Un modèle de circulation extracorporelle de récupération sans Transfusion ou Agents inotropes chez le rat

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour décrire un modèle de récupération simple extracorporelle sans transfusion ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de long terme plusieurs séquelles d’organe de circulation extracorporelle.

Résumé

Extra-corporelle (CEC) est indispensable en chirurgie cardiovasculaire. Malgré l’amélioration dramatique de la technique de la DGPC et les dispositifs, les complications multi-organes CPB lié à prolongée encore compromettre le résultat de la chirurgie cardiovasculaire et peuvent empirer la mortalité et la morbidité postopératoire. Modèles animaux récapitulant l’utilisation clinique de la DGPC permettent la clarification des processus physiopathologiques qui se produisent au cours de la DGPC et facilitent les études précliniques pour élaborer des stratégies de protection contre ces complications. Modèles de la DGPC de rats sont avantageux en raison de leur rentabilité supérieure, processus expérimentales commodes, des méthodes d’essai abondantes à la génétique ou taux de protéines et uniformité génétique. Ils peuvent être utilisés pour enquêter sur l’activation du système immunitaire et la synthèse des cytokines pro-inflammatoires, compliment d’activation et la production de radicaux libres d’oxygène. Les modèles de rat ont été améliorés et ont pris peu à peu la place des modèles de grand-animal. Nous décrivons ici un modèle simple de la DGPC sans transfusion et/ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de long terme plusieurs séquelles d’orgue de la DGPC.

Introduction

En 1953, le Dr John H. Gibbon Jr. a effectué avec succès la première chirurgie cardiaque à l’aide de CPB¹, et il devint par la suite une modalité essentielle dans la chirurgie cardio-vasculaire. Les techniques et les instruments ont été considérablement améliorés, organes multiples complications liées au doryphore encore compromettent le résultat de la chirurgie cardiovasculaire et peuvent influer sur la morbidité et la mortalité postopératoire². Lésions organiques liées à la DGPC sont causée par l’activation du système immunitaire et de la synthèse des cytokines pro-inflammatoires, activation de compliment et production de radicaux libres d’oxygène². Sa physiopathologie, cependant, n'a pas été complètement élucidé.

Modèles animaux récapitulant l’utilisation clinique de la DGPC permettent la clarification des processus physiopathologiques pendant et après la DGPC ; Cela peut faciliter les études précliniques en élaborant des stratégies pour éviter ces complications. Depuis Popovic et al. pour la première fois un modèle de rat CPB en 1967³, rat CPB modèles ont été améliorés et ont pris peu à peu la place des modèles de grand-animal en raison d’une plus grande rentabilité, processus expérimentales commodes et une pléthore de méthodes en analyse génétique et taux de protéines. En outre, les rats consanguins peuvent être génétiquement identiques, réduire les préjugés biologiques possibles.

Fabre et al. tout d’abord mis en place un modèle de récupération qui a permis l’étude de long terme plusieurs séquelles d’orgue du CPB⁴. Les avantages de ce modèle de simple survie sont la flexibilité (CPB débit et durée), condition vitale stable et la reproductibilité de l’inflammation systémique. Modèles CPB rat sont devenus essentiels pour l’étude des stratégies thérapeutiques visant à prévenir les blessures de plusieurs organes au cours de la DGPC⁵, et différents modèles pour simuler les situations cliniques au cours de la DGPC ont récemment été mis au point. De Lange et al. mis au point un modèle d’un arrêt cardiaque, qui peut être utilisé pour caractériser les réactions enzymatiques, génétiques et histologiques associées à des lésions myocardiques⁷. Peters et al. arrangé d’infarctus du myocarde et reperfusion contrôlée utilisant un modèle CPB miniaturisé pour analyser le dysfonctionnement cardiaque par le biais de l’ischémie et reperfusion injury⁸. Jungwirth et al. tout d’abord mis en place un modèle d’un arrêt circulatoire profonde hypothermie (DHCA), qui peut élucider la lésion d’ischémie et reperfusion globale par DHCA et supports potentiel neuroprotecteur stratégies⁶. Des études utilisant DHCA étudier l’influence de l’hypothermie, reperfusion ou déclenché par une hémolyse signalisation événements⁹. Hypothermie profonde peut affecter l’activation et l’inactivation des enzymes diverses et les voies et les mécanismes restent inconnu¹⁰. En revanche, un arrêt cardiaque modèles ou modèles d’ischémie cardiaque doivent être utilisés pour enquêter sur les blessures de coeur ischémie et reperfusion. Ces divers modèles de CPB rat hautement récapitulent CPB humaine peuvent révéler les processus pathologiques liés au doryphore et aider à réduire les complications liées à la DGPC.

Ce protocole montre un modèle simple de la DGPC sans transfusion ou agents inotropes chez un rat. Ce modèle permet l’étude de longue durée plusieurs séquelles d’orgue de la DGPC.

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Protocole

Avant l’expérience, tous les rats il faudrait une semaine pour s’acclimater. Toutes les interventions chirurgicales sur des animaux devraient être effectués conformément au Guide pour les soins et Use of Laboratory Animals (www.nap.edu/catalog/5140.html) ou autres directives éthiques appropriées. Protocoles devraient être approuvés par le Comité de protection des animaux à l’institution appropriée avant de procéder. Toutes les procédures suivantes doivent être effectuées dans des conditions aseptiques.

1. préparer la DGPC Circuit

Note : Porter des équipements de protection individuelle, y compris les gants, lunettes et un manteau propre ou robe jetable.

1. Mise en place du circuit de la DGPC
   1. Connecter les tubes en polychlorure de vinyle avec un réservoir veineux, préconçus pour circuit de la DGPC et un oxygénateur de membrane néonatale modifiés tel qu’illustré à la Figure 1. S’assurer que tous les raccords sont bien serrés et ne fuient pas l’eau.
   2. Définissez un circuit CPB au rouleau pompe périphérique selon les protocoles du fabricant.
   3. Garder la pompe rouleau sur une table réglable en hauteur et ajuster la hauteur de la table à 10 cm en dessous du Bureau expérimental.
2. D’amorçage du circuit de la DGPC
   1. Mix 12 mL de solution d’amidon hydroxyéthyl avec 0,1 mL d’héparine et 0,5 mL de solution de bicarbonate de sodium de 7 % pour l’amorçage circuit CPB.
   2. Réamorcer le circuit avec 11 mL de la solution d’amorçage, avec le rouleau de pompe tournant doucement. Mettre une aiguille de calibre 18 ventilation dans le réservoir d’air de ventilation.
   3. Frappé à plusieurs reprises l’oxygénateur à membrane à deair, avec basculement de l’oxygénateur. Air doit être obscurcie complètement pour éviter l’embolie gazeuse et manque d’oxygénation. Au cours de l’amorçage du circuit, faire chauffer le circuit par une lampe de chauffage électrique situé sur le réservoir.

2. la procédure devant la DGPC

Remarque : Le champ chirurgical et les appareils doivent être désinfectés par l’alcool à 70 % ou un composé d’ammonium quaternaire avant utilisation.

1. Anesthésie et réglage de l’animal
   1. Anesthésier un rat avec inhalation de 3,0 % isoflurane mixte aérien dans un vaporisateur. Définissez le rat sur un support de travail et intuber une calibre 16 canule dans la trachée. Suivre vos directives de soins aux animaux locaux concernant le dosage de l’analgésie et la fréquence (par exemple
      buprénorphine 0,005 mg/kg s.c.)
      Remarque : Les Rats doivent être à une anesthésie profonde et perdre les réflexes. La respiration doit être rythmique mais ne pas être arrêtée.
   2. Transférer le rat à une table d’opération équipée d’un coussin de chauffage électrique. Commencez la ventilation mécanique avec 8 mL/kg de volume de marée, une fréquence respiratoire de 70 cycles/min et 30 % de la fraction inspirée d’oxygène contrôlée par le capteur d’oxygène.
   3. Maintenir l’anesthésie à l’isoflurane 1,5 à 2,0 % et avec une administration supplémentaire de kétamine/xylazine au début de l’OPC.
   4. Surveiller la température rectale à l’aide de la sonde rectale. Maintenir une température de 37 ° C corps normothermique en ajustant la température du coussin chauffant et en plaçant le circuit sur la lampe infrarouge.
   5. Définissez le rat en décubitus dorsal et étirer des quatre membres en fixant avec des aiguilles. Surveiller la fréquence cardiaque en affectant à l’aiguille d’électrodes ECG l’épaule bilatérale et l’abdomen gauche. Placez une gaze humide ou pommade ophtalmique aux yeux à prévenir le dessèchement.
2. Canulation
   1. Après la désinfection de la surface du corps entier par sprayingby pulvérisation de l’éthanol à 70 % ou une autre solution antiseptique, se raser les cheveux par un rasoir sur la région inguinale bilatérale et de la région cervicale à droite. Les anesthésiques locaux (tels que la lidocaïne) doit être utilisés avant de faire l’incision cutanée. Remarque : comme alternative, un chirurgien de l’incision peut être utilisée au lieu de tout le corps de pulvérisation d’éthanol à 70 % pour éviter une baisse de température corporelle.
   2. Inciser la peau (environ 5 mm) dans les régions inguinales bilatérales et de la région cervicale droite de ciseaux et sans ambages de disséquer les tissus afin d’exposer l’artère fémorale droite principale. Séparer l’artère soigneusement de la veine et le nerf est proche. Ligaturer à la fin de l’artère fémorale commune par soie 4-0 et l’exposition de tension.
   3. Coupe de la paroi artérielle (environ 1 mm) de l’artère fémorale droite commune par micro ciseaux dans une direction perpendiculaire à l’artère et canule soigneusement dans un cathéter intraveineux de calibre 24 depuis l’incision jusqu'à une profondeur de 1 cm pour la surveillance des artères systémiques pression et en analysant la pression partielle de gaz de sang artériel.
   4. Administrer l’héparine sodique (500 UI/kg) du cathéter.
   5. Suivez les étapes 2.2.2 et 2.2.3 de la canule dans un cathéter intraveineux de calibre 24 dans l’artère fémorale commune gauche comme une ligne de perfusion artérielle du circuit de la DGPC.
   6. Insérer un cathéter de multi-orifice calibre 17 dans la veine jugulaire interne droite et le faire avancer dans l’oreillette droite et la veine cave inférieure (VCI). Ne poussez pas le cathéter à peu près comme le navire peut facilement se casser. Raccorder le cathéter sur le circuit CPB pour drainage veineux.
   7. Couvrir chaque région canulée avec une gaze humide pour éviter la contamination.

3. la procédure au cours de la DGPC

1. Transporter 100 % oxygène gazeux à l’oxygénateur à 0,8 L/min au cours de la DGPC et diminution de la fréquence respiratoire à 30 cycles/min. La pression partielle artérielle en oxygène est requise entre 200 et 400 mmHg.
2. Au début de la DGPC, augmenter le réglage de la température du coussin chauffant à la maximale, 42 ° C, pour atténuer la baisse immédiate de la température corporelle après le début de la DGPC. Réglez la température à 37 ° C lorsque la température du corps revienne à 36 ° C.
3. Avec précaution, démarrer le flux de la DGPC et garder un oeil sur le volume du sang dans le réservoir. Un réservoir vide risque d’embolie gazeuse. Si le volume du sang dans le réservoir diminue, réduisez le débit de la pompe en ajustant la hauteur de la table, ou changer la position de la sonde de drainage. Ne pas re-positionner le cathéter de drainage veineux, ce qui pourrait facilement provoquer des perforations de l’oreillette droite et/ou d’arythmie.
4. Augmenter et maintenir le débit de la pompe à 100 mL/kg/min, alors que la pression artérielle moyenne est maintenue à 70 mmHg. Lorsque la tension appropriée est maintenue, un petit volume d’au moins 1 mL dans le réservoir est acceptable. S’il y a moins de 1 mL de sang dans le réservoir, il peut provoquer une embolie gazeuse dans les organes.
5. Si la tension artérielle est instable, ajouter 2 à 3 mL de la solution d’amorçage du circuit (elle peut provoquer une anémie après la DGPC).

4. procédure après CPB

1. Serrer le tube de drainage veineux et le retirer du circuit. Faire infuser le sang restant dans le circuit progressivement à l’artère pour maintenir la tension artérielle.
2. Augmentation de la fréquence respiratoire à 70 cycles/min.
3. Retirer le cathéter de drainage veineux et le cathéter artériel gauche, puis ligaturer le navire dans le site proximal et distal.
4. Supprimer la ligne artérielle de l’artère fémorale droite 60 min après la fin de la DGPC.
5. Nettoyer chaque plaie avec du sérum physiologique et refermer la plaie avec des sutures.
6. Fin de l’anesthésie et l’Extuber le tube par voie intratrachéale après avoir vérifié la respiration spontanée de l’animal.
7. Administrer des fluides isotoniques stériles réchauffés et utiliser un tapis de chaleur et de la lampe chauffante électrique pour réchauffer les animaux. Vérifier les conditions de l’animal fréquemment jusqu'à ce que de l’anesthésie. Fournir une assistance respiratoire si nécessaire. Remarque : Une fois que l’animal commence à se déplacer, la source de chaleur devrait être soustraits partie de la cage pour permettre à l’animal de choisir le côté chaud ou froid.
8. Garder l’animal en dehors de la compagnie des autres animaux jusqu'à ce que la respiration retrouve pleinement. Ne pas retourner l’animal à la compagnie jusqu'à la guérison complète.
9. Vérifier la consommation d’aliments et de l’eau après la récupération de l’anesthésie et fournir un soutien nutritionnel approprié. Administrer les analgésiques et recherchez les signes d’inconfort ou de douleur.

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Résultats

La figure 1 montre le circuit entier de la DGPC. Les variables physiologiques dans ce modèle sont illustrés à la Figure 2et incluent la température rectale, signifient la pression artérielle et la fréquence cardiaque. La figure 3 montre les analyses de gaz de sang artériel au cours de la DGPC, y compris la pression partielle artérielle en oxygène, pression partielle artérielle de dioxyde de...

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Discussion

Dans ce modèle de la DGPC de rat, les niveaux d’expression de sérum et de poumon de cytokines inflammatoires et BHGM-1, un facteur de transcription clés régissant les réactions inflammatoires, a considérablement augmentent après la DGPC. Des études cliniques antérieures ont montré que la sécrétion de sérum de BHGM-1 niveau est élevée chez les patients subissant une chirurgie cardiovasculaire¹¹, et le niveau de BHGM-1 pic sérique au cours de la DGPC a été associé à syndrome de...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Rodent Ventilator 7025	Ugo Basile	7025	Ventilator
OxiQuant B	ENVITEC	46-00-0023	Oxygen Sensor
CMA 450 Temperature Controller	CMA	8003759	Temperature Controller
CMA 450 Heating Pad	CMA	8003763
CMA 450 Rectal Probe	CMA	8003761
DIN(8) to Disposable BP Transducer	ADInstruments	MLAC06
Disposable BP Transducer	ADInstruments	MLT0670
IX-214 Data Recorder	iWorx Systems	IWX-214	amplifier
LabScribe software	iWorx Systems		software
Roller pump	Furue Science	Model RP-VT	pump
Happy Cath	Medikit	EB 19G 4HCLs PP	17-gauge multiorifice angiocatheter
SURFLO ETFE I.V. Catheter	Terumo	SR-OX2419CA	24-gauge angiocatheter
Oxygenator	Mera	HPO-002
CPB circuit	Mera	custom-made
Hespander fluid solution	Fresenius Kabi	3319547A4035	Hydroxyethyl starch