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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll, um eine Fettgewebe abgeleitet Stromazellen vaskulären Bruch und seine Anwendung auf Knie Funktionen zu verbessern, indem die Regeneration von Knorpel-ähnliches Gewebe bei menschlichen Patienten mit Arthrose zu produzieren.

Zusammenfassung

Osteoarthritis (OA) ist eine der häufigsten schwächenden Erkrankungen. Vor kurzem wurden zahlreiche Versuche unternommen, die Funktionen der Knie mit verschiedenen Formen von mesenchymalen Stammzellen (MSCs) verbessern. In Korea, dem Knochenmark Konzentrate und Kabel sind Blut-Stammzellen von der Korean Food and Drug Administration (KFDA) für knorpelregeneration zugelassen. Darüber hinaus wurde ein Fettgewebe abgeleitet Stromazellen vaskulärer Bruch (SVF) von der KFDA für gemeinsame Injektionen bei menschlichen Patienten erlaubt. Autologen Fettgewebe abgeleitet SVF enthält extrazellulären Matrix (ECM) neben mesenchymalen Stammzellen. ECM scheidet verschiedene Zytokine, die zusammen mit Hyaluronsäure (HA) und Platelet-Rich Plasma (PRP) durch Kalzium-Chlorid, aktiviert MSCs helfen kann zu Knorpel regenerieren und Knie-Funktionen verbessern. In diesem Artikel präsentierten wir ein Protokoll, um Knie Funktionen zu verbessern, indem die Regeneration von Knorpel-ähnliches Gewebe bei menschlichen Patienten mit OA. Das Ergebnis des Protokolls wurde erstmals im Jahr 2011, gefolgt von ein paar zusätzliche Publikationen berichtet. Das Protokoll beinhaltet Fettabsaugung autologe lipoaspirate zu erhalten, die mit Kollagenase gemischt werden. Diese lipoaspirate-Kollagenase-Mischung ist dann schneiden und homogenisiert, um große fibrösem Gewebe zu entfernen, die während der Injektion Nadel verstopfen kann. Danach wird die Mischung inkubiert, um Fettgewebe abgeleitet SVF zu erhalten. Die daraus resultierende Fettgewebe abgeleitet SVF mit Fettgewebe abgeleitet MSCs und Reste von ECM, in Knie des Patienten, kombiniert mit HA injiziert und Calciumchlorid aktiviert PRP. Enthalten sind drei Fälle von Patienten, die mit unserem Protokoll woraus Verbesserung der Knieschmerzen, Schwellungen und Strecke der Bewegung zusammen mit MRI-Nachweis von hyalinem Knorpel-ähnliches Gewebe behandelt wurden.

Einleitung

Mesenchymaler Stammzellen (MSCs) sind bekannt, die Fähigkeit zur Regeneration von Knorpel1,2,3,4,5,6. Sie erhalten leicht aus verschiedenen Quellen: Knochenmark, Nabelschnurblut und Fettgewebe unter vielen anderen. Unter diesen Quellen ist Fettgewebe die einzige Quelle, eine ausreichende Anzahl von MSCs ohne jede Kultur-Erweiterung zur Regeneration von Knorpel in den klinischen Einstellungen7,8abgerufen werden können. Ebenso erhalten Sie leicht autologe Knochenmark Stromazellen vaskulären Bruch (SVF). Allerdings ist die Anzahl der Stammzellen in der nicht-Kultur erweiterte Knochenmark enthalten sehr geringe7,8. Nabelschnurblut kann eine ausreichende Zahl von MSCs enthalten. Nabelschnurblut ist jedoch nicht leicht zugänglich Quelle von autologen SVF.

Für klinische Anwendungen gibt es zahlreiche Methoden der Verarbeitung Fettgewebe SVF zu erhalten. Unter diesen, die Methode zur Gewinnung von MSCs aus Fettgewebe mit Kollagenase, entwickelt und von Zuk Et Al. bestätigt 5 , 6, wird sehr gut angenommen. Diese Methode der Verwendung von Kollagenase wurde für klinische Anwendungen in der Orthopädie modifiziert. Um auf klinischen Einstellungen angewendet werden, muss das System ein geschlossenes System, die Sterilität beizubehalten und gleichzeitig die Bequemlichkeit zu halten sein. Eine bestimmte Änderung in diesem Artikel vorgestellten beinhaltet Homogenisierung der lipoaspirate. Kleiner dimensionierte lipoaspirate werden, die die ungleiche Aufteilung des Fettgewebes führt sind relativ schneller als die größeren verdaut. Darüber hinaus können diese größer dimensionierte lipoaspirate Bindegewebe produzieren, die Spritzen und Nadeln verstopfen können während der Durchführung gemeinsamer Injektionen9,10. Um diese Probleme zu vermeiden, kann die lipoaspirate durch das Schneiden und Zerkleinern der lipoaspirate vor der Inkubation mit Kollagenase homogenisiert werden. Die daraus resultierende Fettgewebe abgeleitet SVF kann gleichmäßigeren extrazellulären Matrix (ECM) im Vergleich zu lipoaspirate, die nicht homogenisierte11enthalten. Die kaputte ECM in der SVF enthalten kann als ein Gerüst12arbeiten.

Im Jahr 2009 ermöglichte körpereigenem Fettgewebe abgeleitet SVF durch die Korean Food and Drug Administration (KFDA) Wenn innerhalb einer medizinischen Einrichtung mit minimale Verarbeitung von einem Arzt13verarbeitet. Danach wurde autologes Fettgewebe abgeleitet SVF verwendet worden, als potenzielle Agent Knie Funktionen bei Osteoarthritis (OA) Patienten zu verbessern, indem potenziell regenerierende Knorpel-ähnliches Gewebe10,14,15 , 16 , 17 , 18 .

Im Jahr 2011 zeigte Pak zum ersten Mal, dass Fettgewebe Stammzellen (ASC) in das Fettgewebe abgeleitet SVF enthaltenen Knie Funktionen möglicherweise regenerierende Knorpel-ähnliches Gewebe im menschlichen OA Patienten injiziert mit Platelet-Rich verbessern können Plasma (PRP) 14. Darüber hinaus haben Pak Et Al. Sicherheitsdaten in 2013 mit 91 Patienten berichtet. Die mittlere Wirksamkeit Rate berichtet in diesem Sicherheitsdatenblatt betrug 67 %15. Anschließend zeigte weitere Studien von Pak Et Al. verbesserte Knie Funktionen möglicherweise durch Regeneration von Knorpel-ähnliches Gewebe bei Patienten mit einem Meniskus Riss und Chondromalazie Patellae10,16,17 ,18. Basierend auf Artikel berichtet, ist es bekannt, dass die Anzahl der Stammzellen enthalten in 100 g des Fettgewebes durch das Protokoll in diesem Artikel vorgestellten bearbeitet von 1.000.000-40.000.000 je nach Patienten Merkmale8, reichen kann 19 , 20 , 21 , 22 , 23.

Hier präsentieren wir Ihnen ein klinisches Protokoll der menschlichen Arthrose mit körpereigenem Fettgewebe abgeleitet SVF mit HA und PRP mit Calciumchlorid aktiviert. Die erste Version des klinischen Protokolls, mit einer geschlossenen, manuelle System zur Aufrechterhaltung der Sterilität wurde in 201114berichtet. Das gleiche Protokoll wurde optimiert, Aufrechterhaltung der Sterilität, und wurde in 2013 und 201610,15berichtet. Hier ist das optimierte Protokoll präsentiert. Die schematische Übersicht des Protokolls ist in Abbildung 1dargestellt.

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Abbildung 1: Schematische Übersicht des Protokolls. Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.

Protokoll

Die Genehmigung und Zustimmung zu Berichten folgende Fallberichte wurden vom Myongji University Institutional Review Board Committee (MJUIRB) verzichtet. Darüber hinaus wurde das klinische Protokoll in Übereinstimmung mit der Deklaration von Helsinki und Verordnung Richtlinien der KFDA. Für die Verfahren wurden die Patienten informierte Einwilligungen eingeholt.

(1) Fettabsaugung

Hinweis: Führen Sie mit steriler Technik.

  1. Verwenden Sie die folgenden Einschlusskriterien: (1) MRI-Nachweis der Stufe 3 OA; (2) entweder männlich oder weiblich; (3) über 18 Jahre alt; (4) ausreichend (100-110 g) Fettgewebe für die Liposuktion; (5) mangelnde Bereitschaft zum chirurgischen Eingriff fortsetzen; (6) Versagen von konservativen Management; und (7) laufende behindernden Schmerzen.
  2. Verwenden Sie die folgende Ausschlusskriterien: (1) aktive entzündliche oder Bindegewebe Krankheit gedacht, um Einfluss auf Schmerz-Zustand (d. h., Lupus, rheumatoide Arthritis, Fibromyalgie); (2) aktive endokrine Störung, die Schmerz-Zustand (d. h.,, Hypothyreose, Diabetes) auswirken könnten (3) aktive neurologische Störung, die Schmerz-Zustand (d. h.,, periphere Neuropathie, Multiple Sklerose) auswirken könnten (4) aktive Lungenerkrankungen Medikamente Nutzung erfordern; und (5) keine Geschichte der gemeinsame Steroid-Injektionen seit drei Monaten.
  3. Bringen Sie den Patienten in einen Operationssaal mit einem Biohazard-Klasse-A-Hood und platzieren Sie ihn (oder sie) in Rückenlage.
  4. Reinigen Sie den Bauchbereich des Patienten mit 5 % Betadine (Povidon-Jod) und drapieren Sie der Patient mit der sterilen Technik, Freilegung der gereinigten Bereich des Bauches für Fettabsaugung.
  5. Ca. 5 cm Infero seitlich aus dem Nabel zu betäuben zwei Standorte (eine auf der linken Seite und die andere auf der rechten Seite des Nabels) der Schnitt zu-sein-mit einer Nadel (25 Gauge, 1½ Zoll) in einer 5-mL-Spritze 2 mL 2 % Lidocain ohne Adrenalin durch die Injektion von jedem Standort auf der epidermalen Ebene.
  6. Die Website der Schnitt to-be-mit 5 mL der Tumeszenz-Lösung (500 mL normale Kochsalzlösung, 40 mL 2 % Lidocain, 20 mL 0,5 % Bupivacain 0,5 mL Adrenalin 1: 1000) in einer 10 mL Spritze mit einer Nadel (25 Gauge, 1½ Zoll) zu betäuben.
  7. Stellen Sie 2 Einschnitte von 0,5 cm ca. 5 cm unterhalb des Nabels seitlich durch Kneifen die Haut um die Tiefe der subkutanen Ebene zu erhöhen.
  8. Mit Klinge Nr. 11, stecken Sie die angehobene Haut auf die subkutanen Ebene durchdringen, nicht aber durch die Bauchdecke zu durchdringen.
  9. Mithilfe von 20 cm 16-Gauge-Kanüle zu betäuben das subkutane Niveau der ganzen unteren Bauchbereich, die to-be-abgesaugtes ist mit 700 bis 800 mL der Tumeszenz-Lösung.
  10. Nach Fertigstellung Infiltration von den ganzen Unterleib mit der Tumeszenz-Lösung vorbereiten eine Fettabsaugung-Apparat durch den Anschluss einer 3,0 mm-Kanüle verbunden 60 mL (oder 30 mL) Spritze für manuelle Fettabsaugung oder eine speziell entwickelte 3,0 mm-Kanüle verbunden eine Zentrifuge Kit, ein geschlossenes System Spritze um die Sterilität zu halten mit einer Vakuum-Maschine für Vakuum-assistierte Liposuktion verbunden.
  11. Führen Sie Fettabsaugung um 100-110 g des Fettgewebes ausgenommen Tumeszenz-Lösung zu erhalten. Bei der Fettabsaugung Fettgewebe zusammen mit der Tumeszenz-Lösung erhält man die getrennt und entfernt werden sollten.
  12. Um die Tumeszenz-Lösung zu trennen, zunächst durch die Schwerkraft, das Fettgewebe in der Zentrifuge Kit eine 60 mL-Spritze und die Spritze nach unten (d. h. ist der Teil der Spritze an der Unterseite). Warten Sie ca. 5-6 min, werden das Fettgewebe und die Tumeszenz-Flüssigkeit getrennt werden. Entfernen Sie die Flüssigkeit am unteren Ende der Spritze durch Drücken auf den oberen Teil des Spritzenkolbens.
  13. Führen Sie die obigen Schritte 1,9-1.11, bis insgesamt 100-110 g des Fettgewebes (lipoaspirate) pro Knie angesammelt hat.

2. Vorbereitung des ASC/ECM-Mischung mit sterilen geschlossenes System

  1. Nach der Trennung die Tumeszenz-Lösung von Schwerkraft und ansammeln von 50-55 g lipoaspirate pro Bausatz 60 mL Zentrifuge, ein steriles geschlossenes System, legen Sie die 2 Zentrifuge Kits in einer Zentrifuge Behälter Eimer und Spin bei 1600 X g für 5 min, Verdichtung der lipoaspirate und Flüssigkeit aus dem Fettgewebe zu trennen. In diesem Prozess der weiteren kondensiert, die lipoaspirate Fettes Öl in bestimmten Fällen produzieren kann.
  2. Wird vorsichtig nicht zu schütteln, entfernen die Schutzkappe und den Stecker an der Unterseite des Zentrifuge Kit.
  3. Entfernen Sie die unteren Flüssigkeit durch Drücken langsam nach unten auf den Kolben der Zentrifuge Kit.
  4. Lösen Sie auf separaten 60 mL Spritze 10 mg Kollagenase (5 mg Kollagenase spezifisch für Bindegewebe24 ) und 5 mg Kollagenase spezifisch für Fettgewebe25mit 50 mL normale Kochsalzlösung auf.
  5. Mischen Sie etwa 25-30 mL der kondensierten Lipoaspirate mit gelösten Kollagenase (5 mg Kollagenase spezifisch für Bindegewebe) und 5 mg Kollagenase spezifisch für Fettgewebe in einem Verhältnis von 1:1 (V: V) indem Sie eine Zentrifuge Kit mit 60 mL Spritze anschließen eine spezielle Stecker.
  6. Mischen Sie die verkürzten Lipoaspirate und die Kollagenase durch Drücken des Inhalts zwischen den 60 mL-Spritze und die Zentrifuge Kits mit einem Stab oder einem Schieber.
  7. Übertragen Sie die Mischung der Lipoaspirate und der Kollagenase zurück zu 60 mL Spritzen.
  8. Schließen Sie jede 60 mL-Spritze mit der Mischung mit einer Gewebe-Homogenisator enthält klingen.
  9. Eine leere 60 mL Spritze an das andere Ende der Homogenisator anschließen.
  10. Drücken Sie die Mischung, die anderen 60 mL Spritze durch den Homogenisator für 4-6 mal was schneiden und Zerkleinern von der Lipoaspirate.
  11. Übertragen Sie die homogenisierte Lipoaspirate und die Kollagenase-Mischung zurück auf 60 mL Zentrifuge Kits über einen speziellen Anschluss
  12. Legen Sie die Zentrifuge Kits in einem Container in einen Inkubator platziert werden, die bei 37 ° c vorgewärmt wurde
  13. Inkubieren Sie die zwei Zentrifuge Kits mit der homogenisierten Mischung bei 37 ° C für 40 min. bei 45 u/min drehen.
  14. Entfernen Sie nach 40 min Inkubation den Behälter aus dem Inkubator auf sterile Weise. Dann entfernen Sie die Zentrifuge Kits und legen Sie sie in eine Zentrifuge Maschine.
  15. Zentrifugieren Sie die Mischungen bei 800 X g für 5 min um das Fettgewebe abgeleitet SVF zu trennen.
  16. Nach der Zentrifuge Entfernen des Überstands (die Kollagenase und verdaut Fettgewebe) von jedem Zentrifuge Kits indem Sie entfernen die Kappe der Spritze auf die Oberseite des Kolbens und eine 30 mL-Spritze auf den Kolben öffnen per Spritze Schlosses Verbindung.
  17. Drücken Sie langsam den Lauf Teil der 30 mL-Spritze für den überstand in die 30 mL Spritze füllen.
  18. Drücken Sie den Spritzenkörper 30 mL bis hin zum letzten 3-4 mL des unteren Rands der Zentrifuge-Kit, so dass nur die letzten 3-4 mL Fettgewebe abgeleitet SVF. Der Überstand wird verworfen.
  19. Entfernen Sie die 30 mL Spritze aus der Spitze des Kolbens und füllen Sie die Spritze mit 5 % Dextrose in gesäugt Ringer-Lösung (D5LR).
  20. Durch das Anbringen der 30 mL Spritze gefüllt mit D5LR auf die Oberseite des Kolbens öffnen, füllen die Zentrifuge-Bausätze, 3-4 mL Fettgewebe abgeleitet SVF mit D5LR mit bis zu 55 mL.
  21. Die 30 mL Spritze entfernen, den Kolben Mütze und die Zentrifuge Kits wieder bei 300 X g für 4 min zentrifugieren.
  22. Wiederholen Sie die Schritte 2.17 2.21 für insgesamt 4 Wäschen. Die verwendeten Kollagenase ist xenogenen. Daher ist die meisten Kollagenase durch 4 Wäschen entfernt. Jedoch für die FDA-Zulassung eventuell Feinabstimmung des Protokolls die Kollagenase Rückstände vollständig in das Endvolumen zu entfernen auch wenn die aktuelle Höhe der Kollagenase Rückstände gering genug ist, für die Patienten, die keinem klinischen Nebenwirkungen.
  23. Nach der 4th Zentrifugation um die endgültige SVF Injektionslösung zu erhalten, entfernen Sie den Sicherheitsverschluss und den Stecker in die untere Öffnung des Zentrifuge Kit ohne schütteln oder Drehen des Zentrifuge Kits.
  24. Legen Sie eine 20 mL Spritze auf der Zentrifuge Kit Bodenöffnung mithilfe eines speziell entwickelten Connectors.
  25. Ziehen Sie den Kolben der Spritze mehrmals hin und her zu schütteln bis die Zellen, die auf der Unterseite der Zentrifuge Kit angesiedelt haben.
  26. Das gewünschte Gesamtvolumen der SVF mit ASC und ECM zusammen mit anderen Zellen und Gewebe zu entfernen (in der Regel etwa 3-4 mL von jedem Zentrifuge Kit für Knie gemeinsamen Injektionen).

(3) PRP Vorbereitung mit steriler Technik

  1. Zeichnen Sie während der Vorbereitung der ASC und ECM, 30 mL von autologem Blut mit 2,5 mL Antikoagulans Citrat Dextrose-Lösung.
  2. Gezogene Blut auf die 60 mL-Zentrifuge-Kits zu übertragen.
  3. Gezogene Blut bei 730 X g für 5 min zentrifugieren und den überstand in ein neues 60 mL Zentrifuge Kit zu entfernen. Zentrifugieren des Überstands bei 1300 X g für 4 min, was 3-4 mL PRP.
  4. Fügen Sie direkt vor der Injektion 3 % (w/V)-Kalzium-Chlorid im Verhältnis 10:2 (PRP: Calciumchlorid, V: V) um die PRP um es zu aktivieren.
  5. Die PRP aktiviert mit Calciumchlorid fügen Sie 0,5 % (w/V) HA, als ein Gerüst hinzu. Diese ASC mit ECM, zusammen mit PRP, aktiviert durch Kalzium-Chlorid, und HA stehen für die ASC/ECM-Mischung.

4. ASC/ECM Mischung-basierte Behandlung

  1. Reinigen Sie das Knie des Patienten mit 5 % Betadine und legen Sie es in gewissem Sinne steril.
  2. Ertasten Sie die vorderen Knie für den gelenkspalt zwischen den Knochen tibiale und femoralen.
  3. Betäuben Sie die Injektionsstelle oberflächlich mit verdünnter Lidocain (1 mL von 1 % Lidocain mit 4 mL normale Kochsalzlösung verdünnt) aus der Haut, nur außerhalb der Gelenkkapsel.
  4. Die Innenseite der Gelenkkapsel mit verdünnter Ropivacain (1 mL 0,75 % Ropivacain mit 3 mL normale Kochsalzlösung verdünnt) zu betäuben.
  5. Mix 2 mL HA auf die 6-8 mL SVF in einer 20 mL Spritze durch die Spritze, Spritze-Stecker enthalten.
  6. Mithilfe einer Spritze, Spritze Connectors fügen Sie 0,4 mL Calciumchlorid 3-4 mL autologen PRP, die bereits vorbereitet und wird in einer 5-mL-Spritze bereit hinzu.
  7. Verbinden Sie 3,5-4,5 mL PRP/Kalzium-Chlorid in einer 5 mL Spritze mit ca. 8-10 mL HA/SVF-Mischung in eine 20 mL Spritze per Spritze, Spritze Stecker.
  8. Sofort injizieren Sie die Mischung (ca. 12-15 mL) langsam in das vordere tibiofemoralen femoralen Gelenk im Kniebereich mit 38 mm 18-Gauge-Nadel, mit oder ohne die Ultraschallkontrolle.
  9. Nach der Injektion Verband der Injektionsstelle mit Druck durch das Falten 4 x 4 Baumwoll Gaze 4mal und platzieren Bänder über die gefalteten 4 x 4-Gaze.
  10. Weisen Sie den Patienten noch für 60 min Zellhaftung zu bleiben.
  11. Weisen Sie den Patienten Aktivitäten für einschränken minimal 1 Woche nach der Entlassung aus der Klinik.
  12. Zurück in die Klinik für drei weitere Injektionen von PRP durch Kalzium-Chlorid über 3 Wochen aktiviert.

5. Nachbehandlung Follow-Up

  1. Bewerten Sie Patienten in der Woche von 2, 4 und 16 (18 oder 22) Schmerzen Verbesserung in Bezug auf die visuelle analog Skala (VAS) und Verbesserung der Funktion in Bezug auf physikalische Therapie-Parameter. Bestimmen Sie funktionelle Rating Index (FR), VAS und Bewegungsumfang (ROM) als zuvor beschriebenen26,27.
  2. Folgen Sie der Patient durch Nachbehandlung MRT 3 Monate nach der Behandlung.

Ergebnisse

Drei Patienten (eine 87 Jahre alte Patientin mit Stufe 3 OA, eine 68 Jahre alt, männlich mit Stufe 3 OA, und ein 60-jährige Weibchen mit Stufe 3 OA) ohne jede bedeutende Vergangenheit Anamnese in die Klinik mit anhaltenden Knieschmerzen vorgestellt und gewünscht für potenzielle autologen Fettgewebe abgeleitet SVF Behandlung. Alle drei Patienten hatten ihre Knie von einem Orthopäden untersucht und waren angeboten, Knie-Totalprothese (TKR) haben und sträubten sich operieren lassen. Vo...

Diskussion

Im Jahr 2001 Zuk Et Al. isolierten Stammzellen aus Fettgewebe durch den Abbau von Kollagen-Matrix mit Kollagenase6. Danach zeigte die Gruppe, dass diese Stammzellen aus dem Fettgewebe isoliert verwandeln konnte, in Knorpel und anderen Geweben des Mesoderm Ursprungs, was beweist, dass diese Stammzellen mesenchymalen Ursprungs waren.

Ebenso ist das Verfahren in diesem Artikel vorgestellten ein modifiziertes Protokoll menschlichen Patienten ähnliche Methode zuwei...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Danksagungen

Der Autor räumt die Unterstützung aus dem Personal der Mipro Medical Clinic und die Figur-Design by Jaepil/David Lee. Unterstützt wurde diese Arbeit mit Forschungsstipendien von Bio & Medical Technology Development Program der NRF finanziert die MSIT (Anzahl NRF-2017M3A9E4078014); und die National Research Foundation von Korea (NRF) gefördert durch das Ministerium für Wissenschaft und IKT (Numeri NRF-2017R1A2B4002315 und NRF-2016R1C1B2010308).

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Material
5% Betadine (povidone-iodine) Firson Co., Ltd.657400260
2% Lidocaine Daehan Pharmaceutical Co.670603480
Tumescent solution Myungmoon Pharm. Co. Ltd.N01BB01The solution was composed of 500 mL normal saline, 40 mL 2% lidocaine, 20 mL 0.5% marcaine, and 0.5 mL epinephrine 1:1000.
Liberase TL and TM research grade Roche Applied Science5401020001
D5LRDahan Pharm. Co., Ltd.645101072Dextrose 5% in lactated Ringer's solution 
Anticoagulant citrate dextrose solution Fenwal, Inc.NDC:0942-0641The solution was composed of 0.8% citric acid,
0.22% sodium citrate, and 0.223% dextrose.
3% (w/v) Calcium chloride Choongwae Pharmaceutical Co.644902101
0.5% (w/v) HA (Hyaluronic acid )Dongkwang pharm. Co., Ltd.645902030
0.25% RopivacaineHuons Co., Ltd.670600150
Equipment
3.0 mm Cannula WOOJU Medical Instruments Co.ML30200
60-mL Luer-Lock syringeBD (Becton Dickinson) 309653
Centrifuge Barrel Kit CPL Co., Ltd.30-0827044
Tissue homogenizer that contains bladesCPL Co., Ltd.30-0827045
Rotating incubator mixerMedikan Co., LtdMS02060092
CentrifugeHanil Scientific Inc.CE1133
Magnetic Resonance ImagingPhilips Medical Systems Inc.18068
Ultrasound Imaging SystemSamsung Medison co., LtdCT-LK-V10-ICM-09.05.2007

Referenzen

  1. Arnoczky, S. P. Building a meniscus. Biologic considerations. Clinical Orthopaedics and Related Research. (367 Suppl), S244-S253 (1999).
  2. Barry, F. P. Mesenchymal stem cell therapy in joint disease. Novartis Foundation Symposium. 249, 86-241 (2003).
  3. Usuelli, F. G., et al. Adipose-derived stem cells in orthopaedic pathologies. British Medical Bulletin. 124 (1), 31-54 (2017).
  4. Zhang, H. N., Li, L., Leng, P., Wang, Y. Z., Lv, C. Y. Uninduced adipose-derived stem cells repair the defect of full-thickness hyaline cartilage. Chinese Journal of Traumatology. 12 (2), 92-97 (2009).
  5. Zuk, P. A., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Molecular Biology of the Cell. 13 (12), 4279-4295 (2002).
  6. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Engineering. 7 (2), 211-228 (2001).
  7. Baer, P. C., Geiger, H. Adipose-derived mesenchymal stromal/stem cells: tissue localization, characterization, and heterogeneity. Stem Cells International. 2012, 812693 (2012).
  8. Zhu, Y., et al. Adipose-derived stem cell: a better stem cell than BMSC. Cell Biochemistry and Function. 26 (6), 664-675 (2008).
  9. Bellei, B., Migliano, E., Tedesco, M., Caputo, S., Picardo, M. Maximizing non-enzymatic methods for harvesting adipose-derived stem from lipoaspirate: technical considerations and clinical implications for regenerative surgery. Scientific Reports. 7 (1), 10015 (2017).
  10. Pak, J., Lee, J. H., Park, K. S., Jeong, B. C., Lee, S. H. Regeneration of Cartilage in Human Knee Osteoarthritis with Autologous Adipose Tissue-Derived Stem Cells and Autologous Extracellular Matrix. BioResearch Open Access. 5 (1), 192-200 (2016).
  11. Alexander, R. W. Understanding Adipose-derived Stromal Vascular Fraction (AD-SVF) Cell Biology and Use on the Basis of Cellular, Chemical, Structural and Paracrine Components: A Concise Review. Journal of Prolotherapy. 4, e855-e869 (2012).
  12. Benders, K. E., et al. Extracellular matrix scaffolds for cartilage and bone regeneration. Trends in Biotechnology. 31 (3), 169-176 (2013).
  13. Korean Food and Drug Administration (KFDA). Cell therapy: Rules and Regulations. KFDA. , (2009).
  14. Pak, J. Regeneration of human bones in hip osteonecrosis and human cartilage in knee osteoarthritis with autologous adipose-tissue-derived stem cells: a case series. Journal of Medical Case Reports. 5, 296 (2011).
  15. Pak, J., Chang, J. J., Lee, J. H., Lee, S. H. Safety reporting on implantation of autologous adipose tissue-derived stem cells with platelet-rich plasma into human articular joints. BMC Musculoskeletal Disorders. 14, 337 (2013).
  16. Pak, J., Lee, J. H., Kartolo, W. A., Lee, S. H. Cartilage Regeneration in Human with Adipose Tissue-Derived Stem Cells: Current Status in Clinical Implications. BioMed Research International. 2016, 4702674 (2016).
  17. Pak, J., Lee, J. H., Lee, S. H. A novel biological approach to treat chondromalacia patellae. PLoS One. 8 (5), e64569 (2013).
  18. Pak, J., Lee, J. H., Lee, S. H. Regenerative repair of damaged meniscus with autologous adipose tissue-derived stem cells. BioMed Research International. 2014, 436029 (2014).
  19. Aust, L., et al. Yield of human adipose-derived adult stem cells from liposuction aspirates. Cytotherapy. 6 (1), 7-14 (2004).
  20. De Ugarte, D. A., et al. Comparison of multi-lineage cells from human adipose tissue and bone marrow. Cells Tissues Organs. 174 (3), 101-109 (2003).
  21. Guilak, F., et al. Clonal analysis of the differentiation potential of human adipose-derived adult stem cells. Journal of Cellular Physiology. 206 (1), 229-237 (2006).
  22. Mitchell, J. B., et al. Immunophenotype of human adipose-derived cells: temporal changes in stromal-associated and stem cell-associated markers. Stem Cells. 24 (2), 376-385 (2006).
  23. Oedayrajsingh-Varma, M. J., et al. Adipose tissue-derived mesenchymal stem cell yield and growth characteristics are affected by the tissue-harvesting procedure. Cytotherapy. 8 (2), 166-177 (2006).
  24. . Liberase TL information available from Sigma Millipore online Available from: https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/roche/05401020001?lang=en®ion=US (2018)
  25. . Liberase TM information available from Sigma Millipore online Available from: https://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/roche/Libtmro?lang=en®ion=US (2018)
  26. Childs, J. D., Piva, S. R. Psychometric properties of the functional rating index in patients with low back pain. European Spine Journal. 14 (10), 1008-1012 (2005).
  27. Price, D. D., McGrath, P. A., Rafii, A., Buckingham, B. The validation of visual analogue scales as ratio scale measures for chronic and experimental pain. Pain. 17 (1), 45-56 (1983).
  28. Pilgaard, L., Lund, P., Rasmussen, J. G., Fink, T., Zachar, V. Comparative analysis of highly defined proteases for the isolation of adipose tissue-derived stem cells. Regenerative Medicine. 3 (5), 705-715 (2008).
  29. D'Ambrosi, R., Indino, C., Maccario, C., Manzi, L., Usuelli, F. G. Autologous Microfractured and Purified Adipose Tissue for Arthroscopic Management of Osteochondral Lesions of the Talus. Journal of Visualized Experiments. (131), e56395 (2018).
  30. Packer, J. D., Chang, W. T., Dragoo, J. L. The use of vibrational energy to isolate adipose-derived stem cells. Plastic Reconstructive Surgery-Global Open. 6 (1), e1620 (2018).
  31. Hanke, C. W., Bernstein, G., Bullock, S. Safety of tumescent liposuction in 15,336 patients. National survey results. Dermatologic Surgery. 21 (5), 459-462 (1995).
  32. Illouz, Y. G. Complications of liposuction. Clinics in Plastic Surgery. 33 (1), 129-163 (2006).
  33. Dixit, V. V., Wagh, M. S. Unfavourable outcomes of liposuction and their management. Indian Journal of Plastic Surgery. 46 (2), 377-392 (2013).
  34. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plastic and Reconstructive Surgery. 121 (6), 396e-403e (2008).
  35. Iyer, S. S., Rojas, M. Anti-inflammatory effects of mesenchymal stem cells: novel concept for future therapies. Expert Opinion on Biological Therapy. 8 (5), 569-581 (2008).
  36. Zhang, J., Middleton, K. K., Fu, F. H., Im, H. J., Wang, J. H. HGF mediates the anti-inflammatory effects of PRP on injured tendons. PLoS One. 8 (6), e67303 (2013).
  37. Li, N. Y., Yuan, R. T., Chen, T., Chen, L. Q., Jin, X. M. Effect of platelet-rich plasma and latissimus dorsi muscle flap on osteogenesis and vascularization of tissue-engineered bone in dogs. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 67 (9), 1850-1858 (2009).
  38. Parsons, P., et al. The biological effect of platelet rich-plasma on the fracture healing process. The Journal of bone and joint surgery. British volume. 91-B, 293 (2009).
  39. Wu, W., Chen, F., Liu, Y., Ma, Q., Mao, T. Autologous injectable tissue-engineered cartilage by using platelet-rich plasma: experimental study in a rabbit model. Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 65 (10), 1951-1957 (2007).
  40. Cooper, T. W., Eisen, A. Z., Stricklin, G. P., Welgus, H. G. Platelet-derived collagenase inhibitor: characterization and subcellular localization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 82 (9), 2779-2783 (1985).
  41. Uzuki, M., Sawai, T. A. A comparison of the affinity of sodium hyaluronate of various molecular weights for degenerated cartilage: a histochemical study using hyaluronic acid binding protein. International Congress Series. 1223, 279-284 (2001).
  42. Pagano, C., et al. Molecular and morphometric description of adipose tissue during weight changes: a quantitative tool for assessment of tissue texture. International Journal of Molecular Medicine. 14 (5), 897-902 (2004).

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