Bewertung der Hippocampalen Dendritischen Komplexität bei gealterten Mäusen unter Verwendung der Golgi-Cox-Methode

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Golgi-Cox-Protokoll ausführlich vor. Diese zuverlässige Gewebe-Fleck-Methode ermöglicht eine qualitativ hochwertige Beurteilung der Cytoarchitektur im Hippocampus und im gesamten Gehirn mit minimaler Fehlersuche.

Zusammenfassung

Dendritische Stacheln sind die Ausstülpungen aus den neuronalen dendritischen Schächten, die exzitatorische Synapsen enthalten. Die morphologischen und verzweigten Variationen der neuronalen Dendriten innerhalb des Hippocampus sind in die Erkenntnis- und Gedächtnisbildung verwickelt. Es gibt mehrere Ansätze zur Golgi-Färbung, die alle für die Bestimmung der morphologischen Eigenschaften der dendritischen Lauben nützlich waren und einen klaren Hintergrund hervorbringen. Die vorliegende Golgi-Cox-Methode (eine leichte Variation des Protokolls, die mit einem kommerziellen Golgi-Färbe-Kit versehen ist) wurde entworfen, um zu beurteilen, wie eine relativ niedrige Dosis des chemotherapeutischen Arzneimittels 5-Flurouracil (5-Fu) die dendritische Morphologie beeinflussen würde , Die Anzahl der Stacheln und die Komplexität der Arborisierung im Hippocampus. Die 5-Fu modulierten die dendritische Komplexität signifikant und reduzierten die Wirbelsäulendichte im gesamten Hippocampus regionalspezifisch. Die dargestellten Daten zeigen, dass die Golgi-Färbemethode efDie fälligen Neuronen in der CA1, dem CA3 und dem Dentat Gyrus (DG) des Hippocampus fungiert. Dieses Protokoll berichtet die Details für jeden Schritt, so dass andere Forscher können zuverlässig Flecken Gewebe im gesamten Gehirn mit qualitativ hochwertigen Ergebnissen und minimale Fehlersuche.

Einleitung

Dendriten sind der größte Teil der Neuronen, die den präsynaptischen Eingang empfangen und verarbeiten ¹ . Ihre dendritischen Prozesse haben eine komplexe Geometrie, wo die proximalen Zweige einen größeren Durchmesser haben als die distalen Zweige. Da Dendriten sich entwickeln, bilden sie mehrere Verbindungen mit anderen Neuronen in einem Prozess, der als dendritische Arborisierung bezeichnet wird. Das Ausmaß und Muster dieser Verzweigung bestimmt die Menge der synaptischen Eingaben, die ein Dendrit adäquat verarbeiten kann ² .

Dendritische Arborisierung ist ein notwendiger Prozess für die aktivitätsabhängige Plastizität und die richtige Entwicklung von neuronalen Schaltungen. Extension, Retraktion, Verzweigung und Synaptogenese sind komplizierte Prozesse, die intrinsische genetische Programme und Einflüsse aus extrinsischen Faktoren beinhalten. Die morphologischen und verzweigten Variationen der neuronalen Dendriten innerhalb des Hippocampus sind in die Erkenntnis- und Gedächtnisbildung verwickeltF "> 3 ^{, 4.} Die Veränderungen der dendritischen Komplexität sind mit pathophysiologischen und Verhaltensänderungen verbunden ^5. Anomalien beziehen sich auf mehrere Krankheitszustände, darunter zerbrechliches X-Syndrom und Down-Syndrom ⁶ .

Dendritische Stacheln sind die spezialisierten subzellulären Kompartimente der dendritischen Dorn, die exzitatorische Eingaben im zentralen Nervensystem erhalten. Es gibt drei morphologische Klassen von dendritischen Stacheln, wobei der Name jeder Klasse auf ihrer Größe und Form basiert: 1) Pilzstacheln, die komplexe postsynaptische Dichten mit mehr Glutamatrezeptoren haben als andere Stacheln ⁷ ; 2) Stubby Stacheln, denen ein Stamm fehlt; Und 3) dünne Stacheln, die aus einem langwierigen, schmalen Stamm und einem Kugelkopf bestehen ⁸ . Das dendritische Wirbelsäulenvolumen wird teilweise verwendet, um sie zu definieren, wobei dünne Stacheln im allgemeinen kleiner sind (0,01 μm ³ ) Im Vergleich zu Pilzstacheln (0,8 μm ³ ) ^{9 , 10} . Die Stacheln stabilisieren sich mit Reifung. Zum Beispiel ziehen sich die dünnen Stacheln nach einigen Tagen zurück oder entwickeln sich zu Pilzstacheln. Alternativ sind die Pilzstacheln relativ stabil und können über einen längeren Zeitraum überleben. Die Stärke der neuronalen Verbindungen beruht auf der Anzahl der Stacheln und / oder deren Volumen ^{11 , 12 , 13} .

Die klassische Golgi-Färbemethode und ihre moderneren Variationen sind alle für die Untersuchung der dendritischen Wirbelsäulenmorphologie und -dichte nützlich gewesen. Ein einzigartiger Aspekt der Golgi-Färbung ist, dass es zufällig etwa 5% der gesamten Neuronen, die für die Verfolgung der einzelnen Neuronen ^{14 , 15} erlaubt. Obwohl der genaue Mechanismus, in dem die Golgi MethOd stains einzelne Neuronen ist noch unbekannt, das Prinzip des Verfahrens basiert auf der Kristallisation von Silberchromat (Ag ₂ CrO ₄ ) ^{16 , 17} . Es gibt drei Haupttypen der Golgi-Methode: den schnellen Golgi, den Golgi-Cox und den Golgi-Kopsch ^{18 , 19} . Alle drei Methoden beginnen mit einer anfänglichen Inkubationsphase in Chromsalzen für mehrere Tage bis Monate, aber es gibt bestimmte wichtige Unterschiede zwischen ihnen. Der schnelle Golgi nutzt Osmiumtetroxid im ersten Schritt, während der Golgi-Kopsch Paraformaldehyd enthält. Die Färbung sowohl im Rapid-Golgi als auch im Golgi-Kopsch folgt eine Inkubation in einer 1-2% Silbernitratlösung für etwa 7 Tage. Die Golgi-Cox-Methode verwendet Quecksilberchlorid und Kaliumdichromat anstelle von Silbernitrat und hat eine Imprägnierungszeit von 2-4 Wochen. Die Gewebe werden dann geschnitten und schnell in ein verdünntes Ammoniak gegebenLösung, gefolgt von einem fotografischen Fixierer, um Salze zu entfernen. Von den drei Typen wird die Golgi-Cox-Methode als am besten angesehen, um die dendritischen Dorn ohne große Hintergrundinterferenz zu färben, zum Teil weil die Kristallartefakte nicht auf der Oberfläche des Gewebes auftreten (anders als bei der schnellen Golgi-Methode) ^{17 , 20 , 21} .

Die vorliegende Methode ist eine leichte Variation des Protokolls, das mit einem kommerziellen Golgi-Färbe-Kit versehen ist, und wurde entworfen, um zu beurteilen, wie eine relativ niedrige Dosis des 5-Fu die dendritischen morphologischen Eigenschaften und die Wirbelsäuredichte beeinflussen würde. Alle gewonnenen Daten könnten einen weiteren Einblick geben, wie sich die chemotherapeutische Behandlung auf die neuronale Schaltung auswirkt.

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Protokoll

Experimente wurden in Übereinstimmung mit den ethischen Standards durchgeführt, die vom Institutional Animal Care and Use Committee bei UAMS genehmigt wurden.

1. Tiere und 5-Fu Einspritzung Paradigma

1. Kaufen Sie 6 Monate alte männliche C57Bl6 / J Wildtyp Mäuse und beherbergen sie unter einem konstanten 12 h Licht / Dunkel Zyklus bis sie 1 Jahr alt sind.
2. Verdünnen Sie die 5-Fu in 0,9% steriler Kochsalzlösung. Verwenden Sie 60 mg / kg als benötigte Dosis pro Maus.
3. Geben Sie die intraperitonealen Injektionen der 5-Fu (einmal pro Woche für drei Wochen).
   1. Geben Sie die intraperitonealen Injektionen um die gleiche Zeit an jedem Tag. Zum Beispiel zwischen 0900-1200 h.
4. Euthanisieren Sie die Tiere und extrahieren Sie die Gehirne 30 Tage nach der letzten Injektion.

2. Euthanasie-Verfahren und Hirn-Extraktion

1. Das Nagetier zurückhalten und die Schwanzbasis greifen Mit der anderen Hand, legen Sie den Daumen oder den ersten Finger auf thE Grund des Nagetieres. Schnell den Druck auf den Nagetier stellen und nach vorne drücken, während die andere Hand, die den Schwanz hält, nach hinten zieht.
2. Halten Sie das Nagetier mit einer Hand und die große chirurgische Schere mit dem anderen. Setzen Sie den Nagetier Hals zwischen die beiden Klingen und schnell enthaupten den Kopf.
3. Nimm den abgetrennten Mauskopf und benutze die feine Schere, um das Fell über dem Schädel zu schneiden, bis zu den Augen. Als nächstes legen Sie die Spitzen der Schere in jede Augenhöhle und schließen Sie die Schere mit leichter Kraft.
4. Verwenden Sie die Frühjahrsschere, um den Schädel nach links und rechts vom Kleinhirn zu schneiden.
5. Verwenden Sie Pinzette, um den Teil des Schädels, der das Kleinhirn umgibt, direkt auf und ab zu heben.
6. Benutze die Frühlingsschere, um die midsagittale Linie des Schädels zu schneiden.
7. Benutze die Pinzette, um den restlichen Teil des Schädels vom Gehirn zu heben.
8. Verwenden Sie einen Spatel und eine Sonde, um das Gehirn in den gewünschten Behälter zu schöpfen. Mit rostfreiem sTeel Klinge, schneiden Sie jedes Gehirn entlang der midsagittalen Ebene. Führen Sie die folgenden Golgi-Cox-Methode auf den rechten Halbkugeln durch.

3. Golgi-Färbung und Gewebevorbereitung

1. Tauchen Sie die frisch geernteten Halbhirne in eine 5-ml-Quecksilberchlorid-basierte Lösung (Lösung A aus dem Kit) in ein 10 ml konisches Röhrchen ein. Die Quecksilberchloridlösung ist lichtempfindlich; Den Schlauch mit Folie bedecken. Die Probe im Raum bei Raumtemperatur aufbewahren.
   HINWEIS: Die Lösung A ist im Kit enthalten, das in der Werkstoffliste aufgeführt ist. Vorsicht! Lösung A (auch Quecksilberchloridlösung genannt) enthält toxische Reagenzien wie Kaliumdichromat, Quecksilberchlorid und Kaliumchromat. Schutzhandschuhe tragen und in einer Dunstabzugshaube arbeiten.
2. Nach 1 Tag langsam dekantieren die Lösung in einen temporären Container (wie ein großes Wägeboot), und entsorgen Sie es in einem biohazard Abfallbehälter. Tauchen Sie die Gehirne (noch in den ursprünglichen 10 ml konischen Röhrchen) mit 5 mlDie Quecksilberchloridlösung, und die Probe bei Raumtemperatur für 13 weitere Tage zur Dunkelheit zurückkehren.
3. Füge 30 g Nachimprägnierungspuffer zu 90 ml destilliertem oder deionisiertem Wasser (dH ₂ O) hinzu. Füllen Sie jede Vertiefung einer 6-Well-Platte mit 6,5 ml des Nachimprägnierungspuffers, einer gut pro Gehirn
   HINWEIS: Der Nachimprägnierungspuffer ist im Kit enthalten, der in der Materialliste aufgeführt ist.
   1. Nach 14 Tagen (insgesamt) in der Quecksilberchloridlösung das Gewebe mit dH ₂ O ausspülen und dann mit Nachimprägnierungspuffer in 6-Well-Platten überführen. Die Platten mit Folie bedecken und bei Raumtemperatur im Dunkeln aufbewahren.
4. Den Nachimprägnierungspuffer nach 1 Tag Eintauchen ausspülen und mit frischem Nachimprägnierungspuffer erneuern; 1 Tag im Dunkeln bei Raumtemperatur aufbewahren. Falls erforderlich, bei 4 ° C bis zu 1 Monat ²² lagern.

4. Schnitt

1. Etikettieren Sie die 12-Well-Platten auf ihren Deckeln mit Zahlen in aufsteigender Reihenfolge von links nach rechts und up-to-down.
2. Bereiten Sie zwei oder drei 12-Well-Platten pro Gehirn vor, wenn Sie das gesamte Gehirn schneiden.
   1. Beschriften Sie die Oberseite jedes 12-Well-Plattendeckels mit der Identifikationsnummer des Gehirns.
   2. Pipette 2 ml von 1x PBS in jede Vertiefung jeder Platte.
3. Richten Sie die Bühne ein und schalten Sie das Vibratom ein. Sicherstellen, dass genügend 1x PBS im Behälter vorhanden ist, um das Gewebe zu bedecken.
   1. Schneiden Sie zwei Stücke von Plastik-Paraffin-Film und falten Sie sie über zweimal. Legen Sie sie über die Löcher für die Probenhalterknöpfe, um zu verhindern, dass 1x PBS auf den Zähler austritt.
   2. Legen Sie das Band auf den Gewebeblock des Probenhalters und legen Sie dann Cyanacrylat-Klebstoff (siehe Materialtabelle) darauf ein.
4. Entfernen Sie das Gehirn aus der 6-Well-Platte und legen Sie es auf eine Plastik- oder Glasschale. Verwenden Sie den rostfreienStahl-Doppelklinge, um etwa die Hälfte des Kleinhirns abzuschneiden.
   1. Schneiden Sie den Kleinhirn kaudal. Vergewissern Sie sich, dass der noch verbleibende Teil des Zerebellums gerade ist.
5. Sofort die flache Oberfläche des verbleibenden Kleinhirns auf den Leim legen.
   HINWEIS: Der dorsale Teil des Gewebes (der Hirnrinde) sollte gegenüber der Klinge nach links oder rechts liegen Das rostrale Ende, das zuvor die beigefügte olfaktorische Glühbirne enthielt, sollte nach oben zeigen.
   1. Warten Sie mindestens ein paar Minuten, um sicherzustellen, dass der Leim voll trocknet.
6. Während der Leim, der das Gehirn an Ort und Stelle hält, trocknet, gießt 1x PBS in das Probenbad. Nachdem der Kleber trocken ist, legen Sie den Probenhalter mit dem Gewebe in das Probenbad.
   1. Wenn die Gewebeprobe nicht vollständig bedeckt ist, gießen Sie mehr 1x PBS in das Probenbad.
7. Befestigen Sie die Klinge am Klingenhalter des Vibratoms und langsam lDie Klinge in das Probenbad schieben, bis sie vollständig in 1x PBS untergetaucht ist. Setzen Sie die Klinge fort, bis sie etwas unter der Oberseite des Gewebes liegt.
8. Setzen Sie die Vibrationsgeschwindigkeit auf 7, die Amplitude auf 6 und den Schneidwinkel auf 12 ° (siehe Tabelle der Materialien für Vibratom-Modell). Starten Sie die Vibration und schneiden Sie 200 μm Abschnitte ²³ .
   1. Verwenden Sie einen großen Pinsel, um die Gewebeabschnitte aus dem Probenbad in jede ausgewiesene Vertiefung der 12-Well-Platten zu bewegen.
9. Weiter, um das Gewebe zu schneiden, bis die gewünschte Anzahl von Gewebeschnitten erreicht ist.

5. Nachfärbung

1. Für jede der folgenden Färbungsschritte und Spülungen 2 ml der angegebenen Lösung pro Vertiefung verwenden. Verwenden Sie einen motorisierten Pipettenfüller (siehe Materialtabelle), um die Lösungen in die Vertiefungen zu übertragen. Verwenden Sie eine Transferpipette (siehe Materialtabelle), um Lösungen aus den Brunnen und in den richtigen Abfall zu transportierenBehälter.
2. Spülen Sie die Sektionen in einer 30 min Waschung von 0,01 M PBS-T (fügen Sie 3,0 ml Waschmittel (siehe Tabelle der Materialien) auf 1.000 mL 0,01 M PBS).
3. Verdünnung der Ammoniumhydroxidlösung (Achtung) 3: 5 nach Volumen mit dH ₂ O unmittelbar vor Gebrauch. Färben Sie die Abschnitte in der verdünnten Ammoniumhydroxidlösung für 19-21 min.
   1. Schützen Sie die lichtempfindliche Ammoniumhydroxidlösung mit Folie.
      HINWEIS: Ammoniumhydroxid in Lösung hat eine Konzentration von ~ 10% und wird als "gefährlich" eingestuft. Ammoniumhydroxidlösung kann Verbrennungen hervorrufen, wenn sie die Haut berühren. Bei Atemstillstand kann es zu Reizungen der Atemwege kommen. Schutzhandschuhe tragen und in einer Dunstabzugshaube arbeiten.
4. Färben Sie die Abschnitte in den Nachfärbepuffer (fügen Sie 90 g Reagenz D in 500 ml dH ₂ O) für 19-21 min hinzu. Der Nachfärbepuffer ist lichtempfindlich; Schütze es mit Folie ²² .
5. Spülen Sie die Abschnitte in drei, 5-10 min Wäschen von 0,01 M PBS-T.

6. Montage, Reinigung und Abdeckung

1. Montieren Sie die Abschnitte auf 1% mit Gelatine beschichtete Folien mit dem großen Pinsel. Lassen Sie sie für 20-30 min bei Raumtemperatur trocknen, und legen Sie sie dann über Nacht in ein Coplin-Glas.
2. Entfernen Sie die Folien mit Handschuhen aus dem Coplin-Gefäß und legen Sie sie in ein Plastikgestell (siehe Materialtabelle). Legen Sie das Plastikgestell in die Färbeplatte (siehe Materialtabelle) mit 100% Ethanol. Dehydrieren Sie sie mit drei 5 min Wäschen.
3. Die Folien zweimal für jeweils 5 min in 99% Xylol waschen. Legen Sie die Objektträger in ein Glasgestell und senken Sie das Gestell in eine Glasfärbeplatte, die Xylol mit einem Metallgriff enthält (siehe Materialtabelle).
   HINWEIS: Vorsicht, Xylol ist schädlich bei Einatmen und verursacht Reizungen, wenn es die Haut berührt. Es ist leicht entflammbar in flüssigen und Dampfzuständen. Schutzhandschuhe tragen und in einer Dunstabzugshaube arbeiten.
4. Entfernen Sie die Folien aus dem XylEne eins zu einer Zeit und schnell decken das Gewebe mit ~ 0,25 mL Montagemedien (siehe Material Tabelle). Als nächstes nehmen Sie die Rutschenabdeckungen und legen sie über die Medien.
   1. Schieben Sie alle eingeschlossenen Luftblasen unter die Schiebeabdeckungen an den Rand mit einem stumpfen Gegenstand, wie das Ende eines Pinsels.
5. Legen Sie die Objektträger in einen Bereich weg von Sonnenlicht und lassen Sie sie für 2-3 Tage trocknen.
6. Fahren Sie mit dem Aufnehmen von Bildern mit einem Mikroskop und analysieren Sie mit der entsprechenden Software.

7. Bildstapel erwerben

1. Öffnen Sie das Imaging-Programm (siehe Materialtabelle ). Legen Sie die Folie auf die Bühne des Mikroskops. Klicken Sie im Menü oben auf dem Programm auf "Akquisition" und dann auf "Livebild".
2. Stellen Sie das Mikroskop auf 10X. Identifizieren Sie das Neuron der Präferenz und bringen Sie dann den Cursor, der wie ein rotes X erscheint, auf die Mitte des Somas. Klicken Sie mit der linken Maustaste, um den Referenzpunkt zu setzen.
3. Stellen Sie das Mikroskop auf 40X. Klicken Sie auf "Verschieben" aus dem Menü am oberen Rand des Programms und klicken Sie dann auf "Zum Referenzpunkt".
4. Beginnen Sie mit dem Erstellen des Bildstapels, indem Sie manuell mit dem feinen Objektiv über dem Gewebe scrollen, bis es etwas unscharf ist.
   1. Klicken Sie auf "Set Top" in der rechten unteren Ecke des Programms unter der Überschrift "Image Acquisition".
   2. Blättern Sie leicht unter das Gewebe, bis es etwas unscharf ist und klicken Sie dann unter "Bildaufnahme" auf "Set Bottom". Klicken Sie anschließend auf "Image Stack erwerben".
5. Nachdem der Bildstapel erfasst wurde, geben Sie den gewünschten Namen für die Bilddatei in das angezeigte Fenster ein. Speichern als "MBF-Ascii-Datei".
   1. Wenn Sie dazu aufgefordert werden, wählen Sie den Dateityp als "MBF JPEG2000 Stack-Datei" und klicken Sie dann auf "Speichern".

8. Neuronale Verfolgung

1. In der toolbaR unter dem Menü, klicken Sie auf das Feld mit dem Titel "Konturname". Wählen Sie "Soma" aus dem Dropdown-Menü.
2. Manchmal das Soma verfolgen. Dann klicken Sie mit der rechten Maustaste und wählen Sie "Finish Cell Body", wenn die Ablaufverfolgung abgeschlossen ist.
3. Wählen Sie "AutoNeuron", um einen weiteren Tab mit dem Titel "AutoNeuron Workflow" aufzurufen.
4. Wählen Sie unter "Konfigurationstyp" die Option "Neu". Setzen Sie die Parameter und klicken Sie dann auf "Next Step", um die Unterposition "Soma Detection" aufzurufen.
   1. Um die Parameter einzustellen, wählen Sie "Hellfeld". Als nächstes klicken Sie unter "Max. Prozessdurchmesser" auf "Messvorgang starten". Mit dem Cursor auf die Basis des Dendrits gehen und den Durchmesser manuell einstellen.
5. Klicken Sie auf "Ja" im Fenster, das den Benutzer auffordert, das gesamte Bild zu verfolgen. Manchmal das Soma verfolgen. Unclick und dann auf "Next step" klicken, um die Unterposition "Seed Placement" aufzurufen.
6. Klicken Sie auf "Samen überprüfen"S "und klicken Sie dann auf" Next Step ", um die Unterposition" Neuron Reconstruction "aufzurufen.
7. Unter "Neuron" klicken Sie auf "Interaktiv". Führen Sie eine interaktive Verfolgung durch, indem Sie der Richtung aus dem Programm der Dendriten folgen und mit der rechten Maustaste klicken, um den hervorgehobenen Bereich des Programms zu vervollständigen. Nach dem Tracing alle Dendriten, klicken Sie auf "Next Step".
8. Nachdem ein neues Fenster erscheint, speichern Sie die neue Konfiguration mit einem gewünschten Titel. Klicken Sie auf "Speichern".

9. Analyse

1. Öffnen Sie das Analyseprogramm (siehe Tabelle der Materialien).
2. Klicken Sie im oberen Menü auf "Datei" und dann auf "Datei öffnen". Wählen Sie die interessante Datei aus.
3. Wählen Sie unter der Unterkategorie "Sholl-Analyse".
4. Im Fenster "Sholl-Analyse" den Startradius auf 10 μm einstellen. Klicken Sie unter "Analyse" auf die Felder "Dendrites" und "Branch Orders".
5. Rechts clIck die neu geöffneten Fenster und klicken Sie auf "Excel Export." Klicken Sie auf "Speichern".
6. Klicken Sie unter der Analyse auf "Verzweigte Strukturanalysen". Wählen Sie "Alle möglichen Analysen".
7. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das neu geöffnete Fenster und klicken Sie auf "Excel Export" ²⁴ .

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Ergebnisse

Die Effekte der 5-Fu-Behandlung auf die dendritische Arborisierung und Komplexität im Hippocampus von Golgi-gefärbten Gehirnabschnitten wurden mit einer handelsüblichen Imaging-Software quantifiziert und verfolgt. Nach der Verfolgung wurden die dendritische Arborisierung, die Wirbelsäulendichte und die Wirbelsäulenmorphologie unter Verwendung der Sholl-Analyse und des dendritischen Komplexitätsindex (DCI) analysiert. Sholl-Analyse ist eine quantitative analytische Methode, die verw...

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Diskussion

Im Vergleich zu moderneren Techniken hat die Golgi-Cox-Methode mehrere Vorteile, die es zur bevorzugten Methode zur Untersuchung der Wirbelsäulenmorphologie machen: 1) Die Färbung kann für im Wesentlichen jedes Gewebe verwendet werden, 2) Ein Grundlichtmikroskop-Setup ist alles, was benötigt wird Erwerben Golgi-basierte Bilder, 3) Die Golgi-Cox-Bildgebung ist schneller als konfokale Bildgebung und 4) Golgi-gefärbte Abschnitte sind für mehrere Monate bis Jahre länger als Proben, die fluoreszenzmarkiert sind, leben...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
superGolgi Kit	Bioenno Lifesciences	30100	Contains hazardous materials.
PBS 10x powder concentrate	Fisher	BP665-1
Triton X-100	Sigma	9002-93-1
Permount	Fisher	SP 15-100
Slide cover	Fisher	12-546-14
7 mL Transfer pipette	Globe Scientific	135030
10 mL Falcon tubes	BD Biosciences	352099
Foil	Fisher	01-213-105
12-well plate	BD Biosciences	353043
200 proof Ethanol	Pharmco-AAPER	111000200
Xylene	Acros Organics	1330-20-7	Hazardous.
Permabond 200	Permabond LLC	GF2492
25 mL serological pipette	Sigma	SIAL1489
Parafilm	Midsci	HS234526C
Vibratome	World Precision Instruments	NVSLM1
C57Bl/6 Male Mice	The Jackson Laboratory	000664
Axio Imager 2	ZEISS	Multiple components, see website for details.
AxioCam MRc Camera	ZEISS	426508-9902-000
Staining Dish , Green	Tissue-Tek	62541-12
Staining Dish Set	Electron Microscopy Sciences	70312-20
Motorized Pipet Filler	Fisher	03-692-168
Neurolucida	mbf Bioscience
Neurolucida Explorer	mbf Bioscience
Prism	GraphPad