Vorbereitung der akuten Rückenmark Scheiben auf Whole-Cell Patch-Clamp-Aufnahme in den Neuronen der Substantia Gelatinosa

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir die wesentlichen Schritte für die ganze Zelle Patch-Clamp-Aufnahmen, die von Neuronen der Substantia Gelatinosa (SG) in der in-vitro- Rückenmark-Slice. Diese Methode ermöglicht die innere Membran Eigenschaften, synaptische Übertragung und morphologische Charakterisierung der SG Neuronen untersucht werden.

Zusammenfassung

Ganze Zelle Patch-Clamp-Studien von Neuronen der Substantia Gelatinosa (SG) haben einen großen Bestand an Informationen über die Wirbelsäulen Mechanismen sensorischer Übertragung, nozizeptiven Regulierung und chronische Schmerzen oder Juckreiz Entwicklung zur Verfügung gestellt. Implementierungen von elektrophysiologische Aufnahmen zusammen mit morphologischen Studien basierend auf die Nützlichkeit des akuten Rückenmark Scheiben haben unser Verständnis der neuronalen Eigenschaften und die Zusammensetzung der lokalen Schaltung in SG weiter verbessert. Hier präsentieren wir Ihnen eine ausführliche und praktische Anleitung für die Zubereitung von Rückenmark Scheiben und zeigen repräsentative ganze Zelle Aufnahme und morphologischen Ergebnisse. Dieses Protokoll ermöglicht ideale neuronalen Erhaltung und in-Vivo -Bedingungen bis zu einem gewissen Grad zu imitieren. Zusammenfassend lässt sich sagen, die Fähigkeit, eine in-vitro- Vorbereitung des Rückenmarks Scheiben zu erhalten ermöglicht stabile Strom und Spannung-Klemme Aufnahmen und könnte somit detaillierte Untersuchungen in der inneren Membran Eigenschaften, lokalen Schaltung erleichtern und neuronale Struktur mit vielfältigen experimentellen Ansätzen.

Einleitung

Die Substantia Gelatinosa (SG, Lamina II der spinalen Hinterhorn) ist ein unbestreitbar wichtig Relais für Sende- und Regulierung von sensorischen Informationen. Es besteht aus exzitatorischen und inhibitorischen Interneuronen, die Eingänge von den primären afferenten Fasern, lokale Interneuronen und der endogenen absteigenden hemmenden System¹erhalten. In den letzten Jahrzehnten konnten die Entwicklung der akuten Rückenmark Slice Vorbereitung und dem Aufkommen der gesamten Zelle Patch-Clamp-Aufnahme verschiedene Studien über die inhärenten elektrophysiologischen und morphologischen Eigenschaften von SG Neuronen^{2, 3 , 4} sowie Studien über die lokalen Schaltung in SG^5,6. Darüber hinaus durch die Verwendung der in-vitro- Rückenmark Slice Vorbereitung, Forscher interpretieren können die Änderungen in neuronalen Excitabilities^7,8, die Funktion der Ionen-Kanäle^9,10, und synaptische Aktivitäten^11,12 unter verschiedenen pathologischen Bedingungen. Diese Studien haben unser Verständnis von der Rolle der SG Neuronen in der Entwicklung und Instandhaltung von chronischen Schmerzen und neuropathischen Juckreiz vertieft.

Im Wesentlichen ist die wesentliche Voraussetzung für eine klare Visualisierung der neuronalen Soma und ideale ganze Zelle Patchen mit akuten Rückenmark Scheiben zu erreichen um die hervorragende Qualität der Scheiben zu gewährleisten, so gesunde und patchbare Neuronen erreicht werden können. Allerdings umfasst bereitet Rückenmark Scheiben mehrere Schritte, wie das Durchführen einer ventralen Laminektomie und Entfernen der Pia-Arachnoidea-Membran, die Hindernisse bei der Beschaffung von gesunder Scheiben werden kann. Obwohl es nicht einfach zuzubereitende Rückenmark Scheiben, hat Durchführung von Aufnahmen in Vitro am Rückenmark Scheiben mehrere Vorteile. Im Vergleich zu Zelle Kultur Vorbereitungen, erhalten Rückenmark Scheiben teilweise inhärente synaptische Verbindungen, die in einem physiologisch relevanten Zustand befinden. Darüber hinaus könnten ganze Zelle Patch-Clamp-Aufnahme mit Rückenmark Scheiben mit anderen Techniken, wie z. B. doppelte Patch Clamp^13,14, morphologische Studien^15,16 und einzellige RT-PCR kombiniert werden ¹⁷. daher, diese Technik enthält weitere Informationen zur Charakterisierung der anatomische und genetische Unterschiede innerhalb einer bestimmten Region und ermöglicht die Untersuchung der Zusammensetzung der lokalen Schaltung.

Hier bieten wir eine grundlegende und detaillierte Beschreibung unserer Methode für die Vorbereitung der akuten Rückenmark Scheiben und ganze Zelle Patch-Clamp-Aufnahmen von SG Neuronen zu erwerben.

Protokoll

Die Tier Ethik Komitee von Nanchang University (Nanchang, VR China, ethische No.2017-010) stimmten alle experimentelle Protokolle beschrieben. Alle Anstrengungen wurden unternommen, um den Stress und die Schmerzen der Versuchstiere zu minimieren. Die elektrophysiologischen Aufnahmen, die hier aufgeführt wurden bei Raumtemperatur (RT, 22 – 25 ° C) durchgeführt.

(1) Tiere

1. Verwenden Sie Sprague-Dawley Ratten (3 – 5 Wochen alt) beiderlei Geschlechts. Beherbergen Sie die Tiere unter einer 12 h hell-dunkel-Zyklus und Ihnen Sie Ad Libitum Zugang zu angemessener Nahrung und Wasser.

2. Vorbereitung der Lösungen und Materialien

1. Lösungen
   1. Bereiten Sie künstliche Liquor cerebrospinalis (ACFS) (in mM): 117 NaCl, 3.6 KCl, 1,2 NaH₂PO₄·2H₂O, 2,5 CaCl₂·2H₂O, 1,2 MgCl₂·6H₂O, 25 Nahco3₃, 11 D-Glucose, 0,4 Ascorbinsäure und 2 Natrium-Pyruvat. Siehe Tabelle 1.
   2. Vorbereiten der Saccharose-ACFS (in mM): 240 Saccharose, 2.5 KCl, 1,25 NaH₂PO₄·2H₂O, 0,5 CaCl₂·2H₂O, 3,5 MgCl₂·6H₂O, 25 Nahco3₃, 0,4 Ascorbinsäure und 2 Natrium Pyruvat. Siehe Tabelle 2.
   3. Bereiten Sie K⁺-basierte intrazellulären Lösung (in mM): 130 K-Gluconat, 5 KCl, 10 Na₂-Phosphokreatin, 0,5 EGTA, 10 HEPES, 4 Mg-ATP und 0,3 Li-GTP. Siehe Tabelle 3.
   4. Bereiten Sie Cs⁺-basierte intrazellulären Lösung (in mM): 92 CsMeSO₄, 43 CsCl, 10 Na₂-Phosphokreatin, 5 Tetraethylammonium (Tee) - Cl, 0,5 EGTA, 10 HEPES, 4 Mg - ATP und 0,3 Li-GTP. Siehe Tabelle 4.
      Hinweis: Alle Lösungen müssen mit destilliertem Wasser vorbereitet werden. ACFS und Saccharose-ACFS sollte Carbogenated (95 % O₂ und 5 % CO₂ Mischung) vor Gebrauch weiterhin einen optimalen pH-Wert von etwa 7,4, und die Osmolalität dieser beiden Lösungen sollte 300-310 mOsm angepasst werden. Da Ascorbinsäure Calciumkanäle beeinträchtigen könnten, muss dieser Agent weggelassen werden, wenn man Kalzium Ströme aufnehmen möchte. Die Osmolalität und pH-Wert des intrazellulären Lösungen sollte gemessen und 290 – 300 mOsm und 7,2 – 7,3 bzw. angepasst. Es wird empfohlen, die intrazellulären Lösungen mit 0,2 µm-Filter filtern und speichern Sie die Lösungen als 1 mL Aliquote bei-20 ° C. CS⁺ und Tee gelten in Cs⁺-basierte intrazellulären Lösung zu blockieren Kalium-Kanal, der mit der Verstärker auf die Membran besitzen begünstigt stabil bei 0 mV beim inhibitorischen postsynaptischen Ströme (IPSCs) aufnehmen.
   5. Bereiten Sie die 0,05 % Neurobiotin 488-Lösung. Auflösen von 2 mg von Neurobiotin 488 in 4 mL K⁺-basierte intrazellulären Lösung und die Osmolalität, 290 – 300 mOsm mithilfe destilliertes Wasser oder Saccharose, bei Bedarf anpassen.
      Hinweis: 1 mM von Saccharose Osmolarität erhöht sich um 1 mOsm.
   6. Rückenmark 3 % Agar als Block vorbereiten. Lösen Sie 7,5 g Agar in 250 mL gereinigtes Wasser in ein Becherglas auf, und verwenden Sie dann eine Mikrowelle erhitzen Sie es zum Kochen bringen und löschen. Schwenken Sie die Lösung und gießen Sie die Mischung in eine 17,5 x 10,5 cm x 1.8 cm Kunststoff-Box für Erstarrung danach. Halten Sie das Agar bei 4 ° C vor dem Gebrauch.
   7. Immunhistochemische Verarbeitung 4 % Paraformaldehyd (PFA) vorbereiten. -Mix 40 g PFA Pulver auf ~ 800 mL beheizt (ca. 60 ° C) 1 x PBS-Lösung (130 mM NaCl, 7 mM Na₂HPO₄, 3 mM NaH₂PO₄). Langsam passen Sie den pH-Wert durch Zugabe von 1 N NaOH Tropfen bis PFA Pulver vollständig gelöst ist. Sobald die Lösung klar geworden ist, passen Sie das Gesamtvolumen auf 1 L mit 1 X PBS. Passen Sie den pH-Wert auf 7,2 – 7,4 mit 1 N HCl bei Bedarf dann die 4 % PFA Lösung zu filtern und bis zur Verwendung bei-20 ° C lagern.
      Hinweis: PFA ist giftig, so dass es nötig ist, Masken, Handschuhe und Schutzbrille zu tragen. Führen Sie den Prozess der Vorbereitung 4 % PFA in einem belüfteten Kapuze. PFA-Pulver kann bei einem pH-Wert von ca. 9 – 10 vollständig aufgelöst werden.
2. Instrumente
   1. Für ein typisches elektrophysiologische System verwenden eine aufrechte Mikroskop mit Infrarot-differential Interferenz-Kontrast (IR-DIC) und eine hochauflösende eintauchen in Wasser-Ziel, eine CCD/CMOS-Kamera, ein Patch-Clamp-Verstärker, einer Mikropipette Halterung ausgestattet und eine Mikromanipulator Feineinstellung der Pipette Position ermöglicht. Ein Kreuztisch ist auch notwendig, um das Mikroskop zu bewegen.
   2. Montieren Sie alle Geräte auf einem Rütteltisch Isolierung umgeben durch einen Faradayschen Käfig. Verbinden Sie einen video-Monitor mit der Videokamera zu beobachten die Neuronen und visualisieren die Mikropipetten.
3. Mikropipetten
   1. Aufnahme Elektroden aus Borosilikatglas Kapillaren mit einer Mikropipette Abzieher zu machen. Die typische Pipette Widerstand reicht von 3 bis 6 MΩ mit intrazellulären Lösung gefüllt.
4. Agar-block
   1. Bereiten Sie eine 1,2 x 1,5 cm x 2,0 cm-Agar-Block. Schneiden Sie den Block in die Formen, die in Abbildung 1 dargestellt, je nach Bedarf.

(3) akuten Rückenmark Slice Vorbereitung

Hinweis: Quer oder parasagittalen Rückenmark-Scheiben werden als zuvor beschriebenen^18,19,20vorbereitet.

1. Vor Transcardial Perfusion und Rückenmark Extraktion, ~ 500 mL Saccharose-ACFS equilibriert mit 95 % O₂ und 5 % CO₂ bereiten und Abkühlen der Lösung für eiskalte (0 – 4 ° C).
2. Die Dissektion Werkzeuge (z. B. sezieren Iris-Schere, gezahnten Zangen, feinen Pinzette, Schere, gebogenen Pinzette) auf dem Eis abkühlen. Das Diagramm der Vorbereitung der akuten Rückenmark Slice ist in Abbildung 1dargestellt.
3. Transcardial perfusion
   1. Nach einer einzigen Injektion (intraperitoneal, i.p.) von Urethan (1,5 g/kg) 2 – 3 min. warten Sie, und bewerten Sie die Narkose Tiefe von Ratten durch Tests Zehe oder Schweif Prise Antworten. Sobald eine chirurgische Ebene der Narkose aufrechterhalten wird, legen Sie die Ratte auf zerstoßenem Eis in der Rückenlage.
      Hinweis: Für die Herstellung von für nicht-Wahrnehmung von Schmerzen ausreichend Tiefe Anästhesie während Thorakotomie, Richtlinien Sie Ihrer lokalen IACUC.
   2. Einen Einschnitt (3 – 4 cm) durch die Haut aus dem Xiphoid Prozess um das Schlüsselbein, und dann eine Quereinschnitt unterhalb der Ebene des Xiphoid Prozesses.
   3. Fassen Sie und heben Sie das Xiphoid Prozeß mit einer gebogenen Zange, das Zwerchfell vollständig verfügbar zu machen. Quereinschnitt durch das Diaphragma hindurch zu machen, und dann schneiden durch den Brustkorb zwischen dem Brustbein und die Rippen bilateral, den Brustkorb zu öffnen. Verwenden Sie die gebogene Pinzetten, um Xiphoid Prozeß zu erfassen, so dass der Brustkorb fixiert ist, und das Herz ausreichend ausgesetzt ist.
   4. Halten Sie das Herz mit einem anderen gebogenen Pinzette sanft, und fügen Sie dann eine 22 G Nadel durch den linken Ventrikel auf der Basis der Aortenbogen.
   5. Schneiden Sie den rechten Vorhof mit einer feinen Schere sofort, und starten Sie die Perfusion der eiskalte, sauerstoffreiches Saccharose-ACFS durch ein Schwerkraft-System.
      Hinweis: Schnelle und ausreichende Transcardial Perfusion mit eiskalten Saccharose-ACFS erleichtern die schnelle Abkühlung des Rückenmarks, während niedriger Natrium und Kalzium-Konzentration helfen kann, zu lindern exzitatorischen Toxizität und neuronale Funktion schützen kann. Darüber hinaus wäre löschen roten Blutkörperchen von Vorteil für die Verringerung der Hintergrundfärbung von Biocytin bei der Durchführung einer morphologischen Studie. Die Perfusion gilt als ausreichend und zufrieden, solange die Flüssigkeit verlassen den rechten Vorhof klar ist und die Farbe der Leber und den Pfoten der Ratte blass ist. Die Spitze der 22 G Nadel sollte stumpf zu vermeiden, bersten, das Herz und Aortenbogen.
4. Rückenmark Dissektion und schneiden
   1. Machen Sie einen längs-Schnitt (5 cm) auf der Rückseite Haut von kaudalen rostral, dann Durchschneiden des Brustkorbs zwischen Wirbelsäule und Rippen auf beiden Seiten in den Stand der Perfusion.
   2. Machen Sie einen Schnitt am kaudalen Ende der Wirbelsäule, mit einer Schere umgebenden Gewebe weggeschnitten und isolieren Sie der lumbosakralen Segment der Wirbelsäule schnell zu.
   3. Übertragen der lumbosakralen Segment in einer Glasschale mit eiskalten Saccharose-basierte ACFS. Verwenden Sie mit der Bauchseite nach oben feine Schere durchschneiden die Wirbelkörper Pedikels bilateral und setzen Sie sorgfältig das Rückenmark. Eine 2 cm lange Rückenmark mit lumbosakralen Erweiterung (L1-S3) zu isolieren und spinalen Abschnitt auf einer anderen Glasschale gefüllt mit kaltem Saccharose-ACFS übertragen.
   4. Entfernen Sie die Hirnhäute und die Pia-Arachnoid Membrane unter dem sezierenden Mikroskop. Schneiden Sie Sie so schnell wie möglich die ventralen und dorsalen Wurzeln.
   5. Platzieren Sie das Rückenmark auf einem zuvor getrimmten Agar-Block. Bereiten Sie Quere Scheiben, legen die Bauchseite des Rückenmarks auf Agar und lassen der dorsalen Seite in Richtung der Klinge. Um parasagittalen Scheiben vorzubereiten, legen der Bauchseite mit Sekundenkleber auf Agar in vertikaler Richtung, wie in Abbildung 1dargestellt. Montieren Sie die Agar-Block auf eine Plattform der Vibratome mit Sekundenkleber. Bereiten Sie 300 – 500 µm quer oder parasagittalen Scheiben mit einer Vorschubgeschwindigkeit von 0,025 mm/s und eine Schwingfrequenz von 80 Hz.
   6. Verwenden Sie eine Kunststoff-getrimmten Pipette, um die Scheiben auf Nylon-Netzgewebe in eine Vorratskammer mit ständig sauerstoffreiches ACFS bei 32 ° C für mindestens 30 min vor der Aufnahme übertragen.
      Hinweis: darauf achten Sie, zur Vermeidung von Verletzungen des Rückenmarks, insbesondere Hinterhorn, wenn die Hirnhaut und spinalen Wurzeln entfernen. Das Rückenmark sollte dorsal-ventral geschnitten werden. Die besten Ergebnisse zu erzielen sollten die Scheiben schnell (innerhalb von 15-20 min) vorbereitet sein. Die Dicke einer spinalen Scheibe sollte nicht mehr als 600 µm Zelle Sichtbarkeit zu befriedigen. Darüber hinaus könnte die oben beschriebenen Technik verwendet werden, um horizontale spinalen Scheiben zu erhalten.

(4) Whole-Cell Patch-Clamp-Aufnahmen

1. Um die ganze Zelle Patch-Clamp-Aufnahmen von SG Neuronen durchzuführen, verwenden K⁺-basierte intrazellulären Lösung in den meisten Fällen der Aufnahme während der Anwendung Cs⁺-basierte Lösung nur für die Aufzeichnung von inhibitorischen postsynaptischen Ströme.
2. Bewegen Sie sanft eine Rückenmark-Scheibe zur Aufnahme Kammer, und dann behaupten Sie, es mit einem u-förmigen Platindraht mit Nylonfäden fest für optimale Slice Stabilität befestigt. Stetig Durchspülen Sie den Slice mit sprudelte ACFS bei RT durch ein Schwerkraft-System und stellen Sie die Perfusion bei 2 – 4 mL/min genügend Oxygenierung zu erreichen.
3. Identifizieren der Region SG (eine transluzente Band) mit einem Objektiv mit geringer Auflösung Mikroskop, wählen Sie eine gesunde Nervenzelle mit hochauflösenden Ziel als der Zielzelle und anpassen, um die Mitte des Bildschirms Videomonitor.
4. Füllen einer Mikropipette mit einem entsprechenden Volumen von K⁺-basierte oder Cs⁺-basierte intrazellulären Lösung bedarf die Mikropipette in der Elektrodenhalter einsetzen und dafür sorgen, dass die intrazelluläre Lösung Silberdraht in Kontakt mit der Halter.
5. Die Mikropipette in den Fokus zu bringen und in der ACFS mit einem Mikromanipulator eintauchen und dann einen leichten Überdruck (~ 1 Psi mit einem Manometer gemessen) zwingen die Mikropipette entfernt Schmutz und Ablagerungen.
6. Verschieben Sie die Mikropipette in Richtung der gezielten Neuron allmählich. Lassen Sie den positiven Druck, sobald die Pipette nähert sich das Neuron und bildet sich eine sehr kleine Grübchen auf neuronale Membran um eine Gigaseal zu bilden.
7. Ändern die Holding zu-70 mV, die in der Nähe der physiologischen Membranpotential (RMP) einer Zelle ruht. Wenden Sie dann eine vorübergehende und sanfte Saugwirkung auf die Mikropipette Ruptur der Membran und eine gute ganz-Zell Konfiguration erstellen.
   Hinweis: Nach der Übertragung der Scheibe in die Aufnahme Kammer, gewährleisten Sie kontinuierliche Perfusion für mindestens 5 min um die Trümmer auf der Oberfläche der Scheibe zu löschen. Es ist erwähnenswert, dass die Fähigkeit zur Unterscheidung zwischen gesunden und ungesunden/Toten Neuronen für gute Abdichtung und stabile Aufnahme von herausragender Bedeutung ist. Eine ungesunde/Toten Neuron wirkt geschwollen oder geschrumpften, zusammen mit einem sichtbaren großen Kern, während eine gesunde Nervenzelle sich durch eine 3-dimensionale (3D) Form mit einer hellen und glatten Membran zeichnet, und der Kern unsichtbar ist. Um eine ganz-Zell Konfiguration zu erreichen, gilt es, schnell oder langsam Kapazität Schritt für Schritt bei Bedarf zu kompensieren. Bei RT, errechnet sich die flüssige Kreuzung potenzielle 15,1 – 15,2 mV und 4.3, 4.4 mV in K⁺-basierte und Cs⁺-basierte intrazellulären Lösung, beziehungsweise. In unseren Studien wurden die aufgezeichneten Daten nicht für flüssige Verzweigung Potenzial korrigiert.
8. Aufnahmen der inneren Membran Eigenschaften
   1. Passive innere Membran Eigenschaften aufnehmen: Datensatz RMP sofort (innerhalb von 20 s) nach Unterbrechung. Bestimmen der neuronalen Eingangswiderstand durch Messung der Spannung auf eine aktuelle depolarisierende (10 pA, 500 ms) bei RMP im Strom-Clamp-Modus.
   2. Rekord feuern Eigenschaften: Testen Sie das Feuern Muster jedes Neurons in Strom-Klemme mit einer Reihe von 1 s depolarisierende Stromimpulse (25-150 pA mit 25 pA Inkrement) bei RMP. Messen Sie die Schwelle, die Amplitude und die Halbwertsbreite von einem einzigen Aktionspotential offline.
   3. Eingangssignale Strom aufnehmen: um den somatischen Eingangssignale Strömungen zu bewerten, halten die Membran potenzielle bei-50 mV in Voltage-Clamp-Modus. Wenden Sie dann eine Reihe von hyperpolarizing Spannungsimpulse von 1 s Dauer von-60 mV bis-120 mV, mit einem 10-mV-Dekrement.
   4. Aufzeichnen von exzitatorischen postsynaptischen Ströme (EPSCs): Rekord-EPSCs mit dem K⁺-basierte intrazellulären Lösung im Spannung-Clamp-Modus auf einem Holding-Potenzial von-70 mV.
   5. Rekord IPSCs: Gelten Cs⁺-basierte intrazellulären Lösung zur Erfassung von IPSCs. Sobald die gesamte Zelle Konfiguration besteht, halten die Membran potenzielle-70 mV für ~ 5 min und dann Wechsel im Betrieb möglichen auf 0 mV allmählich. Warten Sie ein paar Minuten zur Stabilisierung, und starten Sie IPSC Ereignisse aufzeichnen.
      Hinweis: Nur Neuronen mit einem RMP weniger als-50 mV und zeigt Überschwingen sollte für weitere Studien ausgewählt werden. Die Serie Widerstände in unserer Studie sind in der Regel 10-30 MΩ, und eine Aufnahme ausgeschlossen werden sollte, sobald der Reihenwiderstand um mehr als 20 % ändert. EPSCs konnte bestätigt werden, mit einer Bad-Anwendung von 50 µM APV und 20 µM CNQX, während IPSCs mit 10 µM Bicuculline und 1 µM Strychnin bestätigt werden konnte.

(5) morphologischen Studie

1. Für morphologische Untersuchungen verwenden eine K⁺-basierte intrazellulären Lösung mit 0,05 % Neurobiotin 488.
2. Nach der Aufrechterhaltung einer stabiles elektrophysiologische Aufnahme für mindestens 20 Minuten, entfernen Sie langsam die Mikropipette in Aufwärtsrichtung zu ermöglichen die Zellmembran verschließen und das Rückenmark Segment auf einen Behälter gefüllt mit 4 % PFA. Korrigieren Sie die Scheiben in 4 % PFA bei RT für 1 h und dann bei 4° C über Nacht.
3. Spülen Sie die Scheiben mit PBS-Puffer, und dann tauchen sie in 50 % igem Ethanol für 30 min. Montieren Sie nach einer anderen drei Wäschen mit PBS-Puffer die Scheiben in ihrer ursprünglichen Stärke auf Objektträger mit einem Eindeckmittel.
4. Verwenden Sie ein confocal Mikroskop (siehe Tabelle der Materialien) für Bildaufnahme und neuronale 3D-Rekonstruktion. Scannen Sie Neuronen durch eine 20 X Objektiv mit einem Z-Stapel von 1,5 µm.

Ergebnisse

Akuten Rückenmark Scheiben wurden entsprechend dem Diagramm in Abbildung 1dargestellte vorbereitet. Nach dem Schneiden und Wiederherstellung wurde eine Rückenmark-Scheibe zur Aufnahme Kammer übertragen. Gesunde Neuronen wurden identifiziert, basierend auf Soma Auftritt mit IR-DIC Mikroskopie. Als nächstes wurden die Aktionspotentiale der SG Neuronen durch eine Reihe von depolarisierende Stromimpulse (1 s Dauer) ausgelöst wenn Neuronen bei RMP gehalten wu...

Diskussion

Dieses Protokolldetails der Schritte für die Zubereitung von Rückenmark Slices, die wir erfolgreich eingesetzt haben, wenn ganze Zelle Patch-Clamp-Experimenten auf der SG Neuronen^18,19,20,21. Durch die Implementierung dieser Methode, wir berichteten kürzlich, dass Minocyclin eine zweite Generation von Tetracyclin, inhibitorischen synaptischen Übertragung durch einen präsynaptischen Mechani...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
NaCl	Sigma	S7653	Used for the preparation of ACSF and PBS
KCl	Sigma	60130	Used for the preparation of ACSF, sucrose-ACSF, and K+-based intracellular solution
NaH2PO4·2H2O	Sigma	71500	Used for the preparation of ACSF, sucrose-ACSF and PBS
CaCl2·2H2O	Sigma	C5080	Used for the preparation of ACSF and sucrose-ACSF
MgCl2·6H2O	Sigma	M2670	Used for the preparation of ACSF and sucrose-ACSF
NaHCO3	Sigma	S5761	Used for the preparation of ACSF and sucrose-ACSF
D-Glucose	Sigma	G7021	Used for the preparation of ACSF
Ascorbic acid	Sigma	P5280	Used for the preparation of ACSF and sucrose-ACSF
Sodium pyruvate	Sigma	A7631	Used for the preparation of ACSF and sucrose-ACSF
Sucrose	Sigma	S7903	Used for the preparation of sucrose-ACSF
K-gluconate	Wako	169-11835	Used for the preparation of K+-based intracellular solution
Na2-Phosphocreatine	Sigma	P1937	Used for the preparation of intracellular solution
EGTA	Sigma	E3889	Used for the preparation of intracellular solution
HEPES	Sigma	H4034	Used for the preparation of intracellular solution
Mg-ATP	Sigma	A9187	Used for the preparation of intracellular solution
Li-GTP	Sigma	G5884	Used for the preparation of intracellular solution
CsMeSO4	Sigma	C1426	Used for the preparation of Cs+-based intracellular solution
CsCl	Sigma	C3011	Used for the preparation of Cs+-based intracellular solution
TEA-Cl	Sigma	T2265	Used for the preparation of Cs+-based intracellular solution
Neurobiotin 488	Vector	SP-1145	0.05% neurobiotin 488 could be used for morphological studies
Agar	Sigma	A7002	3% agar block was used in our protocol
Paraformaldehyde	Sigma	P6148	4% paraformaldehyde was used for immunohistochemical processing
Na2HPO4	Hengxing Chemical Reagents		Used for the preparation of PBS
Mount Coverslipping Medium	Polyscience	18606
Urethan	National Institute for Food and Drug Control	30191228	1.5 g/kg, i.p.
Borosilicate glass capillaries	World Precision Instruments	TW150F-4	1.5 mm OD, 1.12 mm ID
Micropipette puller	Sutter Instrument	P-97	Used for the preparation of micropipettes
Vibratome	Leica	VT1000S
Vibration isolation table	Technical Manufacturing Corporation	63544
Infrared CCD camera	Dage-MIT	IR-1000
Patch-clamp amplifier	HEKA	EPC-10
Micromanipulator	Sutter Instrument	MP-285
X-Y stage	Burleigh	GIBRALTAR X-Y
Upright microscope	Olympus	BX51WI
Osmometer	Advanced	FISKE 210
PH meter	Mettler Toledo	FE20
Confocol microscope	Zeiss	LSM 700