Aufnahme synaptische Plastizität in akuten Hippocampal Scheiben gepflegt in einem kleinvolumigen Recycling - Perfusions- und untertauchen-Typ-Kammer-System

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt die Stabilisierung der Sauerstoffgehalt in einem kleinen Volumen der recycelten Puffer und methodischen Aspekten der Aufnahme aktivitätsabhängige synaptische Plastizität in getauchten akute hippocampal Scheiben.

Zusammenfassung

Obwohl Experimente an Hirnschnitten seit 1951 im Einsatz gewesen, noch Probleme, die die Wahrscheinlichkeit, dass eine stabile und erfolgreiche Analyse der synaptischen Übertragung Modulation bei potenziellen oder intrazellulären Feldaufnahmen zu reduzieren. Dieses Manuskript beschreibt methodische Aspekte, die bei der Verbesserung der experimenteller Bedingungen für die Aufrechterhaltung der akuten Hirnschnitten und zum Aufzeichnen von Feld exzitatorischen postsynaptischen Potenziale in einer handelsüblichen untertauchen Kammer hilfreich sein könnten mit einem Abfluss-Carbogenation. Die Abfluss-Carbogenation hilft, um den Sauerstoffgehalt in Experimenten zu stabilisieren, die verlassen sich auf das recycling von einem kleinen Puffer Reservoir zur Verbesserung der Wirtschaftlichkeit der Droge Experimente. Darüber hinaus präsentiert das Manuskript repräsentative Experimente, die die Auswirkungen von verschiedenen Carbogenation-Modi und Stimulation Paradigmen auf die aktivitätsabhängige synaptische Plastizität der synaptischen Übertragung untersuchen.

Einleitung

1951 wurden die ersten gemeldeten akuten Gehirn Slice Experimente durchgeführt¹. 1971, nach erfolgreichen in-vitro- Aufnahmen von Piriform Rinde^2,3 und die Entdeckung, dass hippocampale Neuronen quer entlang der Septotemporal Achse des Hippocampus⁴, eines miteinander der in-vitro- Ersteinspielungen von hippocampal neuronalen Aktivität erreicht⁵war. Die Ähnlichkeit der neurophysiologischen oder Neurostructural Parameter der Neuronen in Vivo und in Vitro Bedingungen sind noch Gegenstand der Debatte⁶, aber im Jahr 1975, Schwartzkroin⁷ darauf hingewiesen, dass die basale Eigenschaften der Neuronen werden in Vitro beibehalten und die Hochfrequenz-Stimulation (z.B. Tetanization) der Afferenzen in der hippocampal Bildung induziert eine lang anhaltende Erleichterung der synaptischen Potentiale⁸. Elektrophysiologische Aufzeichnung von neuronaler Aktivität in Vitro stark erweitert die Studie der zellulären Mechanismen aktivitätsabhängige synaptische Plastizität^9,10, 1973 von Bliss entdeckt worden war Et al. ¹¹ in in Vivo Experimente mit Kaninchen.

Die Untersuchung von neuronaler Aktivität oder Signalwege in Gehirnscheiben und besonders in akuten hippocampal Scheiben, ist jetzt ein Standardwerkzeug. Jedoch schon überraschend, in-vitro- Experimente standardisiert werden, wie durch die mehrere Ansätze, die für die Erstellung und Pflege von akuten hippocampal Scheiben bestehen. Reid Et al. (1988) ¹² überprüft die methodischen Herausforderungen für die Aufrechterhaltung der akuten Hirnschnitten in verschiedene Arten von Slice-Kammern und die Entscheidungen des Badens Medium, pH-Wert, Temperatur und Sauerstoff. Diese Parameter sind immer noch schwer zu kontrollieren in der Aufnahme Kammer durch die maßgefertigte Elemente der in-vitro- Slice-Aufnahme-Setups. Publikationen finden Sie, dass einige methodischen Herausforderungen und das überwinden helfen, neue Arten von Überflutung Slice Kammern, z. B. eine interstitielle 3D Microperfusion System¹³, eine Kammer mit verstärkten Laminar-Flow und Sauerstoff beschreiben könnte liefern Sie¹⁴, ein System mit computergesteuerten Temperatur Kontrolle¹⁵und ein Mehrkammer-Aufnahme System¹⁶. Da diese Kammern nicht leicht zu bauen sind, verlassen sich die meisten Wissenschaftler auf handelsüblichen Slice Kammern. Diese Räume können auf einem Mikroskopsystem, so dass die Kombination der Elektrophysiologie und Fluoreszenz-imaging-^17,18,19montiert werden. Da diese Kammern die Gehirnscheiben in künstlichen Liquor cerebrospinalis (ACFS) unter Wasser halten, muss eine hohe Durchflussrate der Pufferlösung beibehalten werden, erhöht die Kosten der Droge-Anwendung. Zu diesem Zweck haben wir ein Recyclingsystem Perfusion mit Abfluss-Carbogenation integriert, die genügend Stabilität für die Langzeitaufzeichnung von Feld-Potenziale in einer Überflutung Slice Kammer mit einem relativ kleinen ACFS Volume bereitstellt. Darüber hinaus zusammengefasst wir wie die Verwendung von diesem experimentellen Carbogenation/Perfusion System das Ergebnis der Tätigkeit-abhängige synaptische Plastizität¹⁰ auswirkt und wie Hemmung der eukaryotischen Dehnung Faktor-2 Kinase (eEF2K) moduliert synaptische Getriebe²⁰.

Protokoll

Die Tiere wurden im Einklang mit den etablierten Standards der Pflege der Tiere und Verfahren des Institute of Brain Science und State Key Labor der medizinischen Neurobiologie der Fudan University, Shanghai, China aufrechterhalten.

1. Vorbereitung der Lösung

Hinweis: Siehe Tabelle der Materialien.

1. Bereiten Sie den slicing Puffer (modifizierte Gey-Lösung): 92 mM NaCl, KCl, 1,25 mM NaH₂PO₄, 30 mM Nahco3₃, 2, 5 mM 25 mM Glukose, 20 mM HEPES, 3 mM Na⁺-Pyruvat, 10 mM MgSO₄und 0,5 mM CaCl₂.
2. Stellen Sie den pH-Wert auf 7,6 mit 1 M NaOH ohne Carbogenation.
3. Speichern des Puffers bei 4 ° C.
   Hinweis: Die Titration klärt die trübe Flüssigkeit. Die Osmolalität ist 305-310 mOsm. Die Carbogen²¹ enthält 5 % Kohlendioxid und 95 % Sauerstoff.
4. Vorbereiten der ACFS durch Verdünnung eine 10-fach-Stammlösung der ACFS, die keine Bikarbonat und Glucose, enthält geben eine endgültige Zusammensetzung des: 124 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 2,5 mM CaCl₂, 2 mM MgCl₂und 1,25 mM KH₂PO₄.
5. Fügen Sie Bikarbonat und Glukose um 10 mM Glukose und 26 mM Nahco3₃erreichen.
6. Carbogenate der ACFS durch eine perforierte Silikonschlauch mit einem blockierten Ende sofort nach dem Hinzufügen der Nahco3-₃.
7. Messen Sie den pH-Wert während der Carbogenating (pH 7,3-7,4).
   Hinweis: Die Pufferkapazität kann leicht durch die Veränderung der Menge an Nahco3₃angepasst werden. Da die daraus resultierenden pH-Wert temperaturabhängig ist, ist es notwendig, den daraus resultierenden pH-Wert während der Carbogenating bei der Arbeitstemperatur (z. B. 30 ° C) zu überprüfen.

2. Vorbereitung des akuten Hippocampal Scheiben

Hinweis: Siehe Tabelle der Materialien.

1. Legen Sie ein Slice-Holding-Netz in eine Inkubation Kammer für akute Gehirnscheiben, füllen Sie die Kammer mit ACFS und Carbogenate (4-6 L/h) für mindestens 30 min²² bei 28-30 ° C.
2. Cool die chirurgischen Instrumente bis auf 2 bis 4 ° C.
3. Ort ein Becherglas gefüllt mit kalt- und Carbogenated schneiden Puffer (2 bis 4 ° C), in ein Eis-Wasser-Gemisch, in der Nähe der Vibratome beibehalten.
4. Ratten oder Mäusen zu betäuben, bis die Hornhaut Reflexe (30-50 s) verschwinden mit Isofluran indem man 500 µL einer 2 L-Glas-Glas oder 12,5 µL in einem 50 mL-Tube.
5. Isolieren des Gehirns mit einer Methode beschrieben und dargestellt im Detail in den Publikationen der Mathis Et al. (2011) ²³ und Yuanxiang Et al. (2014) ²⁴.
6. Cool das Gehirn 2-4 ° c in einem eiskalten slicing Puffer (für mindestens 2 min) vor das Kleinhirn sezieren und Trennung der Hemisphären.
7. Verwenden Sie eine kalte chirurgischen Klinge, um ein Stück des dorsalen Cortex in einem Winkel von 70 ° entlang der dorsalen Kante jeder Hemisphäre²⁵ quer Scheiben von den ventralen und den mittleren Teil des Hippocampus, zu untersuchen, wie in Abbildung 1C und E.
8. Übertragen Sie mit einem kalten dental Zement Spachtel eine Halbkugel auf ein Stück Filterpapier kurz trocknen die erstellte Fläche (ca. 1-2 s).
9. Montieren Sie die beiden Hemisphären mit frisch geschnittenen Oberflächen auf der eiskalten slicing-Plattform mit schnell wirkenden Klebstoff Leim; haben Sie die kaudalen Ende der Hemisphären Fläche die Rasierklinge (Abbildung 1D).
10. Die Slice-Plattform in die Kühlkammer ein Vibratome und füllen Sie die Kammer mit dem slicing Puffer (2 bis 4 ° C). Carbogenate mit einem perforierten Silikonschlauch.
11. 350 µm-Scheiben mit angemessenen Vibratome Einstellungen (z. B. Klinge Vorwärtsgeschwindigkeit: 1,2 mm/s, Klinge Amplitude: 1 mm).
12. Isolieren die hippocampale Bildung aus dem Subiculum und dem entorhinalen Cortex mit zwei Injektion Kanülen (> 28 G) als Schere.
13. Entfernen Sie die Luftblasen aus dem Slice-Holding-Netz der zuvor vorbereiteten Inkubation Kammer mit einer Pasteurpipette.
14. Übertragen Sie die Scheiben, die gewisse Transparenz an das Stratum Pyramidale von der Schneid-Plattform auf dem Netz der Inkubation Kammer haben. Vermeiden Sie Falten, stretching, Überschneidungen und schweben durch Absaugen ACFS und die Scheibe in einem großen Mund Pasteurpipette.
    Hinweis: Die ganze Prozedur (Schritt 2.5-2.14) kann 5-10 Minuten dauern; Daher ist es wichtig, die Temperatur der Pufferlösung im Laufe der Zeit weiterhin bei 4 ° c zu überprüfen
15. Inkubieren Sie die Scheiben bei 30 ° C für mindestens 1,5-2 h in der Inkubation Kammer und bieten Sie Carbogen bei 4-6 L/h.
    Hinweis: Stellen Sie die Durchflussmenge des Carbogen zirkulieren den Puffer in den Inkubator, sondern verhindern, dass die Scheiben schweben.

(3) Änderungen der Carbogenation für das ACFS Recycling von kleinen Stauseen

1. Fügen Sie einen 3-Wege-Rohr-Anschluss bis zum Ausfluss des recycling-Systems (Abbildung 2B).
2. Anschließen Sie den mittleren Arm des 3-Wege-Rohr-Verbinder mit einem Carbogen Zuleitung und regulieren Sie die Durchflussmenge mit einem Luftstrom Meter (ca. 3-4 L/h, Abbildung 2D und Abbildung 4C).
3. Fügen Sie einen zweiten Rohr 3-Wege-Connector auf den Zufluss des recycling-Systems. Schließen Sie den mittleren Arm an das Rohr mit Blick auf die Inline-Heizung, am Oberarm zu einem dünnen Silikonschlauch (10 cm Länge) und der Unterarm mit dem Zustrom Schlauch aus dem Reservoir (Tiefpass-Filter; Abbildung 4 ( C).
4. Legen Sie den Schlauch Squeezer auf einen dünnen Silikonschlauch (OD: 2 mm) an einer Position entlang dem Rohr wo das Pulsieren der ACFS in der Slice-Kammer, erzeugt durch die peristaltischen Pumpe befindet sich an seinem Minimum.
   Hinweis: Die Abfluss-Carbogenation (Abfluss-Carb.) Änderung verringert die Empfindlichkeit der Carbogenation Ebene, um die Lautstärke des ACFS Reservoirs, die Recyclingquote, ACFS und relative Rohr positioniert in kleinen ACFS Stauseen (< 50 mL; ( Abbildung 3). Bezüglich der Tiefpass-Filter reduziert eine bestimmte Menge an Luft in der dünnen Silikonschlauch das Pulsieren der ACFS Strömung; Daher sollte der Schlauch meist mit Luft befüllt werden.

4.Aufnahme synaptische Antworten in einer Überflutung Slice Kammer

Hinweis: Siehe Tabelle der Materialien.

1. Vorwärmen der ACFS Lösung in einem Wasserbad auf ca. 28-30 ° C (Dies verhindert Blasenbildung in der Aufnahme-Kammer).
2. Starten Sie das recycling-System (4-5 mL/min) und aktivieren Sie die Inline-Heizung um das System für mindestens 1 h equilibrate.
3. Weichen Sie ein kleines Stück Linsenreinigung Papier und eine Nylon-Netzgewebe für ein paar Minuten (Abbildung 4) auf eine u-förmige Platindraht in der Überflutung Slice Kammer fixiert.
4. Entfernen Sie den u-förmigen Platindraht.
5. Schalten Sie das recycling und legen Sie eine Scheibe auf der Linse Reinigungspapier.
6. Sofort das Slice-Holding-Netz auf das Slice, schalten Sie die Pumpe, und lassen Sie die Scheibe für 30 min equilibrate ohne Eintauchen das Ziel in der ACFS.
7. ACFS Borosilikat-Mikropipette (d. h. die Aufnahme-Elektrode) einfüllen (Tipp Widerstand: 1-2 MΩ, 1/3 mit ACFS gefüllt) und in die Pipette Halterung zu montieren.
8. Die Isolierung des Metall Stimulationselektrode überprüfen, indem es in Nahco3₃ Lösung (> 40 mM). Verbinden Sie die Elektrode am Minuspol Ein Gleichspannungserzeuger (1-2 V, Pluspol: Silber oder Platin Draht), und beobachten Sie die Blasenbildung an der Spitze unter dem Mikroskop Dissektion (> 60 X Vergrößerung).
9. Setzen die getesteten Epoxy-isolierte Wolfram Stimulationselektrode in den Manipulator-Halter und die Referenz Drähten in der Slice-Kammer.
10. Fügen Sie eine zweite Referenzelektrode in die Kammer und schließen Sie es an die Referenz-Buchse des Headstage der Aufnahme-Elektrode (Abb. 4A).
11. Klicken Sie in der Verstärker-Steuerungssoftware auf das Feld "Null Klammer-Modus" und fahren Sie durch Doppelklicken auf das Feld "Output gain Liste". Wählen Sie einen Gewinn von "100", doppelklicken Sie auf das "high-Pass Filter Listenfeld (Bessel)," wählen Sie "0,1 Hz", und doppelklicken Sie auf das "low Pass Filter Listenfeld (AC)" wählen Sie "3 kHz."
12. Klicken Sie in der Recording-Software, die auf "Acquire | Protokoll zu öffnen." Wählen Sie eine Protokoll, die Einstellungen für episodische Stimulationen erlaubt hat und die Digitalisierung der verstärkten Potentiale bei 10-20 kHz für 50-100 ms und löst automatisch eine Reiz-Isolator 10 ms nach dem Start eine episodische Aufnahme.
13. Legen Sie die Stimulation und Aufnahme Elektroden in Linie und Parallel zur Stratum Pyramidale, zum Beispiel (Abbildung 4B und Abbildung 5).
14. Klicken Sie auf "erwerben | Bearbeiten Sie Protokoll"und wählen Sie die Registerkarte"Trigger"(im Popup-Fenster). Klicken Sie auf den "Trigger-Quelle" Feld und wählen Sie "Leertaste" als Triggerquelle. Klicken Sie auf die Schaltfläche "OK". Klicken Sie auf "Record", um die Übernahme starten und beachten das Popup-Fenster mit einem Trigger-Taste.
15. Klicken Sie in der Impuls-Isolator-Software auf das Feld "Voltage Control" und geben Sie "0". Klicken Sie auf den Button "Download". Klicken Sie im Fenster "recording-Software" und drücken Sie die Leertaste. Wiederholen Sie diesen Zyklus durch sequentiell Eingabe von Werten von 1 bis 8, z. B. bei 1 mV Schritten im Feld "Voltage Control".
16. Korrelieren Sie die Stärke der Stimulation mit fEPSP-Hang-Werte und bestimmen Sie die Stimulation Kraft benötigt, um 40 % fEPSP-Steigung maximal. Klicken Sie auf "Voltage Control Box" und geben Sie den ermittelten Wert. Klicken Sie auf den Button "Download".
    Hinweis: Ein Reiz-Isolator wird verwendet, um kurze Spannung oder Stromimpulse auf Gehirngewebe anwenden. Die biphasische Impulse haben 100 µs pro Phase.
17. Klicken Sie in der Aufzeichnungssoftware die Stopp-Taste und dann Menü "Acquire". Klicken Sie auf "Bearbeiten-Protokoll" und wählen Sie die Registerkarte "Trigger" im Popup-Fenster. Klicken Sie auf den Trigger Quellensammlung und wählen Sie "interner Timer" als Triggerquelle. Klicken Sie auf die Schaltfläche "OK". Klicken Sie auf der Record-Taste, die die automatische Aufzeichnung von Feld Potenziale beginnt alle 30 s, zum Beispiel. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Stopp" nach 30-60 min.
18. Klicken Sie im Menü "Acquire", klicken Sie auf "Open Protocol", wählen Sie das gewünschte Induktion Protokoll der synaptischen Plastizität, und klicken Sie auf "OK". Klicken Sie auf "Record", um automatisch die hochfrequente Stimulation und Aufzeichnung zu aktivieren. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Stopp".
    Hinweis: Bei Studien in Bezug auf synaptische Plastizität, wenden Sie eines der standard Induktion Paradigmen für Langzeitpotenzierung oder Langzeitdepression nach längerer Grundlinie Aufnahme. Repräsentative Beispiele für die resultierende Modulation des synaptischen Getriebes sind in Abbildung 7 und Abbildung 8dargestellt.
19. In der Aufzeichnungssoftware, klicken Sie auf "Acquire | Öffnen Sie Protokoll"und wählen Sie das gleiche Protokoll wie in Schritt 4.12. Klicken Sie auf "OK" und klicken Sie dann auf "Record." Laufen Sie automatisch potenzielle Feldaufnahmen für 2-4 h, zum Beispiel. Klicken Sie auf die Schaltfläche "Stopp", um die Aufzeichnung zu beenden.
20. Im Falle von pharmazeutischen Studien gelten die Verbindung direkt zu der ACFS Reservoir ist ständige Verbindung Verwaltung gewünscht (Abbildung 6).

5. Reinigung der Einrichtung und Hinweise

Hinweis: Siehe unten für allgemeine Tipps.

1. Reinigen Sie das System wöchentlich durch das recycling von 10 % H₂O₂ für nicht mehr als 20 min, gefolgt vom Waschen mit entionisiertem H₂O.
   Hinweis: Ethanol ist nicht für die Reinigung empfohlen. Es empfiehlt sich ebenfalls nicht die Referenz Drähten und Ziel in H₂O₂einzutauchen.
2. Niedergeschlagene Salz auf der Oberfläche der Objektivlinse oder Kammer Umgebung mit 0,1 N HCl und dann Wasser zu entfernen.
3. Waschen Sie Carbogen Bubbler in destilliertem Wasser oder 0,1 N HCl.
4. Tauchen die Scheibe Inkubation Kammer 10 % H₂O₂ für 5 min einmal in der Woche und dann gründlich ausspülen der Inkubation Kammer mit entionisiertem H₂O.
5. Spülen Sie bei Metall Stimulation Elektroden die anregende Elektrodenspitze mit entionisiertem Wasser nach jedem Experiment und wischen Sie die anregende Elektrodenspitze mit einem Wattebausch, getränkt mit Ethanol, verbleibende Gewebe zu entfernen.
6. Reduzieren Sie den Widerstand der kommerziellen Metall Stimulation Elektroden durch die Isolierung an der Spitze durch eine sorgfältige streichen mit Schleifpapier entfernen.
7. Reduzieren Sie den Verlust von Carbogen aus der ACFS und recycling durch die Rohre durch den Austausch der Silikon-Schläuche mit Polytetrafluorethylen Röhren.
8. Halten Sie die silberne Drähte der Aufnahme Elektrode und Bezugselektrode in Bleichmittel für mehrere Tage auf der Drahtoberfläche AgCl bilden.

Ergebnisse

Im Abschnitt Protokoll beschrieben wir die Vorbereitung der akuten hippocampal Scheiben aus dem ventralen und mittleren Teil der hippocampalen Bildung (Abbildung 1) von männlichen C57BL/6 Mäusen und männliche Wistar-Ratten (5-8 Wochen). Die Position der Hemisphären auf der Aufschnittmaschine-Plattform hilft um sie stabil zu halten und beseitigt die Notwendigkeit der Stabilisierung mit Agar oder Agarose. Die Perfusion System selbst basiert auf einer perist...

Diskussion

Obwohl Schnittstelle Slice Kammern robuster synaptische Antworten^25,26,27,28aufweisen, bieten untertauchen Kammern zusätzlichen Komfort für die Patch-Clamp-Aufnahme und Fluoreszenz Imaging. So haben wir beschrieben, verschiedene Aspekte der möglichen Feldaufnahmen in akuten hippocampal Scheiben mit einer kommerziellen untertauchen Slice-Kammer, die leicht auf die Darstellung der Fluoreszenz ...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Reagents required
NaCl	Sinopharm Chemical Reagent, China	10019318
KCl	Sinopharm Chemical Reagent, China	10016318
KH2PO4	Sinopharm Chemical Reagent, China	10017618
MgCl2·6H2O	Sinopharm Chemical Reagent, China	10012818
CaCl2	Sinopharm Chemical Reagent, China	10005861
NaHCO3	Sinopharm Chemical Reagent, China	10018960
Glucose	Sinopharm Chemical Reagent, China	10010518
NaH2PO4	Sinopharm Chemical Reagent, China	20040718
HEPES	Sigma	H3375
Sodium pyruvate	Sigma	A4043
MgSO4	Sinopharm Chemical Reagent, China	20025118
NaOH	Sinopharm Chemical Reagent, China	10019718
Tools and materials for dissection
Decapitators	Harvard apparatus	55-0012	for rat decapitation
Bandage Scissors	SCHREIBER	12-4227	for mouse decapitation
double-edge blade	Flying Eagle, China	74-C
IRIS Scissors	RWD, China	S12003-09
Bone Rongeurs	RWD, China	S22002-14
Spoon	Hammacher	HSN 152-13
dental cement spatula	Hammacher	HSN 016-15
dental double end excavator	Blacksmith Surgical, USA	BS-415-017
Vibrating Microtome	Leica, Germany	VT1200S
surgical blade	RWD, China	S31023-02
surgical holder	RWD, China	S32007-14
Electrophysiology equipment and materials
Vertical Pipette Puller	Narishige, Japan	PC-10
Vibration isolation table	Meirits, Japan	ADZ-A0806
submerged type recording chamber	Warner Instruments	RC-26GLP
4 Axis Micromanipulator	Sutter, USA	MP-285, MP-225
Platinum Wire	World Precision Instruments	PTP406
Amplifier	Molecular Devices, USA	Multiclamp 700B
Data Acquisition System	Molecular Devices, USA	Digidata 1440A
Anaysis software	Molecular Devices, USA	Clampex 10.2
Fluorescence Microscope	Nikon, Japan	FN1
LED light source	Lumen Dynamics Group, Canada	X-cite 120LED
micropipettes	Harvard apparatus	GC150TF	extracelluar recording
borosilicate micropipettes	Sutter, USA	BF150-86	patch clamp
tungsten electrode	A-M Systems, USA	575500
peristaltic pump	Longer, China	BT00-300T
tubes for peristaltic pump	ISMATEC, Wertheim, Germany	SC0309	1x inflow, ID: 1.02 mm
tubes for peristaltic pump	ISMATEC, Wertheim, Germany	SC0319	2x tubes for outflow, ID: 2.79 mm
CCD camera	PCO, Germany	pco.edge sCMOS
lens cleaning paper	Kodak
50 mL conical centrifuge tube	Thermo scientific	339652
Prechamber	Warner Instruments	BSC-PC
Inline heater	Warner Instruments	SF-28
Temperature Controller	Warner Instruments	TC-324B