).
  5. Celli, S., Albert, M. L., Bousso, P. Visualizing the innate and adaptive immune responses underlying allograft rejection by two-photon microscopy. Nat Med. 17, 744-749 (2011).
  6. Medawar, P. B. The behaviour and fate of skin autografts and skin homografts in rabbits: A report to the War Wounds Committee of the Medical Research Council. J Anat. 78, 176-199 (1944).
  7. Billingham, R. E., Brent, L., Medawar, P. B., Sparrow, E. M. Quantitative studies on tissue transplantation immunity. I. The survival times of skin homografts exchanged between members of different inbred strains of mice. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 143, 43-58 (1954).
  8. Garrod, K. R., Cahalan, M. D. Murine skin transplantation. J Vis Exp. , (2008).
  9. Schmaler, M., Broggi, M. A., Rossi, S. W. Transplantation of tail skin to study allogeneic CD4 T cell responses in mice. J Vis Exp. , e51724 (2014).
  10. Bergstresser, P. R., Toews, G. B., Gilliam, J. N., Streilein, J. W. Unusual numbers and distribution of Langerhans cells in skin with unique immunologic properties. J Invest Dermatol. 74, 312-314 (1980).
  11. Chen, H. D., Silvers, W. K. Influence of Langerhans cells on the survival of H-Y incompatible skin grafts in rats. J Invest Dermatol. 81, 20-23 (1983).
  12. Chong, A. S., Alegre, M. L., Miller, M. L., Fairchild, R. L. Lessons and limits of mouse models. Cold Spring Harb Perspect Med. 3, a015495 (2013).
  13. Mayumi, H., Nomoto, K., Good, R. A. A surgical technique for experimental free skin grafting in mice. Jpn J Surg. 18, 548-557 (1988).
  14. McFarland, H. I., Rosenberg, A. S. Skin allograft rejection. Curr Protoc Immunol. Chapter 4, (2009).
  15. Lee, C. F., et al. Preventing Allograft Rejection by Targeting Immune Metabolism. Cell reports. 13, 760-770 (2015).
  16. Pollizzi, K. N., Powell, J. D. Integrating canonical and metabolic signalling programmes in the regulation of T cell responses. Nat Rev Immunol. 14, 435-446 (2014).
  17. Pearce, E. L., Poffenberger, M. C., Chang, C. H., Jones, R. G. Fueling immunity: insights into metabolism and lymphocyte function. Science. 342, 1242454 (2013).

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

ImmunologieHeft 119MausmodellVollhauttransplantationStoffwechselAblehnungalloimmuneIn vivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Forschung

Lehre

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten