Ein Wiederherstellungsmodell kardiopulmonalen Bypass ohne Transfusion oder inotrope Substanzen bei Ratten

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um ein einfaches Wiederherstellungsmodell der kardiopulmonalen Bypass ohne Transfusion oder inotrope Agenten in eine Ratte zu beschreiben. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung der langfristigen mehrere Orgel Folgeerscheinungen von kardiopulmonalen Bypass.

Zusammenfassung

Herz-Lungen-Bypass (CPB) ist unverzichtbar in der kardiovaskulären Chirurgie. Trotz der dramatischen Verfeinerung der CPB Technik und Geräte, Multi-Organ Komplikationen im Zusammenhang mit längerer CPB noch beeinträchtigen das Ergebnis des Herz-Kreislauf-Operationen und verschlechtern postoperativen Morbidität und Mortalität. Tiermodellen Rekapitulation der klinischen Einsatz von CPB ermöglichen die Klärung der pathophysiologischen Prozesse, die bei CPB auftreten und prä-klinischen Studien zur Entwicklung von Strategien zum Schutz vor diesen Komplikationen erleichtern. Ratte CPB Modelle sind aufgrund ihrer mehr Wirtschaftlichkeit, komfortable Versuchsabläufe, reichlich Testmethoden an den genetischen oder Proteingehalte und genetische Konsistenz vorteilhaft. Sie sind einsetzbar für die Untersuchung von der Aktivierung des Immunsystems und die Synthese von proinflammatorischen Zytokinen, Kompliment-Aktivierung und Produktion von freien Sauerstoffradikalen. Die Ratte-Modelle wurden verfeinert und haben allmählich an die Stelle der großen Tiermodelle. Hier beschreiben wir ein einfaches CPB-Modell ohne Transfusion und/oder inotrope Agenten in eine Ratte. Das Wiederherstellungsmodell ermöglicht der Untersuchung der langfristigen mehrere Orgel Folgeerscheinungen von CPB.

Einleitung

1953 Dr. John H. Gibbon Jr. erfolgreich die erste Herzchirurgie mit CPB¹durchgeführt, und es wurde nachträglich eine wesentliche Modalität in der kardiovaskulären Chirurgie. Während die Techniken und Geräte erheblich verfeinert wurden, Multi-Organ Komplikationen im Zusammenhang mit CPB noch beeinträchtigen das Ergebnis des Herz-Kreislauf-Operationen, und postoperative Morbidität und Mortalität²beeinträchtigen. CPB-bezogene Organschäden verursacht durch Aktivierung des Immunsystems und Synthese von proinflammatorischen Zytokinen, Kompliment-Aktivierung und Produktion von Sauerstoff freie Radikale². Die Pathophysiologie, hat jedoch nicht vollständig aufgeklärt.

Rekapitulation der klinischen Einsatz von CPB Tiermodellen ermöglichen die Klärung der pathophysiologischen Prozesse während und nach der CPB; Dadurch können prä-klinischen Studien bei der Entwicklung von Strategien, um diese Komplikationen zu vermeiden. Seit Popovic Et Al. zunächst berichtete einem Rattenmodell CPB in 1967³, Ratte CPB Modelle wurden verfeinert und haben allmählich an die Stelle der großen Tiermodelle durch höhere Wirtschaftlichkeit, komfortable Versuchsabläufe und eine Vielzahl von Testmethoden in genetische und Protein-Ebene. Darüber hinaus können Inzucht Ratten genetisch identische, Verringerung der möglichen biologischen Vorurteile sein.

Fabre Et Al. ein Wiederherstellungsmodell, die der Untersuchung der langfristigen mehrere Orgel Folgeerscheinungen von CPB^{4 erlaubt}gegründet. Die Vorteile dieses einfachen Überleben-Modells sind die Flexibilität (CPB Durchfluss und Dauer), stabile Lebenszustand und Reproduzierbarkeit bei systemischen Entzündungen. Ratte-CPB-Modelle sind entscheidend für die Untersuchung der therapeutischen Strategien, die darauf abzielen, Multi-Organ Verletzungen während der CPB⁵, geworden und verschiedene Modelle zur Simulation der klinischen Situationen während der CPB vor kurzem entwickelt worden. De Lange Et Al. ein Herzstillstand Modell entwickelt, die verwendet werden können, um die enzymatischen, genetischen und histologischen Antworten in Bezug auf Myokard-Schädigung⁷zu charakterisieren. Peters Et Al. Myokardinfarkt und kontrollierte Reperfusion mit einem miniaturisierten CPB Modell analysieren Herz Dysfunktion durch die fokale Ischämie und Reperfusion Verletzungen⁸angeordnet. Jungwirth Et Al. gegründet ein tief hypothermen Herz-Kreislauf-Verhaftung (DHCA) Modell, das die globale Ischämie und Reperfusion Verletzungen durch DHCA und unterstützt mögliche neuroprotektive Strategien⁶erläutern kann. Studien mit DHCA untersuchen den Einfluss von Hypothermie, Reperfusion und/oder Hämolyse ausgelöst Signalisierung Veranstaltungen⁹. Tiefe Hypothermie kann Einfluss auf die Aktivierung und Inaktivierung verschiedener Enzyme und Wege und Mechanismen bleiben unbekannt¹⁰. Auf der anderen Seite Herzstillstand Modelle oder Herzen Ischämie anzuwenden, Ischämie und Reperfusion Herz Verletzungen zu untersuchen. Diese Ratte CPB-Modelle, die sehr menschlichen CPB rekapitulieren können pathologische Prozesse im Zusammenhang mit CPB zu offenbaren und CPB-bedingte Komplikationen verringern.

Dieses Protokoll zeigt ein einfaches CPB-Modell ohne Transfusion oder inotrope Agenten in eine Ratte. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung der langfristigen mehrere Orgel Folgeerscheinungen von CPB.

Protokoll

Vor dem Experiment sollten alle Ratten eine Woche gegeben werden zu akklimatisieren. Alle chirurgischen Eingriffe an Tieren sollte gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren (www.nap.edu/catalog/5140.html) oder anderen entsprechenden ethischen Richtlinien erfolgen. Protokolle zu genehmigen des Tierschutz-Ausschusses bei der entsprechenden Institution, bevor Sie fortfahren. Alle nachfolgenden Verfahren müssen unter aseptischen Bedingungen durchgeführt werden.

1. Vorbereitung CPB-Schaltung

Hinweis: Tragen Sie persönliche Schutzausrüstung einschließlich Handschuhe, Brillen, und einen sauberen Mantel oder Einweg-Kleid.

1. Aufbau des CPB-Schaltung
   1. Verbinden Sie Polyvinylchlorid-Röhren mit einem venösen Reservoir, predesigned für CPB-Schaltung und eine modifizierte neonatale Membran Oxygenator wie in Abbildung 1dargestellt. Stellen Sie sicher, alle Anschlüsse dicht sind und Wasser nicht undicht werden.
   2. Legen Sie eine CPB-Schaltung auf der Walze Pumpvorrichtung laut des Herstellers Protokolle.
   3. Halten Sie die Walze Pumpe auf einem höhenverstellbaren Tisch und stellen Sie die Tischhöhe bis 10 cm unter der experimentellen Schreibtisch.
2. Grundierung der CPB Schaltung
   1. Mix 12 mL Stärkelösung Hydroxyethyl mit 0,1 mL Heparin und 0,5 mL 7 % Natriumbicarbonat Lösung für Grundierung CPB-Schaltung.
   2. Erstklassige Schaltung mit 11 mL der Priming-Lösung, mit der Pumpe Walze leichtes drehen. Legen Sie eine Entlüftung 18-Gauge-Nadel in das Reservoir für Luft.
   3. Schlug die Membrane Oxygenator mehrmals um zu deair mit dem Oxygenator kippen. Luft muss vollständig verdeckt werden, zur Vermeidung von Luftembolien und unzureichende Sauerstoffversorgung. Während der Schaltung Grundierung, erhitzen Sie die Schaltung durch eine elektrische Wärmelampe am Stausee.

2. Verfahren vor CPB

Hinweis: Das OP-Feld und die Geräte sollten durch 70 % Alkohol oder eine quartäre Ammonium-Verbindung vor dem Gebrauch desinfiziert werden.

1. Anästhesie und tierische Einstellung
   1. Eine Ratte mit 3,0 % Isofluran gemischt Luft einatmen in einem Verdampfer zu betäuben. Die Ratte auf eine Arbeitsständer und Intubation eine 16-Gauge-Kanüle in der Luftröhre. Folgen Sie Ihren lokalen Tierpflege Leitlinien Analgesie Dosierung und Häufigkeit (z.B.
      Buprenorphin 0,005 mg/kg s.c.)
      Hinweis: Ratten müssen auf Tiefe Anästhesie und Reflexe zu verlieren. Die Atmung sollte rhythmisch aber nicht verhaftet werden.
   2. Übertragen Sie die Ratte auf ein OP-Tisch ausgestattet mit ein elektrisches Heizkissen. Starten Sie die Beatmung mit 8 mL/kg des Tidalvolumen, Atemfrequenz von 70 Takte/min. und 30 % der inspiriert Sauerstoff-Fraktion von der Sauerstoff-Sensor überwacht.
   3. Die Narkose mit 1,5-2,0 % Isofluran und eine zusätzliche Gabe von Ketamin/Xylazin bei CPB Initiation zu erhalten.
   4. Überwachen Sie die rektale Temperatur mithilfe der rektale Sonde. Aufrechterhalten Sie durch Einstellung der Temperatur das Wärmekissen und platzieren die Schaltung über die Wärmelampe normothermic Körpertemperatur von 37 ° C.
   5. Die Ratte in Rückenlage und dehnen Sie die vier Gliedmaßen durch Befestigung mit Nadeln. Überwachen Sie die Herzfrequenz indem die ECG Elektrode Nadel auf der bilateralen Schulter und dem linken Bauch. Legen Sie eine feuchte Gaze oder gelten Sie ophthalmologischen Salbe für die Augen, um Trockenheit zu verhindern.
2. Kanülierung
   1. Rasieren Sie nach der Desinfektion der Oberfläche des ganzen Körpers durch Sprayingby Spritzen, 70 % Ethanol oder einem anderen antiseptischen Lösung das Haar mit einem Rasiermesser auf der bilateralen inguinalen Region und rechts zervikalen Region. Lokalanästhetika (z. B. Lidocain) sollte vor der Hautinzision verwendet werden. Hinweis: als eine Alternative, eine chirurgische Gestrüpp des Standortes Schnitt werden, anstatt den ganzen Körper verwendet kann sprühen von 70 % Ethanol zu einen Rückgang der Temperatur des Körpers zu vermeiden.
   2. Einschneiden der Haut (ca. 5 mm) an der bilateralen inguinalen Regionen und rechts zervikalen Region von Schere und unverblümt sezieren das Gewebe um die rechten main Femoral Arterie freizulegen. Trennen Sie sorgfältig die Arterie aus der Vene und Nerven in der Nähe. Am Ende des gemeinsamen Femoral Arterie mit 4-0 Seide und Exposition durch Spannung verbinden.
   3. Die Arterienwand (ca. 1 mm) direkt gemeinsamen Femoral Arterie um Mikro Schere senkrecht auf die Arterie und die sorgfältig cannulate einen 24-Spur intravenöse Katheter aus der Schnitt bis zu einer Tiefe von 1 cm für die Überwachung der systemischen arteriellen Druck und Analyse von Gas-Partialdruck im arteriellen Blut.
   4. Heparin Natrium (500 I.E./kg) aus dem Katheter zu verwalten.
   5. 2.2.2 und 2.2.3, einen 24-Spur intravenöse Katheter in die linke gemeinsame Femoral Arterie als eine arterielle Infusion-Linie für die CPB-Schaltung cannulate Schritte.
   6. Legen Sie eine 17-Gauge-Multi-Öffnung-Angiocatheter in den richtigen internen Halsschlagader und in den rechten Vorhof und unteren Hohlvene (IVC) vorantreiben. Drücken Sie den Katheter nicht etwa, wie das Schiff leicht brechen kann. Schließen Sie den Katheter an die CPB-Schaltung zur venösen Drainage.
   7. Decken Sie jeden kanülierte Region mit feuchter Gaze um Verunreinigungen zu vermeiden.

3. Verfahren bei CPB

1. Liefern Sie 100 % Sauerstoffgas an der Oxygenator bei 0,8 L/min bei CPB und verringern Sie der Atemfrequenz bis 30 Takte/min. zu. Der arterielle Sauerstoff-Partialdruck ist von 200 bis 400 MmHg erforderlich.
2. Erhöhen Sie zu Jahresbeginn CPB die Temperatureinstellung des das Wärmekissen auf maximal 42 ° C, um den unmittelbaren Tropfen der Körpertemperatur nach CPB Einleitung zu mildern. Einstellen Sie die Temperatur auf 37 ° C, sobald die Körpertemperatur wieder 36 ° C.
3. Vorsichtig beginnen Sie die CPB-Fluss und halten Sie ein Auge auf das Volumen des Blutes in das Reservoir. Eine leere Reservoir kann Luftembolien verursachen. Wenn das Volumen des Blutes in das Reservoir abnimmt, senken Sie Förderstrom der Pumpe durch die Tischhöhe einstellen oder Ändern der Position von den Drainagekatheter. Positionieren Sie den venösen Drainagekatheter, der leicht Perforation der rechten Vorhof und/oder Herzrhythmusstörungen verursachen könnten nicht neu.
4. Erhöhen und damit die Pumpenleistung bei 100 mL/kg/min, während der mittlere Blutdruck bei 70 MmHg gehalten wird. Wenn die entsprechenden Blutdruck aufrechterhalten wird, geht ein kleines Volumen von mindestens 1 mL in das Reservoir. Ist weniger als 1 mL Blut in das Reservoir, kann es eine Luft-Embolie in den Organen führen.
5. Wenn der Blutdruck instabil ist, geben Sie 2-3 mL der Lösung Grundierung die Strecke (es kann nach der CPB Anämie verursachen).

4. Verfahren nach CPB

1. Klemmen Sie das venösen Abfluss-Rohr und aus dem Kreislauf zu entfernen. Die Infusion des verbleibenden Blutes im Kreislauf allmählich auf die Arterie, die Blutdruck aufrechtzuerhalten.
2. Die Atemfrequenz zu 70 Takte/min. zu erhöhen.
3. Der venösen Drainagekatheter und der linken arteriellen Katheter entfernen, dann das Schiff in der proximalen und distalen Website verbinden.
4. Entfernen Sie die arterielle Linie von der richtigen Femoral Arterie 60 min nach dem Ende des CPB.
5. Reinigen Sie jede Wunde mit Kochsalzlösung und schließen Sie die Wunde mit Nähten.
6. Anästhesie und Extubate die intratracheale Röhre nach der Überprüfung die Spontanatmung des Tieres zu beenden.
7. Verwalten Sie gewärmte sterile isotone Flüssigkeiten zu und nutzen Sie Wärme Passepartout und elektrische Wärmelampe um die Tiere warm zu halten. Überprüfen Sie die Bedingungen des Tieres häufig bis zur Genesung aus der Narkose. Bereitzustellen Sie Unterstützung der Atmung bei Bedarf. Hinweis: Sobald das Tier zu bewegen beginnt, sollte die Wärmequelle Teil des Käfigs erlauben das Tier wählen Sie warme oder kühle Seite entnommen werden.
8. Halten Sie das Tier neben der Gesellschaft anderer Tiere, bis die Atmung vollständig wiedererlangt. Nicht das Tier bis zur endgültigen Genesung an das Unternehmen zurück.
9. Überprüfen Sie die Aufnahme von Nahrung und Wasser nach der Wiederherstellung aus der Narkose und unterstützen Sie geeignete Ernährung. Verwalten Sie Analgetika zu und überprüfen Sie auf Anzeichen von Unbehagen oder Schmerzen.

Ergebnisse

Abbildung 1 zeigt die gesamte CPB-Schaltung. Die physiologischen Variablen in diesem Modell sind in Abbildung 2gezeigte und Rektaltemperatur gehören, meine arteriellen Blutdruck und die Herzfrequenz. Abbildung 3 zeigt die arterielle Blut Gasanalysen während CPB, einschließlich der arterielle Sauerstoff-Partialdruck, Partialdruck des arteriellen Kohlendioxid, Hämatokrit, Basenabweichung, Serum Aus...

Diskussion

In diesem Modell Ratte CPB Serum und Lunge Ausdruck Niveaus von inflammatorischen Zytokinen und HMGB-1, einen wichtigen Transkriptionsfaktor reguliert die Entzündungsreaktionen drastisch erhöht nach CPB. Bisherige klinische Studien zeigten, dass die Serum-Sekretion von HMGB-1-Ebene ist bei Patienten mit kardiovaskulären Chirurgie¹¹erhöht, und der Spitzenpegel Serum HMGB-1 bei CPB mit schwerer systemischer Entzündungsreaktion-Syndrom war und Lunge Sauerstoffversorgung Wertminderung nach CPB

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Rodent Ventilator 7025	Ugo Basile	7025	Ventilator
OxiQuant B	ENVITEC	46-00-0023	Oxygen Sensor
CMA 450 Temperature Controller	CMA	8003759	Temperature Controller
CMA 450 Heating Pad	CMA	8003763
CMA 450 Rectal Probe	CMA	8003761
DIN(8) to Disposable BP Transducer	ADInstruments	MLAC06
Disposable BP Transducer	ADInstruments	MLT0670
IX-214 Data Recorder	iWorx Systems	IWX-214	amplifier
LabScribe software	iWorx Systems		software
Roller pump	Furue Science	Model RP-VT	pump
Happy Cath	Medikit	EB 19G 4HCLs PP	17-gauge multiorifice angiocatheter
SURFLO ETFE I.V. Catheter	Terumo	SR-OX2419CA	24-gauge angiocatheter
Oxygenator	Mera	HPO-002
CPB circuit	Mera	custom-made
Hespander fluid solution	Fresenius Kabi	3319547A4035	Hydroxyethyl starch